ESTRATEGIAS-DE-MANEJO-PARA-O-CONTROLE-DE-DOENCAS-DE-PLANTAS-CASOS-DE-SUCESSO-EM-BANANA-ABACAXI-E-MORANGO-PAINEL-CD-ANAISsmallpdf.com

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XX Congresso Brasileiro de Fruticultura 
54th Annual Meeting of the Interamerican Society for Tropical Horticulture 
12 a 17 de Outubro de 2008 - Centro de Convenções – Vitória/ES
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ESTRATÉGIAS DE MANEJO PARA O CONTROLE DE DOENÇAS 
DE PLANTAS: CASOS DE SUCESSO EM BANANA, ABACAXI E 
MORANGO 
 
José Aires VENTURA; Hélcio COSTA 
 
INCAPER, Rua Afonso Sarlo 160, Bento Ferreira, 29052-010, Vitória-ES; (E-mail: 
ventura@incaper.es.gov.br; helciocosta@incaper.es.gov.br). 
 
 
1 INTRODUÇÃO 
O Brasil sempre se destacou como grande produtor mundial de frutas, 
mas apesar do país assumir posição de destaque como grande produtor, os 
problemas fitossanitários limitam a obtenção de altos rendimentos e a 
qualidade da fruta no mercado. A importância econômica das doenças varia 
com as condições edafoclimáticas da região produtora. Embora o impacto 
visual das doenças seja facilmente observado no campo ou em pós-colheita, 
avaliações quantitativas de perdas de rendimento têm sido raramente 
realizadas. No Brasil as doenças causadas principalmente por fungos e vírus 
são em algumas culturas as mais severas, com perdas que podem chegar, em 
alguns casos, a 100% da produção (VENTURA; COSTA, 2002; VENTURA; 
ZAMBOLIM, 2002; VENTURA et al., 2004). 
 
Visando o manejo integrado das doenças é necessário o conhecimento da 
biologia dos patossistemas e das tecnologias disponíveis para o controle, seu 
limite econômico e aceitação ecológica. O conhecimento da epidemiologia das 
doenças é de fundamental importância para o estabelecimento das estratégias 
de manejo e controle dessas doenças, existindo excelentes revisões sobre a 
ecologia dos patógenos. A estratégia mais viável para o controle das doenças é 
o uso de genótipos resistentes. Entretanto para muitas culturas ainda não 
foram identificadas as fontes de resistência e em alguns casos a resistência é 
“quebrada” pelo aparecimento de novas raças. Outras medidas também são 
 
 
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recomendadas com a utilização do manejo integrado, pelo uso de vários 
métodos culturais e biológicos, destacando-se: material propagativo sadio, 
preparo do solo, rotação de culturas, manejo da irrigação, nutrição equilibrada 
e manejo da matéria orgânica. 
 
Sem dúvida que uma dos métodos de controle mais importantes é a prevenção 
da entrada do patógeno em uma área, evitando-se assim, o material 
propagativo infectado. Neste caso é muito importante a quarentena e a 
inspeção para prevenir a entrada e a rápida disseminação dos patógenos, 
como a recente constatação no Brasil da bacteriose e fitoplasmas em 
morangueiro, que se disseminam nas regiões produtoras. A exclusão visa 
assim eliminar a possibilidade de entrada de um patógeno em áreas onde ele 
ainda não ocorre, podendo em alguns casos também se usar de forma 
complementar o tratamento químico erradicante e a termoterapia de sementes 
ou partes propagativas das plantas. 
 
Neste sentido, um ponto muito importante para a transmissão do patógeno 
pelas sementes e mudas, é a tolerância às doenças, que na legislação, de 
campos de produção de sementes e viveiros deve ser zero para todas as 
classes de sementes, seja básica, certificada ou fiscalizada, bem como para as 
mudas. A constatação de um fungo ou bactéria em sementes ou mudas, no 
entanto, não implica necessariamente que o organismo é patogênico, sendo 
importante a realização dos testes de patogenicidade para comprovar se é ou 
não patogênico para a planta. 
 
Para reduzir o inóculo presente em uma área, a erradicação das plantas ou 
partes das plantas doentes (roguing) é fundamental, devendo-se incluir 
adicionalmente as medidas sanitárias e outras táticas de manejo que 
desfavorecem os patógenos ou a evolução da epidemia, como a solarização, 
irrigação, adubação equilibrada, etc. A rotação de culturas como uma 
 
 
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alternância regular e ordenada dos cultivos, numa seqüência temporal em 
determinada área, ajuda a manter ou restabelecer o equilíbrio biológico do solo 
(ZAMBOLIM et al., 2004). É uma prática secular que apresenta resultados 
expressivos, tendo como base o princípio da erradicação do inóculo, 
fundamentada no conhecimento da biologia das espécies (ex.: Fusarium spp.), 
sendo o tempo de rotação variável de acordo com o patossistema. No caso de 
patógenos que têm a formação de estruturas de sobrevivência no solo 
(clamidósporos), como no caso de F. oxysporum f.sp. cubense, agente causal 
do mal-do-panamá da bananeira, mesmo na ausência da planta hospedeira o 
patógeno pode sobreviver por mais de 20 anos (VENTURA; HINZ, 2002; 
STOVER, 1972; WARDLAW, 1972). 
 
A supressividade dos solos é um importante componente no manejo integrado 
das doenças causadas por Fusarium. Solos supressivos são aqueles com 
propriedade natural de reduzir a incidência ou severidade das doenças e 
geralmente está associada às interações entre a população do patógeno e a 
população dos microorganismos indígenas do solo, envolvendo assim as 
características bióticas e abióticas desse solo. Os mecanismos pelos quais os 
solos se tornam supressivos às atividades dos patógenos não são sempre bem 
conhecidos (ZAMBOLIM et al., 2004). Existem atualmente estudos de 
monitoramento de microorganismos presentes nos solos supressivos e a 
perspectiva da utilização da biotecnologia para o seu conhecimento. 
 
2 FUSARIOSE OU GOMOSE DO ABACAXIZEIRO 
A etiologia da doença foi inicialmente associada ao fungo Fusarium 
moniliforme var. subglutinans, baseado nas descrições taxonômicas, mas 
posteriormente, após uma revisão do gênero, foi sugerido que a espécie seria 
Fusarium subglutinans (Wollenw & Reinking Nelson, Toussoun & Marasas), 
tendo em vista as características fisiológicas, morfológicas e genéticas do 
fungo (NELSON et al., 1984; VENTURA, 2000; VENTURA; ZAMBOLIM, 2002). 
 
