Relatorio de Análises Clínicas - Lizandra Santos

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CENTRO UNIVERSITÁRIO FAMETRO 
CURSO DE FARMÁCIA
RELATÓRIO FINAL
ESTÁGIO EM ANÁLISES CLÍNICAS
LIZANDRA SANTOS FARIAS
MANAUS – AM 
2023
2
CENTRO UNIVERSITÁRIO FAMETRO 
CURSO DE FARMÁCIA
RELATÓRIO FINAL
ESTÁGIO EM ANÁLISES CLÍNICAS
LIZANDRA SANTOS FARIAS
Preceptor(a) de estágio: Ketlen Perrone
Coordenador de Curso: Profº MSc Jonathas Wellington Alves de Sá.
Local de Estágio: Laboanálises
 Maternidade Cidade Nova Dona Nazira Daou – Laboanálises 
MANAUS – AM 
2023
Sumário
1.	INTRODUÇÃO	1
1.1.	Caracterização do Campo de Estágio	1
1.2.	Importância do estágio para a prática farmacêutica em Análises Clínicas.	1
2.	OBJETIVOS	2
2.1.	Objetivo Geral	2
2.2.	Objetivo Específico	2
3.	ATIVIDADES DESENVOLVIDAS	3
3.1.	Regulamento Técnico para Funcionamento de Laboratórios Clínicos – RDC 302/2005.	3
3.2.	Biossegurança	4
3.3.	POP – Procedimento Operacional Padrão	7
3.4.	Fase Pré-Analítica	8
3.4.1.	Pedido adequado de exames	8
3.4.2.	Recepção e Cadastro ao Paciente	9
3.4.3.	Orientação do paciente	9
3.4.4.	Identificação das amostras biológicas	10
3.4.5.	Coleta de Sangue Venoso	11
3.4.6.	Coleta de Preventivo	12
3.4.7.	Transporte de Amostras	18
3.5.	Fase Analítica	18
3.5.1.	Hematologia	18
3.5.2.	Bioquímica	45
3.5.3.	Imunologia	47
3.5.4.	Parasitologia	55
3.5.5.	Urinálise	60
3.5.6.	Microbiologia	63
3.5.7.	Toxicologia	63
3.6.	Fase Pós-Analítica	66
3.6.1.	Elaboração de Laudo	66
3.6.2.	Análise de Resultado	67
3.6.3.	Liberação do Laudo de Exame	70
4.	CONCLUSÃO	72
5.	ANEXO	73
5.1.	Registro Fotográfico do Estágio	73
5.2.	Ficha de Avaliação	75
5.3.	Folha de Frequência	76
6.	REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS	79
INTRODUÇÃO
Caracterização do Campo de Estágio
A empresa BTECNOLOGY LABORATÓRIOS CLÍNICOS EIRELI - LABOANALISES. Está no mercado de Laboratórios Clínicos, com o lema de atuar com dedicação, profissionalismo e excelência no diagnóstico, visando sempre um atendimento diferenciado de todos os nossos clientes, pois em cada amostra de sangue coletada existe uma vida. Para isso contam com uma equipe de profissionais capacitados, e especialistas em seu ramo de atuação. 
Fornece os serviços de Diagnóstico Laboratorial, assim como Insumos, Equipamentos, Mão de Obra e Estrutura Laboratorial Completa. 
Atualmente tem uma unidade privada no bairro Dom Pedro, um posto de coleta em uma clínica ocupacional. Prestando também os serviços em unidades públicas como, a Maternidade Nazira Daou com equipe Técnica e Equipamentos, Fundação Adriano Jorge e Hospital Universitário Getúlio Vargas com o serviço de aluguel de equipamentos e fornecimento de insumos. 
Utilizam os mais modernos equipamentos existentes no mercado para realização dos mais diversos tipos de exames. 
Importância do estágio para a prática farmacêutica em Análises Clínicas.
O estágio é fundamental na formação do conhecimento farmacêutico nas Análises Clínicas que tem papel fundamental na recuperação da saúde do indivíduo, atendendo a população no paradigma da Assistência Farmacêutica.
A atuação do profissional farmacêutico nesta área está diretamente ligada à análise/ estudo e diagnóstico da saúde do paciente para emissão de um laudo seguro para ele.
O farmacêutico que atua em laboratórios de análises clínicas deve possuir bastante prática, por isso é importante sabermos a rotina de um farmacêutico para obter domínio das técnicas e dos processos para atuar nas seguintes áreas: microbiologia, botânica, imunologia, bioquímica, hematologia, parasitologia, citopatologia e toxicologia. Não se pode esquecer também, que é necessário, acima de tudo, que este profissional seja reflexivo e atue com humanidade com cada paciente. É importante saber também, que o farmacêutico dentro deste setor também é responsável pela gestão do laboratório, fazendo a checagem dos materiais de rotina, realizando o controle de qualidade dos reagentes, o qual é muito importante para obtenção de resultados cada vez mais fidedignos, dentre outras funções.
OBJETIVOS
Objetivo Geral 
Capacitar e proporcionar ao estudante de Ciências Biológicas ou da Saúde uma oportunidade de vivenciar na prática a rotina de trabalho em um laboratório de análises clínicas.
Objetivo Específico
· Conhecer as fases que regem os exames laboratoriais.
· Aprender as técnicas de coleta de diferentes tipos de amostras biológicas (sangue, urina, fezes, saliva, etc.);
· Conhecer as normas de biossegurança relacionadas à coleta de amostras biológicas, à preparação de reagentes e materiais, à utilização de equipamentos e instrumentos.
· Aprender as técnicas de preparo de amostras para diferentes tipos de reagentes e materiais utilizados em análises clínicas;
· Identificar as exigências de armazenamento e conservação de reagentes e materiais e de calibração e manutenção de equipamentos e instrumentos.
ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
Regulamento Técnico para Funcionamento de Laboratórios Clínicos – RDC 302/2005.
A RDC 302/2005 é o Regulamento Técnico criado pela ANVISA que dispõe sobre o funcionamento de Laboratórios Clínicos. Mas atenção: a norma tem como objetivo definir os requisitos necessários para o funcionamento não apenas dos laboratórios clínicos, mas também dos postos de coleta laboratorial, sejam eles públicos ou privados que realizam atividades na área de análises clínicas, patologia clínica e citologia. 
A norma veio para suprir a necessidade de critérios sanitários únicos no país, que anteriormente ficavam a cargo de cada Estado ou Município, e variavam muito entre si. Os principais objetivos da Anvisa, ao regulamentar essas práticas, foram garantir a segurança e a qualidade para as análises clínicas no país.
A norma traz, inicialmente, as condições gerais para o funcionamento de um laboratório clínico, sendo as principais exigências (e queridinhas das bancas), as seguintes:
– Possuir alvará atualizado, expedido pelo órgão sanitário competente, bem como um profissional legalmente habilitado como responsável técnico (o qual pode assumir, perante a vigilância sanitária, a responsabilidade técnica por no máximo 02 (dois) laboratórios clínicos ou 02 (dois) postos de coleta laboratorial ou 01 (um) laboratório clínico e 01 (um) posto de coleta laboratorial). Além disso, o posto de coleta laboratorial deve possuir vínculo com apenas um laboratório clínico. 
– Estar inscrito no Cadastro Nacional de Estabelecimentos de Saúde – CNES (tanto o laboratório quanto o posto de coleta laboratorial, sejam eles públicos ou privados);
– Implantar o Plano de Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde (PGRSS), atendendo aos requisitos (atualmente) da RDC 222/2018;
– Os equipamentos e instrumentos utilizados devem estar regularizados junto a Anvisa. Além disso, devem ter instruções de uso em português e precisam passar por manutenção e calibragem conforme a indicação do fabricante.
Na sequência, a RDC 302/2005 aborda questões relativas aos processos operacionais para cada uma das fases de um exame laboratorial.
A primeira fase (pré-analítica) envolve as etapas de atendimento ao paciente, coleta e transporte do material (quando necessário). Nesta fase, a norma estabelece que o laboratório deve fornecer orientação eficaz aos pacientes e garantir a correta identificação do paciente, exigindo seu documento de identidade com foto, no ato do cadastro dos exames laboratoriais.
Já para a fase analítica, as orientações estão ligadas à análise das amostras, incluindo a documentação sobre os procedimentos realizados no laboratório e instruções aos funcionários. Um ponto de atenção é a estrutura do laboratório, que deve ser preparada para atender a pedidos de exames de urgência. Além disso, não se esqueça de que a norma permite a adoção de Laboratórios de Apoio, desde que eles também cumpram com suas diretrizes.
Por fim, na fase pós analítica, referente ao laudo emitido após a análise clínica, a norma prevê que este contenha as informações de forma legível, além de ser assinado pelo responsável técnico do laboratório. Fique atento ao prazo: as cópias destes laudos de análise bem como os dados brutosdevem ser arquivados
pelo prazo de 5 (cinco) anos. A norma também define que quando for aceita uma amostra de paciente com restrição, esta condição deve constar no laudo.
No que diz respeito à Gestão da Qualidade, a norma estabelece que são indispensáveis, no mínimo, as atividades de Controle Interno da qualidade e de Controle Externo da qualidade (Ensaios de Proficiência).
O Controle Interno contempla o monitoramento de todo o processo analítico pela análise das amostras controle, com registro dos resultados obtidos e análise dos dados. Tais amostras controle devem ser analisadas da mesma forma que as amostras dos pacientes. Além disso, também é preciso contar com a definição dos critérios de aceitação dos resultados, por tipo de analito e de acordo com a metodologia utilizada, e ainda, com a liberação ou rejeição das análises após avaliação dos resultados das amostras controle.
Já no Controle Externo, o Laboratório Clínico deve participar de Ensaios de Proficiência para todos os exames realizados na sua rotina. Assim como no controle interno, as amostras de controle são analisadas da mesma forma que as amostras de pacientes. A diferença é que os resultados são submetidos a uma empresa externa, regulamentada pela ANVISA. Assim é possível garantir uma avaliação imparcial e confiável.
Biossegurança
A Anvisa — Agência Nacional de Vigilância Sanitária — é o órgão federal responsável por estabelecer e fiscalizar, entre outras coisas, as normas de biossegurança em laboratórios de análises clínicas. Dessa forma, o primeiro passo para ter uma empresa em dia com suas obrigações legais é entendê-las melhor, como mostraremos abaixo.
