BACTERIOLOGIA-E-DIAGNÓSTICOS-LABORATORIAIS

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SUMÁRIO 
1 INTRODUÇÃO ......................................................................................... 4 
2 LABORATORIO DE BACTERIOLOGIA ................................................... 5 
2.1 Atividades de rotina de laboratórios de análises clínicas ......................... 5 
2.2 Processos para padrões de qualidade para laboratórios de análises 
clínicas ............................................................................................................... 6 
2.3 Padrões de qualidade .............................................................................. 9 
2.4 Condutas para a execução correta dos exames laboratoriais ............... 14 
3 NORMAS TÉCNICAS ............................................................................ 17 
4 PATOGENICIDADE BACTERIANA ....................................................... 20 
4.1 Microbiota normal .................................................................................. 21 
4.2 Propriedades patogênicas dos microrganismos .................................... 22 
4.3 Penetração dos agentes patogênicos .................................................... 23 
4.4 Danos às células do hospedeiro ............................................................ 25 
5 TÉCNICAS DE COLORAÇÃO EM BACTERIOLOGIA CLÍNICA ........... 26 
5.1 Bactérias gram-positivas e gram-negativas ........................................... 27 
5.2 Gram-negativos fermentadores ............................................................. 29 
5.3 Patologias e sintomatologia associadas aos bacilos fermentadores ..... 30 
5.4 Coloração de gram ................................................................................ 31 
5.5 Coloração de Ziehl-Neelsen .................................................................. 33 
5.6 Outras técnicas de colorações de bactérias .......................................... 34 
6 MEIOS DE CULTURA E CARACTERÍSTICAS BACTERIANAS ........... 37 
6.1 Meios de cultura .................................................................................... 38 
6.2 Métodos de identificação de bactérias ................................................... 42 
8 ESTAFILOCOCOS ................................................................................ 53 
8.1 Identificação de estafilococos ................................................................ 53 
 
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9 ENTEROBACTÉRIAS............................................................................ 57 
9.1 Isolamento ............................................................................................. 58 
9.2 Cocos Gram-positivos............................................................................ 59 
10 UROCULTURA ...................................................................................... 61 
10.1 Microbiota comensal dos potenciais patógenos do sistema urinário ..... 62 
10.2 Infecção por contaminação fecal: transmissão sexual ........................... 64 
10.3 Métodos diagnósticos em urocultura e sua associação com exame 
qualitativo de urina ........................................................................................... 65 
11 HEMOCULTURA ................................................................................... 67 
11.1 Procedimentos e técnicas de hemocultura ............................................ 69 
11.2 Método de lise-centrifugação ................................................................. 71 
11.3 Método semiautomatizado ..................................................................... 71 
11.4 Método automatizado ............................................................................ 71 
11.5 Cultura de ponta de cateter ................................................................... 72 
12 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...................................................... 73 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1 INTRODUÇÃO 
O Grupo Educacional FAVENI, esclarece que o material virtual é semelhante 
ao da sala de aula presencial. Em uma sala de aula, é raro – quase improvável - um 
aluno se levantar, interromper a exposição, dirigir-se ao professor e fazer uma 
pergunta, para que seja esclarecida uma dúvida sobre o tema tratado. O comum é 
que esse aluno faça a pergunta em voz alta para todos ouvirem e todos ouvirão a 
resposta. No espaço virtual, é a mesma coisa. Não hesite em perguntar, as perguntas 
poderão ser direcionadas ao protocolo de atendimento que serão respondidas em 
tempo hábil. 
Os cursos à distância exigem do aluno tempo e organização. No caso da nossa 
disciplina é preciso ter um horário destinado à leitura do texto base e à execução das 
avaliações propostas. A vantagem é que poderá reservar o dia da semana e a hora que 
lhe convier para isso. 
A organização é o quesito indispensável, porque há uma sequência a ser 
seguida e prazos definidos para as atividades. 
 
Bons estudos! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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2 LABORATORIO DE BACTERIOLOGIA 
Fonte: bit.ly/3yXvxtE 
 
O laboratório exerce um papel central na clínica médica. Estima-se que 70% 
das decisões médicas são baseadas nos exames laboratoriais. Os analistas clínicos 
utilizam os conhecimentos técnicos e científicos e os recursos tecnológicos 
disponíveis para fornecer informações essenciais para a detecção ou a exclusão de 
doenças e o acompanhamento do tratamento. 
Nesta disciplina, você vai estudar as principais atividades desenvolvidas em um 
laboratório de bacteriologia e as principais normas técnicas que devem ser seguidas 
pelos laboratórios clínicos, o que inclui o laboratório de bacteriologia. Você também 
vai entender como é feito o controle de qualidade dos exames laboratoriais e os 
principais testes realizados em um laboratório de bacteriologia. 
2.1 Atividades de rotina de laboratórios de análises clínicas 
Os laboratórios clínicos têm a função principal de fornecer informações sobre 
marcadores do funcionamento do organismo, possibilitando a tomada de decisão 
pelos médicos sobre as condutas clínicas. Os exames laboratoriais são solicitados 
com diversas finalidades; as principais estão listadas a seguir (AYRES, 2020). 
 
 
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 Diagnóstico: fornece dados complementares aos exames físicos e à anamnese, 
permitindo o auxílio no fechamento do diagnóstico de doenças. 
 Monitorização: serve para o acompanhamento dos resultados de um 
tratamento, para averiguar a possibilidade de evolução da doença e para dosar 
os níveis de fármacos presentes no organismo. 
 Prognóstico: auxilia na projeção do desenvolvimento para a cura ou a piora da 
doença, com base em dosagens de biomarcadores. 
 Rastreamento: exame preventivo, com o objetivo de realizar o diagnóstico 
precoce de doenças com início assintomático. 
 Avaliação inicial: definição de valores prévios ao tratamento ou para 
acompanhamento. 
 Tranquilização do paciente: para casos em que o paciente quer descartar a 
chance de alguma patologia; porém, corre-se o risco de aumento da ansiedade 
e dos problemas ocasionados por resultados falsos-positivos. 
 Solicitação do paciente: quando o paciente deseja monitorar algum parâmetro. 
Essa solicitação é feita mediante a orientação médica adequada. Entre as 
áreas incluídas nas análises clínicas estão: bioquímica, toxicologia e monitoramento 
de fármacos, microbiologia (bacteriologia), hematologia, imunologia, banco de sangue 
(medicina transfusional), controle de qualidade e gerenciamento laboratorial. 
A bioquímica clínica compreende uma série de subdivisões, de acordo com a 
categoria de análises realizadas. Em algumas regiões, a citopatologia 
também está incluída nas análises clínicas. Atualmente, uma categoria de 
testes que tem se desenvolvido muito e ocupado mais espaço na medicina 
laboratorial é a biologia molecular (BURTIS;BRUNS, 2016 apud AYRES, 
2020). 
2.2 Processos para padrões de qualidade para laboratórios de análises 
clínicas 
Para se chegar ao resultado final de um exame, são necessárias diversas 
etapas (Figura 1). Desde a solicitação do exame pelo médico até a emissão do laudo, 
existe uma série de possíveis erros que podem comprometer a confiabilidade do 
resultado. Veremos a seguir quais são essas etapas e quais são as possíveis fontes 
de erros no processo. 
 
 
 
7 
 
Figura 01 - Etapas de processamento das amostras 
 
Fonte: AYRES, 2020. 
 
A etapa pré-analítica engloba desde a solicitação feita pelo médico até a 
preparação do paciente para a coleta e a coleta da amostra em si, incluindo também 
o transporte da amostra até a área técnica onde o exame será realizado. A solicitação 
do exame pelo médico deve ser realizada criteriosamente, evitando-se duplicidade de 
resultados para um mesmo parâmetro em um curto espaço de tempo, sem justificativa, 
e considerando a real indicação de um determinado exame para o diagnóstico que se 
pretende realizar ou excluir (AYRES, 2020). 
Dessa forma, evitam-se gastos desnecessários, que oneram o sistema de 
saúde, os convênios ou os pacientes particulares; ainda, no caso dos hospitais, pode-
se agilizar a liberação dos leitos para novos pacientes. 
Uma tarefa compartilhada entre o clínico e o laboratório é a orientação dos 
pacientes quanto ao preparo necessário para a realização dos seus exames, 
apontando o tempo necessário de jejum, quando for o caso, e o horário do dia mais 
 
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adequado para a coleta de exames específicos, bem como o uso ou a suspensão de 
algum medicamento e da prática de atividades físicas antes da coleta. Esses são 
exemplos de fatores que podem afetar diretamente o resultado dos exames e implicar 
recoletas (AYRES, 2020). 
Segundo Ayres (2020), quanto à coleta das amostras, que fica a cargo do 
laboratório ou dos técnicos de enfermagem hospitalares, é necessário que haja 
treinamentos e reciclagens periódicos, devido à importância dessa etapa em todos os 
processos seguintes. Coletadores bem treinados reduzem muito os índices de 
recoleta e aumentam a confiabilidade dos resultados, devido a simples fatores como 
o tempo de garroteamento, que influencia diretamente nos resultados de diversos 
parâmetros laboratoriais. Por fim, na etapa pré-analítica, está incluído o tempo de 
transporte da amostra do posto de coleta até o laboratório. 
Para o transporte, tanto o tempo como a temperatura e os recipientes de 
transporte são essenciais para garantir a confiabilidade dos resultados. 
Atualmente, com a distribuição de postos de coleta muitas vezes afastados 
da área técnica, esse ponto se torna ainda mais importante (XAVIER; DORA; 
BARROS, 2011 apud AYRES, 2020). 
A etapa analítica inclui a análise das amostras, incluindo o uso de reagentes, 
equipamentos e recursos humanos. A etapa analítica recebeu muita ênfase ao longo 
dos anos quanto aos cuidados técnicos e aos padrões de qualidade dos exames. Com 
a inclusão de automação para a maioria dos exames, a variabilidade e a chance de 
erros diminuíram consideravelmente. 
Além disso, os programas de controle de qualidade foram muito aprimorados, 
com a inclusão de testes de proficiência para controle interlaboratorial e programas 
de acreditação por empresas especializadas. Em função disso, a fase analítica se 
tornou a que apresenta a menor chance de erros laboratoriais (XAVIER; DORA; 
BARROS, 2011). 
A etapa pós-analítica é a fase que se inicia quando termina a análise da 
amostra, sendo concluída com a emissão do laudo. Nessa etapa, ocorre a verificação 
dos resultados pelo analista clínico, para analisar se são pertinentes, se houve algum 
erro de pipetagem ou outros problemas na fase analítica que possam comprometer o 
resultado obtido. Ainda, é feita uma comparação com resultados anteriores do 
paciente, quando houver, para checar se estão coerentes com a história clínica do 
paciente. Também pode ser feita em alguns laboratórios, especialmente nos 
 
9 
 
hospitalares, a verificação do prontuário do paciente, para checar se os resultados 
são compatíveis com a condição clínica. 
Em casos de dúvidas, muitas vezes, o médico solicitante pode ser contatado 
previamente à liberação do resultado, especialmente quando são encontrados 
resultados críticos para o atendimento do paciente, que podem exigir uma tomada de 
decisão médica imediata e que devem sempre ser comunicados com urgência. Nessa 
fase, também podem ocorrer eventualmente erros de digitação dos resultados no 
laudo, que estão se tornando menos frequentes devido ao interfaceamento dos 
resultados diretamente dos equipamentos e à emissão de laudos digitais, com fácil 
acesso para o médico e o paciente e maior confiabilidade (AYRES, 2020). 
2.3 Padrões de qualidade 
Para permitir uma melhor qualidade nos serviços prestados pelos laboratórios, 
evitando erros e oportunizando um serviço cada vez mais confiável e eficiente, os 
laboratórios necessitam investir em equipamentos modernos, pessoal qualificado, 
área física bem planejada e segura e em uma boa equipe de gestores (MCPHERSON; 
PINCUS, 2017). 
O custo inicial aparentemente alto para a implementação de um sistema de 
qualidade laboratorial gera economia a longo prazo, conforme mostra a Figura 02. 
Figura 02 - Comparação entre os custos de conformidade e não conformidade em 
laboratórios clínicos 
 
Fonte: Adaptado de BURTIS; BRUNS, 2016. 
 
10 
 
A avaliação dos métodos laboratoriais é diretamente influenciada por algumas 
diretrizes de órgãos de padronização, como o Clinical and Laboratory Standard 
Institute (CLSI) e a Organização Internacional para Padronização (ISO, do inglês 
International Organization for Standardization) (BURTIS; BRUNS, 2016). 
Para compreender em que se baseiam esses padrões, é importante conhecer 
as definições apresentadas a seguir de acordo com Ayres (2020). 
 Analito: substância analisada em um procedimento analítico. 
 Calibração: relação entre o sinal fornecido pelo instrumento utilizado e a 
concentração verdadeira do analito. 
 Comparação de métodos: comparação das medições obtidas por dois métodos, 
utilizando procedimentos estatísticos e representações gráficas. 
 Erro aleatório: erro que resulta de imprecisões da medição e que apresenta 
distribuição gaussiana (p. ex., variação na pipetagem, variabilidade do sinal). 
 Erro sistemático: erro na medição causado por viés na calibração ou por 
inespecificidade do ensaio e que se repete de modo constante em várias 
análises do mesmo analito, ou que varia de forma proporcional. 
 Especificidade analítica: habilidade de um ensaio em determinar 
especificamente a concentração do analito-alvo na presença de substâncias ou 
fatores potencialmente interferentes na amostra; 
 Incerteza: faixa de valores dentro da qual se espera que esteja o valor da 
quantidade sendo medida. 
 Intervalo de medição: faixa de concentração de analito na qual as medições 
estão dentro das tolerâncias declaradas para imprecisão e erro; também 
chamado “intervalo reportável”. 
 Limite de detecção: característica do ensaio, sendo o menor valor que excede 
significativamente as medidas de uma amostra de branco. 
 Rastreabilidade: série de comparações de medidas que levam a um valor de 
referência conhecido, realizada para garantir uma concordância razoável entre 
os métodos de medição de rotina. 
 Sensibilidade analítica: habilidade de um método analítico de avaliar pequenas 
variações na concentração do analito. 
 Veracidade: proximidade da concordância entre o valor médio obtido de uma 
grande série de resultados de medição e um valor real. 
 
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 Viés: diferença entre o valor médio e o valor real, que é expressa 
numericamente e está inversamente relacionada à veracidade. 
A frequência de erros laboratoriais, de acordo com a literatura, pode variar de 
1/100a 1/1.000. Isso se deve à diferente classificação dos erros nos diversos estudos. 
Porém, a maior parte dos erros ocorrem dentro da faixa da normalidade para o 
parâmetro testado, não impactando diretamente no paciente. Na maior parte dos 
estudos, observa-se um maior percentual de erros ocorrendo na fase pré-analítica, 
sendo a troca de amostras entre pacientes um dos mais comuns (AYRES, 2020). 
Os erros pré-analíticos também incluem amostras hemolisadas, coaguladas ou 
com volume insuficiente, problemas de identificação da amostra, coleta em tubo 
inadequado para o teste e armazenamento de forma errada. Os principais erros 
analíticos incluem problemas de calibração e mau funcionamento dos equipamentos. 
Entre os erros pós-analíticos mais comuns estão o envio de resultados para o médico 
errado e os atrasos na liberação dos resultados (MCPHERSON; PINCUS, 2017). 
O foco dos laboratórios privados e governamentais em reduzir as fontes de 
erros levou à implementação de ferramentas de gerenciamento da qualidade 
total (GQT) e melhoramento contínuo da qualidade (MCQ). O GQT é um 
sistema que foca nas equipes, nos processos, nas estatísticas e na entrega 
de produtos ou serviços que alcancem ou ultrapassem as expectativas dos 
clientes. Já o MCQ é um elemento do GQT que busca o melhoramento 
continuado das práticas, indo além do alcance dos padrões de qualidade 
(MCPHERSON; PINCUS, 2017 apud AYRES, 2020). 
Duas outras ferramentas muito utilizadas para melhorar a qualidade são a Lean 
Six Sigma. São processos independentes, mas que normalmente são combinados, 
formando a metodologia Lean Six Sigma. O Six Sigma é um programa de 
melhoramento de performance, que tem como chave a melhoria por meio da 
eliminação das variações no processo: melhor performance, melhor qualidade, melhor 
ponto de partida, maior satisfação do cliente e maior satisfação dos colaboradores. 
Trata-se de um processo estruturado, baseado em estatísticas e medidas 
quantitativas, por meio das quais os defeitos e erros do processo são analisados, as 
causas potenciais são identificadas e as melhorias são implementadas. O defeito é 
considerado algo que não atende aos requisitos do cliente, como um erro laboratorial, 
o atraso na liberação do resultado ou problemas de controle de qualidade 
(MCPHERSON; PINCUS, 2017). 
 
