Métodos parasitológicos

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EPF – EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES 
 
OBJETIVO 
O exame parasitológico de fezes tem como objetivo diagnosticar os 
parasitos intestinais, através da pesquisa das diferentes formas parasitárias que 
são eliminadas nas fezes. 
 
EXAME MACROSCÓPICO 
Permite avaliar a consistência das fezes, a presença de elementos 
anormais, como muco e sangue, assim como de vermes adultos ou parte deles. 
 Consistência: diarreica, pastosa, semi-formada, formada; 
 Coloração: Amarelada, marrom, esverdeada, sanguinolenta; 
 Muco: presença ou ausência; 
 Sangue: presença ou ausência. 
 
EXAME MICROSCÓPICO 
Possibilita a visualização de ovos e larvas de helmintos, cistos, trofozoítos 
ou oocistos de protozoários. Pode ser quantitativo ou qualitativo. 
 
MÉTODOS PARASITOLÓGICOS QUALITATIVOS 
 Comumente o número de formas parasitárias nas fezes revela-se 
pequeno, havendo necessidade de recorrer a processos de enriquecimento para 
concentrá-las. Os métodos qualitativos são os mais utilizados na rotina, pois 
demonstram a presença das formas parasitárias. 
 
1. Método direto 
Consiste na diluição de uma pequena porção da amostra fecal em duas ou 
três gotas de lugol sobre uma lâmina de microscopia. Este exame avalia uma 
porção minúscula do material fecal, sendo assim, sua sensibilidade é 
determinada pela carga parasitária do paciente. 
 Procedimento: 
a) Colocar de duas a três gotas de lugol em uma lâmina de vidro; 
 
b) Tocar com a ponta de um palito em vários pontos da amostra, transferindo 
uma pequena porção para a lâmina de microscopia; 
c) Espalhar a amostra, fazendo um esfregaço para avaliação com objetivas 
de 10x e 40x. 
 
2. Método de Hoffman, Pons e Janer 
Indicado para pesquisa de ovos e larvas de helmintos e de cistos de 
protozoários. 
 Procedimento: 
a) Colocar aproximadamente 10g de amostra em um copo plástico 
descartável com cerca de 5 ml de água e dissolver bem com o auxílio de 
um palito descartável; 
b) Acrescentar mais 20 ml de água; 
c) Filtrar a suspensão num cálice cônico, com auxílio de gaze cirúrgica 
dobrada em quatro; 
d) Completar o volume do cálice com água; 
e) Deixar essa suspensão em repouso entre 2 a 24 horas. Nesta etapa deve-
se desprezar o líquido sobrenadante e substituí-lo por água limpa por 
duas ou três vezes até que o sobrenadante fique claro; 
f) Retirar uma pequena amostra do sedimento, transferir para lâmina de 
microscopia e examinar com objetivas de 10x e 40x. 
 
3. Método de Willis 
Indicado para pesquisa de estruturas leves, como cistos e ovos de 
ancilostomídeos. 
 Procedimento: 
a) Colocar 10g de amostra num recipiente e homogeneizá-la com solução 
saturada de sal (NaCl); 
b) Transferir o material para um tubo e em seguida completar o volume até 
a borda do tubo; 
 
c) Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deverá estar em contato com 
o líquido; 
d) Deixar em repouso por cerca de 5 minutos; 
e) Ao final desse tempo, retirar rapidamente a lâmina, deixando a parte 
molhada voltada para cima; 
f) Corar com lugol, cobrir com lamínula e examinar com objetiva de 10x e 
40x. 
 
4. Método de Faust 
Usado para a pesquisa de cistos e alguns oocistos de protozoários, permitindo 
também o encontro de ovos leves. 
 Procedimento: 
a) Diluir 10g de amostra em 20 ml de água; 
b) Homogeneizar bem; 
c) Filtrar em gaze dobrada em quatro, num copo plástico, e transferir para 
um tubo de ensaio; 
d) Centrifugar por 1 minuto a 2.500 rpm; 
e) Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o sedimento com água; 
f) Repetir as operações até que o líquido sobrenadante fique claro; 
g) Desprezar o sobrenadante claro e ressuspender o sedimento com uma 
solução de Sulfato de Zinco a 33%, densidade 1,18 g/ml; 
h) Centrifugar novamente por 1 minuto a 2.500 rpm; 
i) Os cistos e ovos leves presentes estarão na película superficial, a mesma 
é recolhida com alça de platina e transferida para uma lâmina junto com 
uma gota de lugol e coberta com lamínula para examinação no 
microscópio. 
 
5. Método de Rugai 
Recomendado para a pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis. 
 Procedimento: 
 
a) Retirar a tampa do recipiente que acondiciona a amostra e envolve-lo em 
gaze dobrada em quatro, fazendo uma pequena ‘’trouxa’’; 
b) Colocar o material assim preparado, com a cobertura voltada para baixo, 
num cálice de sedimentação, contendo água aquecida (45ºC) em 
quantidades suficientes para entrar em contato com a amostra; 
c) Deixar uma hora em repouso; 
d) Retirar cuidadosamente a trouxa; 
e) Colher o sedimento do fundo do cálice, com a ajuda de uma pipeta; 
f) Transferir para uma lâmina de microscopia, corar as larvas com lugol e 
examinar ao microscópio.