Conceito de biossegurança
A biossegurança é um conjunto de medidas que previnem riscos inerentes às atividades laboratoriais que possam comprometer a saúde dos profissionais, dos pacientes ou do meio ambiente. Logo, ela representa uma série de ações e cuidados, de forma a garantir a proteção necessária aos envolvidos.
Práticas no ambiente laboratorial
No ambiente laboratorial, os profissionais precisam tomar alguns cuidados específicos, como manter os cabelos presos, evitar o uso de acessórios, como brincos e anéis, e estar sempre com os devidos EPI’s.
A limpeza e a higienização do local precisam ser constantes. O manejo das amostras e dos equipamentos deve seguir padrões preestabelecidos para evitar contaminações, tanto do conteúdo a ser examinado quanto do próprio funcionário.
Uso de EPI’s
Os EPI’s — Equipamentos de Proteção Individual — são requisitos básicos das normas de biossegurança. Eles devem ser utilizados, obrigatoriamente, de acordo com cada situação. Os principais são:
· Luvas descartáveis;
· Luvas especiais, para situações de muito frio ou calor;
· Avental, touca e sapatos fechados, para evitar o contato com agentes infectantes;
· Óculos e máscaras.
Sinalização do local
Além dos cuidados individuais, é fundamental que o local seja corretamente sinalizado. Ambientes restritos devem manter um aviso na porta, com a indicação do símbolo referente ao risco que eles oferecem.
O estabelecimento também deve contar com rotas de fuga bem sinalizadas e planos de contingência para os principais eventos passíveis de acontecer. Lembrando que as amostras e os itens envolvidos no transporte também precisam ser devidamente identificados.
Quais são os riscos de biossegurança em laboratórios de análises clínicas?
Os riscos de biossegurança em laboratórios podem ser classificados em 5 categorias, que vamos explicar melhor a seguir.
Físicos
Qualquer fator que cause danos físicos às pessoas ou ao ambiente. Os principais exemplos são os ruídos e os gases emitidos por máquinas, a exposição à radiação ou à variação acentuada da temperatura, os escorregões, entre outros.
Químicos
Possibilidade de contaminação provocada por agentes químicos, que podem penetrar no organismo por meio da pele, vias aéreas ou cortes. Em geral, é mais perigoso para os profissionais no momento de manipulação de substâncias diversas.
Biológicos
Risco de contaminação por seres vivos, que podem ser vírus, bactérias ou outros microrganismos. O ponto de atenção está nas chances de transmissão e propagação de doenças contagiosas.
Ergonômicos
São questões relacionadas ao conforto proporcionado pelos móveis e configurações de equipamentos dos profissionais. As desconformidades dos padrões de mesas, bancadas e cadeiras podem gerar danos às articulações e à coluna dos colaboradores, além de dores persistentes ao longo do dia.
Acidentais
São todos os riscos aos quais os profissionais estão expostos e que podem ser prevenidos com algumas práticas, como uso de equipamentos com todos os itens de segurança em dia, chão sempre livre de resíduos e sinalização adequada nos locais.
Quais são os níveis de biossegurança determinados pela Anvisa?
Nem todo risco é igual, por isso a Anvisa segue uma classificação que oscila conforme a gravidade dos danos que cada um deles pode causar. Veja abaixo.
NB-1
O primeiro nível de risco envolve situações em que não há um agente de contaminação grave. Nesses casos, o setor de análises não precisa ser alocado em um espaço diferenciado, bastando aos profissionais o uso de EPI e boas práticas de manuseio dos equipamentos e materiais.
NB-2
No segundo nível, existe um risco baixo de contaminação, em geral, por doenças infecciosas e agentes biológicos mais simples. Aqui, além dos cuidados do nível anterior, as instalações devem esterilizar todo o material antes do descarte, isolar as amostras durante o processo de centrifugação por causa da formação de aerossóis e restringir o acesso ao local durante a realização das análises.
NB-3
No terceiro nível, o agente de contaminação é um microrganismo capaz de desenvolver doenças mais graves nos seres humanos. Isso requer o uso de cabines e roupas adequadas para impedir o contato direto do profissional com o agente patológico, além dos cuidados tomados no nível 2.
NB-4
O nível 4 é o grau máximo de risco, que acontece em casos de agentes altamente contagiantes, cuja transmissão pode se dar pelo ar e causa doenças letais. Nesses casos, além de todas as precauções citadas nos níveis anteriores, o local deve ser isolado e o acesso ainda mais restringido.
Por que implementar as normas de biossegurança em laboratórios de análises clínicas da Anvisa?
Como vimos, os laboratórios de análises clínicas oferecem muitos riscos à saúde de seus profissionais, pacientes e ao meio ambiente. As normas de biossegurança da Anvisa auxiliam na proteção de todos os envolvidos, proporcionando mais segurança e tranquilidade.
Para ter máxima eficiência na aplicação dessas medidas, é essencial contar com a ajuda de um software. Ele será capaz de identificar os pontos de melhorias e de manter o cumprimento das recomendações sempre em dia.
POP – Procedimento Operacional Padrão
Os POP são protocolos que descrevem detalhadamente cada atividade realizada no laboratório, desde a coleta até a emissão de resultado final, incluindo utilização de equipamentos, procedimentos técnicos, cuidados de biossegurança e condutas a serem adotadas em acidentes. 
Para biossegurança dos laboratórios de análises clínicas o POP é fundamental, pois ele tem como objetivo padronizar todas as ações para que diferentes técnicos possam compreender e executar, da mesma maneira, uma determinada tarefa. Esses protocolos devem estar escritos de forma clara e completa possibilitando a compreensão e adesão de todos. Além disso, eles devem ser realistas para que seus técnicos possam de fato, seguir o estabelecido. 
As chefias dos laboratórios devem convidar os funcionários para participarem da elaboração dos POP. Esses protocolos devem ser atualizados regularmente e suas alterações apresentadas e discutidas com os técnicos. Os técnicos do laboratório devem assinar um termo atestando que conhecem e se comprometem a cumprir o POP. 
Os POP devem estar disponíveis em local de fácil acesso e conhecido de todos os profissionais que atuam no ambiente laboratorial.
Ele é traduzido em um documento que deve conter a descrição minuciosado que será executado. Dentre os pontos mais comuns que constam no POP para laboratório de análises clínicas, estão:
· Instruções sequenciais de operações;
· Frequência de execução;
· Especificação do responsável pelo trabalho;
· Listagem dos equipamentos, peças e materiais utilizados na tarefa;
· Descrição dos procedimentos da tarefa por atividades críticas, de operação e pontos proibidos;
· Roteiro de inspeção periódica dos equipamentos de produção.
Exemplos de POP’s para laboratório de análises clínicas:
· Procedimentos relacionados a coleta:
O POP para laboratório de análises clínicas relacionado a amostras envolve coleta, identificação, transporte, rejeição, aceitação de amostras comprometidas, manuseio, análise, armazenamento, confidencialidade dos dados das amostras e descarte seguro.
· Procedimentos relacionados à qualidade:
Os POP’s para laboratório de análises clínicas que dizem respeito à qualidade são apenas dois: interno e externo.
O POP para controle da qualidade interno estabelece diretrizes do controle realizado pelo laboratório, como periodicidades, valores de aceitação de desvio padrão, responsabilidades do pessoal envolvido e outros pontos.
Já o POP para controle de qualidade externo cria uma sistemática de participação regular em programa de ensaio de proficiência. Isso deve reunir os itens de ensaio que o laboratório analisa. A melhor forma é participar de comparações interlaboratoriais (10 laboratórios aproximadamente), de forma a comparar seus resultados, e realizar uma análise crítica dos valores obtidos.
Fase Pré-Analítica
Pedido adequado de exames
É fundamental que o médico esteja familiarizado com todos os exames disponíveis e saiba qual é o mais adequado para cada patologia ou para monitorar os clientes. A etapa aparentemente simples de solicitar exames é crucial para garantir que todo o processo de análises clínicas seja bem-sucedido. É importante que o médico especifique claramente o pedido de exame, a fim de evitar interpretações equivocadas e exames incorretos. De acordo com o item 8.1 da Norma PALC de 2016, a requisição do exame deve incluir informações como a identificação do cliente, do requisitante, a amostra ou material a ser coletado, os exames a serem realizados e, quando possível, a indicação clínica. Pedidos legíveis, sem rasuras e claros são essenciais para garantir que o laboratório desempenhe bem suas funções.
Recepção e Cadastro ao Paciente
Na recepção, o cliente chega e o recepcionista dirige-se a ele perguntando se tem cadastro no sistema da empresa, no qual denomina-se SISVIDA. Caso não tenha, o cadastramos, pedindo as seguintes informações essenciais: Nome Completo, Documento com foto (RG,CPF, CNH, Estrangeiro e etc.), Data de nascimento, Número para contato e Gênero. 
Em seguida, verificamos quais exames foram solicitados pelo médico. Informações adicionais podem ser importantes na hora da realização dos exames tais como utilização de medicamentos, dados do ciclo menstrual indicação/observação clinica dentro outros de relevância. Usuários de anticoagulantes podem ter uma alteração considerável na realização de exames como TP (tempo de protrombina) e TTPA (tempo de tromboplastina parcial ativada). Mulheres em período menstrual podem sofrer variações no LH (hormônio luteinizante) e FSH (hormônio folículo-estimulante) e sempre que possível pedir que o paciente chegue 1 hora antes da coleta, pois em alguns exames pode causar alterações mesmo se o paciente fizer o minimo de exercicio físico. A capacitação e realização de treinamentos constantes no setor são importantes para que não ocorram erros nesse processo. 
Finalizando o cadastro o paciente estará pronto para a realização da coleta.