12 
 
Já o sistema Lean tem como objetivo a redução de desperdícios (“atividades 
sem valor agregado”) em processos de produção ou fabricação. Foi desenvolvido a 
partir de princípios utilizados pela empresa Toyota, para melhorar a qualidade e a 
eficiência na produção de automóveis, e foi aplicado aos métodos de produção de 
várias indústrias, incluindo os laboratórios clínicos. O sistema lean utiliza diversas 
técnicas, como a dos 5S, que abrange os seguintes termos provenientes do idioma 
japonês segundo Ayres (2020): 
 seiri — senso de utilização, uso eficiente de recursos; 
 seiton — senso de organização; 
 seiso — senso de limpeza; 
 seiketsu — senso de padronização e saúde; e 
 shitsuke — senso de disciplina. 
 
Outra técnica utilizada é o PDCA, sigla proveniente dos termos em inglês plan, 
do, check e act, ou planejar, fazer, checar e agir. O PDCA é utilizado para reduzir os 
custos, por meio da identificação de atividades diárias de trabalho que não agregam 
diretamente aos serviços do laboratório de forma eficiente ou custo-efetiva. Um 
laboratório LEAN utiliza menos recursos, reduz os custos, aumenta a produtividade, 
promove a moral da equipe e melhora a qualidade do cuidado com o paciente 
(MCPHERSON; PINCUS, 2017). 
Para o controle do desempenho dos métodos analíticos, são utilizadas 
amostras com valores conhecidos, e os valores obtidos pelo método testado são 
comparados com os valores esperados para aquele material. Os valores conhecidos 
são especificados como um intervalo de valores aceitáveis, incluindo um limite 
superior e um limite inferior para o material de controle. Quando os valores estão 
dentro dos limites esperados, isso indica que o método testado está com desempenho 
adequado. Quando os valores ficam abaixo ou acima do esperado, pode haver 
problemas metodológicos, que devem ser testados um a um, para se determinar a 
fonte de erro (BURTIS; BRUNS, 2016). 
Podem ser problemas com os reagentes utilizados, com o operador ou, até 
mesmo, algum problema mecânico do equipamento. Os controles podem ser 
classificados em internos e externos, conforme descrito a seguir. 
 
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 Controle interno: o controle interno busca comparar o desempenho de um 
teste em vários momentos de um mesmo dia ou de um dia para o outro e ao 
longo do mês, a fim de detectar quando ocorrerem variações que possam 
impactar na confiabilidade do teste. Para isso, são utilizados geralmente 
materiais de controle comercial produzidos pela mesma empresa que fornece 
os reagentes. 
 
Os controles comerciais necessitam ter estabilidade e ser disponibilizados em 
alíquotas ou frascos que permitam a sua utilização por longos períodos. A variação 
entre os frascos deve ser mínima, permitindo que as variações observadas possam 
ser atribuídas a outras variáveis do método. 
O material de controle deve ser o mais próximo possível ao material analisado 
na rotina e, de preferência, de origem humana — mas, devido à escassez e aos riscos 
biológicos, eventualmente podem ser utilizados materiais de fonte animal. Para se 
verificar o desempenho do método diante de valores normais e alterados, devem-se 
utilizar controles dentro da faixa normal e controles para faixas alteradas. 
Muitas vezes, os materiais de controle se apresentam liofilizados ou 
congelados, para aumento do tempo de estabilidade. Porém, deve-se ter cuidado com 
a reconstituição desses materiais quando for o caso, com o intuito de não alterar suas 
características (BURTIS; BRUNS, 2016). 
 
 Controle externo: o controle externo serve para realizar a comparação de 
resultados entre diferentes laboratórios, com o objetivo de verificar se há uma 
homogeneidade nos resultados de diferentes laboratórios que utilizam a 
mesma metodologia. Os materiais de controle são enviados para diversos 
laboratórios, que realizam os testes e enviam para a sociedade profissional ou 
o fabricante dos controles, que compara os resultados de cada laboratório com 
a média dos resultados do grupo inteiro. 
 
Caso o laboratório apresente diferença estatística em relação aos resultados 
do grupo, é necessário que seja detectada a fonte de erro e sejam adotadas medidas 
corretivas. Em seguida, é enviado novo material, e se verifica se as medidas tomadas 
surtiram efeito (BURTIS; BRUNS, 2016). 
 
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2.4 Condutas para a execução correta dos exames laboratoriais 
Para garantir a qualidade dos exames e a correta execução é indispensável 
que o laboratório realize o controle interno da qualidade e os ensaios de proficiência. 
As informações do desempenho do laboratório nos programas de ensaio de 
proficiência e controle interno são unificadas para se definir a estratégia de 
especificação da qualidade analítica, ampliando a análise da performance analítica do 
exame e aprimorando a agilidade na tomada de decisões. Para garantir a qualidade, 
é necessário padronizar os processos envolvidos, desde a solicitação médica dos 
exames até a liberação do laudo, prevenir, detectar, identificar e corrigir erros ou 
variações que possam ocorrer em todas as fases do teste (pré-analítica, analítica e 
pós-analítica). Assim, será possível assegurar a monitoração da qualidade dos 
resultados (SBPC/ML, 2017). 
A acreditação laboratorial é outra forma de complementar a qualidade nos 
processos laboratoriais. Não é obrigatória, mas é um diferencial para o laboratório, 
pois valida seu compromisso com o serviço prestado. Laboratórios que não a utilizam 
estão mais vulneráveis a cometer erros e fornecer resultados incorretos. Os indivíduos 
que realizam exames num laboratório certificadotêm a garantia de que o seu exame 
está sendo feito de acordo com rígidos critérios para que os resultados sejam os mais 
precisos possíveis. Os programas de acreditação foram criados como uma resposta 
às persistentes alegações de práticas inadequadas, inexistência de padrões, fraudes 
e desempenho ruim dos laboratórios clínicos (SBPC/ML, 2017). 
De acordo com o objetivo do laboratório e a necessidade do momento, é 
possível escolher a instituição mais indicada: 
 Programa de Acreditação de Laboratórios Clínicos (PALC) da Sociedade 
Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML); 
 Departamento de Inspeção e Credenciamento da Qualidade (DICQ) da 
Sociedade Brasileira de Análises Clínicas (SBAC); 
 Colégio Americano de Patologia (CAP): emite uma acreditação de cunho 
internacional. Os profissionais responsáveis pelo uso e pela manutenção do 
equipamento devem documentar a manutenção dos equipamentos e as 
calibrações realizadas internamente, em conformidade às exigências do 
Instituto Nacional de Metrologia (INMETRO). 
 
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Os certificados de calibração dos padrões e instrumentos de medição devem 
estar de acordo com os requisitos estabelecidos pela Associação Brasileira de 
Normas Técnicas como ABNT NBR ISO/IEC 17025, Requisitos Gerais para 
Competência de Laboratórios de Ensaio e Calibração. Confira no Quadro 01 as 
principais RDC’s que devem ser seguidas pelos laboratórios de análises clínicas. 
(CAVAGNOLLI, 2021). 
 
Quadro 01 - Principais RDC’s que devem ser seguidas pelos laboratórios de 
análises clínicas 
Fonte: CAVAGNOLLI, 2021. 
 
 
 
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O Ministério do Trabalho e Emprego (MTE), constitui informações sobre 
direitos, deveres e obrigações que devem ser cumpridos pelo trabalhador e pelo 
empregado a fim de garantir que o trabalho seja seguro e sadio, prevenindo acidentes 
e doenças ocupacionais. 
As NR’s nº 01 (Disposições gerais e gerenciamento de riscos ocupacionais), nº 
07 (Programa de controle médico de saúde ocupacional -PCMSO), nº 09 (Avaliação 
e controle das exposições ocupacionais a agentes físicos, químicos e biológicos) e nº 
18 (Condições de segurança e saúde no trabalho na indústria da construção), tiveram 
o prazo para início de vigência dos novos textos prorrogados conforme a Portaria 
SEPRT nº 1.295/2021 (BRASIL, 2021). 
 
 NR-6: Regulamenta o uso de EPIs. Para funcionários com deficiência, os EPIs 
devem ser adaptados pelo próprio fabricante com certificado de aprovação. 
Caso o certificado já tenha sido emitido, não é necessária a emissão de um 
novo. 
 NR-32: Institui as medidas de segurança e proteção à saúde de quem trabalha 
em serviços de saúde e de quem exerce atividades de promoção e assistência 
à saúde, estando expostos a riscos biológicos. Seguem as atualizações: 
O empregador deve elaborar e implementar Plano de Prevenção de Riscos 
de Acidentes com Materiais Perfurocortantes, conforme as diretrizes 
estabelecidas no Anexo III desta Norma Regulamentadora. As empresas que 
produzem ou comercializam materiais perfurocortantes devem disponibilizar, 
para os trabalhadores dos serviços de saúde, capacitação sobre a correta 
utilização do dispositivo de segurança. O empregador deve assegurar, aos 
trabalhadores dos serviços de saúde, a capacitação prevista no subitem 
32.2.4.16.1 (BRASIL, 2011 apud CAVAGNOLLI, 2021). 
 
 
 
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3 NORMAS TÉCNICAS 
Fonte: bit.ly/3VJ9Ln9 
 
Os laboratórios de análises clínicas devem atuar de acordo com as normas 
técnicas, a fim de garantir a correta execução dos exames. Neste capítulo, você vai 
estudar as principais normas técnicas para laboratórios de análises clinicas incluído o 
laboratório de bacteriologia. 
O laboratório precisa cumprir as exigências legais das resoluções da Agência 
de Vigilância Sanitária (Anvisa) definidas por Resoluções da Diretoria Colegiada 
(RDC), que inclui a RDC nº 50/2002, a RDC nº 302/2005, a RDC nº 063/2011 e a RDC 
nº 222/2018. É importante também seguir as normas de segurança e saúde no 
trabalho em serviços de saúde, quais sejam: a Norma Regulamentadora 32 (NR-32) 
e a Norma Regulamentadora 6 (NR-6) para uso de EPIs (AYRES, 2020). 
Essas normas preconizam que os laboratórios devem seguir regras para a 
construção de salas de coleta de sangue e de procedimentos para a coleta e de outros 
líquidos biológicos, assim como outros setores do laboratório. Equipamentos de 
proteção individual devem ser oferecidos pelo laboratório de modo a garantir 
segurança e saúde no trabalho conforme as normas estabelecidas. 
Os laboratórios clínicos, como estabelecimentos de saúde, são altamente 
regulados, com o intuito primordial de proteger a população contra práticas 
profissionais inadequadas e que possam expor a saúde das pessoas a riscos. De 
 
18 
 
modo geral, a legislação que se aplica aos estabelecimentos de saúde se constitui 
pelas normas listadas a seguir (KELLER, 2014). 
 Lei Federal nº 6437, de 20 de agosto de 1977 - Lei das Infrações Sanitárias. 
 Código de Defesa do Consumidor (Lei nº 8.078, de 11 de setembro de 1990). 
 Legislação estadual e municipal. 
 Regulamentações do Ministério da Saúde (MS), da Agência Nacional de 
Vigilância Sanitária (Anvisa), da Agência Nacional de Saúde Suplementar, dos 
estados e municípios (decretos, portarias, resoluções, instruções normativas). 
 Regulamentos dos conselhos de classe profissional. Quanto à legislação que 
se aplica de modo mais específico aos laboratórios de análises clínicas, 
podemos citar os regulamentos listados a seguir (KELLER, 2014). 
 Resolução de Diretoria Colegiada (RDC) da Anvisa nº 302, de 13 de outubro 
de 2005, que dispõe sobre o regulamento técnico para o funcionamento de 
laboratórios clínicos. 
 RDC Anvisa nº 50, de 21 de fevereiro de 2002, que dispõe sobre o regulamento 
técnico para planejamento, programação, elaboração e avaliação de projetos 
físicos de estabelecimentos assistenciais de saúde. 
 RDC Anvisa nº 189, de 18 de julho de 2003, que dispõe sobre a 
regulamentação dos procedimentos de análise, avaliação e aprovação dos 
projetos físicos de estabelecimentos de saúde no Sistema Nacional de 
Vigilância Sanitária. 
 Portaria do Gabinete do Ministro/MS (GM/MS) nº 3523, de 28 de agosto de 
1998 - regulamento técnico da qualidade do ar de interiores — e Resolução 
(RE) Anvisa nº 09, de 16 de janeiro de 2003, que tratam dos padrões de 
qualidade do ar em ambientes climatizados. 
 Portaria GM/MS nº 2914, de 12 de dezembro de 2011, que dispõe sobre a 
qualidade da água para consumo humano e trata da água reagente. 
 Decreto Presidencial nº 5296, de 02 de dezembro de 2004, que regulamenta 
as Leis n° 10.048, de 8 de novembro de 2000 - que dá prioridade de 
atendimento às pessoas portadoras de deficiência, aos idosos com idade igual 
ou superior a 60 anos, às gestantes e lactantes e às pessoas acompanhadas 
por crianças de colo - e n° 10.098, de 19 de dezembro de 2000 - que estabelece 
normas gerais e critérios básicos para a promoção da acessibilidade. 
 
19 
 
 RE Anvisa n° 2605, de 11 de agosto de 2006, que trata de produtos de uso 
único e proibidos de reprocessamento. 
 RE Anvisa n° 2606, de 11 de agosto de 2006, que trata do reprocessamento 
de produtos médicos. 
 RDC Anvisa n° 306, de 07 de dezembro de 2004, que dispõe sobre resíduos 
de serviços de saúde e estabelece o plano de gerenciamento de resíduos de 
serviços de saúde. 
 Portaria MS/GM nº 1.271, de 6 de junho de 2014, que define a lista nacional de 
notificação compulsória de doenças, agravos e eventos de saúde pública nos 
serviços de saúde públicos e privados em todo o território nacional. 
 Norma Regulamentadora (NR) nº 32, que dispõe sobre segurança e saúde no 
trabalho em serviços de saúde. 
 Portaria GM n° 485, de 11 de novembro de 2005, aprova a NR 32. 
 Portaria GM n° 939, de 18 de novembro de 2008, complementa a NR 32. 
 RDC Anvisa n° 02, de 25de janeiro de 2010, que dispõe sobre a gestão de 
tecnologias - estabelece critérios mínimos a serem seguidos para o 
gerenciamento de tecnologias em saúde utilizadas na prestação de serviços de 
saúde, de modo a garantir a sua rastreabilidade, a sua qualidade, a sua 
eficácia, a sua efetividade e a sua segurança e, no que couber, o seu 
desempenho, desde a entrada no estabelecimento de saúde até́ o seu destino 
final. 
 RDC Anvisa nº 20, de 10 de abril de 2014, que dispõe sobre o regulamento 
sanitário para o transporte de material biológico. 
 RDC Anvisa n° 63, de 25 de novembro de 2011, que trata dos requisitos de 
funcionamento de serviços de saúde (AYRES, 2020). 
 RDC Anvisa nº 222 de 28 de março de 2018, regulamenta as Boas Práticas de 
Gerenciamento dos. Resíduos de Serviços de Saúde e dá outras providências. 
 
