prática HEMATOLOGIA CLINICA (FINAL) (1)2021

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INSTITUTO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
CURSO DE BIOMEDICINA
ROTEIRO PARA AULAS PRÁTICAS 
DISCIPLINA: 
HEMATOLOGIA CLÍNICA
	
	Curso: BIOMEDICINA
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Determinação do hematócrito 
	AULA
1
ROTEIRO
 1
OBJETIVO: 
Determinação do hematócrito. O hematócrito é um exame rápido, de boa reprodutibilidade e preciso, que requer pequena quantidade de sangue para seu processamento. A técnica do micro-hematócrito, desenvolvida em tubos capilares, é simples e bastante utilizada quando não se dispõe de um equipamento de automação para a realização do hemograma. O valor do hematócrito é utilizado para o cálculo dos índices hematimétricos.
PROCEDIMENTO:
O aluno deverá seguir conforme descrito:
1) Preencher um tubo capilar com sangue até ¾ da sua altura. Limpar a parede externa com gaze ou papel.
2) Fechar uma das extremidades na chama do bico de busen ou com massa de modelar para a oclusão do capilar).
3) Colocar o capilar em uma centrífuga apropriada (centrífuga própria para micro-hematócrito) por 5 minutos em 10000 a 12000 rpm.
4) Fazer a leitura na tabela de leitura de micro-hematócrito que acompanha a centrífuga. A tabela poderá ser impressa e distribuída para todos os grupos. A base do capilar é posicionada na marca 0 (zero) da escala de leitura e o menisco do plasma na marca 100 (cem). O resultado é o valor correspondente ao limite de separação da massa dos eritrócitos com o plasma. O resultado é expresso em porcentagem de eritrócitos em relação ao sangue total.
	MATERIAIS
	QUANTIDADE POR GRUPO
	Sangue de carneiro
	500µL em tubo eppendorf
	Tubo capilar
	6
	Estante para tubo eppendorf
	1 
	Papel absorvente
	1 rolo
	Massa de modelar
	1 
	Descarte para tubos e ponteiras
	1 
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Centrífuga para micro-hematócrito
	1
	Bico de Bunsen
	1
Descarte:
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO:
1. Pedir para o aluno esquematizar a posição dos elementos celulares (hemácias, plaquetas, leucócito) e plasma antes e após a centrifugação do tubo capilar.
2. Um candidato a doação de sangue que apresenta hematócrito de 30% pode doar sangue? 
3. Um paciente de 20 anos foi ao médico para exames de rotina que apresentaram os seguintes resultados: hemácias 8.24 x 106/mm3, hematócrito de 55,0%, hemoglobina de 18 g/dl e plaquetas 910.000/mm3. O paciente não apresenta sintomas e não relatou casos parecidos na família. Os resultados foram confirmados em nova coleta de sangue. O médico iniciou tratamento do paciente com AAS enquanto novos exames foram realizados para confirmação da hipótese diagnóstica. Qual é a provável hipótese diagnóstica? Por que o médico iniciou tratamento com AAS?
4. Em continuação ao caso supracitado, o paciente realizou exames complementares que apresentaram os seguintes valores: ácido úrico de 8,0 mg/mL e eritropoeitna 0,9mU/mL. Também foi realizada biópsia de crista ilíaca com resultado compatível para neoplasia mieloproliferativa e pesquisa da mutação JAK2 V617F que também foi positiva. Interprete os resultados. A hipótese diagnóstica foi confirmada?
5. O paciente do caso supracitado foi submetido a 3 flebotomias uma por semana durante 3 semanas. Qual é a finalidade das flebotomias? Discuta a diferença entre flebotomia e doação de sangue.
	
