Exame Parasitológico de Fezes (EPF)

Prévia do material em texto

Ana Maria do Nascimento Cardoso 
1 
Exame Parasitológico de Fezes 
• Importância na clínica médica; 
 
• Objetivo: 
• Diagnóstico de parasitas intestinais do homem; 
• Pesquisa de diferentes formas parasitárias eliminadas 
nas fezes. 
 
Vantagens: 
• Baixo custo; 
• Não invasivo; 
• Fácil execução. 
Cuidados: 
• Biossegurança; 
• Identificação 
correta. 
2 
Realização do EPF 
• Três fases: 
 
• Pré- analítica; 
• Analítica; 
• Pós- analítica. 
3 
Fase pré- analítica 
• Coleta, armazenamento e conservação das fezes. 
• Importância: 
• Participação ativa do paciente. 
Identificação: 
• Nome do paciente 
• Idade 
• Data e hora da coleta 
• Consistência das fezes 
4 
EPF 
Solicitação médica 
Orientação correta e 
coerente 
Transporte, 
armazenamento e 
cadastramento da 
amostra 
QUALIDADE 
Fase pré- analítica 
5 
 
• Evacuação feita em ambiente limpo e seco; 
• Fezes frescas: análise imediata; 
• Conservantes: formol 10%, MIF e SAF 
 
 
• Amostras múltiplas: 3 dias alternados 
• Exames de fezes seriados 
 
 
• Substâncias podem interferir: 
• laxantes, antiácidos, sulfeto ferroso, contrastes (iodo, 
boro, etc.) 
 
Coleta 
+ Sensibilidade 
6 
 
 
• Formol a 10%; 
• MIF (mertiolato, iodo e formol); 
• SAF ( acetato de sódio, ácido acético e formol). 
 
• Obs: Trofozoítos de amebas e Giardias não se conservam 
no formol a 10% ou MIF. 
 
 
 
Conservantes 
7 
Conservantes 
• Formol a 10% 
 Formol comercial 10 ml 
 Solução salina a 0,85% 90 ml 
 
• MIF (Mertiolato, Iodo e Formol) 
Água destilada 250 ml 
Sol. mercuriocromo a 1:500 250 ml 
Formol 25 ml 
Glicerina 5 ml 
• SAF (Ácido acético, Acetato de sódio e formol) 
Acetato de sódio 1,5 g 
Ácido acético 2,9 ml 
Formol 40% 4,0 ml 
Água destilada 92,5 ml 
 
 
8 
Fase analítica 
• Processamento e análise das amostras: 
• Escolha do método, execução e microscopia. 
 
 
 
Exame 
• Consistência das fezes, odor, 
presença de elementos anormais Macroscópico 
• Visualização de ovos ou larvas de 
helmintos, cistos, trofozoítos ou 
oocistos de protozoários 
Microscópico 
9 
Métodos 
Quantitativos 
• Contagem dos ovos 
nas fezes; 
• Avaliação da 
intensidade do 
parasitismo. 
Qualitativos 
• Presença das formas 
parasitárias, sem 
quantificá-las. 
10 
Escolha do Método 
• Alguns são mais gerais, outros mais específicos. 
 
• Métodos gerais: 
• Hoffman, Pons e Janer (HPJ); 
• Métodos de centrifugação. 
 
• Suspeita clínica. 
http://noblat.oglobo.globo.com/artigos/noticia/2017/04/o-
diagnostico-e-clinico.html 
? 
11 
Métodos 
Quantitativos 
• Kato-Katz; 
• Stoll- Hausheer 
Qualitativos 
• Exame direto com ou 
sem coloração; 
• Concentração por 
sedimentação 
espontânea, 
centrifugação, 
centrífugo-flutuação; 
• Exames baseados no 
hidrotropismo das larvas 
12 
Processos de enriquecimento 
Concentram formas parasitárias e eliminam parte 
dos detritos. 
13 
 
• Sedimentação Espontânea 
• Sedimentação por Centrifugação; 
• Flutuação Espontânea; 
• Centrífugo-flutuação; 
• Concentração de larvas de helmintos por migração 
ativa; 
• Concentrar ovos de helmintos através de filtração 
em tela metálica de náilon. 
 
Fase pós - analítica 
• Apresentação dos resultados; 
• Deve conter: 
 
• Parasita(s) encontrado(s) – Patogênicos ou não; 
• Forma parasitária observada; 
• Nome cientifico do parasito - Sempre que possível! 
• Método(s) executado(s); 
• Consistência das fezes; 
• Observação acerca do número de amostras colhidas; 
 
 
14 
15 
Descrição dos Métodos 
16 
Exame Direto ou a Fresco 
• Não utiliza processo concentração; 
• Presentes em grande quantidades; 
 
• Indicações: 
• Pesquisa de ovos e larvas de helmintos 
• Cistos de protozoários; 
• Trofozoítos em fezes recém – emitidas; 
17 
• Sedimentação espontânea; 
• Muito utilizado; 
 
Indicações: 
• Pesquisa de ovos e larvas de helmintos; 
• Cistos de protozoários; 
• Oocistos maiores. 
 