 
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Pela ausência de diferenças morfológicas claramente distinguíveis entre os 
isolados estudados e com base nos testes de patogenicidade e polimorfismo 
do DNA, os isolados obtidos de abacaxi representam uma população distinta 
dentro da espécie F. subglutinans, que deveria ser reconhecida como uma 
forma especial denominada: Fusarium subglutinans (Wollenw & Reinking 
Nelson, Toussoun & Marasas) f. sp. ananas Ventura, Zambolim & Gilb. 
(VENTURA, 1994; VENTURA; ZAMBOLIM, 2002). Mais recentemente usando 
a biologia molecular foi sugerida uma nova espécie Fusarium guttiforme 
Nirenberg & O’Donnell, como sinônimo de F. subglutinans f. sp. ananas. No 
entanto, a descrição dos caracteres morfológicos usados parecem não ser 
suficientes para distinguir este taxon de outros isolados de F. subglutinans, 
separando-os apenas pela patogenicidade nos seus hospedeiros, o que não 
justifica a separação do fungo em uma nova espécie (VENTURA, 2000; 
VENTURA; ZAMBOLIM, 2002). 
O sintoma mais evidente é a exsudação de goma que pode-se manifestar em 
todos os estádios de desenvolvimento da planta, especialmente nos frutos 
(Figura 1-A). Na planta a infecção do fungo causa lesões no caule e na base 
das folhas, facilmente observadas na parte aclorofilada destas (Figura 1-B).Figura 1 Sintomas da fusariose causada pelo fungo Fusarium subglutinans f. 
sp.ananas. Exsudação de goma em fruto (A). Planta doente, 
observando-se a lesão na base das folhas (B). 
 
 
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As mudas são infectadas, geralmente na fase inicial de 
desenvolvimento, quando ainda estão aderidas à planta-mãe que apresenta 
frutos doentes. É pouco perceptível nos estádios iniciais da doença, porém, 
como o fungo sobrevive em mudas e plantas, o conhecimento dos sintomas 
nas mesmas possibilita a eliminação de importantes fontes de inoculo. 
(VENTURA; COSTA, 2006; VENTURA; ZAMBOLIM, 2002). O patógeno 
sobrevive assim no material propagativo e em restos culturais doentes que são 
abandonados no campo (Figura-2). A presença do patógeno em mudas que 
são comercializadas e plantadas constitui um dos maiores perigos para a 
disseminação da doença, pois os agricultores só tomam consciência da 
gravidade da situação quando a cultura já está seriamente comprometida. 
Durante o ciclo da cultura, o período crítico para infecção ocorre após a 
indução floral até ao final da antese (VENTURA; ZAMBOLIM, 2002; VENTURA 
et al., 1993), tendo como principal sitio de infecção as flores (Figura 2). Os 
conídios transportados pelo vento, respingos de chuva ou insetos, depositam-
se na roseta foliar podendo infectar a fase inicial da inflorescência, 
desconhecendo-se ainda a importância das anteras ou outros órgãos florais na 
patogênese (Figura 2). A antese do abacaxizeiro (fenômeno que está 
intimamente associado com variáveis climáticas, como temperatura, umidade e 
comprimento do dia), ocorre por etapas com a abertura das flores em 
seqüência helicoidal, iniciando-se da base para o ápice da inflorescência, 
permanecendo aberta cada flor por apenas um dia. O período de abertura de 
flores em cada inflorescência perdura por 3-4 semanas, podendo abrir 
diariamente até 10 flores. 
 
 
 
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Figura 2 Ciclo da Fusariose do abacaxi, causada pelo fungo Fusarium subglutinans f. sp. 
ananas (Sin = F. guttiforme) (VENTURA et al., 1993; VENTURA;ZAMBOLIM, 2002). 
 
Empiricamente, tem-se verificado que a severidade da doença apresenta 
variações ao longo do ano. No estado do Espírito Santo a maior incidência 
ocorre nos frutos colhidos entre agosto e outubro, cuja inflorescência apareceu 
de março a maio, normalmente com temperaturas entre 23º e 30ºC e umidade 
relativa do ar elevada e freqüência de precipitações pluviométricas. 
2.1 MANEJO DA DOENÇA 
O pousio durante quatro a doze meses contribui para a redução do inóculo 
presente nos restos culturais que são deixados no campo após a colheita, 
 
 
 
 
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apesar de não existirem evidências de que diminua a severidade da doença 
nos frutos. Esta prática não é economicamente justificável para produtores que 
não disponham de novas áreas para plantio (GOMES et al., 2003). 
O tratamento das mudas infectadas com fungicidas, antes do plantio, deve ser 
cuidadosamente avaliado porque apenas elimina o inoculo externo, ou seja, 
não tem ação curativa mesmo em altas doses e independente do tempo de 
tratamento. 
Algumas publicações recomendam procedimentos alternativos como a 
aplicação de urina de vaca e biofertilizante, porém, a urina de vaca apesar de 
mostrar eficiência em laboratório, na diluição 1:1 em água, não foi eficiente 
quando testada nas condições de campo em Itapemirim-ES. Até ao momento 
não existem resultados de pesquisa em condições de campo que permitam 
recomendar comercialmente a utilização de produtos (fungos, bactérias ou 
extratos vegetais), para controle biológico da doença (GOMES et al., 2003; 
VENTIURA; ZAMBOLIM, 2002). 
Várias instituições vêm trabalhando com o melhoramento genético do 
abacaxizeiro, destacando-se no Brasil, os projetos de melhoramento genético 
na PESAGRO-RJ, Instituto Agronômico de Campinas (IAC), do Incaper no 
Espírito Santo e da Embrapa Mandioca e Fruticultura em Cruz das Almas-BA. 
O programa da Embrapa Mandioca e Fruticultura é atualmente o mais amplo e 
completo tendo como objetivos desenvolver cultivares de abacaxi resistentes à 
fusariose e com aceitação comercial. Este programa já possibilitou seleção 
preliminar de vários genótipos e o lançamento da cultivar Imperial, resistente à 
fusariose e com outros caracteres favoráveis como folhas sem espinhos nas 
bordas, fruto com polpa amarela, elevado teor de açúcar e acidez moderada 
(CABRAL et al., 1991; CABRAL et al., 1993; CABRAL; MATOS, 1995; CABRAL 
et al., 1997; CABRAL et al., 2003). No entanto a característica dos frutilhos no 
fruto e a posição das mudas (filhotes) aderidas à base do fruto, são 
desvantagens para a sua aceitação comercial. 
 
 
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Inicialmente as cultivares Perolera e Primavera foram também recomendadas 
pela Embrapa porque apresentavam frutos com maior potencial para 
comercialização (brix, acidez, forma e tamanho) e possuíam folhas sem 
espinhos. Em pesquisas realizadas no estado do Espírito Santo, estas cvs. 
apresentaram algumas desvantagens que impediram sua recomendação em 
plantios comerciais como: comprimento do pedúnculo e mudas do tipo filhote 
aderidas ao fruto na cv. Perolera; baixa adaptação em condições de estresse 
hídrico da cv. Primavera. Novos híbridos resistentes à fusariose que estão 
sendo avaliados em diferentes ambientes, têm-se mostrando estáveis e 
apresentando excelente comportamento agronômico e comercial. No Espírito 
Santo foi lançada a cultivar Vitória, resistentes à fusariose, que poderá causar 
um incremento superior a 50% na produtividade da cultura no Brasil, 
produzindo frutos de boa qualidade tanto para o consumo in natura como para 
a agroindústria (VENTURA et al., 2006). 
Considerando que o período crítico para que ocorra a infecção está situado 
entre a indução floral e o final da antese, pois a flor é o principal sítio de 
infecção, recomenda-se a proteção das inflorescências nesta fase (Figura 2). A 
infecção nas flores também pode ser reduzida protegendo-se as 
inflorescências com saco de papel pergaminho e/ou suprimindo-se a antese 
com hormônios como o etephon (ácido 2 – chloroetilfosfônico), porém deve ser 
considerada a sua viabilidade prática e econômica. 
A prática mais usada é proteger as inflorescências com aplicação de fungicidas 
da indução floral até o final da antese. A lavoura deve ter uma floração 
uniforme para facilitar as pulverizações. A aplicação do fungicida tebuconazole 
em doses elevadas e principalmente com temperaturas muito altas pode 
causar fitotoxidez e interferir na acidez dos frutos. As injúrias causadas por 
insetos, principalmente a broca-do-fruto (Strymon basilides), são importantes 
portas de entrada do fungo. Em regiões onde esta praga é problema pode-se 
adicionar um inseticida à calda fungicida. 
 