	Curso: BIOMEDICINA
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Determinação da hemoglobina
 
	AULA
1
ROTEIRO
 2
OBJETIVO: 
Determinação da hemoglobina. A determinação da hemoglobina é utilizada para o diagnóstico das anemias e policitemias. Pode ser quantificada por esectrofotometria. O Fe (II) do grupo heme da hemoglobina, oxihemoglobina e carboxihemoglobina é oxidado para o estado férrico pelo ferricianeto, formando hemiglobina (Hi), que se combina com o cianeto ionizado para produzir cianeto de hemiglobina (HiCN), que é medido em 540 nm.
PROCEDIMENTO:
O aluno deverá seguir as etapas de procedimento descritas na bula do kit. E, com o auxílio do professor, interpretar os resultados obtidos. 
Pedir ao aluno esquematizar todo o procedimento de acordo com a bula: o que será pipetado em cada tubo, condições de incubação, comprimento de onda a ser utilizado e cálculos.
	MATERIAIS
	QUANTIDADE POR GRUPO
	Sangue de carneiro
	200µL em tubo eppendorf
	Kit para determinação da hemoglobina
	1
	Controle de hemoglobina
	1 
	Pipeta automática P1000
	1 
	Pipeta automática P20
	1 
	Papel absorvente
	1 rolo
	Descarte para tubos e ponteiras
	1 
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Especrofotômetro
	1
Observação: o controle de hemoglobina, além de ser utilizado como padrão, pode ser diluído e utilizado como amostra do paciente.
Descarte:
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO:
1. Relembrar a estrutura e função da hemoglobina. 
2. Relembrar os tipos de hemoglobinas presentes no feto, embrião e adulto.
3. Qual é a diferença da hemoglobina fetal e adulta quanto à afinidade pelo oxigênio?
4. A paciente A.G.C, 30 anos, gestante, na oitava semana de gestação passou em consulta médica e realizou hemograma. O resultado da hemoglobina foi 10g/dL. O médico irá realizar exames complementares e prescreveu o uso de suplementação a base de ferro e ácido fólico. Discorra sobre a hipótese diagnóstica, os exames complementares e a finalidade da prescrição medicamentosa.
	