18 
Método de Hoffman, Pons e Janer / 
Lutz 
Método de Hoffman, Pons e Janer / 
Lutz 
2 g de fezes-
Frasco borrel 
 (5 ml de água) 
Triturar 
com bastão 
de vidro 
Filtrar - cálice 
cônico 
(200 ml) 
Completar 
o volume 
do cálice 
Repouso – 2 a 
24 horas 
• Observação 
• Análise – objetivas de 
10x e 40x 
19 
• Sedimentação por centrifugação 
• Muito utilizado; 
 
• Indicações: 
• Pesquisa de ovos e larvas de helmintos; 
• Cistos e oocistos de protozoários; 
20 
Método de MIFC ou de Blagg 
Método de MIFC ou de Blagg 
1. Fezes – 
MIF : 
Homogeneiz
ar 
2. Filtrar p / 
um copo 
descartável 
6. - Camada de 
detritos da 
parede 
4. + 4 a 5 ml 
de éter 
sulfúrico e 
agitar. 
7. Inverter o 
tubo. 
8. solução 
salina/ lugol 
5. Centrifugar 
(2.500 rpm)/ 
1m 
3. 1 a 2 ml - 
Tubo cônico de 
centrifugação 
 (15 ml) 
21 
Método de MIFC ou de Blagg 
22 
Método de Faust 
• Centífugo – flutuação no sulfato de zinco; 
 
• Pesquisa de ovos leves, cistos e oocistos de 
protozoários; 
• Especialmente indicado para a pesquisa de cistos; 
23 
Método de Faust 
1. Diluir 10g de 
fezes / 20 ml de 
água filtrada 
2. Homogeneizar 
bem 
3.Filtrar e 
transferir 
para um tubo 
de hemólise 
4. Centrifugar 
por 1m a 2. 
500 rpm 
5. Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender com água; 
6. Repetir as operações 4 e 5 até que o líquido fique claro. 
24 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
7. Desprezar a água; 
8. Ressuspender com solução de sulfato de zinco (33%, densidade 
de 1, 18 g/ mL.); 
9. Centrifugar novamente a 2. 500 rpm durante 1 min; 
10. Recolher a película com alça de platina  Visualizar 
 
• Flutuação espontânea; 
• Ovos leves, em especial ancilostomídeos; 
• Não é indicado para pesquisa de cistos; 
 
• Pouco usado. 
26 
Método de Willis 
Método de Willis 
 
1. Colocar 10 g de fezes em 
um frasco Borrel 
2. Diluir as fezes em solução 
saturada de açúcar ou sal 
(NaCl). 
 
3. Completar o volume até a 
boca do frasco. 
 
27 
4. Colocar na boca do frasco uma 
Lâmina, que deverá estar em contato 
com o líquido. 
 
5. Deixar em repouso por 5 minutos. 
 
6. Ao final desse tempo, retirar 
rapidamente a lâmina, voltando a parte 
molhada para cima. 
 
7. Levar ao microscópio e examinar com 
objetiva de 10 e /ou 40x. O uso da 
lamínula é facultativo. 
28 
• Migração ativa das larvas; 
 
• Larvas de helmintos; 
• Indicados para o diagnóstico de Strongyloides 
stercoralis. 
29 
Método de Bearmann - Moraes 
Método de Bearmann - Moraes 
30 
 
 
1. 8 a 10 g de fezes gaze dobrada em quatro ou em uma peneira. 
 
2. Transferir para um funil de vidro contendo um tubo de borracha 
conectado à extremidade inferior de sua haste. 
 
3. Obliterar o tubo de borracha com uma pinça de Hoffman e 
adicionar, ao funil, água aquecida (45°C) em quantidade suficiente 
para entrar em contato com as fezes. 
 
31 
 
4. Deixar 1 hora em repouso. 
 
5. Ao final desse tempo, coletar 5 a 7 ml da 
água em um tubo de centrífuga abrindo-se a 
pinça. 
 
6. Centrifugar a 1.000 rpm por 1 minuto. 
 
7. Coletar o sedimento sem desprezar o 
líquido sobrenadante e examinar ao 
microscópio (10x). 
8. Caso larvas sejam detectadas, deverão ser 
coradas com lugol e observadas com a 
objetiva de 40x para identificação. 
 
 
• Migração ativa das larvas 
• Assim como oBaermann – Moraes, é indicado para a 
pesquisa de larvas de helmintos; 
 
• Strongyloides stercoralis 
32 
Método de Rugai 
Método de Rugai 
1. Envolver as fezes com gaze formando uma trouxa; 
2. Colocar esse material com abertura voltada para 
baixo em um cálice de sedimentação contendo água 
aquecida (45°C) ; 
3. Deixar uma hora em repouso; 
 
33 
34 
 
4. Coletar o sedimento no fundo do cálice com a ajuda de uma 
pipeta. 
 
5. Examinar no microscópio com a objetiva de 10x. 
 
6. Corar as larvas com lugol e observá-las com o maior 
aumento, para identificação. 
 
OBS: fezes frescas, formadas ou pastosas e coletadas no 
mesmo dia do exame; refrigeração diminui a sensibilidade; 
fezes diarreicas ou em conservante não se utiliza esse 
método. 
 
