Diagnóstico Imunológico de Parasitoses

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IMUNOLOGIA 
CLÍNICA
Helem Ferreira Ribeiro
Diagnóstico imunológico 
de parasitoses
Objetivos de aprendizagem
Ao final deste texto, você deve apresentar os seguintes aprendizados:
 � Identificar o papel do imunodiagnóstico em parasitoses.
 � Classificar as etapas e aplicações do imunodiagnóstico de protozooses.
 � Descrever as metodologias imunológicas empregadas no diagnóstico 
de helmintoses.
Introdução
A resposta imune contra infecções é complexa e robusta, uma vez que 
envolve mecanismos celulares e humorais, além da ativação de diferentes 
células e moléculas com funções distintas. Alguns patógenos são capazes 
de incitar uma resposta imune mensurável por testes diagnósticos, tais 
como vírus e bactérias, e essa ativação pode ser mensurada por exames 
laboratoriais na área de imunologia. No entanto, protozoários e helmintos 
também podem gerar uma resposta imune. De acordo com as caracterís-
ticas específicas desses organismos, pode-se realizar o diagnóstico direto 
ou indireto de infecções por meio de métodos imunológicos. 
Neste capítulo, você conhecerá a importância e o modo de utilização 
do imunodiagnóstico em infecções protozoóticas e helmínticas. Além 
disso, verá em quais situações a utilização de métodos imunológicos é 
preferida em relação a métodos de detecção direta. Por fim, verá quais 
metodologias imunológicas devem ser utilizadas para o diagnóstico 
direto ou indireto de helmintos e protozoários.
1 Parasitologia e imunodiagnóstico
As doenças infectoparasitárias são uma importante causa de morbidade e 
mortalidade em todo o mundo. De acordo com a Organização Mundial da 
Saúde (OMS), no ano de 2018, 228 milhões de casos de malária foram diag-
nosticados em todo o mundo, causando um total de 405 mil mortes, sendo 
272 mil destas em crianças com idade inferior a 5 anos (WORLD HEALTH 
ORGANIZATION, 2019). Outras doenças parasitárias de elevada importância 
são leishmaniose, amebíase, doença de Chagas, ascaridíase e esquistossomose, 
as quais fazem parte do grupo considerado como doenças negligenciadas pela 
OMS (WORLD HEALTH ORGANIZATION, 2017). Esse grupo de doenças 
apresenta desafios no controle, diagnóstico e tratamento correto para a dimi-
nuição da morbimortalidade que causam.
A maioria dos parasitas, principalmente os helmintos, apresenta tamanho 
suficiente para fácil identificação por métodos de microscopia, sendo estes 
os principais métodos utilizados (CHRISTAKI, 2020). No entanto, há pro-
blemas associados a esse método de diagnóstico, tais como a necessidade de 
profissionais experientes e bem-treinados para a correta identificação dos 
parasitas, além de microscópios com boa manutenção, coleta adequada e uma 
densidade parasitária considerável. 
A exemplo do diagnóstico de malária, a identificação da espécie causadora 
da doença pode ser feita por microscopia, porém requer profissionais muito 
bem treinados, que, muitas vezes, não estão presentes nas localidades com 
maior ocorrência dessas doenças. Para outras parasitoses, como as causadas 
por parasitas do gênero Leishmania, a identificação morfológica da espécie 
é basicamente impossível. Nesse contexto, a utilização de métodos imuno-
lógicos é crucial para um diagnóstico rápido, correto e efetivo das doenças 
(FERREIRA; MORAES, 2013). Assim, inclui-se a utilização de métodos 
imunológicos de detecção de parasitas, tais como ensaios imunoenzimáticos 
para detecção de antígenos e anticorpos, testes imunocromatográficos, ensaios 
baseados em imunofluorescência, entre outros (McPHERSON; PINCUS, 2012).
Além da detecção direta ou indireta da presença de parasitas, os méto-
dos imunológicos permitem a identificação da fase da doença (se aguda ou 
pregressa), o diagnóstico de infecções congênitas, a triagem laboratorial 
para doadores de sangue ou de órgãos e, em um contexto epidemiológico, 
o monitoramento da prevalência de uma determinada doença em uma popu-
lação, bem com a erradicação e a reintrodução de afecções que apresentam 
elevada reprodutibilidade e sensibilidade (FERREIRA; MORAES, 2013).