	Curso: BIOMEDICINA
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Contagem de hemácias em câmara de Neubauer 
	AULA
2
ROTEIRO
 1
OBJETIVO: 
Quantificar hemácias. A quantificação de hemácias é parte do eritrograma e necessária para os cálculos hematimétricos. Pode ser realizada em sistemas automatizados, mas também, de forma manual em câmara de Neubauer quando não se dispõe de tais equipamentos. 
PROCEDIMENTO: 
Diluição em tubo de ensaio:
1) Em um tubo de ensaio colocar 4mL da solução de Gower. Limpar a parede externa da ponteira com uma gaze ou papel. 
2) Pipetar 20µL de sangue homogeneizado. Limpar a parede externa da ponteira com uma gaze ou papel. Rinsar a pipeta várias vezes até a completa transferência da amostra para o diluente.
3) Homogeneizar a solução final por agitação manual durante 30 segundos. Aguardar 2 minutos.
4) Preencher a câmara de Neubauer com o auxílio da pipeta. 
5) Contar as hemácias de 5 quadrados centrais e multiplicar por 10000.
Líquido de Gower
ácido acético glacial ..................................... 66,6 ml
Na2SO4 anidro................................................ 25 g
Água destilada (q.s.p)................................... 400 ml
	MATERIAIS
	QUANTIDADE POR GRUPO
	Sangue de carneiro
	100µL em tubo eppendorf
	Tubos de ensaio
	2
	Líquido de Gower
	10mL
	Câmara de Neubauer
	1 
	Pipeta automática P1000 ou P5000
	1 
	Pipeta automática P20
	1 
	Estante para tubos
	1
	Papel absorvente
	1 rolo
	Descarte para tubos e ponteiras
	1 
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Microscópio
	1
Localize no esquema abaixo o local de contagem das hemácias:
Fonte: modificado a partir de https://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Reticulo_Neubauer.jpg
Altura entre a superfície e a lamínula = 0,1mm
Volume da área central: 0,1 mm3
Volume de cada quadrado médio central: 0,2 x 0,2 x 0,1 = 0,004 mm3
 Diluição da pipeta: 1/200 
Números de quadrados médios centrais contados: 5
Portanto:
5 x 0,004 x 1/200 = 0,0001 = 1/10.000
Ou seja, o fator é 10.000
Descarte:
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO:
1. Discutir o princípio do líquido de Gower.
2. O hemograma de uma paciente, 18 anos, apresentou os seguintes valores: Hemácias: 4,3 x 106/mm3 (3,9 – 5,4 x 106/uL)
Hemoglobina: 8,7g/dL (12 – 15g/dL)
Hematócrito: 28%(35 – 47%)
Calcule os índices hematimétricos HCM e VCM. 
A paciente está anêmica? Justifique.
Classifique laboratorialmente a anemia.
3. A paciente da questão anterior realizou exames complementares que apresentaram os seguintesresultados:
Plaquetas; 505.000/mm3 (150.000 – 400.000/mm3)
Ferritina: 9mg/L (12 – 200mg/L)
Ferro sérico: 5,8 mmoL/L (11 – 32mmoL/L)
CTLFe: 90mmoL (42 – 80mmoL/L)
Vitamina B12: 230ng/L (>150ng/L)
Folato: 10 mg/L (>2mg/L)
Interprete os valores laboratoriais.
Quais poderiam ser as causas da anemia apresentada pela paciente?
4. Uma paciente, 30 anos, apresenta inflamação no trato gastrointestinal. Há anos se queixa de dores, diarreia e cólicas que melhoram após o uso de medicação, mas retornam de modo imprevisível. Sentindo-se cansado, sem ânimo para as atividades diárias, procurou o médico e realizou alguns exames que indicaram os seguintes resultados:
Hemácias: 3,3 x 106/mm3 (3,9 – 5,4 x 106/uL)
Hemoglobina: 9 g/dL (12 – 15g/dL)
Hematócrito: 30%(35 – 47%)
Plaquetas; 350.000/mm3 (150.000 – 400.000/mm3)
Ferritina: 8,5 mg/L (12 – 200mg/L)
Ferro sérico: 8 mmoL/L (11 – 32mmoL/L)
Vitamina B12: 20 ng/L (>150ng/L)
Folato: 1,2 mg/L (>2mg/L)
A paciente está anêmica? Justifique.
Classifique laboratorialmente a anemia.
Interprete os valores laboratoriais.
Como justificar a classificação normocítica/normocrômica apresentada pela paciente?
	
	Curso: BIOMEDICINA
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Contagem de leucócitos em câmara de Neubauer
	AULA
2
ROTEIRO
 2
OBJETIVOS: 
Contagem global de leucócitos. A quantificação de leucócitos é parte do leucograma e necessária para a contagem diferencial absoluta. Pode ser realizada em sistemas automatizados, mas também, de forma manual em câmara de Neubauer quando não se dispõe de tais equipamentos. 
PROCEDIMENTO:
Diluição em tubo de ensaio: 
 1) Em um tubo de ensaio colocar 0,4 mL da solução diluente. Limpar a parede externa com gaze ou papel.
2) Pipetar 20 microlitros de sangue homogeneizado. Limpar a parede externa com gaze ou papel. Rinsar a pipeta várias vexes até a completa transferência da amostra.
3) Homogeneizar a solução final por agitação manual durante 30 segundos. Aguardar 2 minutos.
4) Preencher a câmara de Neubauer com o auxílio de um tubo capilar.
5) Contar os leucócitos de 4 quadrados laterais e multiplicar por 50.
Líquido de Turk
ácido acético glacial ..................................... 3ml
água destilada (q.s.p).................................... 100 ml
1 gotas de solução de violeta de genciana a 1% ou de azul de metileno
	MATERIAIS
	QUANTIDADE POR GRUPO
	Sangue de carneiro
	100µL em tubo eppendorf
	Tubos de ensaio
	2
	Líquido de Turk
	10mL
	Câmara de Neubauer
	1 
	Pipeta automática P1000
	1 
	Pipeta automática P20
	1 
	Estante para tubos
	1
	Papel absorvente
	1 rolo
	Descarte para tubos e ponteiras
	1 
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Microscópio
	1 
Localize no esquema abaixo o local de contagem dos leucócitos:
Fonte: modificado a partir de https://es.wikipedia.org/wiki/Archivo:Reticulo_Neubauer.jpg
Por que o fator é 50? Cálculo da Câmara de Neubauer para contagem de hemácias
Cálculo da Câmara de Neubauer para contagem de leucócitos
Área lateral: 1mm2
Altura entre a superfície e a lamínula = 0,1mm
Volume da área lateral: 1mm3
Volume de cada quadrado lateral: 0,1mm3
Diluição da pipeta: 1/20
Números de quadrados grandes laterais contados = 4 
Portanto: 4 x 0,1 x 1/20 = 1/50
Ou seja, o fator é 50
Descarte:
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO:
1. Discutir o princípio do líquido de Turk.
2. Imagine que o analista precisou fazer uma diluição maior com as células, por exemplo, pipetou 20µL de sangue total em 800µL de diluente e contou nos quatro quadrantes laterais um total de 300 células. Calcule a leucometria do paciente.
3. Paciente 65 anos apresentou manchas na pele, hemorragias gengivais fraqueza e confusão mental. Há uma semana tem febre e dor no abdômen. Ao verificar o hemograma verificou a presença de leucócitos igual a 150.000/mm3 (3.500 – 11.000/mm3). Qual será a importância da contagem diferencial neste caso?
	
