Métodos Coprológicos

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Anne Karolyne Morato – P3 
 
Métodos Coprológicos 
 
 
Definição: 
→ As amostras fecais são examinadas 
devido a presença de protozoários 
(trofozoítos e cistos) e larvas de 
helmintos ou ovos. 
→ O exame parasitológico de fezes 
engloba 2 etapas: 
 Macroscópica: 
• Através da qual é possível 
detectar e identificar 
macroparasitas eliminados 
espontaneamente. 
 Microscópica: 
• Pesquisa pela existência de cistos 
e trofozoítos de protozoários, 
larvas e ovos de helmintos. 
→ A maneira de coleta interfere 
diretamente no resultado final do exame. 
 Por isso, é necessária a orientação 
adequada dos pacientes para a 
realização correta do exame. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Quando devem ser examinadas: 
→ Fezes liquidas: 
 Dentro de 30 minutos. 
 Sugerem a possível presença de 
trofozoítos de protozoários 
intestinais, ovos e larvas de helmintos. 
→ Fezes semi-sólidas: 
 Dentro de 1 hora. 
→ Fezes formadas: 
 Dentro de 24 horas. 
 Sugere a possível presença de cistos 
de protozoários, ovos e larvas de 
helmintos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Mt2 - laboratoriais 
 
 
Anne Karolyne Morato – P3 
 
Método de Hoffman, Pons e Janer 
ou Método de Lutz: 
→ Método de sedimentação espontânea. 
→ Permite a pesquisa de ovos e larvas de 
helmintos e de cistos de protozoários. 
→ Vantagens: 
 Baixo custo; 
→ Desvantagens: 
 Grande quantidade de detritos fecais 
no sedimento. 
 
Indicação: 
→ Áscaris lumbricoides (ovos); 
→ Trichuris trichiura (ovos); 
→ Ancylostomatidae (ovos); 
→ Schistosoma mansoni (ovos). 
→ Giárdia lamblia (fezes formadas, cistos) 
→ Entamoeba histolytica (fezes formadas, 
cistos). 
 
Técnica: 
1. Dissolver cerca de 2g de fezes em um 
frasco Borrel com cerca de 5ml de 
água, triturar com bastão de vidro. 
2. Acrescentar mais 20ml de água. 
3. Filtrar a suspensão para um cálice 
cônico de 200mL de capacidade, por 
intermédio de tela metálica ou de náilon 
com cerca de 80 a 100 malhas/cm² ou 
gaze cirúrgica dobrada em 4. Os detritos 
retidos são lavados com mais 20mL de 
água, agitando-se constantemente com 
o bastão de vidro, devendo o liquido da 
lavagem ser recolhido no mesmo cálice. 
4. Completar o volume do cálice com água. 
5. Deixar essa suspensão em repouso 
durante 2 a 24 horas. 
6. Observar aspecto do liquido 
sobrenadante, tomando duas condutas: 
a. Se estiver turvo = descarta-lo 
cuidadosamente sem levantar ou 
perder o sedimento, colocar mais 
água até o volume anterior e deixar 
em repouso por mais 60 minutos. 
b. Se estiver límpido e o sedimento 
bom = colher uma amostra. 
7. Existem 2 técnicas para colher: 
a. Introduzir uma pipeta obliterada. 
b. Desprezar o liquido sobrenadante 
cuidadosamente, homogeneizar e 
colher uma gota. 
8. Colocar parte do sedimento em uma 
lâmina e fazer um esfregaço. 
9. Para a identificação de cistos de 
protozoários e larvas de helmintos, corar 
a preparação com Lugol. 
 
 
 
 
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Método de Faust e colaboradores: 
→ Método centrífugo-flutuação em solução 
de zinco densidade 1,20. 
→ Usado para pesquisa de cistos e alguns 
oocistos de protozoários, permitindo, 
também, o encontro de ovos leves. 
 
Indicação: 
→ Áscaris lumbricoides (ovos); 
→ Trichuris trichiura (ovos); 
→ Ancylostomatidae (ovos); 
→ Schistosoma mansoni (ovos). 
→ Giárdia lamblia (fezes formadas, cistos) 
→ Entamoeba histolytica (fezes formadas, 
cistos). 
 