20 
 
4 PATOGENICIDADE BACTERIANA 
Fonte: bit.ly/3eP87zZ 
 
O homem abriga em seu corpo uma variedade imensa e complexa de 
microrganismos, os quais buscam benefícios, como alimentos e ambiente ideal para 
o seu crescimento. Na maioria das vezes, esses microrganismos não trazem qualquer 
prejuízo à saúde humana, podendo, inclusive, beneficiá-la, como o fato de ajudar na 
proteção contra microrganismos patogênicos e na estimulação do sistema imune 
(SOUZA, 2019). 
De acordo com Souza (2019) a interação entre eles e os hospedeiros pode ser 
neutral, benéfica ou patogênica. Neste último caso, os microrganismos utilizam 
estruturas especializadas ou deficiências do hospedeiro para infectá-lo, causando 
danos no seus tecidos e células. 
Nosso corpo é formado por bilhões de células e, entre elas, temos diferentes 
tipos, como neurônios, células musculares, epiteliais e do sangue. Além 
delas, em nosso corpo, existe uma grande quantidade de células exógenas, 
representada por microrganismos como fungos e bactérias. Existe, assim, um 
equilíbrio entre os componentes, e a presença dos microrganismos é 
fundamental para o bom funcionamento de alguns tecidos e órgãos 
(MADIGAN et al. 2016 apud SOUSA, 2019). 
Em algumas ocasiões, esse equilíbrio é quebrado, e agentes denominados 
patógenos conseguem infectar o corpo, causando lesões. Esses microrganismos 
podem utilizar estruturas especializadas, toxinas e enzimas para invadir ao hospedeiro 
 
21 
 
e, muitas vezes, aproveitam momentos de baixa imunidade do indivíduo para atacar 
(são os chamados patógenos oportunistas) (SOUSA, 2019). 
4.1 Microbiota normal 
O ser humano convive com muitos microrganismos permanentemente em seu 
corpo, desde o nascimento até a morte, sem que necessariamente causem doenças. 
Eles estão presentes na pele, nas mucosas e em outros locais do corpo humano, 
usufruindo dos nutrientes, da temperatura, da umidade, da pressão osmótica e do pH 
do hospedeiro para utilizarem como fonte de energia e se multiplicarem (SOUZA, 
2019). 
Segundo Souza (2019) essa população de microrganismos são comensais 
(relação simbiótica), pois colonizam o ser humano sadio de forma harmônica em 
busca de benefícios, normalmente não trazendo problemas. Além disso, são 
denominados como microbiota normal ou flora normal, fazendo parte milhares de 
espécies de bactérias, arqueas, fungos, vírus e protozoários. 
Muitos deles podem, inclusive, trazer benefícios ao ser humano, como 
proteção contra infecções causadas por organismos patogênicos, digestão 
de alimentos, produção de vitaminas e estimulação da imunidade. Em termos 
evolutivos, os microrganismos que compõem a microbiota normal são mais 
adaptados ao homem do que aqueles microrganismos extremamente 
patogênicos, pois estes podem levar a óbito, o que não é vantajoso para o 
microrganismo (MURRAY et al. 2004; TORTORA; FUNKE; CASE, 2017 apud 
SOUZA, 2019) 
Além dos microrganismos que formam a microbiota normal (de forma 
permanente), existem alguns que colonizam o homem de forma transitória 
(permanecem por horas, dias ou semanas) e normalmente não são patogênicos, os 
quais são chamados de microbiota transitória (SOUZA, 2019). 
Os microrganismos que vivem no corpo humano colonizam virtualmente todas 
as superfícies expostas ao ambiente externo. A microbiota está presente na boca, no 
estômago, no intestino, nos tratos genitourinário e respiratório, nos olhos, na pele, etc. 
Embora esta se distribua por todas as áreas de contato com o exterior, a maior parte 
da colonização (cerca de 70%) ocorre no trato gastrointestinal (ANTUNES, 2014). 
Além dessa variação no tempo, o conjunto de microrganismos também exibe 
grandes diferenças espaciais. No trato gastrointestinal, por exemplo, cada segmento 
 
22 
 
do tubo digestivo tem micróbios relativamente específicos. No estômago, são comuns 
bactérias dos gêneros Lactobacillus, Veillonella e Helicobacter. No intestino delgado, 
predominam estreptococos, actinobactérias e corinebactérias. No intestino grosso, 
algumas das bactérias mais abundantes são os gêneros Bacteroides e Clostridium 
(ANTUNES, 2014). 
 
Quadro 02 - Principais bactérias comensais e localização 
Localização Bactérias comensais mais comuns 
Pele Acinetobacter, Brevibacterium, Clostridium perfringens, 
Corynebacterium, Enterobacter, Klebsiella, Micrococus, 
Propionibacterium, Proteus, Pseudomonas, Streptococcus, 
Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis e outros 
estafilococos coagulase negativos. 
Cavidade oral Actinomyces, Bacteroides, Corynebacterium, 
Trato respiratório 
superior 
Corynebacterium, Haemophilus, Neisseria, Staphylococcus, 
Streptococcus, Veillonella. 
Ouvidos externos Staphylococcus coagulase negativo 
Olhos Corynebacterium, Haemophilus, Neisseria, Sthaphylococcus, 
Streptococcus, Veillonella 
Estômago Lactobacillus, Streptococcus 
Intestino delgado Peptostreptococcus, Parphyromonas, Prevotella. 
Intestino grosso Bacteroides, Bifidobacterium, Citrobacter, Enterococcus, 
Enterobacter, Escherichia coli, Eubacterium, Fusobacterium, 
Klebsella, Lactobacillus, Proteus. 
Uretra anterior Lactobacillus, Staphylococcus coagulase negativo e 
Streptococcus; 
Vagina Gardnerella, Lactobacillus, Staphylococcus, Streptococcus; 
Fonte: Adaptado de ANTUNES, 2014. 
4.2 Propriedades patogênicas dos microrganismos 
Segundo Souza (2019), a patogenicidade é a capacidade que os 
microrganismos têm de causar doenças ao superarem o sistema imunológico do 
hospedeiro, enquanto a virulência se refere ao grau ou à extensão da patogenicidade 
(refere-se a uma capacidade quantitativa). Existem algumas propriedades que 
indicam que um microrganismo tem potencial de patogenicidade. 
 
23 
 
Quadro 03 - Principais propriedades patogênicas 
Adesão (ou aderência ou fixação) 
É a capacidade de as bactérias se aderirem às células epiteliais do hospedeiro ou a 
superfícies, formando biofilmes. Esta é uma etapa importante para causar infecção, pois, 
caso contrário, a bactéria pode ser eliminada do organismo. Existem alguns fatores de 
adesão que podem estar presentes na bactéria, como proteínas de aderência, ácido 
lipoteicoico, cápsula, fímbrias, pili e flagelos. 
Invasão 
É a capacidade que o microrganismo tem de penetrar nas células ou nos tecidos do 
hospedeiro, de forma a permitir a sua disseminação e a propagação da doença. 
Toxicidade 
É a capacidade que o microrganismo tem de produzir a toxina que causa doença no 
hospedeiro. Os microrganismos podem produzir exotoxinas, que são as proteínas tóxicas 
liberadas pelos patógenos enquanto eles crescem (p. ex., enterotoxinas produzidas pelas 
bactérias Clostridium perfringens e Bacillus cereus que causam intoxicação alimentar) ou 
podem produzir endotoxinas — que são os lipopolissacarídeos (LPS) tóxicos que causam 
febre, hipotensão e choque séptico —, as quais são produzidas somente pelas bactérias 
gram-negativas, já que somente elas têm LPS em suas membranas externas. 
Resistência a antimicrobianos e a desinfetantes 
Microrganismos com resistência a antimicrobianos e desinfetantes comumente utilizadossão 
mais virulentos e têm maior potencial de causar doença. 
Fonte: Adaptado de ANTUNES, 2014. 
4.3 Penetração dos agentes patogênicos 
A adesão dos microrganismos às células do hospedeiro geralmente envolve 
interações específicas. Alguns fatores de adesão são macromoléculas que não estão 
covalentemente ligadas aos patógenos e revestem a superfície da bactéria 
(glicocálix). Um exemplo de glicocálix é a cápsula de Bacillus anthracis (causadora do 
antraz), formada por ácido D-glutâmico (MADIGAN et al. 2016). 
Além da participação das cápsulas na adesão celular, também podem contribuir 
à evasão dos mecanismos de defesa do hospedeiro. Assim, por exemplo, a cápsula 
de Neisseria meningitidis e de Streptococcus pneumoniae evita que os fagócitos se 
liguem à bactéria. Outro tipo de fator antifagocitário são as proteínas de parede celular 
de algumas bactérias, como a proteína A de Staphylococcus aureus, que se liga à 
IgG, evitando a ativação do complemento (LEVINSON, 2016). 
 
24 
 
Quadro 04 - Fatores de aderência de patógenos microbianos 
Fator Exemplo 
 
 
Cápsula/camada limosa 
Escherichia coli - a cápsula promove a 
aderência à borda em escova das 
microvilosidades intestinais. 
Streptococcus mutans - a camada limosa de 
dextrana promove a ligação às superfícies 
dentárias; 
 
 
Proteína de aderência 
Streptococcus pyogenes - a proteína M na 
célula liga-se a receptores da mucosa 
respiratória; 
Neisseria gonorrhoeae - a proteína Opa na 
célula liga-se aos receptores CD66 do 
epitélio. 
 
 
Ácido lipoteicoico 
Streptococcus pyogenes - o ácido lipoteicoico 
facilita a ligação ao receptor da mucosa 
respiratória (em conjunto com a proteína M). 
 
 
 
 
Fímbrias (pili) 
Neisseria gonorrhoeae - os pili facilitam a 
ligação ao epitélio; 
Espécies de Salmonella - fímbrias do tipo I 
facilitam a ligação ao epitélio do intestino 
delgado; 
Escherichia coli patogênica - antígenos de 
fatores de colonização (CFAs) facilitam a 
ligação ao epitélio do intestino delgado. 
Fonte: Adaptado de MADIGAN et al. 2016. 
A invasão ao hospedeiro não seria possível sem a participação de enzimas 
produzidas pelos patógenos. Entre elas, temos coagulase, colagenase, hialuronidase, 
protease de IgA e leucocidinas. A coagulase favorece a formação de um coágulo de 
fibrina que isola ao patógeno e oferece proteção da fagocitose (um bom exemplo é 
Staphylococcus aureus). 
As enzimas hialuronidase e colagenase permitem a invasão do tecido 
subcutâneo ao degradar ácido hialurônico e colágeno, respectivamente, e 
foram associadas à formação de celulite causada pela bactéria Streptococcus 
pyogenes. As proteases de imunoglobulina A podem degradar IgA, 
favorecendo a adesão com as membranas mucosas. Por sua parte, as 
leucocidinas ajudam no combate a macrófagos e neutrófilos (LEVINSON, 
2016 apud SOSA, 2019). 
Alguns microrganismos são capazes de sobreviver dentro da célula hospedeira 
e são denominados patógenos intracelulares. Dentro das bactérias mais 
representativas desse grupo, temos Brucella, Listeria e Mycobacterium e, em relação 
aos fungos, um exemplo conhecido é Histoplasma. O fato de permanecer dentro da 
célula hospedeira favorece sua proteção contra mecanismos de defesa extracelulares, 
 
25 
 
como neutrófilos e anticorpos. Para poder sobreviver intracelularmente, esses 
patógenos possuem vários mecanismos de defesa, como (LEVINSON, 2016): 
 Impedir a fusão do fagossomo com o lisossomo, evitando enzimas de 
degradação; 
 Inibir a acidificação do fagossomo, diminuindo a eficácia de enzimas 
degradativas; 
 Fugir do fagossomo para o citoplasma. 
Para invadir o hospedeiro, as bactérias utilizam estruturas proteicas 
denominadas “invasinas”, que interagem especificamente com receptores celulares 
da família das integrinas. Depois de entrar na célula, as bactérias podem ficar no 
citoplasma ou dentro de vacuólos (como fagossomos). Outra alternativa é migrar para 
células vizinhas por meio da formação de túneis de actina. Dessa forma, patógenos 
como Listeria monocytogenes conseguem invadir células vizinhas, evitando 
mecanismos de defesa. 
4.4 Danos às células do hospedeiro 
As bactérias podem causar doenças por meio de dois mecanismos: produção 
de toxinas e invasão e inflamação. As toxinas podem ser divididas em exotoxinas, 
quando são liberadas pela bactéria, e endotoxinas, não liberadas e geralmente 
formadas por lipopolissacarídeos da parede celular (LEVINSON, 2016). 
 
Quadro 05 - Relação propriedades patogênicas exotoxina e endotoxina 
Propriedades Exotoxina Endotoxina 
Fonte Certas espécies de bactérias 
gram-positivas e gram-
negativas. 
Parede celular de bactérias 
gram-negativas. 
Secretada pela célula Sim Não 
Química Polipeptídeo Lipopolissacarídeo 
Localização dos genes Plasmídeo ou bacteriófago Cromossomo bacteriano 
Toxicidade Alta (dose letal da ordem de 
1micrograma). 
Baixa (dose letal da ordem de 
centenas de microgramas). 
Efeitos clínicos Inúmeros efeitos. Febre e choque. 
Modo de ação Inúmeras maneiras Inclui TNF e interleucina 1 
Antigenicidade Induz altos títulos de 
anticorpos, denominados 
antitoxinas. 
Pouco antigênica. 
 
26 
 
Vacinas Toxoides utilizados como 
vacinas. 
Ausência de 
formação de toxoides e 
nenhuma vacina disponível. 
Estabilidade térmica Rapidamente destruídas a 
60°C (exceto pela 
enterotoxina estafilocócica). 
Estável a 100°C por 1 hora. 
Doenças típicas Tétano, botulismo e difteria. Meningococemia, 
septicemia, por bacios gram-
negativos. 
Fonte: Adaptado de LEVINSON, 2016. 
5 TÉCNICAS DE COLORAÇÃO EM BACTERIOLOGIA CLÍNICA 
Fonte: bit.ly/3gcDrsC 
 
A identificação de espécies bacterianas faz parte da rotina de laboratórios de 
bacteriologia clínica. Dessa forma, diferentes técnicas de coloração são utilizadas 
para que seja possível observar as bactérias em microscopia de campo claro, já que 
os corantes aumentam o contraste e facilitam a visualização. Neste capítulo, você vai 
aprender a caracterizar e diferenciar as bactérias gram-positivas e gram-negativas e 
entender como elas são coradas pela técnica coloração de Gram, além de saber o 
que são bactérias álcool-acidorresistentes, por que elas não são coradas pela 
coloração de Gram e qual é a técnica de coloração utilizada para essas bactérias. 
Você ainda vai aprender, neste capítulo, outras técnicas de coloração que são 
utilizadas na bacteriologia clínica (SOUZA, 2020). 
 
27 
 
5.1 Bactérias gram-positivas e gram-negativas 
As bactérias podem ser classificadas como gram-positivas ou gram-negativas. 
Essa classificação é feita de acordo com a resposta à coloração de Gram em 
diferenças estruturais nas paredes celulares (TORTORA; FUNKE; CASE, 2017). 
 
Fonte: bit.ly/3eJdfpo 
 
 
Quadro 06 - Bactérias gram-negativas 
 
Bactérias gram-negativas 
 As paredes celulares das bactérias gram-negativas têm uma ou poucas camadas de 
peptidoglicano, mas são mais complexas estrutural e quimicamente em relação às gram-
positivas. Somente as gram-negativas têm uma membrana externa, que é constituída de 
LPSs, lipoproteínas e fosfolipídios. 
 As funções da membrana externa incluem manter a estrutura bacteriana, conferir defesa 
celular e funcionar como uma barreira de permeabilidade a grandes moléculas (por exemplo, 
metais pesados, enzimas digestórias, como a lisozima, e antibióticos) e moléculas hidrofóbicas 
(por exemplo, detergentes). 
A membrana externa, porém, permite uma permeabilidade seletiva por intermédio das 
proteínas da membrana — chamadas de porinas —, as quais formam canais que permitem a 
passagem de determinadas moléculas, como nucleotídeos, dissacarídeos, peptídeos, 
aminoácidos, vitamina B12 e ferro. 
 
28 
 
Algumas espécies de bactérias gram-negativas têm enzimas β-lactamases no espaço 
periplásmico, que degradam antibióticos da classe β-lactâmicos, como, por exemplo, a 
penicilina, podendo ser, portanto, naturalmente resistentes a essa classede antibióticos. 
O LPS, constituinte da membrana externa, é uma molécula grande, anfipática 
(extremidades hidrofóbicas e hidrofílicas) e complexa. O LPS é uma endotoxina extremamente 
tóxica, sendo considerado um potente estimulador de respostas imunológicas no hospedeiro, 
podendo causar febre, choque e outros sintomas graves. O LPS é constituído por três 
unidades distintas: 
Lipídio A — responsável pelos efeitos tóxicos; 
• cerne polissacarídeo — formado por cinco açúcares ligados ao lipídio A, tem a função 
estrutural de estabilidade; 
• polissacarídeo O (ou antígeno O) — composto por moléculas de açúcar, tem a função 
de antígeno, sendo útil para diferenciar espécies bacterianas gram-negativas, já que existe 
grande variabilidade entre espécies e cepas bacterianas. 
Fonte: Adaptado de SOUZA, 2019. 
Algumas bactérias gram-negativas, como Neisseria meningitidis, N. 
gonorrhoeae, Haemophilus influenzae e H. ducreyi, não têm LPS na membrana 
externa, mas têm uma molécula semelhante, o lipo-oligossacarídeo, que é um 
importante fator de virulência causador de febre e outros sintomas. Outros exemplos 
de bactérias gram-negativas são Escherichia coli, Salmonella enterica e 
Pseudomonas aeruginosa (BROOKS et al. 2014; LEVINSON, 2016; MURRAY et al. 
2004; TORTORA; FUNKE; CASE, 2017). 
 