	Curso:BIOMEDICINA
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Determinação do ferro sérico.
	AULA
3
ROTEIRO
 1
OBJETIVOS: 
Explicar a importância da determinação do ferro no soro e correlacionar com ferritina e capacidade total de ligação do ferro com a transferrina. 
PROCEDIMENTO:
O aluno deverá seguir as etapas de procedimento descritas na bula do kit. E, com o auxílio do professor, interpretar os resultados obtidos
	MATERIAIS
	QUANTIDADE POR GRUPO
	Soro controle normal e patológico
	1mL 
	Tubos de ensaio
	2
	Kit para determinação de Ferro sérico
	1
	Pipeta automática P1000 
	1 
	Estante para tubos
	1
	Papel absorvente
	1 rolo
	Descarte para tubos e ponteiras
	1 
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Banho a 37ºC
	1
	Espectrofotômetro
	1
Descarte:
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO:
1. Discutir as diferenças entre os valores de ferro sérico para homens e mulheres.
2. Discutir a importância da suplementação com ferro em gestantes.
3. Discutir os valores de ferro sérico, ferritina e capacidade de ligação do ferro sérico na anemia ferropriva em instalação e instalada no paciente.
4. Como diferenciar a anemia ferropriva das anemias de doenças crônicas?
	
	Curso: BIOMEDICINA
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Confecção de esfregaço sanguíneo
	AULA
3
ROTEIRO
 2
OBJETIVOS: 
Confecção e coloração de um esfregaço fino, regular e de bordas livres para boa distribuição das células do sangue. O esfregaço é utilizado para a contagem diferencial de leucócitos e observação de alterações em hemácias, leucócitos e plaquetas. Também é importante para a visualização de parasitas como o Plasmodium.
PROCEDIMENTO:
1) Limpar várias lâminas de vidro com álcool e secar com gaze. A lâmina deve estar sem resquícios de gordura ou defeitos.
2) Limpar a lâmina extensora (bordas arredondadas) com álcool e secar.
3) Homogeneizar a amostra de sangue.
4) Aplicar uma gota de sangue com o auxílio de um capilar na extremidade da lâmina. A gota deve ter cerca de 1 cm de diâmetro ou 10µL quando aplicada com uma pipeta automática.
5) Colocar o lado da lâmina em que está o sangue em um ângulo de 45° com a face superior da lâmina extensora.
6) Fazer um ligeiro movimento para trás com a lâmina extensora até encostá-la na gota de sangue, deixando então, que a gota se difunda uniformemente, ao longo de toda borda por capilaridade.
7) Levar a lâmina extensora para frente de modo que ela arraste a gota de sangue, que se estenderá numa camada delgada e uniforme. Evitar paradas ou movimentos muito rápidos. Preparar uma lâmina por vez.
Fonte: próprio autor.
8) Escolher a melhor lâmina, esperar secar e proceder à coloração.
9) Colocar as lâminas em frasco contendo corante Instant Prov I e deixar em repouso por 5 
10) Aos 5 segundos retirar do corante e deixar escorrer durante 5 segundos.
11) Colocar as lâminas no frasco contendo o corante Instant Prov II e deixar em repouso por 5 segundos.
12) Retirar do corante e deixar escorrer durante 5 segundos.
13) Colocar as lâminas no frasco contendo corante Instant Prov III e deixar em repouso por 5 segundos. 
14) Retirar do corante. Deixar escorrer durante 5 segundos e lavar cuidadosamente as lâminas em água corrente.
15) Deixar secar.
16) Observar ao microscópio ou reservar para serem lidas na próxima aula de microscopia.
17) Identificar e desenhar as células observadas.
Procedimento para visualização da lâmina ao microscópio:
1- Ligar o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz;
2- Girar o potenciômetro até o ponto máximo de luz;
3- Girar o revolver do microscópio de modo que a objetiva de menor (4x) aumento fique em posição de uso;
4- Colocar a lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a camada de células. 
5- Procurar uma região em que as hemácias estejam dispersas e seja possível identificar os leucócitos com nitidez.
6- Focalizar as células com a objetiva de menor aumento utilizando inicialmente o parafuso macrométrico para facilitar a focalização.Ambos os olhos devem estar abertos. 
7- Melhorar o foco usando parafuso micrométrico (foco fino)
8- Girar o revolver e mudar para objetiva (10x), acertar o foco com o
parafuso micrométrico. 
9- Utilizando o charriot escolher a área.
10- Mudar para a objetiva de (40x) com cuidado para que a mesma não atinja a lamina ou quebre a lamínula. 
11- Focalizar as células com o ajuste fino.
12- Girar o revólver, deixar sem objetiva e adicionar 01 gota de óleo de imersão. 13- Girar o revolver e mudar para objetiva (100x), acertar o foco com o
parafuso micrométrico. 
14-Procurar a região na qual as células estão bem dispersas.
Fonte: próprio autor.
	MATERIAIS
	QUANTIDADE POR GRUPO
	Sangue de carneiro
	2mL
	Lâminas de vidro 
	20
	Lâminas extensoras
	4
	Tubo capilar 
	1 
	Pipeta P10
	1
	Estante para secagem de lâminas
	1
	Papel absorvente
	1 
	Gazes
	1 
	Descarte para lâminas de vidro
	1 
	Pisseta com álcool 70%
	
	Frasco/copo para coloração de lâminas
	3
	Corante panótico Instant Prov I, II e III
	1 Conjunto
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Microscópio
	1
Descarte:
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO:
1) Discutir as propriedades tintoriais do núcleo, citoplasma e grânulos corados.
2) Discutir a importância da revisão morfológica de esfregaços sanguíneos pela microscopia mesmo quando o hemograma é realizado de maneira automatizada.
	