Técnica: 
1. Diluir 10g de fezes em 20ml de água 
filtrada. 
2. Homogeneizar bem. 
3. Filtrar através de gaze dobrada em 4, 
num poco plástico, e transferir para um 
tubo de Wasserman (hemólise). 
4. Centrifugar por 1 minuto a 2.500 rpm. 
5. Desprezar o sobrenadante e 
ressuspender o sedimento em água. 
6. Repetir os passos 4 e 5 mais duas ou 
três vezes, até que o sobrenadante 
fique claro. 
7. Desprezar a água sobrenadante e 
ressuspender o sedimento com uma 
solução de sulfato de zinco a 33%, 
densidade de 1,18g/ml. 
8. Centrifugar novamente por 1 minuto a 
2.500 rpm. 
9. Os cistos e alguns oocistos de 
protozoários e os ovos leves, presentes 
na amostra fecal, estarão na película 
superficial. Recolher a película com alça 
de platina, colocar numa lâmina, 
acrescentar uma gota de Lugol e cobrir 
com lamínula. 
OBS: material fecal fresco. 
Deve ser examinado imediatamente, pois o 
contato com a solução de sulfato de zinco 
pode deformar as formar parasitárias, 
especialmente os cistos de protozoários. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Método de Will is: 
→ Método de flutuação espontânea em 
solução saturada de cloreto de sódio em 
água (densidade 1,200), associada a 
propriedade de aderirem ao vidro. 
→ Ovos leves de helmintos. 
→ Não é eficiente para cistos de 
protozoários, pois a solução saturada de 
cloreto de sódio produz retratação dos 
mesmos, ficam deformados pela 
osmolaridade da solução, tornando-os 
irreconhecíveis/não observáveis. 
 
Indicação: 
→ Ancylostomatidae (ovos); 
→ Trichuris Trichiura (ovos); 
→ Ascaris lumbricoides (ovos); 
→ Enterobius vermicularis (ovos). 
 
Técnica: 
1. Colocar 10g de fezes em um frasco 
Borrel (pode ser usado o próprio fresco 
no qual as fezes foram enviadas). 
2. Diluir as mesmas em solução saturada 
de cloreto de sódio (NaCl). 
3. Completar o volume até a borda do 
frasco. 
4. Colocar na boca do frasco uma lâmina, 
que deverá estar em contato com o 
líquido. 
5. Deixar em repouso por 5 minutos. 
6. Retirar rapidamente a lâmina, voltando a 
parte molhada para cima. 
 
Reagentes e preparação: 
• A solução saturada de cloreto de 
sódio (NaCl) com densidade 
especifica é preparada para adição 
de NaCl em água destilada-deionizada 
ou corrente quente ou em ebulição, 
até que o excesso acrescentado não 
mais se dissolva na solução 
(aproximadamente 40g de NaCl em 
100mL de água). A densidade 
especifica é crítica, devendo-se usar 
um densitômetro para controlar e 
ajustar a solução. Filtrar em papel-
filtro. 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Método de Kato-Katz: 
→ Técnica de quantificação de cargas 
parasitarias. 
→ Concentra os ovos de helmintos através 
de filtração em tela metálica ou de 
náilon, de uma determinada malha, que 
retém os detritos maiores e permite a 
passagem dos detritos menores e ovos, 
ocorrendo, consequentemente, a 
concentração destes últimos na amostra. 
 
Indicação: 
→ Áscaris lumbricoides (ovos); 
→ Trichuris trichiura (ovos); 
→ Ancylostomatidae (ovos); 
→ Schistosoma mansoni (ovos). 
 
Técnica: 
1. Prepara uma solução de verde malaquita 
(para conservar as fezes e clarificar as 
formas parasitarias). 
a. Formula: 100ml de glicerina + 100ml de 
água destilada + 1ml de verde-
malaquita a 3%. 
2. Cortar papel celofane semipermeável 
em pedaços de 24mmX30mm e deixá-
los mergulhados na solução de verde 
malaquita por pelo menos 24 horas. 
3. Colocar, sobre um papel higiênico, um 
aporção da amostra de fezes. 
4. Comprimir as fezes com um pedaço de 
tela metálica ou similar de náilon. Nesta 
malha passam ovos de helmintos e 
detritos menores do que eles. 
5. Retirar as fezes que passam para a 
parte superior da tela e transferi-las, 
com o auxilio de um palito, para o 
orifício de um cartão retangular de 
plástico, colocado sobre a lâmina. 
6. Após encher completamente o orifício, 
retirar o cartão, cuidadosamente, 
deixando as fezes sobre a lâmina. 
7. Cobrir as fezes com a lamínula de papel 
celofane embebida na solução de verde 
malaquita, inverter a lâmina, sobre uma 
folha de papel absorvente e comprimi-la. 
8. Aguardar 1 a 2 horas e examinar. 
9. O numero de ovos encontrados no 
esfregaço fecal, multiplicado por 23, 
correspondera ao numero de ovos por 
gramas de fezes. 
 
 
 
 
 
 
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Método de Baermann-Moraes: 
→ Concentração de larvas de helmintos 
por migração ativa, devido aohidrotropismo e termotropismo positivos. 
 