 
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3 MAL-DO-PANAMÁ OU MURCHA DE FUSARIUM DA BANANEIRA 
 
O mal-do-Panamá ou Murcha de Fusarium da bananeira é uma das mais 
destrutivas doenças desta planta, admitindo-se que tenha destruído mais de 
40.000 ha de bananeiras da cv. Grós Michel (AAA), na América Central, 
comprometendo a exportação desta fruta e levado os grandes grupos 
bananeiros a substituir os bananais predominantemente de ‘Grós Michel’ pelas 
cultivares do subgrupo Cavendish (JONES, 1999; STOVER, 1972; WARDLAW, 
1970). 
A primeira descrição da doença ocorreu em 1876 na Austrália, seguindo-se 
relatos da doença no Panamá e Costa Rica em 1890, disseminando-se 
posteriormente para todos os países da América Central e do Sul (STOVER, 
1972; PLOETZ, 1992). 
No Brasil a doença foi assinalada pela primeira vez em São Paulo, no 
município de Piracicaba, em 1930, infectando plantas da cv. Maçã (AAB). No 
Estado do Espírito Santo, desconhece-se a data do seu aparecimento, no 
entanto, há muitos anos vem infectando os bananais capixabas, tendo 
dizimado a cultura da banana ‘Maçã’ da região litorânea do Estado e vem 
progressivamente infectando a cv. Prata (AAB) que a substituiu, principalmente 
nas condições edafoclimáticas marginais para esta cultura (VENTURA;HINZ, 
2002; VENTURA; NOBREGA, 1978). 
 A disseminação da doença para novas áreas está estritamente 
relacionada com a introdução de material propagativo suscetível (STOVER, 
1972; VENTURA; HINZ, 2002). De uma maneira geral a doença tem 
contribuído para a eliminação da maioria dos plantios comerciais da cv. Maçã, 
obrigando os agricultores a plantar em terras novas ou a substituir suas 
culturas por cultivares resistentes, do subgrupo Cavendish. Estas cultivares no 
entanto, principalmente nos subtrópicos do hemisfério oriental têm apresentado 
suscetibilidade à doença. Perdas significativas têm sido relatadas nas Ilhas 
Canárias, Austrália, África do Sul e Taiwan (JONES, 1999; PLOETZ, 1992). 
Os sintomas da doença podem dividir-se em: 
Externos: Nas folhas ocorre um amarelecimento, das mais velhas para as 
mais novas, ou seja, de baixo para cima, iniciando-se com uma faixa ao longo 
da margem do limbo, que progride até a nervura central. Em seguida, as folhas 
murcham, quebrando-se junto ao pseudocaule, dando à planta o aspecto de 
 
 
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guarda-chuva fechado (Figura 3-A). No pseudocaule, frequentemente, 
observam-se rachaduras no feixe de bainhas próximo do rizoma. 
Internos: Em cortes transversais do pseudocaule, e em bananeiras com a 
doença em estádios mais avançados, observam-se pontuações de coloração 
pardo-avermelhada, devido, principalmente, ao acúmulo e oxidação da 
dopamina, dando um aspecto completamente anormal ao feixe de bainhas 
(Figura 3-B). Nos rizomas, observam-se, com clareza, os sinais da doença, 
tanto em casos de infecção inicial como em estádios mais evoluídos, 
verificando-se, facilmente, num corte transversal, pontuações de coloração 
pardo-avermelhada, tendendo para o amarelo, variando a intensidade de 
acordo como a área colonizada. Em estádios muito avançados, o fungo 
desenvolve-se por todo o rizoma (VENTURA; HINZ, 2002). 
 
 
 
 
Figura 3 Planta com sintomas do mal-do-panamá, evidenciando o amarelecimento das folhas mais velhas 
e a quebra destas junto ao pseudo-caule (A); Corte transversal do pseudo-caule mostrando o 
escurecimento dos vasos devido à infecção do fungo Fusarium oxysporum f.sp. cubense (B) 
 
 
A pigmentação vascular pode atingir o engaço e o ráquis do cacho ou mesmo, 
o pedúnculo dos frutos, mas nunca foram observados sintomas na polpa dos 
frutos. Isto contrasta com os sintomas do moko ou murcha bacteriana, com o 
 
 
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qual muitas vezes os sintomas da doença são confundidos, em regiões onde 
ocorrem as duas doenças. 
Na cultivar Prata, é freqüente constatar-se que, numa touceira, onde 
sabidamente a planta-mãe está infectada, as mudas novas, de até 4-5 meses, 
não evidenciaram sintomas externos da doença, podendo, em certos casos, 
chegar a produzir cachos normais. Freqüentemente, tem-se constatado, em 
bananais da cv. Prata, no Espírito Santo, casos de declínio e morte de plantas, 
apresentando sintomas externos até certo ponto semelhantes aos do Mal do 
Panamá, sendo, no entanto, de origem abiótica, devido, possivelmente, a 
desequilíbrios nutricionais. 
O patógeno, Fusarium oxysporum Schlect. f. sp. cubense (Smith) Snyder & 
Hansen, é um fungo do solo, que tem como hospedeiros plantas da família 
Musaceae (gênero Musa) e da família Heliconeaceae (gênero Heliconia), bem 
como os híbridos entre as espécies M. acuminata e M. balbisiana e entre M. 
acuminata e M. schizocarpa. Tradicionalmente 4 raças do patógeno são 
reconhecidas com base em cultivares diferenciadoras (Tabela 2). 
 
 
Tabela 2 Identificação das raças de Fusarium oxysporum f. sp. cubense, com base em 
cultivares diferenciadoras. 
RAÇAS CULTIVARES SUSCETÍVEIS 
1 Grós Michel1; Maçã; Prata; Taiwan Latundan; Pisang Awak e I.C.2 
2 Bluggoe1; cvs do grupo ABB e alguns híbridos tetraplóides AAAA 
3 Heliconia spp2 
4 Grós Michel; Maçã; Prata; Bluggoe e cvs do subgrupo Cavendish1 
1/ Cultivar padronizada internacionalmente para a diferenciação das raças (PLOETZ, 1972). 
2/ Nos últimos 30 anos não existem relatos da doença neste hospedeiro (JONES, 1999). 
 