Método de Sheather 
• Flutuação no açúcar; 
 
• Pesquisa de oocistos de coccídeos; 
• Especialmente indicado para Cryptosporidium parvum e 
 Cyclosora Cayetanensis 
35 
36 
Método de Sheather 
1. Misturar, em partes iguais, 
fezes e solução fisiológica de 
NaCl – Sal de cozinha. 
2. Filtrar a suspensão em gaze 
dobrada em quatro partes. 
3. Recolher o filtrado em um 
tubo de centrífuga, 
completando até a metade. 
4. Completar o tubo com 
solução saturada de açúcar. 
37 
 
5. Cobrir o tubo com uma lamínula e fixa-lo com uma 
gominha. 
6. Homogeneizar bem por agitação. 
 
7. Caso necessário, completar o volume com solução 
saturada de açúcar até o líquido alcançar a borda do tubo. 
 
8. Centrifugar por 5 minutos a 1500 rpm ou deixar em 
repouso durante 1 hora. 
9. Retirar a lamínula, colocar sobre uma lâmina e examinar 
com a objetiva de 40x. 
 
• Método quantitativo; 
• Tamisação das fezes; 
• Tela permite a passagem dos ovos e retém detritos 
maiores; 
• Indicado para: 
• Pesquisa quantitativa de ovos de helmintos: 
• Ancilostomídeos, Hymenolepis sp. e Schistosoma 
mansoni 
38 
Método de Kato - Katz 
39 
a) Homogeneização 
b) Transferência para uma folha de tamisação, recolhendo o 
material tamisado com espátula; 
c) Transferência para um cartão perfurado disposto sobre uma 
lâmina; 
d) Retirada do cartão e encobrimento com lamínula de celofane 
previamente mergulhada em solução glicerinada de verde 
malaquita; 
e) Inversão da lâmina sobre superfície lise e compressão das fezes. 
 
 
 
 
40 
• Método de Henriksen e Pohlenz (Derivado 
de Ziehl-Neelsen) 
Usado para coloração de oocistos de coccídeos intestinais 
(Cryptosporidium parvum, Isospora belli e Cyclospora cayetanensis). 
Fezes frescas, em formol a 10% ou em SAF, pelo método de MIFC ou 
Sheather. 
 
1. Preparar o esfregaço delgado com parte do material obtido 
após concentração; 
2. Deixar à temperatura ambiente; 
3. Fixar com álcool metílico por 5 minutos.; 
4. Deixar secar à temperatura ambiente; 
5. Corar com corante de Kinyoun (a frio), durante 1 hora; 
 
41 
 
6. Lavar com água corrente. 
7. Diferenciar com solução aquosa de ácido sulfúrico a 2% (30 
segundos a 1 minuto). 
8. Lavar com água corrente. 
9. Corar o fundo com verde - malaquita a 5% por 8 minutos. 
10. Lavar com água corrente e secar. 
11. Examinar com objetiva de imersão (100x). 
 
Observações: O formol a 10% em solução salina, preserva o 
parasito e destrói o seu poder patogênico; 
 
42 
• Método da Safranina Modificada 
Usado para coloração de oocitos de Cryptosporidium 
parvum, Isospora belli e Cyclospora cayetanesis. 
 
 
1. Preparar um esfregaço delgado com parte do material 
obtido após concentração (Método de MIFC, com 
centrifugação por 8 a 10 minutos, ou método de Sheather). 
 
2. Deixar secar à temperatura ambiente. 
 
43 
3. Mergulhar as lâminas em uma solução aquosa de safranina 
a 1% e aquecer no forno de micro-ondas (30s) 
4. Lavar em água corrente por 30 segundos. 
 
5. Mergulhar as lâminas em uma solução aquosa de safranina 
a 1% ou em solução aquosa de verde-malaquita, por 1 
minuto. 
 
6. Lavar em água corrente por 30 segundos e secar. 
 
7. Montar com resina sintética. 
 
44 
Método de Graham (Fita Durex) 
Indicado para diagnóstico de Enterobius vermicularis e Taenia sp. 
 
1. Fixar em uma lâmina 5 a 6 
cm de fita adesiva 
transparente, colocando, nas 
duas extremidades, tiras de 
papel aproximadamente 4cm, 
que servirão de suporte para 
segurar e para identificação do 
material. 
45 
 
2. Destacar a fita lâmina e colocar sobre 
o fundo de um tubo de ensaio com o lado 
adesivo voltado para fora. 
 
3. Abrir a prega anal do paciente e 
encostar, vária vezes, o lado adesivo da 
fita, na região perianal. 
 
4. Distender a fita sobre uma lâmina de 
microscopia, com o lado adesivo voltado 
para baixo (como se fosse uma lamínula). 
 
5. Examinar ao microscópio com a 
objetiva 10x. 
 
46 
47 
48 Obrigada!