Indicação: 
→ Strongyloides stercoralis. (larvas) 
 
Técnica: 
1. Colocar de 8 a 10g de fezes sobre um 
coador metálico ou de plástico (peneira), 
protegidos por um retalho de gaze 
dobrada 4 vezes. 
2. Colocar o material assim preparado 
sobre um funil de vidro, contendo um 
tubo de borracha conectado a 
extremidade inferior de sua haste. 
3. Obliterar o tubo de borracha com uma 
pinça de Hoffman e adicionar, ao funil, 
água aquecida a 45ºC em quantidade 
suficiente para entrar em contato com 
as fezes. 
4. Deixar 1 hora de repouso. 
5. Colher 5 a 7ml de água, em um tubo de 
centrifuga, abrindo-se a pinça. 
6. Centrifugar a 1.000 rpm por 1 minuto. 
7. Colher o sedimento, sem desprezar o 
sobrenadante e examinar no 
microscópio. 
8. Se detectar a presença de larvas, 
deverão ser coradas com Lugol e 
observadas novamente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Método de Rugai: 
→ Rugai simplificou o método de 
Baermann, utilizando a própria latinha 
como receptáculo para as fezes e um 
cálice de sedimentação, em vez de funil. 
 
Indicação: 
→ Strongyloides stercoralis. (larvas) 
 
Técnica: 
1. Retirar a tampa do recipiente que 
acondiciona as fezes e envolve-lo em 
uma gaze sobrada em 4, fazendo uma 
pequena “trouxa”. 
2. Colocar o material assim preparado, com 
a abertura voltada para baixo, num cálice 
de sedimentação, contendo água 
aquecida a 45ºC, em quantidade 
suficiente para entrar em contato com 
as fezes. 
3. Deixar 1 hora de repouso. 
4. Colher o sedimento no fundo do cálice, 
com ajuda de uma pipeta. 
5. Examinar no microscópio. 
6. Corar as larvas com Lugol e observar 
novamente. 
 
OBS: para a execução dos dois 
métodos (Baermann e Rugai), o ideal é 
que as fezes sejam colhidas no dia do 
exame, pois a refrigeração diminui a 
viabi l idade das larvas. 
Fezes diarreicas ou colhidas em 
conservador não se prestam para estes 
métodos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Método de Graham: 
→ Fita gomada/durex. 
→ Conhecida como “swab anal”. 
 
Indicação: 
→ Enterobius vermicularis (ovos); 
→ Teníase (proglotes ovos). 
 
Técnica: 
1. Fixar, com um pedaço de 5 a 6cm de 
fita adesiva transparente, nas duas 
extremidades, tiras de papel de 
aproximadamente 4cm, que servirão de 
suporte para segurar e para a 
identificação do material (do paciente). 
2. Colocar a fita sobre o fundo de um tubo 
de ensaio com o lado adesivo voltado 
para fora. 
3. Abrir a prega anal do paciente e 
encostar o lado adesivo várias vezes na 
região perianal. 
4. Distender a fita sobre uma lâmina de 
microscopia, com o lado adesivo voltado 
para baixo (como se fosse uma lamínula). 
5. Examinar ao microscópio. 
 
OBS: essa técnica deve ser feita ao 
amanhecer, antes do faciente fazer a 
higiene e repetida, em dias sucessivos, 
caso dê negativo. 
Caso a lâmina não possa ser examinada no 
mesmo dia, deve ser embalada em papel 
alumínio e conservada na geladeira. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Exame direto a fresco: 
→ Exame direto de uma pequena porção 
de fezes (aproximadamente 2mg) 
recém-eliminadas colocada sobre a 
lâmina e emulsificada em solução salina. 
→ Alternativa simples e rápida para a 
identificação de trofozoítos moveis de 
amebas e flagelados intestinais em 
amostras com consistência pastosa ou 
liquida. 
→ Tem baixa sensibilidade, contudo, para 
identificação de cistos de protozoários e 
de ovos e larvas de helminto. 
 
Indicação: 
→ Giardia Lamblia (fezes diarréicas, 
trofozoítos); 
→ Entamoeba histolytica (fezes diarréicas 
trofozoítos). 
 
Técnica: 
1. Colocar 2 a 3 gotas de salina a 0,85% 
em uma lâmina de microscopia. 
2. Tocar, com a ponta de um palito, em 
vários pontos das fezes, transferindo 
uma pequena porção destas para a 
lâmina. 
3. Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço 
e examinar. A espessura do esfregaço 
não deve impedir a passagem de luz. 
4. Para a identificação de cistos de 
protozoários e larvas de helmintos, corar 
a preparação com Lugol.