Orientação do paciente
No consultório médico é iniciado o que é chamado atualmente a fase (pré) pré-analítica, onde profissional ira fornecer ao paciente, as primeiras orientações e informações sobre os exames que serão realizados e posteriormente a indicação de um laboratório de analises clinicas. Na recepção do laboratório o profissional devera informar ao paciente sobre horário de coletas, levando em consideração que alguns exames têm horários específicos (ex: Cortisol deve ser coletado em dois horários quando solicitado, às 8 horas e às 16 horas), o jejum adequado (colesterol total e frações e triglicérides com período de 12 horas e máximo de 14 horas, glicemia com período de 8 horas e máximo de 15 horas) a dieta hídrica e utilização de fármacos de uso diário devem ser mantidos. A suspenção de medicamentos só pode ser realizada com orientação médica, demais exames tem como preconização o jejum de 4 horas. Alguns exames são necessários que sejam coletados pela manha, como o caso do ferro, que sofre variação durante o dia, outros após o almoço como o caso da glicose pós prandial coletada após 2 horas do inicio do almoço. A ingestão de bebida alcoólica nas ultimas 72 horas pode alterar resultados de forma significativa, como no caso da gama-glutamil-transferase (GGT), colesterol total e frações e triglicérides. A realização de exercício físico intenso pode ser prejudicial para a liberação de um resultado confiável podendo causar alterações em hormônios esteroides e transaminases. 
Os testes de urina, que são coletados pelo próprio cliente, exigem um cuidado especial.
É responsabilidade do laboratório fornecer aos clientes instruções claras e acessíveis sobre como se preparar e coletar amostras, conforme exigido pela Norma PALC no item 8.3. É importante ressaltar que para evitar erros, as informações devem ser fornecidas por escrito ao paciente.
Identificação das amostras biológicas
Para evitar erros pré-analíticos, é fundamental que o tubo contenha as informações necessárias para identificar o paciente e o exame solicitado. Segundo o manual de coleta, as informações que devem constar no tubo são:
· Nome completo do paciente;
· Data de nascimento;
· Sexo;
· Número do prontuário ou do cartão SUS;
· Tipo de material coletado;
· Data e hora da coleta;
· Nome do profissional que realizou a coleta;
· Código de barras da etiqueta.
Essas informações devem estar de acordo com as da requisição do exame e do 
cadastro no sistema. Além disso, as etiquetas devem ser colocadas de forma a não ocultar o nível do volume da amostra contida e não cobrir o código de barras da etiqueta.
Coleta de Sangue Venoso
 Após o cadastro, o paciente será direcionado para a sala de coleta, onde receberá atenção do flebotomista responsável pela coleta de sangue. Este profissional deve seguir as leis vigentes e receber treinamento constante, além de usar os EPIs necessários para garantir sua segurança. O empregador é responsável por fornecer os EPIs de forma gratuita e o colaborador deve ser treinado na utilização e manuseio correto dos mesmos.
A coleta de sangue deve seguir o manual de procedimento padrão para garantir a padronização do processo. O profissional deve identificar o paciente e solicitar comprovante com foto, quando necessário. É importante verificar o jejum adequado e outras informações relevantes para garantir a confiabilidade da amostra.
O flebotomista deve seguir a ordem correta dos tubos e atentar-se aos exames a serem coletados. Os tubos são padronizados internacionalmente pela Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI), com distinção por cor, conforme a tabela a seguir.
Tabela 1 – Ordem de tubos para coleta venosa
	TAMPA
	ADITIVO
	INVERSÕES
	APLICAÇÃO
	
	Frasco de Hemocultura
	2 vezes
	Microbiologia
	
	Tubo para análise de traços*
	2 vezes
	Metais Toxicologia
	
	Tubo sem aditivo**
	2 vezes
	Microbiologia, 
Metais Toxicologia*
	
	Tubo de citrato de sódio
	3 a 4 vezes
	Coagulação
	
	Tubo seditainer citrato de sódio
	8 a 10 vezes
	VHS
	
	Tubo seco com ativador de coágulo
	5 a 8 vezes
	Sorologia, Drogas terapêuticas, Hormônios
	
	Tubo com gel separador e ativador de coágulo
	5 a 8 vezes
	Sorologia, Bioquímica, Drogas terapêuticas, Hormônios.
	
	Tubo com gel separador e ativador de coágulo à base de trombina
	5 a 6 vezes
	Sorologia,
 Exames de emergência
	
	Tubocom heparina de lítio ou sódio
	8 a 10 vezes
	Bioquímica
	
	Tubo EDTA K2-K3
	8 a 10 vezes
	Hematologia Hemoglobina glicada VHS
	
	Tubo EDTA K2-K3 com gel separador
	8 a 10 vezes
	Estudos moleculares
	
	Tubo fluoreto de sódio/EDTA (para glicemia)
	8 a 10 vezes
	Bioquímica
Observação: as cores dos tubos podem mudar de acordo com o fornecedor/fabricante.
*Tubo para análise de traços: deve-se coletar primeiro para evitar contaminação. Lembre-se de utilizar um tubo de descarte antes dos demais. 
**Tubo para descarte/ Sem aditivo: deve-se coletar antes do tubo de coagulação em caso de testes específicos. Não necessita de tubo de descarte. Nos casos de coleta com escalpe, lembre-se de utilizar um tubo de descarte antes do tubo de citrato ou de um tubo de menor volume de aspiração. Não confundir com o tubo de transporte.
O profissional deve identificar o melhor local para a punção, levando em consideração o calibre da veia e o material perfurocortante a ser utilizado. Agulhas de menor calibre devem ser preferencialmente usadas em veias menores. A coleta arterial deve ser feita por profissionais habilitados, seguindo as normas internas de procedimento. O torniquete é utilizado para melhor visualização e o procedimento não deve ultrapassar um minuto para evitar danos ao paciente e erros nos exames.
Após localizar o melhor acesso, realizar a lavagem das mãos, calçar luvas e preparar o material na frente do paciente. Desencapar materiais perfurocortantes somente no momento da punção. Puncionar geralmente em um ângulo de 45ºC, com a agulha ou escalpe posicionados de forma que o bisel fique com a face para cima. Ao visualizar o retorno, desfazer o torniquete. Retirar a agulha acionando o dispositivo de segurança e descartar em recipiente próprio. Pressionar o local da punção com algodão seco e aplicar o curativo adesivo. Orientar o paciente para que continue pressionando para evitar hematomas. Para a gasometria venosa e a dosagem do lactato, não deve ser aplicado o torniquete.
Coleta de Preventivo
A citopatologia é a ciência que estuda as doenças através das modificações celulares, considerando as suas características citoplasmáticas e nucleares. Essa ciência desenvolveu-se através da aquisição de inúmeros conhecimentos científicos e à introdução de novas tecnologias, desde a invenção do microscópio óptico convencional às técnicas de processamento e coloração dos espécimes, propiciando melhor detalhamento e estudo das estruturas celulares. Atualmente outras técnicas complementares, tais como métodos de análise celular automatizada, técnicas de biologia molecular e sistemas computacionais, são aplicadas ao exame citológico tradicional, ampliando as suas indicações e confiabilidade diagnóstica.
Tipos de descamação celular: A descamação celular pode ser de dois tipos: espontânea ou natural e artificial. Como exemplos de descamação natural, temos a urina e o escarro. Na descamação artificial, as células são removidas com a utilização de algum instrumento. É o que acontece no teste de Papanicolaou, em que as amostras citológicas são obtidas através do raspado da ectocérvice e do escovado da endocérvice, utilizando-se a espátula de Ayre e a “escovinha”, respectivamente. As células viáveis que são traumaticamente esfoliadas, são menores e com menor grau de maturação que as células descamadas naturalmente.
FIGURA 1 – MATERIAL PARA COLETA DE AMOSTRAS.
Os objetivos do exame citopatológico incluem: 
· Identificação de doenças não suspeitadas clinicamente. 
· Confirmação de doenças clinicamente suspeitas. 
· Acompanhamento da evolução ou resposta ao tratamento de determinada doença.
Por se tratar de um procedimento diagnóstico não invasivo sem complicações para a paciente, além do seu baixo custo e eficácia diagnóstica, a citopatologia é considerada o método de eleição no rastreamento do câncer cervical. 
Contudo, limitações são comuns a todos os métodos diagnósticos. Com relação à citopatologia, os seus aspectos negativos compreendem o tempo excessivamente longo na interpretação das amostras, a natureza algo subjetiva da interpretação e a impossibilidade de assegurar a invasão ou extensão da invasão no caso de lesão maligna. Deve ser realçado que a avaliação histopatológica é essencial no diagnóstico definitivo das lesões pré-cancerosas e malignas do colo uterino, detectadas pelo exame citológico.
Indicações e periodicidade do exame de Papanicolaou A realização periódica do exame citopatológico continua sendo a estratégia mais adotada e mais efi ciente no rastreamento do câncer do colo do útero. É aconselhável a realização do exame de Papanicolaou a partir do início da atividade sexual. Contudo, no âmbito da saúde pública, considerando principalmente a questão do custo-benefício, há regulamentações específi cas. De acordo com as Diretrizes Brasileiras para o Rastreamento do Câncer do Colo do Útero pelo MS/Inca, de 2011, o exame deve ser priorizado para mulheres com atividade sexual e idade entre 25 e 60 anos. 
Quanto à periodicidade, é indicada a sua realização anual, e após dois exames anuais com resultados negativos, a cada três anos. Essa recomendação é baseada na história natural do câncer de colo do útero, que apresenta uma evolução lenta, o que permite a detecção precoce das lesões pré-cancerosas e o seu tratamento efetivo, com margem ampla de segurança para a paciente. 
A partir dos 64 anos de idade, a realização do exame de Papanicolaou pode ser interrompida, desde que a mulher tenha dois resultados citológicos negativos consecutivos nos últimos cinco anos. Para mulheres com mais de 64 anos de idade e que nunca foram avaliadas através do exame citopatológico, é necessário realizar dois exames com intervalo de um a três anos. Se ambos forem negativos, essas mulheres podem ser dispensadas de exames adicionais. 
Em pacientes que apresentam lesões pré-cancerosas, o seguimento citológico será semestral. Após o tratamento da lesão e depois de dois exames citológicos com resultados negativos, a paciente passa a realizar o teste de Papanicolaou a intervalos anuais, a cada três anos.
As seguintes orientações devem ser fornecidas às pacientes antes da colheita das amostras citológicas:
· Não estar menstruada.
· Não realizar duchas vaginais e não usar drogas intravaginais (creme, óvulo) nas 48 horas que antecedem o exame. 
· Abstinência sexual nas 48 horas que antecedem o exame.
Preenchimento de ficha da paciente: 
Antes da colheita das amostras citológicas é fundamental o preenchimento de ficha com os dados da paciente, que incluem: 
· Dados pessoais: nome completo, idade, iniciais do nome (que vão na lâmina), data de nascimento. endereço, telefone e número do documento de identificação se corresponder a exame do SUS. 