Diagnóstico imunológico de parasitoses2
Várias metodologias imunodiagnósticas estão disponíveis para a identi-
ficação de antígenos de parasitas ou de anticorpos produzidos em resposta à 
infecção parasitária. Alguns sinais são amplificados por reagentes marcados 
(fluorescência, radioimunoensaio, imunoenzimáticos), ao passo que outros 
são métodos de detecção direta (McPHERSON; PINCUS, 2012). O Quadro 1, 
a seguir, apresenta os principais métodos imunológicos aplicados ao diagnóstico 
de doenças parasitárias.
Fonte: Adaptado de Ferreira e Moraes (2013), McPherson e Pincus (2012) e Neves et al. (2016).
Ensaio Detecção Exemplo de uso
Imunofluorescência Antígenos 
(geralmente) 
ou anticorpos
Identificação de taquizoítas 
de Toxoplasma gondii
Imunoenzimático 
(Elisa)
Antígenos ou 
anticorpos
Infecção aguda ou 
pregressa, antígenos 
parasitários presentes na 
amostra (Trypanosoma cruzi, 
Leishmania spp., etc.)
Imunocromatográfico 
(testes rápidos)
Antígenos ou 
anticorpos
Discriminação específica entre 
espécies de Plasmodium spp.
Quadro 1. Principais métodos imunológicos aplicados ao diagnóstico de doenças parasi-
tárias de uso corrente na prática clínica
Métodos imunológicos utilizados em parasitologia
Os métodos de diagnóstico para parasitoses baseados na detecção de antígenos 
são capazes de determinar a presença do parasita na amostra coletada naquele 
momento, podendo ser utilizados tanto para parasitas intestinais quanto para 
hemoparasitas. Esses métodos podem ser especialmente úteis quando o caso 
clínico do paciente é sugestivo de uma parasitose, mas os exames tradicionais 
apresentam resultados negativos. Outra vantagem é que não necessitam de 
um microscopista experiente para a avaliação do caso. 
3Diagnóstico imunológico de parasitoses
Entre as metodologias para detecção de antígenos, destacam-se os ensaios 
imunoenzimáticos (EIA), a imunofluorescência direta e os testes imuno-
cromatográficos por fluxo lateral (testes rápidos). Os testes rápidos estão 
disponíveis para diagnóstico de malária (FERNANDES, 2018) e filariose 
humana (DIAS, 2019). Além disso, há testes comerciais de aglutinação para 
detecção de antígenos de Trichomonas vaginalis a partir de amostras coletadas 
em swabs (hastes com algodão nas extremidades) vaginais (McPHERSON; 
PINCUS, 2012). 
No entanto, a maioria dos kits diagnósticos comerciais para a detecção 
de antígenos baseia-se em EIAs, que capturam os antígenos do parasita em 
questão por meio de anticorpos monoclonais ou policlonais adsorvidos a 
microplacas que acompanham o kit, os quais são detectados por um anticorpo 
secundário conjugado a uma enzima capaz de produzir uma reação colorida, 
medida por um espectrofotômetro; a intensidade dessa reação é proporcional 
à quantidade de antígeno presente na amostra (XAVIER; DORA; BARROS, 
2016). Os ensaios imunoenzimáticos em parasitologia são bastante utilizados 
para a detecção de anticorpos IgA e IgG antitripanossoma, por exemplo.
Os testes de imunofluorescência baseiam-se na detecção direta de antí-
genos (imunofluorescência direta) ou de anticorpos e antígenos (imunofluo-
rescência indireta) no material a ser analisado, utilizando, para tal, anticorpos 
marcados com um corante fluorescente (Figura 1). Assim, quando há formação 
de imunocomplexos, estes podem ser facilmente visualizados em microscópio 
de fluorescência (XAVIER; DORA; BARROS, 2016). A base da marcação 
desses testes são os corantes fluorescentes, substâncias que, quando excitadas 
com luz de alta energia, absorvem luz de um comprimento de onda menor e 
emitem luz de maior comprimento de onda, o que é denominado fluorescên-
cia (FERREIRA; MORAES, 2013). Um exemplo de utilização de corantes 
fluorescentes é para a detecção de formas taquizoítas de Toxoplasma gondii 
em líquido amniótico de pacientes grávidas com suspeita de toxoplasmose 
congênita.