 
Quadro 07 - Bactérias gram-positivas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
29 
 
Bactérias gram-positivas 
 As paredes celulares das bactérias gram-positivas são mais espessas e rígidas em 
comparação às das gram-negativas, pois têm várias camadas de peptidoglicano. O espaço 
periplásmico também está presente, porém, nas bactérias gram-positivas, há uma camada 
granular composta por ácido lipoteicoico (SOUZA, 2019). 
Apenas as bactérias gram-positivas contêm ácidos teicoicos (presente na maioria das 
espécies de bactérias gram-positivas), que são polímeros hidrossolúveis de poliol fosfatos 
situados na camada externa da parede celular. Quando estão ligados à camada de 
peptidoglicano, são classificados como ácidos teicoicos da parede, porém, quando 
atravessam a camada de peptidoglicano, ligando-se aos lipídios da membrana citoplasmática, 
são classificados como ácidos lipoteicoicos (têm um ácido graxo). 
Os ácidos teicoicos são antígenos de superfície das bactérias gram-positivas que 
favorecem a ligação com outras bactérias e receptores específicos de células de mamíferos 
(fenômeno patogênico chamado de aderência), podendo ser utilizados na diferenciação de 
sorotipos bacterianos. 
Além disso, os ácidos teicoicos são importantes fatores de virulência, pois são 
capazes de induzir choque séptico no hospedeiro. Alguns exemplos de bactérias gram-
positivas são: Streptococcus agalactiae, Staphylococcus aureus, Corynebacterium diphtheriae 
e Bacillus anthracis (BROOKS et al. 2014; LEVINSON, 2016; MURRAY et al. 2004; 
TORTORA; FUNKE; CASE, 2017). 
5.2 Gram-negativos fermentadores 
Os bacilos gram-negativos fermentadores de glicose são constituídos por 42 
gêneros e mais de 100 espécies. Algumas dessas espécies são patogênicas, 
causando infecções tanto no homem quanto nos animais, outras são patógenos 
oportunistas. As enterobactérias podem ser diferenciadas com base em suas 
características bioquímicas segundo Splendore (2018). 
 São bacilos gram-negativos; 
 Fermentam a glicose com ou sem produção de gás; 
 São aeróbios e anaeróbios facultativos; 
 A maioria reduz nitrato a nitrito; 
 A maioria é oxidase negativa e catalase positiva; 
 Podem ser móveis por flagelos peritríquios ou imóveis; 
 Crescem bem em meios comuns de cultura, como ágar MacConkey; 
 São encontradas no trato gastrintestinal de animais e seres humanos. 
 
30 
 
As principais enterobactérias de importância clínica são: Escherichia coli, 
Klebsiella spp., Enterobacter spp., Proteus spp., Providencia spp., Morganella spp., 
Citrobacter spp., Salmonella spp., Shigella spp. e Serratia spp. 
5.3 Patologias e sintomatologia associadas aos bacilos fermentadores 
As enterobacteriaceaes podem causar infecções intestinais e extraintestinais. 
As infecções extraintestinais podem ser localizadas ou sistêmicas. As infecções 
localizadas mais frequentes são as das vias urinárias, dos pulmões, do sistema 
nervoso central, da pele e de feridas. 
As infecções, tanto intestinais como extraintestinais, podem permanecer 
localizadas ou se transformarem em infecções sistêmicas, como as bacteremias. Esta 
transformação se dá em consequência da translocação das enterobactérias presentes 
no intestino para a corrente sanguínea. Vários fatores podem favorecer essa 
translocação. Todos os representantes das enterobactérias, por serem organismos 
gram-negativos, contêm endotoxina na parede celular. Além disso, várias exotoxinas 
são produzidas causando diarreia (SPLENDORE, 2018). 
Quadro 08 - Principais agentes etiológicos e dados clínicos 
 
Agente etiológico 
 
 
Dados clínicos comuns 
E. coli enterotoxigênica (ETEC) Diarreia, náuseas e cólicas abdominais. 
E. coli enteropatogênica (EPEC) Diarreia, náuseas e cólicas abdominais. 
 Diarreia, febre e cólicas abdominais. 
E coli enterohemorrágica (EHEC) Púrpura trombocitopênica e insuficiência 
renal aguda, diarreia sanguinolenta, fortes 
cólicas abdominais. 
E coli enteroinvasora Diarreia que pode ser sanguinolenta, febre e 
cólicas abdominais. 
Salmonella Typhi Febre, anorexia, indisposição, cefaleia, 
mialgia, diarreia e constipação. 
Outras salmoneloses Diarreia, febre e cólicas abdominais. 
Shigella sp Diarreia, cólicas e febre. 
Yersinia enterocolitica Diarreia e dor abdominal severa. 
Vibrio cholerae Diarreia aquosa geralmente acompanhada de 
vômito. 
Vibrio parahaemolyticus Diarreia 
Campylobacter Diarreia geralmente sanguinolenta, dor 
abdominal e febre. 
Listeria monocytogenes Diarreia, febre e cólicas abdominais. 
Clostridium perfringens Diarreia e cólicas abdominais. 
Klebsiella Febre acima de 39°C, aumento da frequência 
cardíaca, dificuldade para respirar. 
Fonte: SPLENDORE, 2018. 
 
31 
 
5.4 Coloração de gram 
Fonte: bit.ly/3golCXA 
 
Desenvolvida pelo médico dinamarquês Hans Christian Joachim Gram em 
1884, tem como fundamento o fato de que as bactérias, quando coradas por derivados 
próximos da rosanilina (violeta genciana, cristal-violeta, metilvioleta, etc.) e depois de 
tratadas pelo iodo (solução iodo-iodetada, conhecida como lugol), formam um 
composto de coloração escura, entre o iodo e o corante, chamado iodopararosanilina. 
Este composto, nas bactérias gram-positivas, é fortemente retido e não pode ser 
facilmente removível pelo tratamento posterior com o álcool, ao passo que nas gram-
negativas este composto é facilmente descorado pelo álcool (NOGUEIRA; SOUZA, 
2009). 
Durante as primeiras etapas da coloração o corante cristal de violeta e o iodo 
são incorporados ao citoplasma das bactérias, entretanto, ao adicionar um 
descorante, algumas bactérias se tornam incolores, sendo então denominadas gram-
negativas, enquanto outras permanecem coradas de azul/púrpura, sendo estas 
chamadas de gram-positivas. Tendo em vista que as bactérias gram-negativas se 
tornam incolores depois da descoloração, é necessário que elas sejam, então, 
coradas para que possam ser visualizadas no microscópio de campo claro. Para isto, 
utilizam-se os corantes vermelho safranina ou fucsina (TORTORA; FUNKE; CASE, 
2017). 
 
32 
 
A retenção, ou não do corante cristal de violeta é explicada devido a algumas 
diferenças estruturais das paredes celulares das bactérias gram-positivas e gram-
negativas. As bactérias gram-positivas têm uma parede celular mais espessa em 
relação às gram-negativas, a qual é composta por várias camadas de peptidoglicano, 
enquanto somente as bactérias gram-negativas têm LPSs na parede celular. O cristal 
de violeta e o iodo penetram facilmente nas células das bactérias, formando um 
complexo insolúvel de cristal violeta-iodo, que é maior do que a moléculade cristal 
que entrou na célula. Quando as células são lavadas com álcool ou solução álcool-
acetona podem ocorrer duas situações: 
 
 As bactérias gram-negativas conseguem eliminar o complexo cristal violeta-
iodo, que atravessa uma camada fina de peptidoglicano, uma vez que o álcool 
penetra e rompe a camada externa de LPSs; 
 As bactérias gram-positivas retêm o complexo cristal violeta-iodo, já que esse 
complexo não consegue ultrapassar a espessa camada de peptidoglicano. 
 
A coloração de Gram é, portanto, considerada uma técnica diferencial, haja 
vista que as bactérias gram-positivas são coradas de azul/púrpura, enquanto as gram-
negativas ficam na tonalidade rosa/vermelho (SOUZA, 2020). 
 
 
 
33 
 
5.5 Coloração de Ziehl-Neelsen 
Fonte: bit.ly/3CQLrY7 
Você acabou de aprender sobre as peculiaridades das bactérias álcool-
acidorresistentes e entendeu o porquê elas não são usualmente coradas pela 
coloração de Gram, então, a partir de agora, você vai aprender com mais detalhes 
como as bactérias álcool-acidorresistentes são coradas para que possam ser 
visualizadas em microscopia de campo claro. A técnica mais utilizada em laboratórios 
de bacteriologia clínica para corar as bactérias álcool-acidorresistentes é a coloração 
de Ziehl-Neelsen. 
De acordo com Holanda (2017), a primeira etapa dessa coloração consiste na 
adição do corante vermelho carbol-fucsina na lâmina contendo o esfregaço 
previamente fixado, sendo necessário aplicar calor para aumentar a penetração e a 
retenção do corante. Após a lavagem com água, a lâmina é descolorada com álcool-
ácido, nessa etapa, as bactérias álcool-acidorresistentes permanecem coradas com o 
corante vermelho, no entanto, as outras bactérias que não têm o ácido micólico em 
sua parece celular acabam sendo descoloridas. 
Dessa forma, um contracorante (coloração de contraste) deve ser adicionado 
(geralmente o azul de metileno) para corar as bactérias que se não são álcool-
acidorresistentes. No microscópio óptico, as bactérias álcool-acidorresistentes se 
apresentam com cor rosa/vermelha, enquanto o fundo da lâmina e os outros 
microrganismos não acidorresistentes apresentam a cor do contracorante (geralmente 
azul) (SOUZA, 2020). 
 
34 
 
Também chamada de pesquisa de BAAR (bacilo álcool-ácido resistente), 
baciloscopia ou BK. Basicamente, a coloração de Ziehl-Neelsen é usada para 
micobactérias, cuja parede celular feita de ácidos micólicos resiste à descoloração 
ácido-álcool e mantém a cor do corante original, fucsina concentrada. Portanto, os 
bacilos apresentam coloração vermelha ao final do procedimento. Essa coloração é o 
método mais rápido para detectar micobactérias em amostras clínicas suspeitas de 
tuberculose ou hanseníase. (HOLANDA, 2017). 
Esfregaços para micobactérias podem ser obtidos a partir de amostras de 
escarro, lavado brônquico, lavado gástrico, linfa do lóbulo da orelha (hanseníase), 
urina, líquido cefalorraquidiano, líquido pleural, biópsias e secreções. O escarro é o 
material mais comumente usado para amostragem. 
O diagnóstico deve ser baseado em duas amostras: a primeira é no momento 
da consulta e a segunda depois de acordar no dia seguinte. É muito importante que o 
laboratório ou o médico forneçam orientação adequada ao paciente na hora da coleta 
das amostras. As amostras devem ser colocadas em frascos estéreis, transparentes 
e de boca larga com tampa de rosca. As amostras devem ser enviadas para o 
laboratório o mais rápido possível, transportadas refrigeradas e embaladas de forma 
a evitar o risco de derramamento (HOLANDA, 2017). 
5.6 Outras técnicas de colorações de bactérias 
Além das colorações Gram e Ziehl-Neelsen, que são as mais rotineiramente 
realizadas, existem outras que também são utilizadas para corar bactérias em 
situações específicas. A coloração de Kinyoun é usada para diferenciar as espécies 
álcool-acidorresistentes (Mycobacterium, Corynebacterium e Nocardia) das não 
álcool-acidorresistentes, sendo uma opção quando se coram fracamente pelo método 
de Ziehl-Neelsen. Na realidade, a coloração de Kinyoun é uma modificação do teste 
de Ziehl-Neelsen, no qual se acrescenta uma etapa prévia ao adicionar uma fórmula 
contendo fucsina básica, fenol, etanol e água destilada (BROOKS et al. 2014). 
Os corantes podem ser utilizados individualmente em soluções aquosas ou 
alcoólicas para visualizar as bactérias de forma destacada e determinar a 
morfologia e arranjo. Como exemplos, destacamos os corantes azul de 
metileno, carbol-fucsina, cristal violeta e safranina (TORTORA; FUNKE; 
CASE, 2017 apud SOUZA, 2020). 
 
35 
 
Algumas bactérias (p. ex., Klebsiella pneumoniae) produzem cápsula 
externamente à parede celular, o que é considerado um fator de virulência. A 
coloração negativa para cápsulas é um método utilizado para verificar se a bactéria 
em análise tem cápsula. O princípio da técnica é que a maioria dos corantes não 
consegue corar as cápsulas bacterianas, pois estas são solúveis em água, mas cora 
o restante do material, dessa forma, o fundo fica escuro e as cápsulas são visualizadas 
como halos incolores. É possível utilizar o corante tinta da Índia, ou nigrosina, mas 
existem outros protocolos possíveis (p. ex., método de Welch, que utiliza cristal violeta 
e sulfato de cobre (SOUZA, 2020). 
Algumas bactérias (p. ex., Bacillus cereus) produzem endósporos, que são 
estruturas dormentes intracelulares que conferem resistência bacteriana em 
condições ambientais adversas, como calor extremo, radiação, produtos químicos 
fortes, dessecamento e carência nutricional. A maioria dos corantes (como os 
utilizados no Gram) não consegue penetrar na parede dos endósporos, não sendo, 
portanto, corados por eles, porém, existe uma técnica capaz de corar e detectar se a 
bactéria analisada tem endósporo, a qual é chamada de coloração de endósporo 
(Schaeffer-Fulton). 
Nessa técnica, aplica-se o corante verde malaquita com fixação em calor, o que 
ajuda a sua penetração na parede do endósporo, além de um contracorante 
(safranina) que cora as porções celulares que não são endósporos. Assim, o 
endósporo adquire uma cor verde, enquanto o restante adquire cor vermelho/rosa 
(MADIGAN et al. 2016; TORTORA; FUNKE; CASE, 2017). 
Os flagelos, estruturas que conferem motilidade celular, são encontrados em 
algumas bactérias (p. ex., Salmonella enterica). A detecção da presença de arranjos 
flagelares pode auxiliar no diagnóstico, entretanto, os flagelos são muitos finos, o que 
impede que sejam visualizadas no microscópio óptico sem uma coloração adequada. 
Existe um protocolo para coloração do flagelo, no qual se utiliza um mordente 
(suspensão coloidal de sais de ácido tânico) que aumenta o diâmetro do flagelo, 
seguido da aplicação do corante carbol-fucsina, sendo então possível a sua 
visualização em microscópio óptico (SOUZA, 2020). 
 
 
 
 
36 
 
Quadro 09 - Principais colorações utilizadas na Bacteriologia Clínica 
 
Coloração 
 
Classif
icação 
Corantes 
utilizados 
Principais 
aplicações 
 
Aparência da coloração 
Gram Diferen
cial 
Cristal violeta 
e safranina 
(ou fucsina). 
Diferenciar a 
maioria das 
espécies 
bacterianas, 
classificando-as 
como gram-
positivas (cor 
azul/púrpura) ou 
gram-negativas 
(cor 
rosa/vermelha). 
Gram-negativa e gram-positiva, 
respectivamente 
 
 
Ziehl-
Neelsen 
Diferen
cial 
Carbol-
fucsina (ou 
fucsina 
fenicada) e 
azul de 
metileno. 
Diferenciar 
espécies álcool-
acidorresistente
s 
(Mycobacterium, 
Corynebacteriu
m e Nocardia) 
(cor 
rosa/vermelha) 
das espécies 
não álcool-
acidorresistente
s (cor azul). 
 
Kinyoun Diferen
cial 
Fucsina e 
azul de 
metileno. 
Diferenciar 
espécies álcool-
acidorresistente
s (cor 
rosa/vermelha) 
das espécies 
não álcool-
acidorresistente
s (cor azul). 
 
Azul de 
metileno, 
carbol-
fucsina, 
cristal violeta 
e safranina 
Simple
s 
Utilizados 
individualme
nte em 
soluçõesaquosas ou 
alcoólicas. 
Determinar a 
morfologia e os 
arranjos 
bacterianos. 
 
 
37 
 
Negativa 
para 
cápsulas 
Especi
al 
Normalmente 
tinta da Índia 
ou nigrosina. 
Detectar a 
presença de 
cápsula 
bacteriana (halo 
incolor). 
 
Endósporo 
(Schaeffer-
Fulton 
Especi
al 
Verde 
malaquita e 
safranina. 
Detectar a 
presença de 
endósporo na 
bactéria (cor 
verde). 
 