	Curso: BIOMEDICINA
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Identificação de alterações morfológicas em hemácias 
	AULA
4
ROTEIRO
 1
OBJETIVOS: 
Identificação das alterações morfológicas em hemácias. A revisão manual das lâminas de amostras que apresentam alterações em um ou mais parâmetros tem como objetivo a identificação de anormalidades no tamanho, forma, coloração e presença de inclusões. 
PROCEDIMENTO:
1- Ligar o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz;
2- Girar o potenciômetro até o ponto máximo de luz;
2- Girar o revolver do microscópio de modo que a objetiva de menor (4x) aumento fique em posição de uso;
 3- Colocar a lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a camada de células. 
4- Utilizando o charriot centralizar o meio/cauda da lâmina (região em que as hemácias estão regularmente dispersas).
 1. cabeça, 2. meio, 3. cauda. Fonte: próprio autor.
5- Focalizar as células com a objetiva de menor aumento utilizando inicialmente o parafuso macrométrico para facilitar a focalização. Ambos os olhos devem estar abertos. 
6- Melhorar o foco usando parafuso micrométrico (foco fino)
7- Girar o revolver e mudar para objetiva (10x), acertar o foco com o
parafuso micrométrico. 
8- Utilizando o charriot escolher a área.
10- Mudar para a objetiva de (40x) com cuidado para que a mesma não atinja a lamina ou quebre a lamínula. 
10- Focalizar as células com o ajuste fino.
9- Girar o revólver, deixar sem objetiva e adicionar 01 gota de óleo de imersão. 11- Girar o revolver e mudar para objetiva (100x), acertar o foco com o
parafuso micrométrico. 
12-Procurar a região na qual as células estão bem dispersas.
13 – Identificar as alterações presentes. Possíveis alterações que podem estar presentes:
Fonte: próprio autor.
	MATERIAIS
	QUANTIDADE POR GRUPO
	Esfregaço de sangue periférico de arquivo
	1 por aluno
	Óleo de imersão
	1
	Gazes
	1
	Papel absorvente
	1 rolo
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Microscópio
	1
Descarte:
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO:
1. Discorrer sobre as principais patologias associadas à presença de hemácias: microcíticas e hipocrômicas, macrocíticas, eliptócitos, crenadas, esquizócitos, acantócitos, falciforme, estomatócitos e hemácia em alvo.
2. Um analista ao revisar um esfregaço sanguíneo observou a presença de hemácias microcíticas e hipocrômicas e ao mesmo tempo hemácias macrocíticas. Como será o VCM e HCM deste hemograma? 
3. Ao analisar o esfregaço sanguíneo de um paciente, observou-se a presença de hemácias em formato de foice. O paciente também realizou eletroforese de hemoglobina. O paciente em questão é o número 1, 2 ou 3?
 Fonte: próprio autor
	
	Curso: BIOMEDICINA
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Contagem diferencial de leucócitos
	AULA
4
ROTEIRO
 2
OBJETIVOS: 
Contagem diferencial de leucócitos. A contagem diferencial de leucócitos em neutrófilos (bastonetes e segmentados), linfócitos, monócitos, eosinófilos e basófilos pode ser realizada por automação ou a partir de esfregaços corados por coloração de Leishman entre outras. 
PROCEDIMENTO:
1- Ligar o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz;
2- Girar o potenciômetro até o ponto máximo de luz;
3- Girar o revolver do microscópio de modo que a objetiva de menor (4x) aumento fique em posição de uso;
4- Colocar a lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a camada de células. 
5- Procurar uma região em que as hemácias estejam dispersas e seja possível identificar os leucócitos com nitidez.
6- Focalizar as células com a objetiva de menor aumento utilizando inicialmente o parafuso macrométrico para facilitar a focalização. Ambos os olhos devem estar abertos. 
7- Melhorar o foco usando parafuso micrométrico (foco fino)
8- Girar o revolver e mudar para objetiva (10x), acertar o foco com o
parafuso micrométrico. 
9- Utilizando o charriot escolher a área.
10- Mudar para a objetiva de (40x) com cuidado para que a mesma não atinja a lamina ou quebre a lamínula. 
11- Focalizar as células com o ajuste fino.
12- Girar o revólver, deixar sem objetiva e adicionar 01 gota de óleo de imersão. 13- Girar o revolver e mudar para objetiva (100x), acertar o foco com o
parafuso micrométrico. 
14-Procurar a região na qual as células estão bem dispersas.
15 – Proceder a contagem de cem células. Anotar cada tipo encontrado. Para evitar erros de contagem (ou seja, contar a mesma célula em duplicata), adotar o método em zigue-zague. Iniciar a contagem da região do corpo do esfregaço e ir em direção à cauda. Identificar as alterações presentes. 
Fonte: próprio autor.
	Células
	Quantidade
	Neutrófilos bastonetes
	