 
 Há evidências da possível existência de outras raças ainda não 
confirmadas, uma vez que isolados do patógeno na África Oriental e na Flórida 
(USA), infectam as cvs. Grós Michel e Bluggoe, mas não o subgrupo 
Cavendish (PLOETZ, Comunicação pessoal). 
 A espécie F. oxysporum tem isolados patogênicos e saprófitas que não 
podem ser separados morfologicamente. Em meio de cultura BDA tem um 
 
 
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crescimento rápido (4-7 mm/dia) a 25ºC, com micélio aéreo cotonoso de cor 
esbranquiçada com a produção de micro conídios ovais a reniformes, 
geralmente unicelulares, em monofiálides (VENTURA, 2000). Os 
clamidosporos são globosos, formados isoladamente ou aos pares nas hifas ou 
nos macroconídios, medindo geralmente de 7-11 µm. Apesar da formação dos 
clamidosporos ser uma importante característica para a identificação das 
espécies, isolados de F. oxysporum f. sp. cubense do grupo de compatibilidade 
vegetativa VCG 01214, não produzem clamidosporos (PLOETZ; PEGG, 1997; 
JONES, 1999). Com a ausência da fase teliomórfica em F. oxysporum, admite-
se que a variação genética verificada no patógeno seja resultado de mutações 
que são mantidas na mitose. O ciclo parasexual de F. oxysporum f. sp. 
cubense foi descrito em laboratório mas até o momento não foi possível 
comprovar que ocorra na natureza (JONES, 1999). 
A compatibilidade somática (grupos de compatibilidade vegetativa – VCGs), 
tem sido usada para identificar geneticamente populações do patógeno de 
diferentes regiões, através da complementação genética (formação de 
heterocarions), entre mutantes auxotróficos que não utilizam nitrato (nit.). São 
conhecidos 16 GCVs do patógeno que explicam a co-evolução do fungo com a 
bananeira e a sua disseminação no mundo. (PLOETZ, 1990). 
O patógeno pode permanecer no solo em estádio de dormência porvários 
anos, na forma de clamidosporos, que estimulados, germinam, desenvolvendo 
micélio; e, deste, produzir, dentro de poucas horas, conídios e clamidosporos 
novamente após 2-3 dias (STOVER, 1972; WARDLAW, 1972). 
As radicelas e extremidades das raízes são os sítios iniciais de infecção, sendo 
que nos genótipos resistentes a infecção é paralisada devido à formação de 
géis e tiloses nos vasos do xilema, enquanto que nas cultivares suscetíveis a 
colonização dos vasos continua extendendo-se aos tecidos parenquimatosos 
anexos. Os clamidosporos são formados nos tecidos necrosados e no solo, 
sendo as estruturas de sobrevivência do fungo mais importantes na 
epidemiologia da doença. 
A infecção inicia-se pelas radicelas, atingindo o sistema vascular da bananeira 
num processo sistêmico, ocorrendo, em estádios mais avançados da doença, a 
colonização do tecido parenquitamoso adjacente, com a produção de elevada 
quantidade de conídios e clamidosporos (STOVER, 1972; WARDLAW, 1972). 
Inoculações diretas no rizoma ou pseudocaule têm resultados negativos na 
obtenção de sintomas vasculares, mesmo quando se utilizaram elevadas 
concentrações de inóculo, podendo, no entanto, ocorrer crescimento do fungo 
nos tecidos inoculados. 
 
 
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A dispersão da doença ocorre, principalmente, pelo homem, água, animais e 
vento, sendo os dois primeiros os mais importantes, tendo em vista as 
condições de cultivo das regiões produtoras no Brasil, e o uso de mudas sem 
os cuidados fitossanitários necessários (VENTURA; HINZ, 2002). A evolução 
da doença num bananal é imprevisível, uma vez que, em alguns casos, evolui 
rapidamente, atingindo todas as plantas; e noutros, o mesmo não acontece. 
Admite-se que em bananais implantados em solos supressivos a doença leva 
vários anos (10-15 anos) até causar problema, enquanto que nos solos 
condutivos, isto ocorreria em poucos anos (2-4 anos). 
As características químicas e físicas do solo desempenham um papel 
importante no comportamento da doença, em determinadas regiões, sendo as 
interações envolvendo o pH, Ca trocável, Mg, K e matéria orgânica as mais 
importantes. Observações realizadas no Espírito Santo têm mostrado uma 
associação entre os teores de Al+++ no solo e a ocorrência da doença, na 
cultivar Prata. 
A saturação hídrica do solo reduz o O2 e aumenta o CO2 e a concentração de 
etileno no solo, afetando a respiração das raízes, o aerenquima cortical e as 
extremidades das raízes por onde geralmente se inicia a infecção do patógeno 
(AGUILAR et al., 2000). A hipoxia e a conseqüente anoxia nas raízes da 
bananeira implicam no desenvolvimento da murcha causada pelo fungo, tendo 
em vista uma demora na ativação dos mecanismos de defesa do hospedeiro. 
As enzimas peroxidase (PER) e liase fenilalamina de amônio (PAL), têm ação 
na resistência induzida de diferentes patossistemas. Na bananeira a hipoxia 
afeta a atividade destas enzimas, verificando-se que existe uma correlação 
direta e positiva da doença com o aumento da PER, o que explica a “quebra” 
da resistência em cultivares do subgrupo Cavendish ao Mal-do-Panamá 
(raça1), após a saturação hídrica (alagamento), como verificado no Vale do 
Ribeira, em São Paulo, com a cv. Nanicão. A identificação de marcadores 
moleculares para estas enzimas pode constituir-se em uma ferramenta 
importante para se pesquisar a resistência quantitativa ao Mal-do-Panamá 
(AGUILAR et al., 2000). 
Existe um efeito significativo da matéria orgânica no solo relacionada com a 
infecção de F. oxysporum f. sp. cubense, verificando-se experimentalmente 
que o elevado teor de matéria orgânica nos solos orgânicos em relação a solos 
minerais, influencia a severidade da doença, sendo menor nos solos orgânicos 
(SILVA Jr. et al., 2000). Os altos teores de matéria orgânica geralmente estão 
relacionados com uma elevada população microbiana no solo, aumentando o 
 
 
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efeito fungistático deste. Os solos arenosos são relatados como conducivos 
para murchas vasculares causadas por F. oxysporum, enquanto que nos solos 
argilosos as doenças são menos freqüentes, principalmente quando são ricos 
em montmorilonita (LINDERMAN et al., 1983). No Brasil, no patossistema 
bananeira x F. oxysporum f.sp. cubense, foi verificado que em áreas com 
plantas doentes no Espírito Santo e Bahia, os teores de cálcio e magnésio 
estavam baixos tanto no solo como nas plantas (CORDEIRO, 1988; 
ZAMBOLIM;VENTURA, 1993). No Espírito Santo a doença é mais severa com 
o pH abaixo de 5,5 (VENTURA; HINZ, 2002; ZAMBOLIM; VENTURA, 1993). 
A manutenção do pH e a correção do solo são assim importantes na redução 
da incidência de doenças causadas por Fusarium. Um exemplo é o caso da 
bananeira da cv. Mysore, considerada resistente ao mal-do-panamá, mas que 
quando cultivada em solos com pH muito baixo e desequilíbrio nas relações 
K:Mg e Ca:Mg, torna-se suscetível à doença (VENTURA; HINZ, 2002). O efeito 
positivo do pH elevado, bem como do Cálcio e Magnésio, tem sido descrito na 
literatura através de observações de campo e experimentos (STOVER, 1972; 
WARDLAW, 1972), no entanto, se houver desequilíbrio entre os nutrientes no 
solo, o aumento isolado do pH, Ca e Mg não reduz a doença, podendo 
inclusive aumentar a severidade como observado experimentalmente por Silva 
Jr. et al. (2000), ocasionando possivelmente um desequilíbrio no solo mineral, 
afetando as características químicas e os microorganismos importantes na 
competição com o patógeno. O nitrogênio na forma amoniacal geralmente 
favorece a ocorrência das murchas de Fusarium em várias culturas e a forma 
nítrica desfavorece (ZAMBOLIM; ENTURA, 1993). 
Muitas vezes o mal-do-Panamá é confundido com a murcha abiótica da 
bananeira, que no entanto é uma doença abiótica, que ocorre em alguns 
bananais e tem sido associada à deficiência de potássio (PEREIRA et al., 
2000). Este elemento atua na atividade de algumas enzimas envolvidas no 
mecanismo de resistência das plantas, e também, na síntese de proteínas, na 
fotossíntese, respiração, crescimento celular e transporte de carbohidratos, 
principalmente nos frutos (PEREIRA et al., 2000; ZAMBOLIM; VENTURA, 
1993). 
3.1 MANEJO DA DOENÇA 
No controle da doença, apenas os métodos de exclusão e o uso de cultivares 
resistentes são eficientes. Outros métodos, testados não têm mostrado 
viabilidade econômica. Não existem medidas de controle químico da doença. 
 