· Dados do médico que solicitou o exame: nome completo e telefone. No caso de exame do SUS, às vezes só há a identificação do profissional que colheu a amostra citológica, devendo constar na requisição do exame. 
· Data da Coleta e da entrega do preventivo.
· Dados clínicos da paciente:
· Início das relações sexuais (IDADE);
· Se tem vida sexual ativa;
· Se fez Histerectomia;
· Se a Inspeção do colo está normal, alterado, colo não visualizado ou ausente;
· Se já passou por algum aborto e o número de abortos que teve;FIGURA 2 – ANAMNESE DO PREVENTIVO ANTES DA COLETA.
· Data da última menstruação;
· Paridade, se sim, se foi normal ou cesária;
· Queixas clínicas, especialmente sangramento vaginal anormal;
· Uso de contraceptivos - Referência a terapia de reposição hormonal; 
· Data do último exame preventivo ;
· Resultados de exames citopatológicos e histopatológicos do colo/vagina prévios ;
· Procedimentos terapêuticos anteriores (cauterização, cirurgia, quimio e/ou radioterapia). 
• Dados macroscópicos da vagina/colo e colposcópicos se forem disponíveis.
Colheita das amostras citológicas: 
Antes da colheita, devem ser disponibilizadas lâminas de vidro identificadas com as iniciais e/ ou número de registro da paciente (extremidade fosca da lâmina), previamente limpas e desengorduradas com gaze umedecidacom álcool. Ainda são necessárias espátula de Ayre para a colheita das amostras da ectocérvice e da vagina através de “raspados” e escovinha para a colheita da endocérvice. Devem ser acessíveis ainda tubos de plástico contendo etanol a 95% para acondicionar os esfregaços e obter a sua fixação imediata. 
A chamada colheita tríplice foi preconizada há longos anos e ainda é utilizada em muitos serviços. Nesta modalidade de colheita, as amostras obtidas do fundo de saco posterior da vagina, da ectocérvice e da endocérvice são distribuídas na mesma lâmina. As vantagens da técnica compreendem o seu baixo custo, a rapidez da avaliação microscópica e a sua efetividade diagnóstica. Contudo, é necessário um treinamento adequado para garantir a boa qualidade dos espécimes, evitando artefatos de esmagamento e dessecação do material. 
A colheita do fundo de saco posterior da vagina é particularmente importante nas mulheres peri e pós-menopausadas, uma vez que o fundo de saco vaginal pode ser um reservatório de células malignas originadas especialmente de tumores do endométrio, do ovário e das trompas. Por outro lado, a colheita vaginal é também de interesse para a identificação de micro-organismos patogênicos. Apesar das vantagens atribuídas à colheita tríplice, o Instituto Nacional do Câncer (Inca) recomenda apenas a colheita dupla (ectocérvice e endocérvice), uma vez que o objetivo do exame é o rastreio das lesões pré-cancerosas do colo.
O espéculo vaginal sem lubrificante (para evitar contaminação da amostra) é introduzido para a visualização do colo. Depois de remover com algodão o excesso de muco, secreção ou sangue, a espátula de Ayre é apoiada no canal endocervical, sendo executado um raspado na junção escamocolunar (JEC) através de movimento de rotação de 360º. A amostra do fundo de saco posterior da vagina também é obtida através de raspado, com a extremidade romba da espátula de Ayre. A espátula é deixada em repouso sobre o espéculo e imediatamente é realizada a colheita do material endocervical. A escovinha designada especialmente para essa finalidade é inserida através do orifício cervical externo, sendo executada uma rotação completa no canal que pode ser finalizada com um movimento de vai e vem, com cuidado para não traumatizar a mucosa, evitando sangramento.
FIGURA 3 – ETAPAS DA COLHEITA TRÍPLICE DE AMOSTRAS CERVICOVAGINAIS.
Há maior dificuldade na colheita das amostras em mulheres pós-menopausadas devido ao dessecamento das mucosas pela diminuição fisiológica das secreções glandulares. Neste caso, o esfregaço pode conter escassa celularidade e alterações degenerativas concomitantes, devendo ser categorizada como insatisfatória para a avaliação. O uso vaginal de estrógenos conjugados ou estriol, com repetição do exame citológico sete dias depois da interrupção do tratamento é aconselhável, fornecendo geralmente amostra de boa qualidade, com celularidade representativa.
Em mulheres histerectomizadas (remoção do útero), a colheita das amostras é realizada através do raspado da cúpula e das paredes vaginais.
Confecção dos esfregaços citológicos: Os espécimes obtidos são espalhados na mesma lâmina de vidro de modo delicado e rápido, confeccionando-se esfregaços finos e uniformes. A pressão excessiva na confecção do esfregaço pode resultar no esmagamento e na distorção das células. Por outro lado, a demora na fixação da amostra em etanol a 95% pode levar à dessecação com alterações celulares degenerativas. Especial cuidado deve ser tomado com o espécime endocervical, já que as células glandulares dessa mucosa são mais frágeis e suscetíveis a artefatos técnicos. FIGURA 4 - MODELO RECOMENDADO PARA A DISTRIBUIÇÃO DAS AMOSTRAS CITOLÓGICAS NA LÂMINA DE VIDRO. (A) DISTRIBUIÇÃO DA AMOSTRA DA ENDOCÉRVICE. (B) DISTRIBUIÇÃO DO MATERIAL OBTIDO DO RASPADO ECTOCERVICAL. (C) DISTRIBUIÇÃO DA AMOSTRA DO FUNDO DE SACO POSTERIOR DA VAGINA.
É muito importante no momento da colheita e da confecção dos esfregaços ter precaução para não contaminar as lâminas com fios de algodão da gaze ou talco contido nas luvas utilizadas durante o procedimento.
Fixação dos esfregaços citológicos: O etanol a 95% é o fixador de rotina devido a sua eficiência, seu baixo custo e ausência de toxicidade. O esfregaço ainda úmido deve ser imediatamente imerso em etanol, onde permanece até o momento da coloração. O tempo de permanência da amostra no fixador deve ser no mínimo 15 minutos, recomendando-se não ultrapassar duas semanas.
A demora na fixação ou a utilização de etanol em concentração inferior à preconizada pode levar a alterações celulares importantes, dificultando ou mesmo impossibilitando a avaliação oncológica. Os seguintes efeitos podem ser encontrados nas amostras dessecadas (exposição prolongada no ar): 
· Aspecto opacificado, turvo, dando a impressão de que a amostra está fora do campo de visão. 
· Aumento da eosinofilia citoplasmática. 
· Aumento nuclear (de quatro a seis vezes maior ao verificado nas amostras fixadas imediatamente) e perda dos detalhes da estrutura cromatínica. 
Outros fixadores utilizados menos comumente são o Carbowax (etanol e polietileno glicol) e sprays (álcool isopropílico e glicol). A vantagem desses fixadores de cobertura em relação ao etanol é a facilidade de transporte das amostras quando são obtidas à distância do laboratório. Com a aplicação desses fixadores, os esfregaços podem ser acondicionados em caixas de papelão, evitando os possíveis transtornos pelo vazamento do etanol durante o transporte e consequente dano às preparações citológicas.
Após a a coleta, a lâmina com esfregaço citológico tem validade de 15 dias.
No laudo é obrigatório conter: 
· Células Escamosa;
· Células Glandulares; 
· Células Metaplásicas.
Transporte de Amostras
O transporte de material biológico do posto de coleta ao laboratório deve ser realizado por um profissional habilitado e treinado, em caixas térmicas de acordo com o POP da instituição. A temperatura deve estar entre 2 a 8ºC para garantir a confiabilidade das amostras. A caixa de transporte deve ser identificada conforme legislação, com símbolo de infectantes e contatos de posto de coleta, laboratório de destino e emergência.
Fase Analítica
Hematologia
O setor de hematologia é uma área do laboratório de análises clínicas que realiza exames relacionados ao sangue e seus componentes, como glóbulos vermelhos, glóbulos brancos, plaquetas e fatores de coagulação. O exame mais comum desse setor é o hemograma, que pode detectar alterações em diferentes partes do organismo. O setor de hematologia também pode fazer testes de tipagem sanguínea e imunohematologia.
BANCADA DE HEMATOLOGIA
Analisador Hematológico Mythic 18
O analisador hematologico mythic 18 é um equipamento automático de 18 parâmetros e 3 partes diferenciais que utiliza a metodologia de impedância para a contagem de WBC, RBC e PLT e a espectrofotometria para a medição de Hb. Ele tem uma tela colorida touchscreen, um teclado alfanumérico, um monitoramento de reagentes e uma capacidade de armazenamento de até 1500 resultados. Ele tem uma velocidade de mais de 60 amostras por hora e requer apenas 9,8 μL de volume da amostra. Ele é compacto e de design simples e tem uma tecnologia superior que garante confiança e solução de economia incomparável. FIGURA 5 – MYTHIC 18
	CONFECÇÃO DE ESFREGAÇO SANGUÍNEO 
O esfregaço de sangue corado é uma parte da rotina do hemograma. A extensão ou filme sanguíneo é preparado espalhando-se uma pequena gota de sangue em uma lâmina de microscopia. A extensão é seca a temperatura ambiente e corada. Os componentes do sangue podem então ser vistos no microscópio, identificados e avaliados, como na contagem diferencial de leucócitos. 
Uma extensão propriamente preparada capacita o profissional a visualizar os componentes celulares do sangue com um estado tão natural quanto possível. A morfologia, ou estrutura, dos componentes celulares pode ser estudada. O exame cuidadoso de uma extensão de sangue bem preparada pode fornecer informações valiosas ao médico no diagnóstico e tratamentode muitas doenças, como as leucemias, anemia falciforme, os quadros infecciosos, malária e outros. 
· Preparando Uma Extensão Sanguínea 
É importante que a morfologia celular seja preservada e que as distribuições relativas das células nas extensões sofram o mínimo possível de alteração quando se prepara a extensão de sangue. 