	Neutrófilos segmentados
	
	Linfócitos
	
	Monócitos
	
	Eosinófilos
	
	Basófilos
	
	MATERIAIS
	QUANTIDADE POR GRUPO
	Esfregaço de sangue periférico de arquivo
	1 por aluno
	Óleo de imersão
	1
	Gazes
	1
	Papel absorvente
	1 rolo
	EQUIPAMENTOS
	QUANTIDADE
	Microscópio
	1
Descarte:
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
ATIVIDADE DE FIXAÇÃO:
1. Imagine que o paciente que você realizou a contagem diferencial apresenta leucócitos igual a 10.000/mm3. Efetue a contagem diferencial. Identifique se há alterações quantitativas relativas e/ou absolutas. 
2. R.F.M., 6 anos. Queixa principal: dores em todo o corpo há dois meses e palidez progressiva há um mês. A criança apresenta, desde do início das dores, febre baixa intermitente, cefaleia, vômitos frequentes, anorexia, perda de quatro quilos e irritação, com prejuízo do sono. A mãe consultou uma pediatra, que, prescreveu sulfato ferroso, sem ter solicitado hemograma. Visto que não houve melhora, a mãe levou a criança em nova consulta. O médico pediu um hemograma. 
Hemograma: 
Hemoglobina: 6,7 g/dl
Reticulócitos = 0,1% (0,5 a 1,5%)
Leucócitos = 70.700/mm3 (3.800 – 11.000/mm3)
Blastos: 76%
Neutrófilos segmentados: 5% (40 – 78%) (1.700 – 7.800)
Linfócitos: 15% (20 – 50%) (1.000 – 4.500)
Eosinófilos: 4% (1 – 5%) (20 – 500)
Basófilos: 0% (0 – 2%) (0 – 200)
Plaquetas = 42.000/mm3 (150.000 – 400.000/mm3)
O que podemos concluir do caso clínico? Justifique sua resposta.
São necessários exames complementares? Justifique sua resposta.
3. Observe os hemogramas abaixo: 
	
	Hemograma A
	Hemograma B
	Hemograma C
	Leucócitos
	14.800/uL
	2.610/uL
	5.000/uL
	Linfócitos
	03%
	62% (sendo 5% atípicos)
	35%
	Monócitos
	01%
	09%
	5%
	Promielócitos
	01%
	0
	0
	Mielócitos
	02%
	00
	Metamielócitos
	02%
	0
	0
	Neutrófilos Bastonetes
	13%
	2%
	5%
	Neutrófilos Segmentados
	78%
	25%
	40%
	Eosinófilos
	0
	1%
	14%
	Basófilos
	0
	1%
	1%
Paciente feminino, 29 anos, febre acompanhada de tosse, irritação nos olhos, nariz escorrendo e mal-estar intenso. Realizou pesquisa de IgM para sarampo que resultou índice 2,4 (reagente: índice superior a 1,1). Dados os hemogramas (A, B ou C) qual é compatível com o diagnóstico supracitado? Justifique sua resposta.
	