Fonte: Adaptado de TORTORA; FUNKE e CASE, 2017. 
6 MEIOS DE CULTURA E CARACTERÍSTICAS BACTERIANAS 
Fonte: bit.ly/2xesey7 
Uma das práticas mais rotineiras de um laboratório de bacteriologia clínica é o 
cultivo de bactérias em meios de cultura. Os meios de cultura podem servir para a 
estocagem e a manutenção de culturas bacterianas (o que pode ser interessante para 
manter uma coleção de bactérias no laboratório, por exemplo), para identificar e 
diferenciar grupos ou espécies de bactérias, o que auxilia no diagnóstico, e para 
realizar testes de sensibilidade aos antibióticos. 
Além de saber escolher o meio de cultura adequado para cada situação e 
interpretar corretamente os resultados do cultivo bacteriano de acordo com as 
https://bit.ly/2xesey7
 
38 
 
características apresentadas pelas colônias bacterianas, é essencial que o 
profissional saiba inocular as bactérias nos meios de cultura utilizando as técnicas de 
semeadura adequadas. 
Neste capítulo, você vai reconhecer os principais meios de cultura utilizados na 
bacteriologia clínica e suas finalidades, além de saber identificar as características 
bacterianas a partir de meios de cultura utilizados em testes bioquímicos e aprender 
a utilizar a técnica de semeadura adequada para o cultivo bacteriano (SOUZA, 2020). 
6.1 Meios de cultura 
As bactérias requerem fontes de nutrientes adequadas para crescerem, como, 
por exemplo, carbono (obtido a partir de compostos orgânicos), nitrogênio, enxofre e 
fósforo. Em um laboratório de bacteriologia, as bactérias podem crescer in vitro em 
placas ou tubos que contenham meio de cultura (também chamado de meio de 
cultivo), os quais devem reproduzir as condições nutricionais necessárias. 
Entretanto, os tipos de nutrientes necessários variam muito entre as espécies, 
logo, não existe um meio de cultura universal. Foram, portanto, desenvolvidos vários 
meios de cultura, cada um com uma composição diferente de nutrientes, de modo a 
permitir o crescimento da maioria dos microrganismos, de grupos ou de espécies 
bacterianas específicas. 
 Porém, é importante destacar que os meios de cultura não servem apenas 
para obter o isolamento das colônias bacterianas, muitas vezes eles possibilitam a 
identificação das bactérias, seja de um grupo específico, ou até mesmo a identificação 
de uma espécie (SOUZA, 2020). 
É importante que você saiba reconhecer os diferentes meios de cultura e para 
o que são utilizados, para, dessa forma, poder escolher o mais adequado de acordo 
com a natureza da investigação bacteriana. Os meios de cultura utilizados na 
bacteriologia podem ser agrupados em duas grandes classes: meios definidos e 
meios complexos segundo Souza (2020): 
 Meios definidos (ou meios sintéticos): são aqueles que se sabe exatamente a 
composição química (qualitativa e quantitativamente conhecida), pois são 
preparados com quantidades exatas de compostos químicos orgânicos e 
inorgânicos, sendo utilizados normalmente em trabalhos experimentais ou para 
 
39 
 
o crescimento de bactérias autotróficas (as que produzem o seu próprio 
alimento). 
 Meios complexos: são os que não se sabe exatamente a composição, mas que 
utilizam variadas fontes de nutrientes, como extratos de leveduras, de carnes, 
de soja ou de plantas, componentes de produtos microbianos, proteína do leite 
(caseína), entre outras, sendo estes os mais utilizados rotineiramente. 
Os meios de cultura também podem ser classificados como meios de transporte 
e conservação, meios para teste de sensibilidade aos antimicrobianos, meios 
seletivos, meios diferenciais e meios de enriquecimento (BRASIL, 2004; MADIGAN et 
al. 2016; TORTORA; FUNKE; CASE, 2017). 
 Meios de transporte e conservação: são aqueles que contêm um agente 
redutor, mas não têm nutrientes. Esses meios são utilizados para tornar o 
ambiente viável, prevenir desidratação e oxidação enzimática e manter as 
culturas vivas. Exemplos: Cary Blair, Salina Tamponada, Meio Stuart e ágar 
nutriente. 
 Meios para teste de sensibilidade aos antimicrobianos: são os usados para se 
fazer antibiograma. Exemplos: HTM (haemophilus test medium), Agar Mueller 
Hinton e Agar Mueller Hinton Sangue. 
 Meios seletivos: são aqueles que inibem, de forma seletiva, o crescimento de 
alguns microrganismos e favorecem o crescimento dos microrganismos de 
interesse clínico. Exemplos: Ágar Thayer-Martin e Ágar Salmonella Shigella 
(SS). 
 Meios diferenciais: são os meios que diferenciam as bactérias pelas 
características especiais das colônias bacterianas de interesse, como 
diferentes colorações. Exemplos: ágar-EMB e ágar-sangue. 
 Meios de enriquecimento: são aqueles utilizados para isolar microrganismos 
fastidiosos (ou seja, que são nutricionalmente exigentes), cujo crescimento 
pode ser inibido se outras bactérias estiverem presentes em maior número. Os 
meios de enriquecimento também são considerados meios seletivos, já que 
utilizam substâncias altamente nutritivas que favorecem o crescimento dos 
microrganismos fastidiosos e inibem o crescimento de outros. A sua utilização 
mais frequente é em amostras de fezes e de solo. Exemplos: ágar-chocolate, 
caldo selenito e caldo tetrationato. 
 
40 
 
7.1.1 Ágar-sangue 
O ágar-sangue é um meio de cultura sólido composto, principalmente, por 
sangue desfibrinado de carneiro ou de coelho e uma mistura de peptonas. Trata-se 
de um meio de cultura rico em nutrientes que permite o crescimento da maioria dos 
microrganismos (com exceção de alguns fastidiosos), logo, não é um meio seletivo. 
Ele é considerado um meio diferencial por ser na identificação presuntiva de 
Haemophilus spp. e na análise diferencial de produção de hemólise pelas bactérias 
Streptococcus spp. e Staphylococcus spp (SOUZA, 2020). 
O Haemophilus pode ser identificado pela prova do satelitismo. Essa prova 
consiste em semear no ágar-sangue uma suspensão de bactéria suspeita de ser 
Haemophilus e fazer um inóculo em forma de estria da bactéria Staphylococcus 
aureus, a qual secreta a enzima NAD (Fator V), que é liberada no meio. A bactéria 
Haemophilus necessita do Fator V para crescer, sendo assim, se essa bactéria estiver 
presente na amostra semeada, ela irá crescer em forma de satélite ao redor da estria 
de S. aureus (Figura 03) (SOUZA, 2020). 
 
Figura 03 - Prova do satelitismo 
Fonte: shutr.bz/3VIZ6Jh 
Teste presuntivo de identificação de Haemophilus spp realizado em ágar-
sangue. As colônias de Haemophilus crescem ao redor da S. aureus, que produz o 
Fator V, o qual é essencial para o crescimento de Haemophilus. 
 
41 
 
Algumas espécies de Streptococcus e Staphylococcus causam hemólise 
(destruição de hemácias), o que pode ser observado no ágar-sangue (que contém 
hemácias). A α-hemólise produz uma lise parcial, formando colorações verdes ao 
redor das colônias (exemplos de bactérias α-hemolíticas: Streptococcus viridans e 
Streptococcus pneumoniae), enquanto a β-hemólise produz lise total, formando halos 
transparentes e luminosos em volta das colônias (exemplos de bactérias β-
hemolíticas: Streptococcus pyogenes e S. aureus) (SOUZA, 2020). 
 
 7.1.2 Ágar MacConkey 
 
O ágar MacConkey é um meio de cultura sólido composto, principalmente, por 
cristal violeta, sais biliares e peptonas. Este é um meio seletivo, pois nele crescem 
somente as bactérias gram-negativas, já que o cristal violeta inibe o crescimento das 
bactérias gram-positivas. O ágar MacConkey também é considerado um meio 
diferencial pelo fato de diferenciar bactérias gram-negativas fermentadorasde lactose 
(produzem colônias rosas), como a Escherichia coli, das não fermentadoras (que 
produzem colônias incolores ou beges), como a Pseudomonas aeruginosa. Ele é 
usado principalmente para isolar e identificar enterobactérias e fazer a contagem de 
coliformes fecais a partir de diferentes tipos de amostras, como amostras biológicas 
(p. ex., fezes), água e alimentos (SOUZA, 2020). 
 
7.1 3 Ágar-chocolate 
 
O ágar-chocolate, que recebe esse nome pela sua cor marrom, é um meio de 
cultura sólido composto basicamente por sangue lisado de coelho, cavalo ou carneiro. 
As hemácias do sangue são lisadas pelo calor e então liberam os compostos hemina 
e hematina, que são necessários para o crescimento de microrganismos fastidiosos, 
como Neisseria gonorrhoeae, Neisseria meningitidis, Haemophilus spp. e Moraxella 
spp., sendo, portanto, esse meio classificado como um meio de enriquecimento. Não 
se trata de um meio seletivo, pois ele também permite o crescimento de outros 
microrganismos não fastidiosos, embora o meio possa ser suplementado com o 
antibiótico vancomicina, que inibe alguns microrganismos, de modo a favorecer o 
crescimento dos fastidiosos (SOUZA, 2020). 
 
42 
 
7.1.4 Ágar Thayer-Martin chocolate 
 
O ágar Thayer-Martin chocolate é uma modificação do ágar-chocolate, com a 
diferença de ser suplementado com antibióticos (colistina, nistatina, trimetropina e 
vancomicina) que inibem o crescimento da microbiota normal e favorecem o 
crescimento das bactérias N. gonorrhoeae e N. meningitidis, o que o torna um meio 
seletivo e de enriquecimento (SOUZA, 2020). 
 
7.1.5 Ágar SS 
 
O ágar SS é um meio de cultura sólido composto principalmente por sais 
biliares, verde brilhante, citrato de sódio, tiossulfato de sódio e citrato férrico. Trata-se 
de um meio seletivo, já que os compostos sais biliares, verde brilhante e citrato de 
sódio inibem o crescimento de microrganismos gram-positivos. Ele também é 
considerado um meio diferencial por diferenciar as bactérias fermentadores de lactose 
(produzem colônias rosas ou vermelhas) das não fermentadoras (produzem colônias 
incolores). O ágar SS é utilizado para isolar Salmonella (produz colônias com centro 
negro devido à detecção de H2 S ou incolores) e Shigella (produz colônias incolores) 
a partir de amostras biológicas (p. ex., fezes e urina) e (SOUZA, 2020). 
 
7.1.6 Ágar Löwenstein-Jensen 
 
O ágar Löwenstein-Jensen é um meio de cultura sólido composto por ovos de 
galinha, fécula de batata, verde malaquita, asparagina, fosfato e sais de magnésio. 
Este é um meio seletivo, pois permite o crescimento de micobactérias, como 
Mycobacterium tuberculosis e Mycobacterium leprae, por exemplo (SOUZA, 2020). 
6.2 Métodos de identificação de bactérias 
Você acabou de aprender os principais meios de cultura utilizados na 
bacteriologia clínica para o crescimento bacteriano. Alguns deles permitem a 
identificação presuntiva de grupos ou espécies bacterianas, como a diferenciação de 
bactérias gram-negativas fermentadoras de lactose das não fermentadoras nos meios 
 
43 
 
ágar MacConkey e ágar SS. Porém, existem ainda outros meios de cultura utilizados 
na realização de provas bioquímicas (também chamados de testes bioquímicos), os 
quais permitem identificar as espécies bacterianas pela pesquisa das enzimas 
metabolizadoras, dos produtos metabólicos e catabólicos e da sensibilidade a 
diferentes compostos, haja vista que cada bactéria tem um perfil bioquímico único 
(SOUZA, 2020). 
O Quadro 10 apresenta um resumo dos principais meios de cultura utilizados 
no crescimento bacteriano e na realização das provas bioquímicas. 
Quadro 10 - Principais meios de cultura utilizados na bacteriologia clínica 
 
 
Meio de cultura 
 
Utilização 
 
Aspectos dos meios de cultura 
Ágar MacConkey Isolamento de 
bactérias gram-
negativas 
- Diferenciação da 
gram-negativas 
fermentadoras de 
lactose das não 
fermentadoras 
- Identificação de 
enterobactérias 
Fermentadora e não fermentadora de 
lactose, respectivamente. 
 
Fonte: shutr.bz/3VIZ6Jh 
Ágar-chocolate Isolamento de 
microrganismos 
fastidiosos, como N. 
gonorrhoeae, N. 
meningitidis, 
Haemophilus spp e 
Moraxella spp 
 
Fonte: shutr.bz/3VIZ6Jh 
Ágar SS Inibição das bactérias 
gram-positivas 
- Diferenciação das 
gram negativas 
fermentadoras de 
lactose das não 
fermentadoras 
- Isolamento e 
diferenciação de 
Salmonella e Shigella 
A – E. coli 
 
B – Shigella 
 
C – Salmonella 
 
Fonte: shutr.bz/3VIZ6Jh 
 
44 
 
Ágar citrato Simmons - Diferenciação de 
espécies de 
enterobactérias que 
utilizam o citrato como 
única fonte de carbono 
para obter energia das 
que precisam de 
outras fontes 
 Citrato + e citrato –, respectivamente 
 
Ágar triplo açúcar 
Ferro (TSI) 
Diferenciação dos 
bacilos gram-negativos 
- Fermentação dos 
carboidratos (glicose, 
lactose e sacarose) 
- Produção de CO2 e 
H2 S 
Vários resultados do ágar TS 
Fonte: shutr.bz/3VIZ6Jh 
Descarboxilação de 
lisina e ornitina 
Identificação das 
enterobactérias 
- Verificação da 
descarboxilação da 
lisina ou da ornitina 
- Utilização de Caldo 
Base de Moeller, ou os 
dos meios MIO 
(motilidade, indol, 
ornitina) ou MILi 
(motilidade, indol, 
lisina) ou LIA (lisina, 
H2 S) 
 
Descarboxilação + 
 
Fonte: shutr.bz/3VIZ6Jh 
Ágar de Christensen Diferenciação das 
bactérias produtoras 
da enzima urease das 
não produtoras 
 
Urease + e urease –, respectivamente 
 
Fonte: shutr.bz/3VIZ6Jh 
Fonte: Adaptado de SOUZA, 2020. 
 
45 
 
 
As provas bioquímicas podem ser manuais, sendo as reações feitas em tubos 
de ensaio que contêm meios de cultura específicos, ou podem ser automatizadas, 
como os equipamentos ATB Expression®, MiniApi® e Vitek® (todos BioMérieux), os 
quais fornecem resultados mais rápidos. Aqui, ganharão destaque os métodos 
bioquímicos manuais mais comuns utilizados na bacteriologia clínica, uma vez que os 
princípios bioquímicos são os mesmos dos testes automatizados (TRABULSI; 
ALTERTHUM, 2008). 
 
7.2.1 Prova da catalase 
 
Essa prova é utilizada na diferenciação entre estreptococos (catalase 
negativas) e estafilococos (catalase positivas). A enzima catalase decompõe o 
peróxido de hidrogênio (água oxigenada) em água. Em uma lâmina microscópica, 
deve-se fazer um esfregaço com as colônias bacterianas e aplicar água oxigenada. 
Caso o resultado seja positivo (estafilococos), há liberação de oxigênio e formação de 
bolhas (SOUZA, 2020). 
 
7.2.2 Prova da coagulase 
 
Utilizada para diferenciar a Staphylococcus aureus (coagulase positiva) de 
outras espécies de estafilococos (coagulase negativas). A S. aureus contém uma 
enzima coagulase em sua parede celular, que coagula o fibrinogênio do plasma, 
convertendo-o em fibrina. Essa prova pode ser realizada em lâmina (adiciona-se a 
colônia emulsionada em solução salina na lâmina, em seguida, coloca-se uma gota 
de plasma e se aguarda o período de 10 s) ou em tubo de ensaio (incuba-se por uma 
noite a colônia suspeita em tubo de ensaio contendo BHI (caldo infusão cérebro 
coração, do inglês brain heart infusion broth) e plasma, depois é incubado a 35ºC por 
4 h), sendo o resultado positivo para S. aureus se houver formação de coágulo 
(SOUZA, 2020). 
 
 
 
 
46 
 
7.2.3 Teste da novobiocina 
 
Prova utilizada para diferenciar a bactéria Staphylococcus saprophyticus de 
outros estafilococos coagulase negativos. A S. saprophyticus é resistente ao 
antibiótico novobiocina, enquanto os outros estafilococos coagulase negativos são 
sensíveis. O teste de resistência é feito ao adicionar um disco de papel impregnado 
com 5 µg de novobiocina em placa de Petri contendo ágar Mueller Hinton. Halos de 6 
a 12 mm são resistentes (positivo para S. saprophyticus), enquanto halos de 16 mm 
ou mais são sensíveis (SOUZA, 2020). 
 
7.2.4 Teste da bacitracina 
 
Teste presuntivo para identificação de estreptococos β-hemolíticos do grupo A 
(S. pyogenes),já que estes são sensíveis ao antibiótico bacitracina, enquanto os 
estreptococos β-hemolíticos do grupo B (S. agalactiae) são resistentes. O teste de 
sensibilidade é feito ao adicionar um disco de papel impregnado com 0,04 U de 
bacitracina em placa de Petri contendo ágar-sangue e então é verificado o tamanho 
do halo (SOUZA, 2020). 
 
7.2.5 Teste da optoquina 
 
Teste utilizado para a diferenciação presuntiva entre Streptococcus 
pneumoniae e outros estreptococos α-hemolíticos, já que a optoquina inibe o 
crescimento da S. pneumoniae (i. e., é sensível à optoquina). O teste de sensibilidade 
é feito ao colocar um disco de papel impregnado com 5 µg de optoquina em placa de 
Petri contendo ágar-sangue. Em seguida, verifica-se o tamanho do halo (halos 
maiores que 14 mm identificam S. pneumoniae (SOUZA, 2020). 
 