Limpando as lâminas 
As lâminas usadas para a confecção da extensão sanguínea devem estar absolutamente polidas, livres de gordura e poeira. As lâminas novas devem ser pré-lavadas ou podem ser lavadas com água e sabão, enxaguadas exaustivamente com água, e posteriormente enxaguada com água destilada quente ou depois de retirada da caixa colocar diretamente em água destilada fervente por 10 minutos esperar esfriar, e depois submergir em recipiente de vidro com tampa contendo álcool-éter absoluto na proporção de 3:7. Para usar as lâminas devemos secar com um pano seco e macio que não solte fibras do tecido. As lâminas limpas devem ser manuseadas pelas bordas. Lâminas com ponta esmerilhada (fosca) são preferidas, porque facilitam a identificação. Lâminas usadas não devem ser lavadas, nem reutilizadas, pelo envolvimento de risco biológico de contaminação. Se forem reutilizadas deverão ser muito bem descontaminadas, lavadas a extremos, enxaguadas abundantemente, fervida, esfriadas e mergulhadas em solução de álcool-éter 3:7.
Coletando o material 
A melhor amostra para extensão de sangue é o sangue de punção capilar que não tem anticoagulante ou o sangue da gota que se forma na extremidade da agulha após a retirada desta da veia do paciente. Todavia uma extensão satisfatória pode ser feita de sangue venoso ao qual tenha sido adicionado o anticoagulante EDTA, observando apenas que o esfregaço seja feito no máximo dentro de duas horas após a coleta. Outros anticoagulantes não devem ser usados já que podem alterar a morfologia ou características de coloração das células. 
O sangue capilar pode ser aplicado diretamente à lâmina no local de coleta, ou pode ser colhido por tubo capilar e dispensado depois sobre a lâmina. Os tubos de sangue com 10 anticoagulante devem ser bem homogeneizados, pelo menos por dois minutos com homogeneizador mecânico ou manualmente por inversão suave do tubo, sessenta vezes antes que seja aplicada a amostra à lâmina. 
Fazendo a extensão 
Existem vários métodos de confecção de extensão de sangue sobre uma lâmina que resultam em boas distensões. Cada indivíduo deve achar qual a técnica que seja menos desajeitada e produza bons resultados.
a) Métodos das duas lâminas: A extensão de sangue pode ser feita colocando uma pequena gota de um sangue bem homogeneizado a um centímetro ou centímetro e meio da borda direita (borda esquerda para os canhotos) de uma lâmina previamente limpa colocada sobre uma superfície plana. A extremidade de uma segunda lâmina “distensora”, que de preferência deverá ter os seus cantos facetados (cortados), é colocada em repouso em um ângulo de 30 a 35ºc em frente à gota de sangue. A lâmina distensora é então trazida para o contato com a gota de sangue, até que a gota se espalhe por três quartos da borda da lâmina distensora. Isto pode ser feito por um ligeiro e suave movimento de deslizamento. Tão logo o sangue se espalhe ao longo da borda da distensora, esta é empurrada para a esquerda (para a direita para os canhotos) com um movimento rápido e constante (evitando pressão na lâmina) para espalhar o sangue em uma fina camada. Cada borda da lâmina distensora deve ser usada apenas uma vez e depois descartada no recipiente de material perfuro-cortante. Se o distensor for reutilizado é necessário que se faça a limpeza da borda, pois há o risco de transferência de células de um paciente para outro. O extensor é deixado secar ao ar tão rápido quanto possível.
b) Método das lamínulas:Uma pequena gota de sangue (venoso ou capilar) é colocada em uma lamínula quadrada de 22 mm. Outra lamínula limpa é colocada sobre a gota, no sentido cruzado, de modo a formarse uma estrela de oito pontas. O sangue vai espalhar-se entre as duas lamínulas. Tão logo cesse este movimento, usam-se pinças para separar as duas lamínulas, com um movimento de deslizamento paralelo, uma sobre a outra. As extensões de sangue estarão nas duas lamínulas, mas, usualmente, em uma delas a distribuição é mais uniforme que em outra. As extensões são secas ao ar e podem ser fixos ou corados.
· Distensões de sangue com hematócrito muito elevado ou hematócrito muito baixo 
Se o sangue tiver um hematócrito muito elevado, com hemoglobina superior a 20 g/dL, pode não ser possível à confecção de uma lâmina satisfatória, ainda que o ângulo e a velocidade de distensão estejam corretos. A mistura da gota de sangue, com uma gota de solução salina, reduz a viscosidade, permitindo uma distensão adequada à observação de detalhes da morfologia eritrocitária. Pode-se também tomar uma pequena amostra do sangue centrifugar e retirar glóbulos vermelhos de forma que se tenha um hematócrito com valor dentro da normalidade, homogeneizar a pequena amostra centrifugada e proceder à confecção do filme sanguíneo. 
Quando o hematócrito é baixo ocorrendo excesso de plasma em relação aos glóbulos vermelhos, as distensões demoram mais tempo para secar permitindo o surgimento de artefatos e alterações na morfologia dos elementos figurados do sangue. Para contornar esta situação podese tomar uma pequena amostra do sangue coletado, centrifugar e retirar o excesso de plasma de forma que o hematócrito se eleve até valores normais. Homogeneizar a pequena amostra centrifugada, com o hematócrito normal e proceder à distensão do sangue.
· Preservando e corando a extensão
As extensões secas devem ser coradas imediatamente. Se isto não é possível, os esfregaços devem ser imersos em metanol por trinta a sessenta segundos e depois deixados secar ao ar. Eles podem ser então corados em um momento posterior. O metanol é um fixador, ou preservativo, que previne mudanças ou deterioração dos componentes celulares.
Características de uma boa extensão 
Uma extensão bem preparada é ilustrada abaixo. O esfregaço pode cobrir cerca de metade a três quartos da lâmina e pode mostrar uma transição gradual do espesso ao fino. Ele pode ter uma aparência uniforme, sem vazios ou reentrâncias e pode ter uma borda em forma de franjas ou formação em dedo de luva (mais ou menos 1,5 cm de comprimento) na extremidade oposta ao início. FIGURA 6 – EXTENSÃO CORRETA
Quando a extensão é examinada no microscópio, as células devem estar distribuídas uniformemente. Deve haver uma área onde as células não se sobreponham umas as outras.
COLORAÇÃO HEMATOLÓGICA 
· História dos corantes
Com o surgimento do microscópio, houve a necessidade de se buscar uma forma que possibilitasse melhor visualização das estruturas, que passariam a serem observadas através deste novo invento. Nesta época só eram conhecidos os corantes naturais, como o índigo e o carmim, que eram utilizados com a finalidade de tingir o material biológico, isto ocorreu em 1850. Entretanto, com o avanço da tecnologia neste campo, foram descobertos os corantes a base de anilina, que devido a sua não produção em escala industrial, não eram comercializados até 1856. A partir desta data o uso de corantes veio revolucionar as técnicas de microscopia, com os conhecimentos de novas substâncias que eram misturadas com a finalidade de corar tecidos para que pudessem ser observados melhor. 
Uma questão que causa geralmente uma indagação, diz respeito à diferença entre colorações utilizadas com fins diagnósticos, e os vários corantes dentro de cada grupo específico; como corantes medicinais, agentes bacteriostáticos e indicadores. O corante biológico possui a finalidade de corar estruturas microscópicas celulares, dentre elas, o núcleo, citoplasma, estruturas celulares vegetais e outros, tornando-os visíveis ao microscópio. 
· Uso das colorações 
Embora as primeiras colorações fossem utilizadas em material de origem botânica, a técnica histológica moderna foi primeiramente desenvolvida em peças de origem animal.Como resultado surgiu às primeiras técnicas histológicas em tecido humano.
Nestas técnicas surgiram os envolvimentos de um, dois e até três corantes em seções de coloração, para diferenciar as diversas estruturas celulares como núcleo, citoplasma e outro, além de permitir a distinção entre as várias espécies tissulares até o dia de hoje, como por exemplo: Coloração H.E (Hematoxilina e Eosina), criada no século XIX. 
São três as principais colorações utilizadas em hematologia:
a) Colorações panóticas ou coloração segundo romanowisky. 
b) Coloração supravital. 
c) Coloração de gota espessa. 
Obs: Existem outras colorações e reações ou colorações citoquímicas de grande importância no diagnóstico das hemopatias.
· Fases da coloração
a) Fixação
O esfregaço sanguíneo deve ser primeiramente fixado. O fixador mais utilizado é o metanol, que é aplicado sobre o esfregaço por período de mais ou menos 3 minutos (depende da técnica utilizada). Sendo o corante (pó) preparado com o metanol, a simples aplicação da solução do corante sobre a extensão realiza a primeira etapa de fixação.
b) Coloração
Adicionando-se água de coloração (água tamponada, pH 7,0 ou água destilada recentemente fervida) sobre o corante, ionizam-se os sais contidos na solução alcoólica e estes, ionizados, passarão a “corar” as estruturas celulares, Nesta fase o tempo de coloração deve ser padronizado de acordo com o corante que está sendo utilizado, por exemplo: Leishman, Wright; etc. Geralmente para o corante Leishman o tempo é de 10 a 15 minutos.
c) Lavagem
Após a coloração, as lâminas são lavadas sob um jato de água corrente fraco, limpas pelo lado contrário da extensão com algodão ou uma esponja, e secadas ao ar, espontaneamente.
Nomenclatura usual
Nesta coloração as estruturas celulares que têm afinidade pelo azul de metileno são chamadas Basófilas (coram-se em azul); as que têm afinidade pelos azures são chamadas azurófilas, corando-se em púrpura (metacromasia) às que têm afinidade pela eosina chamam-se acidófilas (coram-se em rosa) e as estruturas que têm afinidade pela mistura complexa são chamadas neutrófilas (coram-se em salmão).
A água de coloração tamponada com pH 7,0 pode ser obtida de acordo com fórmula a seguir:
· KH2PO4 (P.A)..................................1,0 g
· Na2HPO4 (P.A)................................3,0 g
· Água Destilada q. s. p.....................1.000 mL
HEMOGRAMA 
É o exame laboratorial que avalia as séries eritrocitária e leucocitária e as plaquetas no sangue periférico. A análise da série vermelha pode ser chamada de eritrograma e é composta por contagem de eritrócitos, dosagem de Hb e Ht (hematócrito), índices hematimétricos e avaliação da morfologia eritrocitária. Já a análise da série branca pode ser chamada de leucograma e é composta pelas contagens global e diferencial de leucócitos, além da análise qualitativa. A contagem das plaquetas pode ser chamada de plaquetograma. 