	Curso: BIOMEDICINA
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Discussão de Caso Clínico
	AULA
4
ROTEIRO
 3
Mulher, 48 anos, professora primária, natural de Batatais, residente em Ribeirão Preto. QD: Cansaço progressivo, palidez cutâneo-mucosa e olhos amarelos há 3 semanas. HMA: Há três semanas começou apresentar cansaço, desânimo e fraqueza generalizada, que vêm se acentuando desde então. 
No início procurou continuar com suas atividades (como professora e doméstica), mas frequentemente tinha que parar para se sentar e descansar. Há uma semana está de licença e passa a maior parte do tempo na cama. Quando se levanta tem tontura e, se não for auxiliada, pode cair. Logo que esses sintomas começaram, seus familiares perceberam que estava muito “branca”, e ela notou que o “branco dos olhos” estava amarelo. Procurou então um médico que disse que provavelmente tratava-se de “hepatite”. 
Pediu para realizar alguns exames e receitou-lhe repouso. Há dez dias retornou ao médico que, observando os resultados dos exames, disse-lhe que ela estava com “anemia” e receitou duas transfusões de sangue. A paciente diz que obteve ligeira melhora com as transfusões, mas que dois dias depois estava novamente muito fraca. Uma nova transfusão realizada há cinco dias não teve qualquer efeito. 
A paciente acha, ainda, que a cor amarela dos olhos aumentou nos últimos dez dias. A paciente nega febre, calafrios, perda de peso, sudorese excessiva ou dores. IDA: (Além dos sintomas já descritos) Apetite conservado. Sem alterações da digestão e do hábito intestinal. Dispneia aos médios esforços desde que começou a doença. Sente intensa “batedeira” quando realiza pequenos esforços ou quando caminha. Nega ortopneia ou dispneia paroxística noturna. Não tem tosse nem dor torácica. 
Não observou edemas. Não observou alteração do volume ou cor da urina. Antecedentes: Mora na cidade, em casa urbanizada com luz, água, esgoto. Casada (o marido é contador), tem dois filhos (16 e 18 anos de idade) sadios. Nenhum antecedente de doença. 
EXAME FÍSICO: Paciente em bom estado geral, consciente, conversando, sem decúbito preferencial, com dificuldade para se levantar do leito sem ajuda. Peso: 68 kg, altura 1,63 m. Temperatura axilar: 36,8ºC. Pressão arterial: 125/45 mmHg (MS, decúbito). Pele e mucosas intensamente pálidas, moderadamente ictéricas, sem petéquias, equimoses ou outras lesões dermatológicas. 
Escleróticas ictéricas; sem outras alterações oculares. Ausência de edemas. Não há aumento de gânglios linfáticos. 
Musculatura, esqueleto e articulações: sem alterações. Pulsações arteriais visíveis no pescoço. Exame do precórdio revela choque da ponta impulsivo no 5º EIE, na linha hemiclavicular. FC=FP=104 bat/min (repouso). Sopro sistólico suave, sem frêmito, mais audível no FM e FP, também audível na base do pescoço. Exame do pulmão: sem anormalidades. 
Abdômen: plano, sem cicatrizes. Há palpação, sem pontos dolorosos, sem massas anormais. Fígado palpável até 4 cm abaixo da borda costal direita, não doloroso, de consistência carnosa habitual. Por percussão + palpação: hepatimetria de 14 cm. Baço: palpável a 4 cm da borda costal esquerda, não doloroso. Exame de membros, coluna e articulações: sem anormalidades. S. Nervoso: não examinado
Análise do esfregaço do sangue periférico: GV: Anisocitose evidente. Numerosos macrócitos policromatófilos e abundantes esferócitos. Presença de eritroblastos. GB: sem anormalidades Plaquetas: sem anormalidades. 
Dosagem de ferro sérico: 140 µg/dL (40 – 160 µg/dL) 
% Saturação da transferrina: 40% (>20%) 
Ferritina sérica: 40 µg/L (10 – 80 µg/L) 
Pesquisa de hemoglobina livre na urina: negativa 
Pesquisa de hemossiderina no sedimento urinário: negativa
PARA DISCUSSÃO
1) AVALIE AS INFORMAÇÕES CLINICAS E OS ERESULTADOS DOS EXAMES LABORATORIAIS, AVALIE A IMPORTÂNCIA DE CADA PARÂMETRO, ESTABELEÇA AS HIPÓTESES E DISCUTA -AS DE FORMA CRITERIOSA 
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INSTITUTO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
 
 
 
 
 
CURSO DE BIOMEDICINA
 
 
 
ROTEIRO PARA AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
DISCIPLINA: 
 
HEMATOLOGIA CLÍNICA
 
 
 
 
 
 
 
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INSTITUTO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE 
 
 
 
 
CURSO DE BIOMEDICINA 
 
 
ROTEIRO PARA AULAS PRÁTICAS 
 
 
DISCIPLINA: 
HEMATOLOGIA CLÍNICA