 
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Solos supressivos foram relatados em diferentes regiões produtoras do mundo. 
Em geral estes solos são reconhecidos pelo longo tempo em que os bananais 
continuam produtivos, mesmo na presença do fungo, sendo geralmente a 
supressão associada às características químicas, físicas e microbiológicas 
(JONES, 1999). 
 O uso de genótipos resistentes é o melhor meio para conviver com a 
doença. Existem cultivares resistentes dos diferentes grupos genômicos de 
bananeiras, com comportamento diferenciado em relação às diferentes raças e 
que devem ser plantados sempre que possível e desde que atendam aos 
objetivos dos produtores (Tabela 3). Os novos híbridos também podem ser 
usados em substituição às cultivares suscetíveis, observando as qualidades 
comerciais da fruta (VENTURA; HINZ, 2002; VENTURA et al., 2005). 
Tabela3 Reação de diferentes genótipos de bananeira às duas raças de Fusarium oxysporum 
f. sp. cubense, avaliados em condições subtropicais na Austrália. 
Genótipo Grupo Genômico 
Raça 1 
(VCG 0124) 
Raça 4 
(VCG 0120, 0129) 
Pisan Lilin AA R R 
Grós Michel AAA S S 
William AAA R S 
Yangambi Km5 AAA R S 
FHIA-02 AAAA S - 
FHIA-01 (Gold finger) AAAB R R 
FHIA-17 AAAA R R 
FHIA-23 AAAA R S 
Prata (Lady finger) AAB S - 
PV 03-04 AAAB R R 
FHIA-03 AABB - S 
PC 12-05 AAAB R - 
PA 03-22 AAAB R R 
Fonte: Jones (1999) e Ventura;Hinz (2002). 
 
 
 
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Apesar da variabilidade genética que ocorre no subgrupo ‘Prata’, até o 
momento não foi constatada, a ocorrência de cultivares deste subgrupo com 
resistência à doença. No entanto, essa possibilidade não é descartada. 
A incorporação ao solo, especialmente de leguminosas, tem baixado a 
incidência da doença e a população do patógeno. Na China, Tu e Cheng 
(1982) e Tu e et al. (1980), trabalhando com o subgrupo Cavendish e com a 
raça 4 do patógeno, obtiveram uma redução da severidade da doença para 3-
13%, quando adicionaram, em solo previamente infestado, uma suspensão de 
bactérias antagonistas (Clostridium e Bacillus spp), isoladamente ou em 
combinação com a incorporação de Crotalaria sp. Todavia, o progresso da 
doença foi marcante, no ano seguinte aos tratamentos. Os mesmos 
pesquisadores, usando campos com 78% de doença, obtiveram resultados 
promissores com a incorporação de resíduos de mandioca e farelo de arroz, 
plantando mudas sadias 21 dias após. 
 
No Espírito Santo para a banana ‘Prata’, tem-se recomendado a adoção de 
medidas preventivas (VENTURA; NOBREGA, 1978; VENTURA;HINZ, 2002) 
levando em consideração a formação dos bananais: 
Bananais em formação 
a) Evitar áreas onde os solos estejam infestados com o patógeno, 
especialmente aqueles que já tiveram bananais, principalmente da cultivar 
Maçã. 
b) Plantar mudas criteriosamente selecionadas de bananais livres da doença. 
O corte das raízes e o descorticamento do rizoma possibilitam a 
visualização de sinais da doença e a eliminação das mudas suspeitas; 
Na produção de mudas livres do patógeno, a simples seleção visual das 
plantas não impede a utilização e plantio de mudas doentes. No entanto, 
num plano de produção de mudas sadias da cultivar Maçã, Martinez et al. 
(1981), partindo de plantios doentes e seguindo um processo de 
erradicação contínua, obtiveram sucesso com mudas que produziram o 2º 
e o 3º ciclo, sem nenhum caso da doença. 
c) Plantar outras cultivares preferencialmente do mesmo subgrupo, com 
resistência ao patógeno (Tabela 4). 
 
 
 
 
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Bananais formados: 
Mesmo em bananais sem ocorrência visível da doença, deve-se monitorar 
periodicamente as plantas e examinar o rizoma em caso de suspeita da 
presença do patógeno. Se o fungo estiver presente, matar imediatamente todas 
as bananeiras, tanto da touceira atingida quanto das vizinhas, com um 
herbicida sistêmico (ex. 2,4-D a 1% de p.a.). Para aplicação do herbicida, 
efetuar duas a três perfurações em cada pseudocaule da touceira a ser 
eliminada, em cerca de 30 cm distante do solo, utilizando um espeto com ponta 
em uma das extremidades. Aplicar a solução contendo o herbicida com um 
regador que só deverá ser usado para este fim e efetuar o repasse após quinze 
dias da primeira aplicação, a fim de eliminar as bananeiras que brotaram. Se 
houver uma ocorrência generalizada da doença, deve-se efetuar a colheita dos 
cachos e plantar uma cultivar resistente indicada pela instituição de pesquisa 
local. 
 Problemas nutricionais devem ser identificados e corrigidos, mantendo-
se sempre o bananal em perfeito estado de sanidade e nutrição. 
 