As células sanguíneas podem ser contadas manualmente ou por instrumentos automáticos, o que atualmente é mais comum e prático. Os sistemas automatizados contam os eritrócitos utilizando-se de um princípio elétrico, óptico ou ambos. O primeiro baseia-se no impedimento (impedância) da passagem de corrente elétrica contínua em pequena abertura entre dois eletrodos (+ e -) mergulhados em líquido condutor de corrente quando cada célula atravessa tal abertura (princípio Coulter). No princípio óptico, a dispersão de luz a baixos ângulos (difratada) é absorvida por uma fotocélula à proporção que um feixe de luz laser incide sobre cada célula. Essa luz absorvida é convertida em volume.
CONTAGEM MANUAL DE ERITRÓCITOS 
Consiste na determinação do número de eritrócitos por mm³ de sangue, após diluição de amostra de sangue total com solução isotônica, que evite lise dos eritrócitos. A contagem é feita nos cinco quadrados do quadrante central da câmara de Neubauer, e o resultado em mm³ é dado após ajuste dos cálculos para o grau de diluição e local de contagem na câmara.
Para a contagem, soma-se o número total de eritrócitos obtidos nos cinco quadrados (H1+ H2 + H3 + H4 + H5). FIGURA 7 – CÂMARA DE NEUBAUER. R: QUADRADOS RELACIONADOS AOS ERITRÓCITOS. W: QUADRADOS RELACIONADOS AOS LEUCÓCITOS.
Objetivo: Conhecer a quantidade de eritrócitos por mm³ de sangue.
Amostra: Sangue total coletado com EDTA.
Método: Manual e Automático.
Procedimento:
· Automático
A leitura é totalmente feita pelo analisador hematológico, bastando pressionar o botão existente no painel, para que o aparelho aspire o sangue total e faça a contagem dos eritrócitos pelo método de impedância.
· Manual
a) Fazer a diluição de 200 vezes, pipetando 4 mL de líquido diluidor (Hayem) e adicionando 20 µL de sangue total homogeneizado.
b) Homogeneizar e preencher o retículo da câmara de Neubauer totalmente, sem deixar bolhas, aguardar 5 minutos.
c) Contar os eritrócitos exclusivamente no retículo central, via de regra, em cinco: (4) grupos de quadrados laterais e um grupo de quadrados central.
d) Cálculo do número de eritrócitos por mm³: Fator Multiplicador: diluição/01x0,02 = 10.000.
- Exemplo: número de eritrócitos contados nos 5 (cinco) quadrados = 250.
- Fator Multiplicador (10.000) X 250 = 2.500.000/mm3
Fundamento do método manual: o líquido diluidor de Hayem conserva os eritrócitos íntegros e degrada os leucócitos.
Líquido diluidor de Hayem:
· Bicloreto de Mercúrio......................................................5 g
· Cloreto de Sódio.............................................................1 g
· Sulfato de Sódio..............................................................5 g
· Água Destilada................................qsp..........................200 mL
Interpretação dos resultados:
· Homem: 4.500.000 a 5.500.000/mm3
· Mulher: 4.000.000 a 5.000.000/mm3
· Recém-nascido: 5.000.000 a 6.000.000/mm3
Causas de erros: Diluição imperfeita; Formação de pequenos coágulos; Líquido diluidor contaminado; Preenchimento errado e distribuição desigual da câmara de Neubauer.
Material utilizado: Analisador hematológico; Reagentes para o analisador hematológico; Pipetas automáticas de20; 100 e 1000 µL; Líquido diluidor de Hayem; Câmara de Neubauer; Contador manual de leucócitos.
DETERMINAÇÃO DA HEMOGLOBINA 
É o parâmetro mais importante do eritrograma e utilizado clinicamente para avaliar a anemia. 
Na maioria dos contadores, parte do sangue aspirado é separada para um canal, onde é diluído em um líquido hemolisante de eritrócitos. A Hb liberada é convertida em pigmento de cor estável, que é medida espectrofotometricamente, de modo similar à dosagem manual. 
Na dosagem manual, o método da ciano-metemoglobina é o mais utilizado. O princípio é a oxidação do íon ferroso (divalente) da Hb, oxiemoglobina e carboxiemoglobina a ferro férrico (trivalente) pelo ferricianeto, com formação de metemoglobina. Esta se combina com o cianeto de potássio para produzir cianometemoglobina (cor vermelho-alaranjada), que é medida fotocolorimetricamente em 540 nm ou em filtro verde.
Objetivo: Conhecer a concentração de hemoglobina. 
Amostra: Sangue total coletado com EDTA. 
Método: Automático, calculado e manual. 
Procedimento:
· Automático 
A determinação da concentração de hemoglobina é realizada pelo analisador hematológico, usando o método da espectrometria, bastando pressionar o botão existente no painel, para que o aparelho aspire o sangue total e faça a dosagem automaticamente. 
· Calculado Hematócrito/3. Ex: 45/3 = 15 g/dL. OBS: existem algumas restrições com relação às anemias hipocrômicas. 
· Manual (ESPECTROFOTOMETRIA) 
a) Pipetar 5,0 mL de solução de Drabkin e adicionar20 µL (diluição 1/250) de sangue total homogeneizado. 
b) Homogeneizar e aguardar na temperatura ambiente por 10 minutos.
c) Ligar o espectrofotômetro e selecionar o filtro 540 nm. 
d) Colocar a cubeta com a solução “branco”, tampar e ajustar a absorbância para zero. 
e) Colocar a cubeta com a solução padrão de hemoglobina, tampar e anotar a absorbância. 
f) Colocar a cubeta com a solução teste, tampar e anotar a absorbância. g)Cálculo a concentração de hemoglobina. 
Fundamento do método manual: A cianometaemoglobina é o resultado da conversão da hemoglobina pelo reativo de Drabkin. A cianometaemoglobina é um cromógeno estável com absorção máxima de luz nm. O ferrocianeto de potássio (K³Fe(CN)3)faz a conversão de hemoglobina para metaemoglobina, após a lise dos eritrócitos. O cianeto de potássio (KCN) faz a conversão da metaemoglobina para cianometaemoglobina. O detergente degrada os restos de membrana dos eritrócitos, diminuindo a turvação da solução. 
Reativo de Drabkin:
· Bicarbonato de Sódio.....................................................1 g 
· Cianureto de Potássio...............................................0,05 g 
· Ferricianureto de Potássio........................................0,20 g 
· Água Destilada................................qsp...................1000 mL 
Obs: colocar em frasco escuro e conservar por um mês. 
Interpretação do Resultado:
· Homem: 15 a 18g/dL. 
· Mulher: 14 a 16 g/dL. 
Causas de erros: Pipetagem incorreta; Contaminação do reativo; Contaminação do padrão. 
Material utilizado: Analisador hematológico; Reagentes para o analisador hematológico; Pipeta automática de 20 µL; Espectrofotômetro; Padrão de Hemoglobina; Pipeta de 5 mL.
DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 
É o volume relativo dos eritrócitos após centrifugação do sangue total. Traduz a relação percentual entre as células vermelhas do sangue e o plasma, obtida pela divisão do volume percentual ocupado pelos eritrócitos. 
Em métodos automatizados, é um dado indireto, calculado a partir do VCM (mensurado de modo direto – veremos após o VCM) e do número de eritrócitos contados. 
No método manual do micro-hematócrito, o volume de sangue é disposto em capilar de vidro (até aproximadamente dois terços do tubo) e centrifugado em microcentrífuga. O local de separação entre a fase plasmática e a parte celular é o valor do Ht.
Objetivo: Determinar o volume globular. 
Amostra: Sangue total coletado com EDTA. 
Método: Microhematócrito; calculado e automatizado. 
Fundamento do método de microhematócrito: O teste é baseado no princípio de separação dos elementos celulares do sangue, do plasma. Na técnica do microhematócrito, o processo de separação é acelerado pela elevada centrifugação. Após a centrifugação do sangue no capilar, as células vermelhas estarão no fundo do tubo, as células brancas e as plaquetas vão formar uma camada no topo das células vermelhas e o plasma estará na parte superior. Isso é chamado de coluna de células compactas (alguns outros termos usados são volume de células compactas, ou VCC). A camada contendo os leucócitos e as plaquetas têm uma aparência esbranquiçada e é comumente referida como creme leucocitário.
Procedimento: 
a) Homogeneizar o sangue total por 5 minutos. 
b) Preencher o capilar de vidro com sangue total. 
c) Vedar uma das extremidades usando massa de modelar ou aquecimento pelo bico de Bunsen. 
d) Colocar na microcentrífuga e rodar por 5 minutos. 
e) Após a centrifugação, proceder à leitura usando uma régua apropriada de microhematócrito. 
Valor de referência: 
· Homem: 45 – 55%.
· Mulher: 40 – 45%. 
· Recém-nascido: 50 – 55%. 
Método Calculado: O hematócrito pode ser determinado através de cálculo matemático a partir da concentração da hemoglobina X 3. Ex: hemoglobina 12 X 3 = 36% de hematócrito. Ht mais ou menos 2 = Hb x 3. 
Obs: existem algumas restrições com relação às anemias hipocrômicas. 
Método Automatizado: O hematócrito pode ser determinado por meios eletrônicos. A maioria dos instrumentos calcula o hematócrito usando os valores da contagem de células vermelhas do sangue e o volume do eritrócito. 
Fatores que influenciam os valores do microhematócrito:
Os valores obtidos do microhematócrito podem ser influenciados por fatores fisiológicos, fatores patológicos e pelo manuseio da amostra durante os procedimentos de análise. Um valor baixo de microhematócrito pode indicar uma anemia ou a presença de hemorragias no paciente ou presença de microcoágulo. Um valor aumentado pode ser causado por desidratação do paciente ou uma condição conhecida como policitemia. 
A coleta inadequada de material ou o uso de sangue não suficientemente homogeneizado pode causar resultados não seguros. A velocidade da centrífuga de microhematócrito e a duração da centrifugação afetam os valores do microhematócrito. Velocidade aumentada e/ou tempo de centrifugação aumentado vai diminuir falsamente os resultados do microhematócrito. A velocidade menor e tempo mais curto vão produzir falsos resultados, ou seja, elevados. 
Material Utilizado: Analisador hematológico; Reagentes para o analisador hematológico; Escala de leitura de microhematócrito; Microcentrífuga; Capilar de vidro; Massa para modelar.
DETERMINAÇÃO DOS ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS
Objetivo: Avaliar os Índices Hematimétricos.
Amostra: Sangue total coletado com EDTA.
Método: Cálculo matemático e automatizado.