7.2.6 Ágar bile-esculina 
 
O ágar bile-esculina é um meio sólido inclinado ou em placa utilizado na 
identificação presuntiva de Streptococcus do grupo D (S. bovis e S. equinus) e de 
espécies de Enterococcus bile-esculina positivas (p. ex., E. faecalis). Essas bactérias 
 
47 
 
são capazes de hidrolisar a esculina (um derivado da cumarina glicosídica) em 
presença de sais biliares, formando a esculetina, que reagem com íons férricos do 
meio de modo a formar um complexo preto. Assim, os resultados positivos são pretos, 
enquanto os resultados negativos permanecem com a coloração original do meio 
(amarelo acinzentado) (SOUZA, 2020). 
 
7.2.7 Ágar citrato Simmons 
 
O ágar citrato Simmons é um meio sólido inclinado ou em placa utilizado na 
diferenciação de espécies de enterobactérias. O teste se baseia na capacidade de 
algumas espécies de enterobactérias utilizarem o citrato como única fonte de carbono 
para a obtenção de energia. O ágar é originalmente verde e permanece dessa cor em 
caso de bactérias citrato-negativo (p. ex., E. coli), mas muda para a cor azul em caso 
de bactéria citrato-positivo (p. ex., Enterobacter e Klebsiella) (SOUZA, 2020). 
 
7.2.8 Produção de sulfeto de hidrogênio (H2S) 
 
Este teste é baseado na capacidade de algumas bactérias de gerar H2S a partir 
de aminoácidos ou compostos contendo enxofre. Meios de cultura usam sais de 
sulfeto contendo metais pesados, geralmente ferro. A formação positiva de H2S 
produz cor preta no meio (BROOKS et al. 2014). 
 
7.2.3 Fermentação de carboidratos 
 
Os testes de fermentação de carboidratos são baseados na capacidade que 
algumas bactérias têm de produzir metabólitos ácidos a partir de carboidratos (p. ex., 
glicose, lactose, sacarose, manitol, xilol, arabinose, entre outros) em situações de 
anaerobiose (via fermentativa ou oxidativa). Com a formação de ácidos orgânicos, há 
uma diminuição do pH, o que pode mudar a coloração dos meios por intermédio de 
indicadores de pH (SOUZA, 2020). 
 
 
 
 
48 
 
7.2.4 Descarboxilação de lisina e ornitina 
 
É um teste no qual se utiliza o caldo base de Moeller, que é usado 
principalmente para identificar bactérias intestinais. Este teste demonstra que algumas 
bactérias descarboxilam o aminoácido lisina (por exemplo, Klebsiella pneumoniae e 
Enterobacter aerogenes) e ornitina (por exemplo, Enterobacter cloacae e Serratia 
marcescens) em meios anaeróbicos (alcalinos). Com base na capacidade de formar 
compostos de amina (alcalinos) cadaverina e putrescina respectivamente. Um 
indicador de pH de bromocresol violeta é usado e a cor original do meio é violeta. São 
usados dois tubos de reação. Um é um tubo de controle (sem aminoácidos) e o outro 
é um tubo com aminoácidos. A descarboxilação é positiva se o tubo de controle ficar 
amarelo e o tubo de aminoácidos ficar roxo, e negativo se ambos os tubos 
permanecerem roxos (SOUZA, 2020). 
 
7.2.5 Produção de indol 
 
Este teste é baseado no fato de que algumas bactérias possuem a enzima 
triptofanase. A triptofanase metaboliza o aminoácido triptofano para produzir indol 
(benzopirrol), ácido pirúvico e amônia. Para isso, use caldo de triptona (rico em 
triptofano) e adicione o reagente p-dimetilaminobenzaldeído (reagente Kovacs ou 
Ehrlich). Uma vez que o indol é formado, ele reage com reagentes Kovacs ou Ehrlich 
para formar uma cor vermelha semelhante a um anel na superfície (BROOKS et al. 
2014; TRABULSI; ALTERTHUM, 2008). 
 
7.2.6 Teste de motilidade 
 
Um teste realizado em um meio semi-sólido para ver se as bactérias são 
móveis. A inoculação deve ser feita fazendo furos no meio semi-sólido. Se a motilidade 
for positiva, as bactérias da linha de inóculo difundem-se no meio, deixando um meio 
turvo. No entanto, quando a motilidade é negativa, o meio permanece límpido e o 
crescimento bacteriano concentra-se na linha de inóculo (SOUZA, 2020). 
 
 
 
49 
 
7.2.7 Fenilalanina desaminase 
 
Teste utilizado na identificação das espécies Proteus, Morganella e 
Providencia, pois, somente essas espécies, entre as enterobactérias, têm a enzima 
fenilalanina desaminase, que converte a fenilalanina em ácido fenilpirúvico. Utiliza-se, 
então, o Ágar Fenilalanina (meio sólido inclinado) e, caso haja a formação do ácido 
fenilpirúvico (resultado positivo), a superfície do meio (originalmente amarela) adquire 
uma coloração verde escura (BRASIL, 2004; TRABULSI; ALTERTHUM, 2008). 
 
7.2.8 Prova de oxidase 
 
Este teste baseia-se na detecção da enzima citocromo oxidase C presente em 
várias espécies bacterianas e pode ser realizado em tiras de papel filtro impregnadas 
com corante cloridrato de p-fenilenodiamina. Se a bactéria for oxidase positiva 
(presença de citocromo oxidase), a reação ficará roxa, mas se for negativa, o papel 
não mudará de cor (o reagente permanece transparente) (BRASIL, 2004; TRABULSI; 
ALTERTHUM, 2008). 
 
7.2. 9 Prova de urease 
 
Um teste que distingue entre bactérias produtoras de urease (como Proteus 
vulgaris) e bactérias não produtoras de urease (como E. coli) usando ágar de 
Christensen (meio sólido inclinado). A urease hidrolisa a ureia em amônia e dióxido 
de carbono. A amônia é uma substância alcalina e, portanto, aumenta o pH dos meios 
que contêm indicadores de pH. Neste caso, o meio originalmente amarelo torna-se 
rosa. Resultados positivos fracos têm uma área central rosa e o restante permanece 
amarelo (BRASIL, 2004; TRABULSI; ALTERTHUM, 2008). 
 
7.3 Técnicas de semeadura 
 
Semeadura são técnicas que servem para inocular o microrganismo nos meios 
de cultura. A técnica adequada deve ser escolhida de acordo com o tipo de meio 
(sólido, semissólido ou líquido), o tipo de recipiente que contém o meio de cultura 
 
50 
 
(placa de Petri ou tubo), se o meio em tubo é inclinado ou não e que tipo de análise 
se deseja fazer (isolamento de cultura ou quantificação bacteriana) (HÖFLING; 
GONÇALVES, 2008). 
Além dos meios de cultura, são necessárias alças (extremidade em forma de 
0) ou fios (extremidade reta) de platina (também podem ser utilizadas alças plásticas 
descartáveis e estéreis), os quais são utilizados para os inóculos nos meios de cultura, 
e bico de Bunsen, que serve para esterilização por calor. Antes de iniciar o 
procedimento de semeadura, é necessário realizar algumas etapas de assepsia para 
evitar a contaminação da amostra (SOUZA, 2020): 
1. flambar a alça/fio de platina com a chama do bico de Bunsen (essa etapa é 
eliminada caso sejam utilizadas alças descartáveis estéreis). 
2. abrir os recipientes (tubos de ensaio ou placas de Petri) perto da chama. Se for 
utilizado tubo de ensaio, manter a tampa (ou bucha de algodão) na mão durante a 
inoculação (nunca colocar na bancada, pois contamina). Caso seja utilizada a placa 
de Petri, deve-se deixar a parte externa da tampa encostada na bancada. 
3. passar a boca do tubo de ensaio na chama para esterilizar (etapa não realizada 
se o recipiente for placa de Petri). 
4. resfriar a alça/fio de platina na parte interna do recipiente antes de encostar na 
amostra. 
5. fazero inóculo no recipiente de acordo com a técnica de semeadura apropriada. 
6. aquecer novamente o tubo de ensaio na chama (não se aplica para placa de 
Petri) e flambar a alça/fio de platina (se for alça descartável, flambar e colocar no lixo). 
7. fechar o tubo de ensaio ou a placa de Petri. (SOUZA, 2020). 
 
7.3.1 Semeadura em meio líquido 
 
Nessa técnica, utiliza-se uma alça bacteriológica para se transferir uma amostra 
de cultura líquida ou sólida para um meio líquido (p. ex., transferência para o BHI). Em 
seguida, agita-se delicadamente a alça no meio líquido transferido para 
homogeneização. É possível observar o crescimento de colônias por intermédio da 
turvação do meio, da formação de película ou de depósito (HÖFLING; GONÇALVES, 
2008). 
 
 
51 
 
7.3.2 Semeadura em meio sólido inclinado ou em placa 
 
Técnica de esgotamento simples feita em meio sólido inclinado (p.ex., ágar 
nutriente, ágar citrato Simmons, ágar bile-esculina) ou em placas. É feito um 
movimento em estria (zigue-zague) com a alça bacteriológica na superfície do meio. 
Essa técnica é utilizada na estocagem das bactérias, em provas bioquímicas que 
utilizam meio sólido inclinado e na avaliação de crescimento bacteriano (exceção: o 
meio sólido inclinado TSI deve ser semeado com fio de platina por picagem até o 
fundo do tubo e depois é estriada a superfície) (BRASIL, 2004a; HÖFLING; 
GONÇALVES, 2008). 
 
7.3.3 Semeadura em meio semissólido em tubo (picagem profunda) 
 
Técnica utilizada em meio semissólido (p. ex., meios SIM, MIO e MILi) em tubo 
para verificar a motilidade da bactéria. Com um fio de platina, é feita uma picada no 
centro do meio até 2/3 da altura do tubo (HÖFLING; GONÇALVES, 2008). 
Semeadura em meio sólido em placa (semeadura por esgotamento). Também 
chamada de técnica Streak, a técnica de semeadura por esgotamento é utilizada para 
a obtenção de culturas puras (isolamento de colônias) em placas de Petri contendo 
meio sólido. Primeiro, deposita-se o material em um ponto da superfície do meio com 
alça bacteriológica, depois, distende-se em movimento de estrias com o auxílio da 
alça, rotaciona-se e, por fim, repete-se o processo em mais dois ou três setores da 
placa, sem recarregar a alça com o material, de maneira que o número de bactérias 
diminua e apareçam colônias isoladas (Figura 04) (SOUZA, 2020). 
 
Figura 04 - Semeadura por esgotamento 
 
Fonte: TORTORA; FUNKE e CASE, 2017. 
 
52 
 
Essa técnica é utilizada para obter colônias bacterianas puras e isoladas em 
placa de Petri que contenha meio sólido. As setas indicam a direção do esgotamento. 
 
7.3.4 Semeadura em profundidade (pour-plate) 
 
Técnica de semeadura em placa utilizada para obter colônias isoladas ou para 
realizar a contagem do crescimento bacteriano em placa (número de colônias). É 
necessário preparar uma suspensão que contenha as células bacterianas e misturar 
com o ágar fundido, após, coloca-se nas placas de Petri e então se espera que 
solidifique. Assim, as bactérias são imobilizadas no ágar e crescem em colônias 
isoladas (BROOKS et al. 2014; HÖFLING; GONÇALVES, 2008). 
 
7.3.5 Semeadura para quantificação 
 
Técnica utilizada para fazer a quantificação do crescimento bacteriano em 
placa. Faz-se uma única estria em toda a superfície do ágar com uma alça 
bacteriológica calibrada (é feita uma semeadura de quantidade conhecida) e em 
seguida um estriamento (lembra o osso de um peixe, por isso também é conhecida 
como semeadura estria de peixe) (Figura 05). Essa técnica permite quantificar as 
unidades formadoras de colônia por mL (UFC/mL), já que as colônias bacterianas 
ficam dispersas, o que facilita a contagem (SOUZA, 2020). 
 
Figura 05 - Semeadura para quantificação 
 
Fonte: shutr.bz/3eKdArF 
Técnica utilizada para a contagem do crescimento bacteriano em placa. 
 
53 
 
8 ESTAFILOCOCOS 
 
Fonte: glo.bo/2Zlu2WD 
Estafilococos são bactérias gram-positivas aeróbias. Algumas espécies estão 
presentes na microbiota normal da pele e das mucosas dos seres humanos, e não 
provocam nenhum efeito patogênico ao organismo. Porém, em algumas ocasiões, 
estas ou outras espécies podem causar no indivíduo supuração, abscessos, infecções 
piogênicas e até a morte por septicemia. Pelo menos 40 espécies de bactérias 
compõem o gênero Staphylococcus spp. 
Destas, três apresentam grande relevância clínica: Staphylococcus aureus, 
Staphylococcus epidermidis e Staphylococcus saprophyticus. Neste capítulo, você vai 
ter uma visão geral do gênero Staphylococcus spp e das suas principais espécies de 
importância clínica. Você aprenderá também sobre as principais características 
morfológicas desse gênero bacteriano. Por último, estudará os testes disponíveis no 
laboratório de bacteriologia para a sua caracterização e identificação. 
8.1 Identificação de estafilococos 
Durante a identificação preliminar, é possível diferenciar estafilococos de 
estreptococos e identificar as diferentes morfologias entre esses dois agentes em 
meio líquido. Nesse momento, pode-se ver uma cadeia normalmente longa de 
estreptococos, ou cocos aos pares ou em cachos de uva nos estafilococos. O método 
 
54 
 
de escolha para esse procedimento é a coloração de Gram, que é um corante 
diferencial amplamente utilizado na bacteriologia. Com esse protocolo, é possível 
diferenciar as bactérias em gram-positivas, com coloração roxo-violeta, e as gram-
negativas, com cor-de-rosa. 
Essa diferenciação no aspecto das células analisadas em microscopia ocorre 
em função da diferença na estrutura da parede bacteriana. Após o uso do corante 
cristal violeta, que confere uma coloração roxa, o tratamento com etanol descora as 
células gram-negativas, mas não as gram-positivas. A razão para esse fenômeno é a 
grande quantidade de proteoglicanos. Em seguida, é utilizado um corante de contraste 
como a safranina e, a partir disso, os dois tipos de células podem ser distinguidos por 
suas diferentes cores (MADIGAN et al. 2016). A Figura 06. Ilustra o processo de 
diferenciação por cores desses microrganismos. 
 
Figura 06 - Coloração diferencial de células para observação microscópica 
Fonte: MADIGAN et al. 2016. 
 
 
55 
 
Com relação à cultura, os estafilococos podem crescer na maioria dos meios 
de cultivo em condições aeróbias ou microaerofílicas. Em inoculação primária em 
placa de ágar sangue de carneiro e incubada em 5% de tensão de CO², as colônias 
de estafilococos são geralmente maiores, convexas, de coloração variando de branco-
porcelana a amarelo, podendo apresentar hemólise ou não. 
 
Figura 07 - Colônias de Staphylococcus aureus em placa ágar sangue após 
incubação de 24 horas: as colônias são envolvidas por β-hemólise. 
Fonte: BROOKS et al. 2014. 
Culturas de estafilococos coagulase-negativos normalmente produzem 
colônias brancas e não hemolíticas, sendo diferenciados com base na sensibilidade 
ao antibiótico novobiocina, ao qual o S. epidermidis é sensível e o S. saprophyticus é 
resistente. 
Para a família Microccocacea, que engloba o gênero Staphylococcus, a prova 
da catalase é geralmente positiva; já para a família Streptococcacea, como os 
estreptococos, ela é negativa. Dessa forma, a enzima catalase que converte o 
peróxido de hidrogênio em água e oxigênio é produzida por estafilococos. O teste é 
realizado com uma gota de peróxido de hidrogênio a 3% em uma pequena quantidade 
de crescimento bacteriano sobre uma lâmina. 
A presença de bolhas indica positivo para catalase. Um importante teste na 
identificação dos estafilococos de maior importância clínica é o teste da coagulase. O 
 
56 
 
plasma de coelho com EDTA é misturado com partes iguais de caldo de cultura ou 
crescimento de colônias em ágar, sendo incubado a 37 °C. Se houver a formação de 
coágulos de uma a quatro horas após a incubação, o resultado do teste é positivo. A 
coagulase é uma enzima que provoca coagulação do plasma porativação do fator 
plasmático à protrombina, formando trombina. 
 A trombina (uma serina protease) converte o fibrinogênio em coágulo de 
fibrina. O S. aureus é considerado coagulase-positivos, enquanto o S. epidermidis e o 
S. saprophyticus são coagulase-negativos (BROOKS et al. 2014). Outro teste utilizado 
na identificação de estafilococos é chamado de DNAse. Essa prova permite verificar 
se a bactéria apresenta a enzima desoxiribonuclease, a qual degrada o ácido nucleico 
(DNA). O teste da DNAse é feito com a inoculação de colônias em meio contendo 
DNA (DNAse test ágar), obtido comercialmente. 
Os Staphylococcus aureus são identificados pela formação de halo cor-de-rosa, 
indicando DNAase-positivos. O crescimento sem formação de halo cor-de-rosa 
identifica Staphylococcus DNAse-negativos (epidermidis e saprophyticus). O S. 
aureus é conhecido por fermentar o manitol, diferentemente dos Staphylococcus 
coagulase-negativos. Esse teste é útil em casos de amostras biológicas contaminadas 
com microbiota mista, como urina, secreções, feridas e exsudatos. 
Essas amostras podem ser cultivadas em meio que contenha NaCl a 7,5% sal 
inibe a maior parte da microbiota normal, com exceção do S. aureus. Portanto, de 
forma a isolar o S. aureus, utiliza-se ágar com manitol hipertônico ou um meio 
cromogênico disponível comercialmente. A degradação do manitol com a produção 
de ácido muda a cor do meio de rosado para amarelo. Como os S. aureus 
normalmente fermentam o manitol, as colônias são maiores e rodeadas de uma zona 
amarela. 
Para distinguir entre o S. epidermidis e o S. saprophyticus, realiza-se o teste de 
sensibilidade à novobiocina. A amostra é semeada de maneira semelhante ao 
antibiograma em placa de Muller Hinton com a adição de um disco teste de 
novobiocina contendo 5 μg. As amostras resistentes exibem zonas de inibição de 6 a 
12 mm, enquanto as suscetíveis apresentam halos de 16 mm ou mais. As cepas de 
S. saprophyticus são resistentes, ao passo que as de S. epidermidis são sensíveis 
(CORRÊA, 2020). 
 