Tabela 4 Comportamento de diferentes genótipos de bananeiras ao mal-do-Panamá, 
 raça 1, no Brasil. 
Genótipo Grupo Genômico 
Mal-do-Panamá 
(Raça 1) 
Caipira (Yangambi Km5) AAA R1 
FHIA-01 (Goldfinger) AAAB R 
FHIA-02 AAAA S 
FHIA-03 AABB R 
FHIA -18 AAAB S 
FHIA-21 AAAB R 
Grande Naine AAA R 
Gros Michel AAA S 
IAC 2001 AAA R 
Japira AAAB R 
Maçã AAB S 
Mysore AAB R 
Nanica AAA R 
 
 
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Nanicão AAA R 
Ouro da Mata AAAB R 
PA 03-22 AAAB R 
Pacovan AAB S 
Pacovan Ken (PV 42-68) AAAB R 
Pioneira (PA 12-03) AAAB S 
Prata Anã AAB S 
Prata Comum AAB S 
Prata Zulú AAB S3 
SH 3640 AAAB R 
Terra AAB R 
Thap Maeo AAB R 
Tropical (YB 42-21) AAAB R 
Vitória AAAB R 
 1/ R = Resistente; S = Suscetível; NA = Não avaliada 
 2/ A resistência foi quebrada na África 
 3/ A bananeira apresenta tolerância à doença em condições favoráveis de cultivo 
Fonte: Adaptado de VENTURA ; HINZ (2002); VENTURA et al.(2005) 
 
4 MANEJO INTEGRADO DE DOENÇAS DO MORANGUEIRO 
A cultura do morangueiro é uma atividade de grande importância sócio-
econômica para o país, sendo empregadora de grande número de pessoas 
durante sua condução, e requer o uso constante de tecnologia, destacando-se 
o manejo integrado das doenças. Existem vários patógenos que ocorrem nesta 
cultura, causando perdas em maior ou menor intensidade em função das 
condições climáticas, do manejo adotado e das cultivares plantadas. O 
conhecimento das doenças e as táticas de manejo a serem adotadas, é um 
desafio para que a cultura mantenha sua importância econômica, social e 
ambiental e que seja sustentável por vários anos, atendendo, assim, aos 
princípios da produção integrada. As normas técnicas especificas e 
documentos de acompanhamento da produção integrada de morango (PIMo) 
foram publicados na Instrução Normativa número 14, de 1 de abril de 2008. O 
estado do Espírito Santo também adotou de maneira pioneira, desde a safra de 
 
 
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2004, o cadastramento dos produtores de morango, sendo que os cadastrados 
nos escritórios do Incaper recebem um número que é utilizado junto à 
embalagem de comercialização com o logotipo Morango das Montanhas do 
Espírito Santo, qualidade com responsabilidade. O cadastro é renovado a cada 
safra, o que permite a rastreabilidade se algum problema for detectado. 
 
 4.1 DOENÇAS QUE OCORREM EM FOLHAS, PECÍOLOS, ESTOLHÕES E 
FLORES 
 
A principal doença foliar é a “mancha de micosferela”, causada pelo fungo 
Mycosphaerella fragariae, que ocasiona mancha de formato arredondado e 
diâmetro variável, de coloração inicialmente castanho avermelhado. A doença 
ocorre com maior intensidade na fase inicial após o transplantio no campo 
(março – abril) e no final do cultivo (setembro - outubro), quando as 
temperaturas são mais elevadas e as perdas superiores a 50% podem ocorrer. 
É uma doença importante também na fase de produção das mudas (viveiros). 
Os maiores danos ocorrem quando se utiliza menores espaçamentos, irrigação 
por aspersão e excesso de adubação nitrogenada. 
 Para seu manejo, o uso de cultivares resistentes é a principal medida a 
ser adotada, sendo que existem variações da doença entre elas, conforme 
pode ser observado na Tabela 1. As cultivaresde dias neutros, Diamante e 
Aromas, vêm apresentando, em ensaios conduzidos no estado do Espírito 
Santo, alta severidade da doença. A cultivar Dover também tem apresentado 
alta suscetibilidade a esta doença, notadamente em cultivos orgânicos 
(COSTA; VENTURA, 2007). O uso de fungicidas e/ou caldas (viçosa, 
bordalesa), caso necessário, deve ser feito após o monitoramento da incidência 
da doença, uma vez que o patógeno é muito dependente da temperatura e de 
alta umidade relativa para a sua ocorrência (COSTA; VENTURA, 2004; 2006; 
2007). Na safra de 2007, em virtude do período seco prolongado que se 
verificou no estado do Espírito Santo, a utilização de fungicidas para o seu 
 
 
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manejo foi praticamente nula e o mesmo tem se verificado até o presente 
momento na safra de 2008. O cultivo em túneis, que vem sendo cada vez mais 
adotado pelos produtores no Espírito Santo, limita o desenvolvimento da 
doença mesmo na época das chuvas. Resultados preliminares de avaliação 
efetuados no Incaper/CRDR-Centro Serrano têm demonstrado a influência do 
tipo de “mulching” (branco e/ou preto) sobre o desenvolvimento desta doença, 
com maiores severidades observadas no “mulching” branco em condições de 
campo aberto. 
 
A doença originada pelo fungo Pestalotiopsis longisetula, que causa a 
“mancha-da-folha”, vem-se constituindo em um dos maiores problemas da 
cultura no Estado do espírito Santo, ocorrendo com alta severidade, a partir de 
2003, com danos acentuados principalmente em viveiros (COSTA; VENTURA, 
2006). O manejo desta doença envolve o uso da irrigação por gotejamento e de 
cultivares resistentes (Tabela 1). 
 
A doença “Flor Preta”, causada pelo fungo Colletotrichum acutatum, é a 
principal doença da cultura e pode causar perdas totais nas lavouras 
conduzidas em campo aberto, principalmente na Região Sudeste, entre os 
meses de setembro a dezembro, devido à presença de chuvas constantes 
neste período. No estado do Espírito Santo, a doença foi observada pela 
primeira vez em 1994, em mudas infectadas provenientes de São Paulo 
(COSTA; VENTURA, 2004). Normalmente, a doença inicia-se em pequenos 
focos (reboleiras) e os sintomas característicos ocorrem nas inflorescências, 
onde as flores, estames e pistilos apresentam lesões de coloração marrom-
escura a escura. Com o avanço da doença, as inflorescências tornam-se secas 
e mumificadas. Sua maior severidade é associada a condições de alta 
umidade, observando-se a formação de uma massa de coloração rosada nos 
órgãos atacados. O fungo, sob condições favoráveis (Tabela 2), pode provocar 
ainda manchas irregulares de cor marrom-escura nos bordos dos folíolos, 
 
 
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muitas vezes diagnosticado como deficiência de boro, o que pode levar a 
danos maiores às lavouras, como se verifica. Este sintoma também pode 
ocorrer nas mudas em viveiros, disseminando a doença a grandes distâncias 
(COSTA; VENTURA, 2004; 2007). 
 
 Para o seu manejo, um agravante para o cultivo em campo aberto é que as 
principais cultivares atualmente plantadas, como Camarosa, Oso Grande e 
Milsei-Tudla, são muito suscetíveis à doença. Novas cultivares, entre elas 
Ventana, Camino Real, Aromas, Diamante e Seascape, também apresentam 
suscetibilidade, como se observa em trabalhos conduzidos no estado do 
Espírito Santo, em condições de campo e/ou laboratório (Tabela 1). A utilização 
de mudas sadias é fator decisivo para evitar a introdução da doença em novas 
áreas; daí a importância da certificação dos viveiros existentes no país. A 
irrigação por aspersão deve ser evitada, pois favorece a sua disseminação nas 
lavouras e pode até mesmo inviabilizar a produção (Tabela 2). 
 
Outra doença é o oídio, causado pelo fungo Oidium sp. (Sphaerotheca 
macularis), que vem ocorrendo em algumas áreas do Brasil, com intensidade 
variável entre os Estados produtores em função da maior ou menor utilização 
do cultivo protegido e das cultivares que estão sendo adotadas, que 
apresentam comportamento diferenciado em relação a esta doença. No estado 
do Espírito Santo, ela foi observada pela primeira vez em 2004, em um viveiro 
de mudas cultivado em estufas. O manejo deste patógeno envolve o uso de 
cultivares resistentes, sendo que no Espírito Santo a doença foi primeiramente 
observada na cultivar Camarosa (COSTA; VENTURA, 2006; 2007). A cultivar 
de dia neutro ‘Seascape’ vem apresentando alta severidade da doença, em 
cultivo sob túneis baixos (COSTA; VENTURA, 2007). 
 