Procedimento:
· VCM (Volume Corpuscular Médio)
· Cálculo: HematócritoX10/número de eritrócitos em milhões.
· Valor de Referência: 80 a 100 fentolitro (fL).
· Aplicação: usa-se para classificar a anemia quanto ao tamanho. Normocítica, microcítica ou macrocítica.
· HCM (Hemoglobina Corpuscular Média)
· Cálculo: Hemoglobina X 10/número de eritrócitos em milhões.
· Valor de Referência: 26 a 32 pg.
· Aplicação: define a anemia como normocrômica ou hipocrômica.
· CHCM (Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média)
· Cálculo:HemoglobinaX100/hematócrito.
· Valor de Referência: 32 a 36%.
· Aplicação: define a anemia como normocrômica ou hipocrômica.
· RDW (Amplitude de Distribuição dos Eritrócitos)
· Valor de Referência: 12 a 16%.
· Aplicação: mede o índice de anisocitose eritrocitário.
Interpretação do Resultado:
· VCM 80 a 100 fL: anemia normocítica; VCM<80 fL: anemia microcítica e VCM>100 fL: anemia macrocítica.
· CHCM 32 a 36%: anemia normocrômica e CHCM< 32% anemia hipocrômica.
· RDW>16%: produção eritrocitária acentuada.
MORFOLOGIA ERITROCITÁRIA 
Células normocrômicas: eritrócitos de coloração normal. 
Células hipocrômicas: são eritrócitos com descoloração central evidente (sendo acima de um terço da sua área total).
Células policromáticas: são eritrócitos de tonalidade azul-acinzentada, geralmente de tamanho maior que os normais. 
Micrócitos: eritrócitos com pequeno volume, abaixo de 60 fL.
Macrócitos: são os eritrócitos com volume superior a 100 fL.
Anisocitose: caracterizar a variação de tamanho dos eritrócitos.
Poiquilocitose: caracteriza as alterações de forma nos eritrócitos. Várias dessas alterações serão abordadas adiante.
CONTAGEM DE RETICULÓCITOS
Os reticulócitos são eritrócitos jovens com RNA em seu interior. A contagem indica a produção eritroide na medula óssea ou a deficiência desta. Pode ser realizada manualmente ou por contadores. Corantes supravitais (azul de cresil brilhante) precipitam o RNA, dando aos eritrócitos jovens aspectos característicos e possibilitando a diferenciação e contagem dos reticulócitos. 
Geralmente, conta-se pelo menos mil eritrócitos maduros em diferentes campos escolhidos ao acaso e verifica-se o número de reticulócitos ao final da contagem. Faz-se uma percentagem. 
Valores normais ou diminuídos em indivíduos anêmicos são sinais de baixa produção medular e, ao contrário, reticulocitose (valores acima) é bom indicativo da resposta terapêutica em anemias carenciais, perdas sanguíneas agudas ou processos hemolíticos.
Objetivo: Pesquisar a presença de eritrócitos imaturos (reticulócitos).
Amostra: Sangue total coletado com EDTA.
Método: Manual (coloração supra vital) e automatizado.
Fundamento do Método Manual: O corante supravital de Azul Cresil Brilhante cora os filamentos de RNA remanescentes da fase de Eritroblasto Ortocromático.
Procedimento:
a) Em um tubo de hemólise colocar 100 µL de sangue total.
b) Acrescentar a mesma quantidade de azul de cresil brilhante e homogeneizar.
c) Deixar repousar por 15 minutos em banho maria a 37ºc.
d) Após a incubação agitar o conteúdo do tubo para homogeneizar e confeccionar o esfregaço emlâmina limpa e desengordurada, secar ao ar livre e observar ao microscópio na objetiva de imersão.
Obs: caso desejar pode corar pelos métodos panóticos.
e) Determinar o resultado contando 10 campos microscópicos homogêneos no aumento de 1000 vezes (correspondente a 1000 eritrócitos) e anotando o nº de reticulócitos encontrados dentre eles e expressar em percentual (relativo) ou em mm³ de sangue (absoluto).
· Valor Relativo: reticulócitos X 100/1000 = % reticulócitos.
· Valor Absoluto: % reticulócitos XNº total de eritrócitos/100.
Fundamento do Método Automatizado: Os analisadores hematológicos com canal de reticulócitos utilizam a medição da fluorescência emitida pela malha reticular do RNA ribossômico para contar e separar os reticulócitos em três estágios: baixa; média e alta intensidade de fluorescência.
Valor de Referência:
a) Relativo:
· Recém-nascidos: 2,0 – 6,0 %.
· Crianças e adultos: 0,5 – 2,0%.
b) Absoluto:
· 20.000 – 80.000/mm³.
Interpretação do Resultado:
· Reticulocitose: anemias hemolíticas; hemorragias; resposta de tratamento de anemia, etc.
· Reticulopenia: anemia hipocrômica; anemia aplástica; anemia megaloblástica, etc.
Preparo de Reagente:
· Azul de Cresil Brilhante ou Azul de Metileno Novo.......1,0 g
· Citrato de Sódio.............................................................0,4 g
· Solução de Cloreto de Sódio a 0,9%.....qsp.................100 mL
Material Utilizado: Lâmina para microscópio; Pipeta automática de 100 µL; Analisador hematológico com canal de reticulócitos; Microscópio.
CONTAGEM DE LEUCÓCITOS 
A avaliação laboratorial dos leucócitos é de suma importância no cenário de doenças malignas dessa série (as leucemias, por exemplo) ou inflamações diversas. Análises quantitativas e qualitativas (morfologia) dos diferentes tipos de leucócitos fazem parte do hemograma e, separadamente, são chamadas de leucograma. Os valores de referência para leucócitos são de acordo com a idade.
Objetivo: Conhecer a quantidade de leucócitos por mm3 de sangue. 
Amostra: Sangue total coletado com EDTA. 
Método: Manual e Automático. 
Procedimento:
· Automático: A leitura é totalmente realizada pelo analisador hematológico, bastando pressionar o botão existente no painel, para que o aparelho aspire o sangue total e faça as contagem dos leucócitos pela impedância. 
· Manual:
a) Fazer a diluição de 20 vezes, pipetar 0,4 mL de líquido de Turk e adicionar 20 µL de sangue total homogeneizado por 5 minutos. 
b) Homogeneizar e preencher o retículo da câmara de Neubauer totalmente, sem deixar bolhas, aguardar 5 minutos. 
c) Contar os leucócitos exclusivamente nos quatro (4) retículos laterais. 
d) Cálculo do número de leucócitos por mm3 : Fator Multiplicador: diluição/01xNº de retículos contados (4): 50. 
· Exemplo: número de leucócitos contados nos 4 retículos = 120. 
· Fator Multiplicador (50) X 120 = 6.000/mm3 .
Fundamento do Método Manual: O líquido diluidor de Turk degrada os eritrócitos, conserva e cora os leucócitos.
Líquido Diluidor de Turk: 
· Ácido Acético glacial.......................................................1 mL
· Violeta de genciana a 1%...............................................1 mL
· Água destilada................................qsp..........................100 mL
Interpretação do Resultado:
· Normal: 5.000 a 10.000/mm³.
· Leucocitose: maior que 10.000/mm³.
· Leucopenia: menor que de 5.000/mm³.
Causas de Erros: Diluição imperfeita; Formação de pequenos coágulos; Líquido diluidor contaminado; Preenchimento errado e distribuição desigual da câmara de Neubauer.
Material Utilizado: Analisador hematológico; Reagentes para o analisador hematológico; Pipetas automáticas de 20 µL e 100 µL; Líquido de Turk.
PATOLOGIA DOS ERITRÓCITOS
A patologia dos eritrócitos é o estudo das alterações que afetam os glóbulos vermelhos (eritrócitos) e que podem causar anemia ou policitemia. Algumas das principais alterações dos eritrócitos são:
· Alterações de forma: podem ser causadas por defeitos na membrana ou no citoesqueleto dos eritrócitos, como na esferocitose hereditária ou na eliptocitose hereditária, ou por fatores externos, como na anemia falciforme ou na talassemia.
· Alterações de tamanho: podem ser causadas por deficiências nutricionais, como na anemia ferropriva ou na anemia megaloblástica, ou por doenças da medula óssea, como na anemia aplástica ou na leucemia.
· Alterações de cor: podem ser causadas por alterações na síntese ou na estrutura da hemoglobina, como na anemia sideroblástica ou na metemoglobinemia, ou por alterações no metabolismo do ferro, como na anemia por doença crônica ou na hemocromatose.
· Alterações de número: podem ser causadas por aumento ou diminuição da produção de eritrócitos pela medula óssea, como na policitemia vera ou na anemia aplástica, ou por aumento ou diminuição da destruição de eritrócitos no sangue periférico, como na eritrocitose secundária ou na anemia hemolítica.
Classificação das anemias
As anemias são classificadas de acordo com diferentes critérios, como a morfologia, a fisiopatologia, a etiologia e a resposta medular. Alguns dos principais tipos de classificação são:
· Quanto à morfologia: baseia-se no volume corpuscular médio (VCM) e na hemoglobina corpuscular média (HCM) dos eritrócitos. As anemias podem ser microcíticas (VCM < 80 fL), normocíticas (VCM entre 80 e 100 fL) ou macrocíticas (VCM > 100 fL), e hipocrômicas (HCM < 27 pg), normocrômicas (HCM entre 27 e 33 pg) ou hipertróficas (HCM > 33 pg).
· Quanto à fisiopatologia: baseia-se no mecanismo que causa a anemia. As anemias podem ser por diminuição da produção de eritrócitos ou hemoglobina, por aumento da destruição de eritrócitos ou por perda de sangue.
· Quanto à etiologia: baseia-se na causa específica da anemia. As anemias podem ser por deficiência de ferro, de vitamina B12, de ácido fólico, por doença crônica, por hemólise, por sangramento, por alterações genéticas, entre outras.
· Quanto à resposta medular: baseia-se na contagem de reticulócitos, que são eritrócitos imaturos liberados pela medula óssea em resposta à anemia. As anemias podem ser regenerativas (aumento de reticulócitos) ou hiporregenerativas (diminuição ou normalidade de reticulócitos).