57 
 
9 ENTEROBACTÉRIAS 
Fonte: bit.ly/3DcSAmM 
 
A família Enterobacteriaceae inclui uma variedade de espécies bacterianas de 
importância medicinal. Essas espécies representam mais de 70% dos isolados 
bacterianos em testes laboratoriais de rotina e são responsáveis por uma ampla 
variedade de infecções, incluindo gastroenterite, bacteremia, infecções do trato 
urinário, infecções de feridas e meningite, principalmente em ambiente hospitalar 
(HOLANDA, 2017). 
Membros desta família são as principais causas de infecções oportunistas 
(incluindo septicemias, pneumonia, meningite e infecções do trato urinário). Exemplos 
do gênero que causa infecções oportunistas são: Citrobacte Enterobacter 
Escherichia, Hafnia, Morganella Providencia e Serratia. A seleção de terapia por 
antibiótico é complexa devido à diversidade de organismos (FOX, 2009). 
A infecção urinária (“ascendente”) mais comumente adquirida de forma 
comunitária é causada por E. coli. A grande maioria das infecções do trato urinário é 
ascendente, frequentemente de contaminação fecal. Proteus é outra causa comum de 
infecção do trato urinário; os organismos produzem uma urease que degrada oreia 
produzindo uma urina alcalina. 
 
58 
 
9.1 Isolamento 
O primeiro passo na identificação de enterobactérias patogênicas é a 
semeadura de amostras em meios seletivos e diferencial. Os meios mais utilizados 
para essa finalidade são: ágar Eosina Azul de Metileno (ágar EMB, também chamado 
de ágar Teague), ágar McConkey, ágar Salmonella-Shigella (ágar SS), ágar Xilose-
Lisina-Desoxicolato (XLD) e o ágar entérico Hektoen (HE) (HOLANDA, 2017). 
 
 
 
59 
 
 
9.2 Cocos Gram-positivos 
Isolamento: 
 Cocos Gram-positivos são exemplos de bactérias comumente isoladas de 
amostras clínicas. Por esta razão, meios como ágar sangue ou ágar manitol salgado 
(se houver suspeita de S. aureus) são frequentemente usados para a semeadura 
primária de amostras, dependendo do estado clínico do paciente (HOLANDA, 2017). 
 
 
 
 
 
60 
 
 
 
 
 
 
61 
 
10 UROCULTURA 
Fonte: bit.ly/3eN44UQ 
Infecções do trato urinário (ITUs) são síndromes infecciosas que acometem 
tanto homens como mulheres, desde o recém-nascido até o idoso. Elas ocorrem 
devido à ascensão da microbiota entérica normal da uretra para a bexiga. As mulheres 
são mais afetadas por conta das condições anatômicas, haja vista que têm a uretra 
mais curta e próxima à flora retal em comparação aos homens (LEVINSON, 2016). 
O diagnóstico das ITUs é realizado por meio de avaliação clínica e solicitação 
de exames, como cultura de urina ou urocultura, e exame qualitativo de urina, ou 
exame simples de urina. A urocultura é o padrão ouro para a avaliação da infecção e 
direciona a terapia antimicrobiana adequada. 
O meio de escolha para semeadura de amostras de urina é o ágar CLED 
(Cystine Lactose Electrolyte Deficient). Uma vez que este meio não contém eletrólitos, 
não se forma a névoa característica das amostras de Proteus sp. O CLED tem o tom 
original azul claro (esverdeado). Neste meio, as colônias positivas para lactose são 
amareladas e as colônias negativas para lactose são azuis. Uma das principais 
características relevantes para a análise microbiológica da urina é a forma de 
semeadura, que deve ser feita quantitativamente em uma alça calibrada (HOLANDA, 
2017). 
Neste capítulo, você vai diferenciar a microbiota comensal dos potenciais 
patógenos do sistema urinário, comparar a infecção por contaminação fecal em 
 
62 
 
relação à transmissão sexual e identificar os métodos diagnósticos em urocultura e a 
sua associação com o exame qualitativo de urina. 
10.1 Microbiota comensal dos potenciais patógenos do sistema urinário 
As ITUs são síndromes infecciosas que afetam pacientes da comunidade e 
pacientes hospitalares, sendo a principal infecção de diagnóstico no laboratório de 
bacteriologia. De acordo com Tortora (2017), sua manifestação clínica é classificada 
da seguinte maneira: 
• uretrite — infecção da uretra; 
• cistite — infecção da bexiga; 
• ureterite — infecção dos ureteres; 
• pielonefrite — infecção dos rins; 
Os microrganismos responsáveis pelo processo de infecção são encontrados 
na urina. Essa infecção ocorre pelo contato com a flora residente da pele. No ambiente 
hospitalar, é possível desatacar as infecções ocasionadas pela realização de 
procedimentos invasivos, como cateteres urinários, por exemplo. Na comunidade, a 
infecção está relacionada, basicamente, à anatomia humana. As bactérias intestinais 
são as principais responsáveis pelas ITUs devido à proximidade com a flora retal. 
Isoladas de Escherichia coli, elas são prevalentes no diagnóstico das infecções 
(TORTORA, 2017). 
Os microrganismos entéricos atingem a bexiga por meio da ascensão pelo 
canal da uretra. As mulheres são mais atingidas pelas infecções, por ter o canal da 
uretra mais curto, a vagina também é colonizada por espécies de Lactobacillus e 
microrganismos entéricos, como a E. coli. Uma vez que as bactérias penetram na 
bexiga, elas são capazes de se reproduzir e desencadear uma resposta inflamatória, 
resultando nos sintomas da infecção (LEVINSON, 2016). 
A pele e as mucosas são habitadas por microrganismos que vivem em uma 
reação saudável com o hospedeiro, sendo responsáveis pela defesa inicial a 
diferentes patógenos. Há uma grande variedade de microrganismos e estes podem 
ser detectados no exame de cultura de urina, porém, a sua quantificação deve ser 
avaliada. A uretra, local pelo qual a urina é excretada, tem alguns microrganismos que 
podem aparecer no exame de urina. Esses microrganismos são detectados em baixa 
 
63 
 
contagem bacteriana, em número de 102 a 104 de unidades formadoras de colônias 
(UFCs)/mL. Considera-se infecção quando são detectadas colônias bacterianas 
iguais ou superiores a 105 UFC/mL (XAVIER; DORA; BARROS,2016). 
Figura 08 - Sistema urinário masculino 
Fonte: bit.ly/3eN44UQ 
Os microrganismos da flora vaginal também podem ser identificados e a correlação 
com o exame qualitativo de urina indicando infecção deve ser realizada. 
 
Figura 09 - Sistema urinário feminino 
Fonte: bit.ly/3eN44UQ 
 
64 
 
10.2 Infecção por contaminação fecal: transmissão sexual 
A cistite é a infecção mais comum, levando à inflamação da bexiga. O quadro 
clínico é característico de dor ao urinar, emergência miccional e até mesmo de 
quadros repetitivos após o tratamento. Já a pielonefrite é uma infecção grave que 
pode levar a infecções sistêmicas. Nesse caso, o paciente relata dor e febre. Casos 
de bacteriúrias assintomáticas também são observados e podem estar relacionados 
à idade do indivíduo. Em idosos, observa-se essa classificação devido a condições 
anatômicas (LEVINSON, 2016). 
Neisseria gonorrhoeae e Chlamydia trachomatis são classificadas como 
doenças sexualmente transmissíveis e causam quadros de infecção do trato urinário. 
N. gonorrhoeae é um diplococo gram-negativo, com oxidase positiva, e seu habitat é 
o trato genital humano, sendo que a sua transmissão ocorre por contato sexual. Na 
infecção, liga-se às células mucosas da parede epitelial, desencadeando uma 
inflamação. Em homens, a infecção é mais prevalente e gera um prurido forte e muita 
secreção. O diagnóstico é realizado por exame direto em microscopia ou semeadura 
da urina em meios específicos, como ágar-Thayer Martin, por exemplo (LEVINSON, 
2016; TORTORA, 2017). Chlamydia trachomatis é um parasita intracelular com habitat 
no trato genital humano. A sua transmissão também ocorre via contato sexual. Esse 
caso é relatado com maior frequência em mulheres, porém, são necessários exames 
específicos para a realização do diagnóstico. São observadas estruturas na coloração 
de Giemsa ou marcadas com anticorpos fluorescentes. Algumas técnicas de biologia 
molecular são amplamente empregadas, como a reação da cadeia de polimerase 
(PCR). Tais diagnósticos são importantes para o manejo clínico e o tratamento 
adequado (LEVINSON, 2016; TORTORA, 2017). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
65 
 
Quadro 11 - Meios de cultivo utilizados na semeadura das urinas 
Fonte: TORTORA, 2017. 
10.3 Métodos diagnósticos em urocultura e sua associação com exame 
qualitativo de urina 
As Enterobactérias são a causa mais comum de ITU. A maioria dos episódios 
é causada pela bactéria Escherichia coli e, em segundo lugar, pela Klebsiella 
pneumoniae, sendo ambas bacilos gram-negativos. Os patógenos gram-positivos 
também são responsáveis pelos episódios, entre eles, o Staphylococcus 
saprophyticus, que acomete principalmente mulheres e crianças, e bactérias 
Enterococcus spp. Espécies de Candida também são identificadas em pacientes com 
uso discriminado de antibióticos ou pacientes hospitalares submetidos a 
procedimentos invasivos (LEVINSON, 2016). 
Para o diagnóstico das infecções do trato genital, são solicitados o exame 
qualitativo de urina e a urocultura com teste, dessa forma, avaliam-se as 
características da urina e a ausência/presença do agente infeccioso. Tais exames 
devem ser solicitados a partir da mesma amostra de urina para a correlação e a 
avaliação dos resultados (TORTORA, 2017). 
O exame qualitativo de urina de rotina inclui a avaliação de características 
físicas, como cor, e características químicas, incluindo pH, proteínas, glicose, cetonas, 
sangue, bilirrubina, nitrito, esterase leucocitária e urobilinogênio. O exame é realizado 
manualmente por uma tira ou fita comercial que consiste em mensurações qualitativas 
(positivo ou negativo) ou semi-quantitativas (p. ex., traços a 4+) (BALZAN, 2019). 
 
66 
 
A análise é rápida e de baixo custo, devendo ser realizada com cuidado, pois a 
interpretação depende do analista responsável pelo exame. Métodos automatizados 
já são disponibilizados em grandes centros laboratoriais, mas demandam custo e uma 
rotina de grande porte. A análise manual da fita é realizada em dois minutos, sendo 
que as cores geradas em cada campo reagente variam de acordo com a concentração 
do analito presente. O exame ainda consiste na avaliação do sedimento urinário, no 
qual se observam estruturas microscópicas, como eritrócitos, leucócitos e outros 
patógenos (p. ex., brotamento de levedura e Trichomonas vaginalis). 
O exame de urina realizado por laboratórios utiliza a metodologia de uma tira 
reagente. Ele inclui mensurações qualitativas (positivo ou negativo) ou semi-
quantitativas (p. ex., traços a 4+) das características citadas acima. O exame de urina 
ainda contém a análise do sedimento urinário, no qual a amostra é centrifugada a 
2.000 rpm (rotações por minuto) por cerca de cinco minutos. A análise do sedimento 
é realizada em microscópico no aumento de 100× e, após, para quantificação em 
aumento de 400× (BALZAN, 2019). 
Cristais, bactérias e parasitas podem ser relatados como presentes e raros, 
sendo alguns moderados ou frequentes. Nos casos de ITU, observa-se a 
presença de nitrito positivo na leitura da tira e números aumentados de 
leucócitos na análise do sedimento (MUNDT; SHANAHAN, 2012 apud 
BALZAN, 2019). 
A cultura de urina, ou urocultura, é um exame que identifica o microrganismo 
causador da infecção urinária. Após a identificação, é realizado o teste de 
sensibilidade aos antimicrobianos para orientação da terapia antimicrobiana (XAVIER; 
DORA; BARROS, 2016). 
O teste de sensibilidade aos antimicrobianos é conhecido como antibiograma. 
O método mais realizado é a técnica de disco difusão, ou teste de Kirby-Bauer. 
Realiza-se, então, o meio ágar-Mueller-Hinton, no qual a suspensão bacteriana, que 
consiste na bactéria isolada com solução salina em escala de 0,5 MacFarland, é 
estriada para, em seguida, ser realizada a dispensação dos discos de antimicrobianos 
(BALZAN, 2019). 
Trata-se de antimicrobianos difundidos em discos de papel com a concentração 
adequada para testes in vitro. Após, a placa é incubada em estufa bacteriológica em 
temperatura de 35 ± 2°C, e a leitura dos halos é realizada no período de 24 h. O 
diâmetro dos halos é lido em milímetros com régua comum e mais tarde é interpretado 
 
67 
 
por padronizações internacionais. Nessa avaliação, serão encontrados alguns dados, 
como sensível, resistente e intermediário, e é analisada a ação do antimicrobiano. 
Esse teste é importante para a correta indicação da antibioticoterapia, o que 
evita o uso disseminado de antibióticos de amplo espectro. A resistência bacteriana 
já é um problema de saúde mundial. Popularmente, são conhecidas como as 
superbactérias, microrganismos resistentes a múltiplas classes de antimicrobianos, 
limitando, dessa forma, as opções de terapia (BALZAN, 2019). 
11 HEMOCULTURA 
Fonte: bit.ly/3EWvQZD 
O sangue circulante, em indivíduos sadios, normalmente se encontra estéril. 
Embora alguns microrganismos que compõem a microbiota respiratória ou 
gastrintestinal possam atingir o sangue, estes são rapidamente eliminados pelo 
sistema reticuloendotelial (YOKOMIZO, 2019). 
O termo bacteremia significa a presença de bactérias na corrente sanguínea. 
A presença de organismos viáveis em uma amostra de sangue é clinicamente 
importante, pois este é um local essencialmente estéril. A identificação de patógenos 
associados à bacteremia pode fazer uma diferença crucial no manejo terapêutico e, 
portanto, no desenvolvimento clínico e prognóstico do paciente. Por isso, desde o 
 
68 
 
momento da investigação até a divulgação do relatório, deve-se ter o cuidado de 
publicar resultados rápidos e confiáveis. 
Figura 10 - Etapas da sepse 
Fonte: YOKOMIZO, 2019. 
 
A hemocultura, metodologia que emprega a cultura de uma amostra de sangue 
em meios específicos, representa uma das ferramentas diagnósticas mais utilizadas 
em casos de suspeita de bacteremia ou sepse por ser de fácil execução e por fornecer 
informaçõesaltamente relevantes nesses casos. Por intermédio da hemocultura, é 
possível identificar a presença de patógenos viáveis no sangue, o que é de grande 
importância diagnóstica, já que estes podem causar sepse e são responsáveis por 
uma alta taxa de mortalidade (YOKOMIZO, 2019). 
A hemocultura se torna mais importante em casos graves, nos quais o paciente 
apresenta febre persistente, mas sem acusar infecção em outros exames 
microbiológicos. Dos pacientes que chegam ao grau de sepse grave, 30 a 50% 
apresentam resultados positivos de hemocultura (YOKOMIZO, 2019). 
A coleta de hemoculturas não é realizada em todos os quadros infecciosos. 
Nos casos das infecções bacterianas mais comuns, por exemplo, não é indicada a 
coleta de hemoculturas, pois a positividade dos exames é baixa, gerando apenas 
aumento nos custos do tratamento e nenhum tipo de retorno. Para infecções como 
sinusites, amigdalites, infecções de pele e tecido subcutâneo, indica-se o tratamento 
 
69 
 
com administração dos antibióticos descritos na literatura e empiricamente eficazes 
contra os agentes etiológicos. A coleta de sangue para hemocultura é indicada nos 
seguintes casos (YOKOMIZO, 2019): 
• suspeita de endocardite; 
• suspeita de sepse ou bacteremia; 
• infecções hospitalares (antes ou após a troca de esquema de tratamento por 
antibióticos); 
• febre com origem desconhecida; 
• infecções em pacientes imunodeprimidos; 
• meningites (em conjunto com a coleta de líquor — líquido cefalorraquidiano 
—, que é mais importante que a hemocultura nesses casos); 
• pneumonias graves 
11.1 Procedimentos e técnicas de hemocultura 
Os materiais e equipamentos básicos para realizar a coleta do sangue são 
segundo Yokomizo (2019): 
• seringas hipodérmicas descartáveis estéreis; 
• gaze estéril; 
• frascos de coleta para armazenar o sangue; 
• agulhas hipodérmicas descartáveis estéreis e cateteres borboleta; 
• álcool 70% (pode ser iodado ou não); 
• estufa bacteriológica. 
 