A bactéria Xanthomonas fragariae foi introduzida no Espírito Santo em 2003, 
em mudas infectadas provenientes de Minas Gerais e, neste mesmo ano, foi 
 
 
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erradicada das lavouras onde apareceu. Entretanto, ela foi novamente 
diagnosticada em uma lavoura do Estado, em 2006, no município de Castelo, 
na região do Forno Grande, em mudas provenientes da Argentina, sendo a 
lavoura totalmente erradicada (COSTA; VENTURA, 2007). A utilização de 
mudas sadias é a principal medida de manejo a ser adotada. 
 
4.2 DOENÇAS QUE OCORREM EM FRUTOS 
 
O principal patógeno associado aos frutos, em condições de campo e de pós-
colheita, é o fungo Botrytis cinérea.. O fungo ocorre de maneira generalizada 
nas lavouras, com maiores perdas onde se utilizam menores espaçamentos, 
excesso de adubação nitrogenada, irrigação por aspersão e controle cultural 
inadequado, ou seja, não se efetuam a retirada das folhas velhas, secas e 
doentes, nem dos frutos infectados presentes nas lavouras. Maiores perdas 
são observadas após períodos de dois a três dias de chuvas finas e 
persistentes que antecedem a colheita e proporcionam alta umidade nas 
plantas, como se verifica na Região Serrana do Espírito Santo. 
 
Para o seu manejo, uma prática cultural essencial é a retirada de folhas velhas, 
senescentes (amareladas) e secas, que vem sendo adotada como rotina pelos 
produtores do estado do Espírito Santo (Tabela 2). Trabalhos conduzidos no 
Incaper/CRDR-Centro Serrano, em quatro anos consecutivos (2004 a 2008), 
têm mostrado que o cultivo em túneis reduz significativamente a doença nos 
frutos, seja em campo ou em pós-colheita, com valores superiores a 80% em 
comparação com o cultivo a campo aberto, sendo esta diferença mais 
acentuada com o inicio das chuvas. A adubação equilibrada com cálcio é outro 
fator determinante para a redução da severidade da doença, como se observa 
nos levantamentos efetuados em lavouras do Estado, onde menores perdas 
são verificadas quando o nível de cálcio nas folhas está em conformidade com 
a recomendação (COSTA; VENTURA, 2007). 
 
 
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 Com relação à resistência a esta doença, a maioria das cultivares têm-se 
comportado como suscetíveis em testes efetuados em condições de 
laboratório. Em condições de campo e nas áreas experimentais do projeto de 
produção integrada, tem-se observado que a cv. Camino Real apresenta alta 
suscetibilidade a este patógeno. É importanteressaltar que esta cultivar 
apresenta uma flor muito grande e que demora a se abrir em relação às outras 
normalmente plantadas, o que favorece a doença, notadamente em períodos 
de chuvas finas por alguns dias (COSTA; VENTURA, 2007). A utilização de 
óleos essenciais tem sido pesquisada e testes efetuados “in vitro” e “in vivo” 
vêm demonstrando ser uma linha promissora para o controle destes patógenos 
em pós-colheita (SILVA, 2008; VIVAS et al., 2006). 
 
4.3 DOENÇAS QUE OCORREM EM RIZOMAS E/OU RAÍZES 
 
Dentre os fungos habitantes do solo, o que tem causado maiores danos à 
cultura é o fungo Verticillium dahliae. Ele ocasiona a murcha da planta, cujos 
sintomas iniciais caracterizam-se pela queima das bordas das folhas infectadas 
e que, com o avanço da doença, leva-a a uma murcha total com a sua 
conseqüente morte. A doença é favorecida por solos alcalinos, comuns em 
algumas áreas, e também pelo curto intervalo de rotação de culturas aí 
efetuado. Ou seja, muitos plantios de morango são realizados após oito meses 
do cultivo anterior, além do fato de que em muitas áreas se faz rotação com 
plantas da família Solanaceae, que também são hospedeiras deste patógeno, 
notadamente com a cultura do tomate. A rotação com esta cultura traz um 
agravante, devido à ocorrência da raça 02 deste fungo no Estado, uma vez que 
todas as cultivares de tomate são suscetíveis a esta raça, o que contribui para 
o aumento da densidade populacional deste patógeno no solo (COSTA; 
VENTURA, 2008). No estado do Espírito Santo, em levantamentos efetuados 
 
 
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nas áreas produtoras onde havia a presença do patógeno, geralmente o pH do 
solo estava situado na faixa entre 6,7 a 7,0 (COSTA; VENTURA, 2007). 
 
Para o manejo deste patógeno é fundamental a rotação de culturas, por pelo 
menos quatro anos, sendo que a utilização de plantas da família das crucíferas, 
e de modo especial com brócolis, reduz a densidade de microescleródios do 
fungo no solo. Pesquisas realizadas pelo Incaper, em condições de casa de 
vegetação, com solo naturalmente infestado, mostraram as cvs. Camarosa, 
Oso Grande, Camino Real, Ventana, Aromas, Diamante, Seascape, Dover e 
Sweet Charlie como suscetíveis ao patógeno (Tabela 1). A adubação 
equilibrada é muito importante, já que algumas formas de adubos nitrogenados 
(amoniacal e/ou nítrica) predispõem as plantas à maior infecção do patógeno. 
Em pequenas reboleiras, a solarização e a bio-fumigação do solo são 
alternativas de manejo da doença (Tabela 2). 
 
AGRADECIMENTOS 
À Rosana M. Altoé Borel pelas correções no texto; Dirley Paulina N. de Castro 
pela editoração e Alonso J. Bonisson Bravin, Clair Barbosa , Jomar Luiz 
Roversi e Valerino Domingos Ébani, pelo apoio na condução dos trabalhos de 
campo e laboratório. 
 
 
 
 
 
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Figura 1 Representação esquemática das principais táticas usadas no manejo integrado das 
doenças do morangueiro (COSTA; VENTURA, 2007). 
 
 
 
 
 
 
 
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Tabela 1- Reação de alguns cultivares de morangueiro aos principais patógenos observado em 
condições de campo no período de 2003 a 2008 e em condições de laboratório e 
estufa do Incaper CRDR-CSERRANO,2008. 
 
Cultivares Reação aos patógenos 
 Colletotrichum 
acutatum 
Verticillium 
dahliae 
Xanthomonas 
fragariae 
Botrytis 
cinerea 
Mycosphaerella 
fragariae 
Pestalotiopsis 
longisetula 
Camarosa S¹ S S S S S 
Oso 
Grande 
S S S S S S 
Dover AS S S S AS R 
Milsei-
Tudla 
S S S S MR S 
Sweet 
Charlie 
MR S S S MR AS 
Ventana S S S S MR S 
Camino 
Real 
S S S AS MR S 
Aromas S S S S S S 
Diamante S S S S S S 
Seascape S S S S S S 
Fonte: COSTA; VENTURA, 2004; 2006; 2007 e 2008. 
 ¹AS – Altamente suscetível; S – Suscetível; MR – Moderadamente resistente 
 
 
Tabela 2- Doenças do morangueiro, patógenos, condições favoráveis e táticas de manejo. 
Incaper,2008. 
 