Hemoglobinas variantes – hemoglobinopatias estruturais
Hemoglobinas variantes são hemoglobinas que apresentam alterações na estrutura da globina, que é a parte proteica da molécula. Essas alterações são causadas por mutações genéticas que mudam a sequência de aminoácidos da globina. Existem centenas de hemoglobinas variantes descritas, mas algumas são mais comuns e têm importância clínica. As hemoglobinas variantes podem causar alterações na estabilidade, na afinidade pelo oxigênio ou na interação com outras moléculas da hemoglobina. Algumas das hemoglobinas variantes mais conhecidas são:
· Hemoglobina S: é a principal hemoglobina na anemia falciforme, uma doença hereditária que causa deformação e fragilidade dos glóbulos vermelhos. A hemoglobina S resulta da substituição de um aminoácido (ácido glutâmico por valina) na posição 6 da cadeia beta da globina. Essa mudança faz com que a hemoglobina S forme polímeros insolúveis quando desoxigenada, alterando a forma e a função dos eritrócitos.
· Hemoglobina C: é uma hemoglobina variante que resulta da substituição de um aminoácido (ácido glutâmico por lisina) na posição 6 da cadeia beta da globina. Essa mudança reduz a solubilidade da hemoglobina C e favorece a formação de cristais nos eritrócitos. A hemoglobina C pode causar anemia hemolítica leve ou assintomática em homozigotos ou em combinação com outras variantes, como a hemoglobina S.
· Hemoglobina E: é uma hemoglobina variante que resulta da substituição de um aminoácido (ácido glutâmico por lisina) na posição 26 da cadeia beta da globina. Essa mudança afeta a produção e a estabilidade da hemoglobina E, causando um fenótipo de talassemia beta, ou seja, uma redução na síntese da cadeia beta da globina. A hemoglobina E pode causar anemia microcítica hipocrômica leve em homozigotos ou em combinação com outras variantes, como atalassemia beta ou a hemoglobina S.
Talassemias
As talassemias são um grupo de doenças hereditárias que afetam a produção de hemoglobina, a proteína que transporta o oxigênio no sangue. As talassemias podem ser causadas por defeitos na síntese das cadeias alfa ou beta da hemoglobina, que são formadas por aminoácidos. Dependendo do tipo e da gravidade da alteração, as talassemias podem causar anemia de diferentes graus, hemólise (destruição dos glóbulos vermelhos), esplenomegalia (aumento do baço), deformidades ósseas, sobrecarga de ferro e outras complicações. As talassemias são mais comuns em pessoas de origem mediterrânea, africana, asiática ou do Oriente Médio. O diagnóstico das talassemias é feito por meio de exames de sangue que avaliam a quantidade e a qualidade da hemoglobina e das hemácias. O tratamento das talassemias depende da sua forma e severidade, e pode incluir transfusões de sangue, quelantes de ferro, esplenectomia (retirada do baço) ou transplante de medula óssea.
Patologia dos Leucócitos
As patologias dos leucócitos são as doenças que afetam os glóbulos brancos, que são as células responsáveis pela defesa do organismo contra agentes infecciosos e substâncias estranhas. As patologias dos leucócitos podem ser classificadas em:
· Alterações quantitativas: são as que alteram o número de leucócitos no sangue, podendo ser aumento (leucocitose) ou diminuição (leucopenia). As causas mais comuns de alterações quantitativas são as infecções, as alergias, as inflamações, o uso de medicamentos, o câncer e as doenças autoimunes. Os sintomas dependem da causa e da gravidade da alteração, podendo incluir febre, calafrios, infecções recorrentes, sangramentos, cansaço e dor abdominal.
· Alterações qualitativas: são as que alteram a forma, a função ou a maturação dos leucócitos, podendo afetar um ou mais tipos de glóbulos brancos (neutrófilos, linfócitos, monócitos, eosinófilos ou basófilos). As causas mais comuns de alterações qualitativas são as doenças genéticas, as imunodeficiências, as doenças hematológicas e as neoplasias. Os sintomas dependem do tipo e da extensão da alteração, podendo incluir anemia, infecções graves, alergias, inflamações crônicas e aumento dos órgãos linfoides.
O diagnóstico das patologias dos leucócitos é feito por meio de exames de sangue que avaliam a contagem total e diferencial dos leucócitos, bem como a sua morfologia e função. Outros exames complementares podem ser necessários para identificar a causa específica da patologia, como testes genéticos, imunológicos ou de medula óssea. O tratamento das patologias dos leucócitos depende da sua origem e severidade, e pode incluir antibióticos, anti-inflamatórios, antialérgicos, imunossupressores, quimioterapia ou transplante de medula óssea.
DETERMINAÇÃO SANGUÍNEA ABO
O sistema ABO foi descrito por Karl Landsteiner em 1901. Os grupos sanguíneos são baseados na ocorrência de antígenos naturais (isoaglutininas) contra os antígenos A e B (aglutinogênios) expressos na superfície das hemácias. São conhecidos diversos tipos de sistemas sanguíneos. O sistema ABO é o de maior importância na prática transfusional por ser o mais antigênico, ou seja, por ter maior capacidade de provocar a produção de anticorpos, seguido pelo sistema Rh. 
Os genes do sistema ABO estão localizados no braço longo do cromossomo 9. Indivíduos do tipo A têm anticorpos contra antígenos do grupo sanguíneo B. Esses anticorpos que são capazes de aglutinar e lisar hemácias revestidas com antígenos B são chamados anticorpos anti-B. Os indivíduos do tipo B têm anticorpos contra antígenos do grupo sanguíneo A que são chamados anticorpos anti-A. Em indivíduos tipo AB ambos os antígenos A e B são expressos nas hemácias e os anticorpos anti-A e anti-B não estão presentes no soro. Os indivíduos do tipo O não expressam ambos os antígenos A e B nas hemácias e os anticorpos anti-A e anti-B estão presentes no soro.
Objetivo da atividade prática: determinar o tipo sanguíneo de cada amostra teste.
Reagentes e Soluções: 
· 1 gota de sangue para reagir com cada um dos anticorpos. 
· Aglutininas: anticorpos: 
· anti-A
· anti-B
Procedimento experimental: 
1. Colocar uma gota de sangue total em cada extremidade de uma lâmina de vidro. 
2. Sobre uma delas, adicionar uma gota do reagente anti-A, e sobre a outra uma gota do reagente anti-B. 
3. Homogeneizar cada reação com misturador diferente (ponteira), cuidando para não misturar uma a outra. 
4. Observar a aglutinação após dois minutos.
	Tipo Sanguíneo
	Recebe de
	Doa para
	A+
	A+ A- O+ O-
	A+ AB+
	A-
	A- O-
	A+ A- AB+ AB-
	B+
	B+ B- O+ O-
	B+ AB+
	B-
	B- O-
	B+ B- AB+ AB-
	O+
	O+ O-
	O+ A+ B+ AB+
	O-
	O-
	Todos
	AB+
	Todos
	AB+
	AB-
	A- B- O- AB-
	AB+ AB-
Teste de aglutinação passiva ou indireta: Para o teste de aglutinação passiva ou indireta, as hemácias e as partículas inertes (látex, bentonita, sepharose, leveduras etc.) podem ser sensibilizadas por adsorção passiva, em virtude do contato direto com os antígenos solúveis ou por adsorção via agentes químicos, como ácido tânico, cloreto de cromo e por conjugação do antígeno, por meio de ligações químicas covalentes, fornecendo reagentes estáveis. Em razão da grande diversidade de antígenos que podem se ligar às células ou partículas, a aplicação dos testes de aglutinação passiva é muito variada.
Classificação Rh em tubos (Du) - Tipagem em lâmina: 
1. Colocar sobre uma lâmina de microscópio uma gota da suspensão de hemácias à 5% (H5%) em contato com uma gota do anticorpo anti-Rh (anti-D). 
2. Se houver aglutinação: fator Rh positivo. 
3. Se não houver aglutinação: fator Rh ainda não determinado.
Passar então para: 
4. Tipagem em tubos: 
5. Em tubo de hemólise, colocar 2 gotas de soro anti-D + 2 gotas de (H5%) + 2 gotas de soro albumina bovina (BSA). Centrifugar à 1000rpm por 1 minuto. Agitar suavemente e observar a aglutinação. Neste ponto da detecção, caso a aglutinação seja positiva, o Rh já está determinado (Rh positivo).
Caso contrário, prosseguir o ensaio: Pesquisa do fator Du: 
· Incubar o tubo a 37 °C por 15 minutos. 
· Acrescentar 3mL de salina e centrifugar à 1000rpm por 1 minuto. 
· Desprezar o sobrenadante e repetir este passo de lavagem com salina mais duas vezes; após a última lavagem, decantar a salina e adicionar 2 gotas de soro de Coombs (Soro Antiglobulina Humana - soro de coelho previamente imunizado com globulinas ou soro humano). 
· Centrifugar a 1000rpm por 1 minuto.
· Agitar suavemente para observar a aglutinação. 
· Resultado: presença de aglutinação-fator Rh positivo.
COAGULOGRAMA
Coagulograma é um exame de sangue que avalia o processo de coagulação do sangue, ou seja, a capacidade do sangue de formar coágulos para evitar hemorragias. O coagulograma é importante para diagnosticar e acompanhar doenças que afetam a coagulação, como anemia, leucemia, hemofilia e trombose. Ele também é solicitado antes de cirurgias ou procedimentos invasivos para avaliar o risco de sangramento ou formação de coágulos. O coagulograma não requer preparo prévio nem jejum e consiste na coleta de uma amostra de sangue que é enviada para análise em laboratório.
Equipamento de Coagulação
Coagulômetro Coagmaster 2.0
O Coagulômetro Coagmaster 2.0 é um equipamento de 2 canais para testes de coagulação, que utiliza a metodologia de steel ball, ou seja, a movimentação de esferas metálicas para detectar a variação da coagulação plasmática. Ele é projetado e fabricado pela Wama Diagnóstica e possui as seguintes características:
· Tela sensível ao toque (touchscreen) e teclado alfanumérico;
· Armazenamento de curva de calibração e até 1500 resultados;
· 2 cronômetros com acionamentos independentes;
· 8 posições de incubação para amostras e incubação para reagentes a 37ºC;
· Impressora térmica embutida e porta USB para leitor de código de barras;FIGURA 8 – COAGMASTER 2.0
· Interfaceamento com o sistema do laboratório;
· Sistema aberto, com cálculo do INR.
O Coagulômetro Coagmaster 2.0 é indicado para realizar exames de coagulação como tempo de protrombina (TP), tempo de