Alguns procedimentos são padrão para a rotina de coleta de sangue: 
Realizar a coleta de sangue antes de iniciar qualquer terapia antimicrobiana; 
Deve-se coletar o periférico, que é imediatamente transferido para os frascos de hemocultura 
para evitar/mitigar a contaminação do sangue; 
Manipular as amostras com extrema cautela, pois estão potencialmente contaminadas e 
podem causar graves doenças infectocontagiosas; 
Para descartar as amostras, estas devem ser primeiramente autoclavadas. 
Fonte: YOKOMIZO, 2019. 
 
 
 
70 
 
Os princípios da técnica são simples (YOKOMIZO, 2019): 
 O frasco de hemocultura contendo amostra de sangue é incubado na 
temperatura de 35 a 37°C por até sete dias (14 dias para casos de suspeita de 
endocardite); 
 Se houver crescimento no frasco, observado pela turvação e pelo aumento do 
volume, o material é repicado em placas de petri que contenham diferentes 
tipos de meio de cultura, os quais variam de acordo com o agente etiológico; 
 Na triagem, identifica-se o agente etiológico e se determina seu perfil de acordo 
com a resposta a antibióticos e outros fármacos. 
 
Cada punção realizada em adultos é, geralmente, dividida em dois frascos: um 
frasco para hemocultura de agentes aeróbios, como Neisseria spp. ou Pseudomonas 
spp., e um frasco para agentes anaeróbios (enterobactérias ou estafilococos, que são 
anaeróbios facultativos) (YOKOMIZO, 2019). 
Nas crianças, esses volumes mudam em função do peso e da volemia 
(quantidade de sangue circulante) 
Fonte: Adaptado de ARAUJO, 2012. 
 
Para realizar a leitura/diagnóstico da hemocultura manual, segue-se um 
protocolo de sete dias de incubação dos frascos, com agitação/inversão periódica 
destes, sendo essa agitação um fator essencial para obter resultados positivos. 
Durante esses sete dias, realizam-se subcultivos em placas e tanto os frascos quanto 
esses subcultivos ficam mantidos a 35 ± 2°C (YOKOMIZO, 2019). 
 
71 
 
11.2 Método de lise-centrifugação 
Esse sistema foi considerado o padrão-ouro para hemoculturas durante muitos 
anos. Ele foi desenvolvido pelos laboratórios Wampole™ (sistema Isolator®) e é 
constituído de tubo a vácuo para sangue pediátrico ou adulto. O tubo contém uma 
substância hemolítica para leucócitos e hemácias, causando, portanto, a liberação de 
microrganismos intracelulares. Depois disso, os tubos são centrifugados e é 
desprezado o sobrenadante. O pellet formado, que possivelmente contém o agente 
etiológico, é então utilizado para semear algum meio em placa de cultura, incluindo-
se meios para Legionella, micobactérias e fungos (ARAUJO, 2012). 
11.3 Método semiautomatizado 
Nos sistemas semiautomatizados, os frascos de cultura são constituídos de 
uma parte para laminocultivo com duas faces, que ficam acoplados à parte superior 
de um recipiente plástico que contém TSB suplementado com extrato de levedura e 
SPS, sendo possível acrescentar outras substâncias com a finalidade de neutralizar 
agentes antimicrobianos. O laminocultivo contêm diversos meios, como ágar 
Sabouraud, ágar MacConkey e ágar-chocolate. Os frascos inferiores que ficam 
acoplados ao laminocultivo são alocados em estufa específica que verte os caldos 
periodicamente sobre o laminocultivo por inversão (YOKOMIZO, 2019). 
No frasco, há também um indicador colorimétrico de CO2 que acusa a 
positividade da cultura. Outros exames, como a identificação etiológica, o 
antibiograma e a bacterioscopia, são realizados retirando colônias desenvolvidas 
diretamente no laminocultivo, sem a necessidade de subcultivo (ARAUJO, 2012). 
11.4 Método automatizado 
A hemocultura automatizada requer um equipamento específico para a 
incubação e a inversão dos frascos. Existem diversos equipamentos automatizados 
no mercado, e as principais vantagens desse tipo de hemocultura, quando comparada 
ao método manual, dizem respeito à velocidade de obtenção de resultados e à menor 
necessidade de trabalho laboratorial técnico (YOKOMIZO, 2019). 
 
72 
 
Grande parte dos protocolos recomenda cinco dias de incubação, no entanto, 
os resultados positivos são obtidos, majoritariamente, nas primeiras 48h de cultivo. 
Na maioria dos equipamentos automatizados, as metodologias têm como princípio 
tecnológico a detecção fluorimétrica ou colorimétrica. Existem outras diversas 
vantagens e benefícios ao usar essa metodologia, tais como (YOKOMIZO, 2019): 
• Monitoramento contínuo (leituras intervaladas em minutos); 
• Maior sensibilidade e rapidez para detecção da positividade da amostra 
(agitação); 
• Possibilidade de criação de um banco de dados contendo informações dos 
patógenos isolados e a sua localização demográfica; 
• Mitigação do risco de contaminação; 
• Amostras negativas não são repicadas; 
• Economia de tempo (resultados mais rápidos) e de insumos; 
• Risco de contaminação durante a manipulação praticamente inexistente; 
• Como são usados frascos de plástico, estes são mais leves e oferecem menor 
risco associado a acidentes. 
11.5 Cultura de ponta de cateter 
A etiologia das infecções da corrente sanguínea é multifatorial e pode resultar 
da contaminação do fluido de infusão, da conexão do cateter com a linha de infusão, 
do local da punção e/ou colonização endógena do cateter. De preferência, as 
hemoculturas não devem ser coletadas de cateteres, exceto para diagnosticar 
infecções relacionadas a cateteres (HOLANDA, 2017). 
Segundo Holanda (2017) as infecções relacionadas ao acesso vascular são de 
grande importância clínica. A infecção do cateter pode ser suspeitada em pacientes 
hospitalizados que apresentam sinais de infecção, mas não têm foco de infecção. Os 
tipos de cateteres nos quais as culturas podem ser realizadas são: central, periférico, 
arterial, Swan-Ganz e Hickman. 
A cultura semiquantitativa da superfície do cateter (método Maki) é o método 
mais comumente usado para determinar a relação entre a colonização do cateter ea 
infecção. Assim como na inserção de um cateter, deve-se ter cuidado ao removê-lo. 
A pele circundante deve ser cuidadosamente limpa com uma solução de iodo (PVPI) 
 
73 
 
e decapada com álcool etílico a 70%. Deve-se cortar assepticamente a porção distal 
de aproximadamente 5 cm (que é inserida na pele do paciente) com tesoura estéril, 
colocando em um frasco seco e deixando em temperatura ambiente (20-25 °C) por 
não mais que 1 hora ou até 12 horas, se refrigerado (HOLANDA, 2017). 
12 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
ACUMEDIA. Ágar eosina azul metileno holt: eosin methylene blue agar. PI7134, 
rev. 3, 2011. 
AMERICAN ACADEMY OF FAMILY PHYSICIANS. Lab classifications. [S. l.], 2020. 
ARAUJO, M. R. E. Hemocultura: recomendações de coleta, processamento e 
interpretação dos resultados. Journal of Infection Control, v. 1, n. 1, p. 8−19, 2012. 
AYRES, L. S. Laboratório Clínico. Sagah, 2020. 
BALZAN, L. L. R. Bacteriologia Clínica. Sagah, 2019. 
BARROS, E.; MACHADO, A.; SPRINZ, E. (org.). Antimicrobianos. 5. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2013. 
BRASIL. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Descrição dos meios de cultura 
empregados nos exames microbiológicos: módulo IV. Brasília, DF, 2004. 
BRASIL. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Detecção e identificação de 
bactérias de importância médica: módulo V. Brasília, DF, 2004. 
BRASIL. Ministério da Economia. Portaria SEPRT/ME nº 1.295, de 2 de fevereiro de 
2021. Prorroga o prazo para início de vigência das Normas Regulamentadoras 
[...]. Brasília, DF: Ministério da Economia, 2021. 
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução 
da Diretoria Colegiada - RDC nº 222, de 28 de março de 2018. Regulamenta as 
Boas Práticas de Gerenciamento dos Resíduos de Serviços de Saúde. Brasília, 
DF: Anvisa, 2018. 
 
74 
 
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução nº 
302, de 13 de outubro de 2005. Dispõe sobre Regulamento Técnico para 
funcionamento de Laboratórios Clínicos. Brasília, DF: Anvisa, 2005. 
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução-
RDC nº 50, de 21 de fevereiro de 2002. Dispõe sobre o regulamento técnico para 
planejamento, programação, elaboração e avaliação de projetos físicos de 
estabelecimentos assistenciais de saúde. Brasília, DF: Anvisa, 2002. 
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução-
RDC nº 63, de 25 de novembro de 2011. Dispõe sobre os Requisitos de Boas 
Práticas de Funcionamento para os Serviços de Saúde. Brasília, DF: Anvisa, 2011. 
BRASIL. Ministério de Estado do Trabalho e Emprego. Portaria do Ministério de 
Estado do Trabalho e Emprego nº 1.748 de 30.08.2011. Institui o Plano de 
Prevenção de Riscos de Acidentes com Materiais Perfurocortantes e altera a 
Norma Regulamentadora nº 32 [...]. Brasília, DF: Ministério de Estado do Trabalho e 
Emprego, 2011. 
BROOKS, F. et al. Microbiologia médica de Jawetz, Melnick e Adelberg. 26. ed. 
Porto Alegre: AMGH, 2014. 
BURTIS, C. A.; BRUNS, D. E. Tietz fundamentos de química clínica e diagnóstico 
molecular. 7. ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 2016. 
CAVAGNOLLI, G. Normas técnicas na execução de exames laboratoriais. Sagah, 
2021. 
CORRÊA, T. Bacteriologia Clínica. Sagah, 2020. 
DAGNINO, A.P.A. Bactérias. [S. l.], p. 1-24, fev, 2018. 
DAL BERTO, M. Introdução ao estudo dos antimicrobianos. [S. l.], p. 1-18, out. 
2019. 
FALUDI, A. A. et al. Atualização da Diretriz Brasileira de Dislipidemias e Prevenção 
da Aterosclerose. Arquivos Brasileiros de Cardiologia, v. 109, n. 2, p. 1-76, 2017. 
 
75 
 
FLEURY, M. K. Manual de coleta em laboratório clínico. 3. ed. Rio de Janeiro: 
PNCQ, 2019. 
FOX, A. Bacteriologia - capítulo onze enterobacteriaceae, vibrio, campylobacter e 
helicobacter. Tradução: Dr. Myres Hopkins. Microbiologia e Imunologia On-line. 
Escola de Medicina da Universidade da Carolina do Sul. 
HÖFLING, J. F.; GONÇALVES, R. B. Microscopia de luz em microbiologia: 
morfologia bacteriana e fúngica. Porto Alegre: Artmed, 2008. LABORCLIN. LIA 
AGAR: (LB 172133). Pinhais, 2019. 
HOLANDA, C. M. C. X; et al. Manual de bacteriologia e de enteroparasitos. Natal, 
RN: EDUFRN, 2017. 134 p.: PDF; 3,2 Mb. 
KELLER, C. C. Laboratórios clínicos e vigilância sanitária. Curitiba, 2014. 
LEÃO, L. S. N. D. O. et al. Phenotyping of bacteria isolated in blood cultures from 
critical patients. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 40, n. 5, 
p. 537–540, 2007. 
LEVINSON, W. Microbiologia e imunologia médicas. 13. ed. Porto Alegre: AMGH, 
2016. 
MADIGAN, M. T. et al. Microbiologia de Brock. 14. ed. Porto Alegre: Artmed, 2016. 
MBIOLOG DIAGNÓSTICOS. Ágar Salmonella Shigella: instruções de uso. 
Contagem, 2014. 
MCPHERSON, R. A.; PINCUS, M. R. Henry’s clinical diagnosis and management 
by laboratory methods. 23. ed. St. Louis: Elsevier, 2017. 
MELO, L. S. de et al. Infecção do trato urinário: uma coorte de idosos com 
incontinência urinária. Revista Brasileira de Enfermagem, Brasília, v. 70, n. 4, p. 
873-880, jul. /Ago. 2017. 
MUNDT, L. A.; SHANAHAN, K. Exame de urina e de fluidos corporais de Graff. 2. 
ed. Porto Alegre: Artmed, 2012. 
 
76 
 
MURRAY, P. R. et al. Microbiologia Médica. 4. ed. Rio de Janeiro: Guanabara 
Koogan, 2004. 
NOGUEIRA, J. M. da R; SOUZA, L. de F. Bacteriologia. In: MOLINARO, Etelcia 
Moraes; CAPUTO, Luzia Fátima Gonçalves; AMENDOEIRA, Maria Regina Reis 
(Org.). Conceitos e métodos para a formação de profissionais em laboratórios de 
saúde. v. 4. Rio de Janeiro: EPSJV, IOC, 2009. p. 221-397. 
PAULA, M. L. A. de et al. Infecção do trato urinário em mulheres com vida sexual ativa. 
Jornal Brasileiro de Medicina, Rio de Janeiro, v. 103, n. 2, p. 37-41, 2015. 
RIGATTI, F. et al. Bacteremias por Staphylococcus coagulase negativos oxacilina 
resistentes em um hospital escola na cidade de Santa Maria, Estado do Rio Grande 
do Sul. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 43, n. 6, p. 686–
690, 2010. 
SANTOS, L. S. dos; DAMASCENO, N. de S.; SOUTO, R. C. F. Residência de 
bactérias gram-positivas isoladas de infecção do trato urinário no LAC/PUC - Goiás. 
Revista Brasileira de Análises Clínicas, Rio de Janeiro, v. 51, n. 2, p. 143-148, 2019. 
SBPC/ML. Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia 
Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML): automação laboratorial: histórico, 
seleção, implantação e gestão. Barueri: Manole, 2017. 
SBPC/ML. Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia 
Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML): coleta e preparo da amostra biológica. 
Barueri: Manole, 2014. 
SNUSTAD, D.P. SIMMONS, M.J. Fundamentos da genética. Sétima edição. Ed. 
Guanabara Koogan. 2017. 
SOUSA, O.J. Mecanismos microbianos de patogenicidade. [S. l.], p. 1-18, dez. 
2019. 
SOUZA, M.N. Morfologia, constituintes e crescimento bacteriano. [S. l.], p. 1-20, 
set. 2019. 
 
77 
 
SPOLIDORIO, D. M. P; DUQUE, D. PÓVOA, H. C. C. Morfologia microbiana. 
Microbiologia e Imunologia Geral e Odontológica. Vol.1. Série Abeno. Artes 
Médicas Editora, 2013. 
SUMITA, N. M. et al. Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia 
Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML): boas práticas em laboratório clínico. 
Barueri: Manole, 2020. 
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 12. ed. Porto Alegre: 
Artmed, 2017. 
TORTORA, G.J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 12. ed. Porto Alegre: 
Artmed, 2017. 
TRABULSI, L. R.; ALTERTHUM, F. Microbiologia. 5. ed. São Paulo: Atheneu, 2008. 
USP. Instituto de Ciências Biomédicas. Procedimento operacional padrão (POP). 
São Paulo: USP, 2015. 
WESTGARD, J. O. Melhores práticas para as regras de Westgard. [S. l.], 2003. 
XAVIER, R. M.; DORA, J. M.; BARROS, E. (org.). Laboratório na prática clínica: 
consulta rápida. 2. ed. Porto Alegre: Artmed, 2011. 
XAVIER, R. M.; DORA, J. M.; BARROS, E. (org.). Laboratóriona prática clínica: 
consulta rápida. 3. ed. Porto Alegre: Artmed, 2016. 
YOKOMIZO, C.H. Hemocultura. [S. l.], p. 1-20, out. 2019.