Patógeno Condições favoráveis à doença Doença 
Etiologia Sobrevivência Disseminação Fatores de pré-disposição 
Antracnose 
do rizoma 
Colletotrichum fragariae Restos culturais 
Hospedeiros alternativos 
⋅ Mudas infectadas; 
 
⋅ Temperatura 21-27ºC; 
⋅ Excesso de irrigação; 
⋅ Excesso de nitrogênio. 
 
 
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Flor preta Colletotrichum acutatum Restos culturais 
Hospedeiros alternativos 
⋅ Mudas infectadas; 
⋅ Respingos de chuva e irrigação. 
⋅ Temperatura 19-23ºC; 
⋅ Chuvas prolongadas e excesso de 
irrigação; 
⋅ Excesso de nitrogênio. 
Mancha 
angular 
Xanthomonas fragariae Restos culturais ⋅ Mudas infectadas; 
⋅ Respingos de chuva e irrigação. 
⋅ Temperatura 18-22ºC; 
⋅ Alta umidade relativa; 
⋅ Excesso de nitrogênio. 
Mancha de 
micosferela 
Mycosphaerella fragariae Restos culturais ⋅ Mudas infectadas; 
⋅ Respingos de chuva e irrigação; 
⋅ Vento. 
⋅ Temperatura 22-26ºC; 
⋅ Alta umidade relativa; 
⋅ Excesso de nitrogênio. 
Mancha de 
diplocarpon 
Diplocarpon earlianum Restos culturais ⋅ Mudas infectadas; 
⋅ Respingos de chuva e irrigação; 
 
⋅ Temperatura 24-28ºC; 
⋅ Alta umidade relativa; 
⋅ Excesso de nitrogênio. 
Mancha de 
dendropho
ma 
Dendrophoma obscurans Restos culturais ⋅ Mudas infectadas; 
⋅ Respingos de chuva e irrigação; 
 
⋅ Temperatura 24-28ºC; 
⋅ Alta umidade relativa; 
⋅ Excesso de nitrogênio. 
Mancha de 
pestalotiops
is 
Pestalotiopsis longisetula Restos culturais ⋅ Mudas infectadas; 
⋅ Respingos de chuva e irrigação; 
⋅ Vento. 
⋅ Temperatura 21-25ºC; 
⋅ Alta umidade relativa. 
 
 
Oidio Oidium sp Restos culturais ⋅ Mudas infectadas; 
⋅ Cultivo protegido; 
⋅ Vento. 
⋅ Temperatura 20-30ºC; 
⋅ Baixa umidade relativa; 
⋅ Baixa luminosidade; 
⋅ Cultivo em túneis. 
Murcha de verticillium Verticillium dahliae ⋅ Microescleródios 
⋅ Restos culturais 
(contaminados) 
⋅ Implementos agrícolas; 
⋅ Água de irrigação e chuva; 
⋅ Mudas infectadas. 
⋅ Temperatura 21-24ºC; 
⋅ pH do solo 6,5 - 7,0; 
⋅ Estresse hídrico; 
⋅ Solos com baixo teor de matéria 
 orgânica. 
Murcha de sclerotinia Sclerotinia 
ssclerotiorum 
⋅ Escleródios 
⋅ Restos culturais 
⋅ Hospedeiros alternativos 
⋅ Água de irrigação e da chuva; 
⋅ Implementos agrícolas; 
⋅ Mudas infectadas. 
⋅ Temperatura 16-22ºC 
⋅ Alta umidade do solo; 
⋅ Alta densidade de plantas; 
⋅ Excesso de nitrogênio. 
Murcha de sclerotium Sclerotium rolfsii ⋅ Escleródios 
⋅ Restos culturais 
⋅ Hospedeiros alternativos 
⋅ Água de irrigação e da chuva; 
⋅ Implementos agrícolas; 
⋅ Mudas infectadas. 
⋅ Temperatura 16-22ºC; 
⋅ Alta umidade do solo; 
⋅ Alta densidade de plantas; 
⋅ Excesso de nitrogênio. 
Podridão das raízes Pythium sp. 
Fusarium spp. 
Phytophora sp. 
Rhizoctonia spp. 
 
⋅ Oosporos 
⋅ Clamidósporos 
⋅ Escleródios 
⋅ Restos culturais 
⋅ Água de irrigaçãoe chuva; 
⋅ Respingos de chuva e irrigação; 
⋅ Implementos agrícolas; 
⋅ Mudas infectadas. 
⋅ Temperatura variável em função 
do fungo; 
⋅ Alta umidade do solo; 
⋅ Solos compactados; 
⋅ Excesso de nitrogênio; 
⋅ Estresse hídrico e canteiros baixos
 
 
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Podridão do rizoma Phytophthora cactorum 
 
⋅ Clamidósporos 
⋅ Oosporos 
⋅ Restos culturais 
⋅ Água de irrigação e chuva; 
⋅ Implementos agrícolas; 
⋅ Mudas infectadas. 
⋅ Temperatura 16-22ºC; 
⋅ Alta umidade do solo; 
⋅ Solos compactados; 
⋅ Excesso de nitrogênio; 
⋅ Canteiros baixos. 
Podridão dos frutos P.nicotianae,P.idaei 
Botrytis cinerea 
Colletotrichum spp. 
Rhizopus spp 
S. sclerotiorum 
Geotrichum sp 
Pestalotiopsis 
longisetula 
Rhizoctonia spp 
Mucor sp. 
⋅ Clamidosporos 
⋅ Oósporos 
⋅ Escleródios 
⋅ Restos culturais 
⋅ Hospedeiros alternativos 
⋅ Água de irrigação e chuva 
(respingos); 
⋅ Mudas infectadas; 
⋅ Implementos agrícolas. 
⋅ Temperatura variável em função 
do fungo; 
⋅ Ferimentos nos frutos; 
⋅ Alta umidade relativa(>90%); 
⋅ Excesso de nitrogênio; 
⋅ Excesso de plantas nos canteiros;
⋅ Frutos muito maduros; 
⋅ Tipo de embalagem; 
⋅ Armazenamento em locais de 
altas temperaturas 
Viroses SMov;SCV;SMYEV,SV
BV ,SpaV 
⋅ Mudas; 
⋅ Hospedeiros alternativos. 
⋅ Mudas infectadas; 
⋅ Afídeos (pulgões). 
⋅ Temperatura variável em função 
do vírus envolvido. 
Fitoplasma Grupos: 
16 SrI e 16SrIII 
⋅ Mudas 
⋅ Hospedeiros alternativos 
⋅ Cigarrinhas ⋅ -------- 
Nematóides Meloidogyne sp 
Aphelenchoides 
fragariae 
A.besseyi 
Pratylenchus sp. 
⋅ Solo; 
⋅ Mudas; 
⋅ Hospedeiros alternativos. 
⋅ Mudas doentes; 
⋅ Água de irrigação e chuva; 
⋅ Implementos agrícolas. 
⋅ Temperatura variável em função
 do nematóide; 
⋅ Solos arenosos. 
 
 
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Fonte: Adaptado de COSTA; VENTURA, 2004; 2006; 2007 e 2008; ZAMBOLIM; 
VENTURA, 1993 . 
 
 
 
 
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