Diagnóstico imunológico de parasitoses4
Uma das vantagens da utilização do método deimunofluorescência direta 
é que ele permite a visualização do parasita na amostra clínica, demonstrando, 
de forma inequívoca, a presença do agente infeccioso (Figura 2). Diversas 
amostras podem ser utilizadas para tal, como líquido amniótico, raspados 
dérmicos, soro, entre outras.
Figura 1. Diferença entre as imunofluorescências direta e indireta. No método direto, 
o material biológico será submetido à busca de antígenos por marcação direta de um 
anticorpo primário, específico para esse antígeno e marcado com fluorescência. Já no 
método indireto, tanto antígenos quanto anticorpos podem ser utilizados.
Fonte: Adaptada de Kateryna Kon/Shutterstock.com.
Direta Indireta
Fluoróforo
Fluoróforo
Anticorpo primário
Antígeno
Anticorpo secundário
(anti-anticorpo)
Anticorpo
primário
Antígeno
O método de imunofluorescência indireto pode ser utilizado para a iden-
tificação tanto de antígenos quanto de anticorpos na amostra de origem, além 
de requerer a utilização de dois anticorpos: um primário, para a formação do 
imunocomplexo específico, e um secundário, marcado com fluorescência, que 
se liga à região constante do anticorpo primário, aumentando a sensibilidade de 
detecção e diminuindo a ocorrência de marcações inespecíficas (FERREIRA; 
MORAES, 2013). Ao utilizar anticorpos primários com especificidades dife-
rentes, pode-se detectar diferentes antígenos para o mesmo microrganismo de 
forma simultânea, o que melhora ainda mais a sensibilidade analítica do teste.
5Diagnóstico imunológico de parasitoses
Figura 2. Formas tripomastigotas de Trypanosoma cruzi detectadas no soro de pacientes 
infectados por imunofluorescência direta. Observe a facilidade para identificar a morfo-
logia do protozoário, bem como a quantidade de reação de fundo (manchas amareladas 
e azuladas), representando marcações inespecíficas no material de origem, que podem 
prejudicar a correta análise da técnica, caso estejam em excesso. 
Fonte: Imunofluorescência (2019, documento on-line).
Os testes imunocromatográficos de fluxo lateral são geralmente conhe-
cidos como testes rápidos por apresentarem resultados em alguns minutos, 
podendo ser realizados fora de ambientes laboratoriais e ser utilizados tanto 
para a detecção de antígenos parasitários como para a detecção de anticorpos 
contra esses antígenos (VAZ et al., 2018). No entanto, a principal desvanta-
gem desses testes é a perda de sensibilidade e especificidade, de modo que 
é importante considerar a possibilidade de falso-positivos e falso-negativos 
nesses testes (FERREIRA; MORAES, 2013). Portanto, os testes imunocro-
matográficos devem ser utilizados principalmente para triagem de indivíduos 
infectados. Esses testes podem ser realizados utilizando-se como amostras 
tanto fezes quanto soro, sangue total e saliva. 
A metodologia imunocromatográfica utiliza uma membrana de nitroce-
lulose, na qual serão fixados os antígenos ou anticorpos de captura em uma 
região específica — região de teste —, geralmente dispostos em forma de 
linha, para uma fácil visualização do resultado (McPHERSON; PINCUS, 2012). 
Os antígenos ou anticorpos contendo o conjugado — em geral, uma solução de 
ouro coloidal (coloração vermelha) ou prata coloidal (coloração azul) — estão 
em outro local da fita, imediatamente após o sítio onde é inserida a amostra a 
ser analisada; caso o teste seja positivo, ele irá captar o conjugado e formar o 
imunocomplexo na área de teste, revelando a coloração mostrada na Figura 3 
(VAZ et al., 2018). Os testes também apresentam um controle interno de reação, 
para garantir que os conjugados coloidais utilizados no ensaio estão intactos 
e que ocorreu um fluxo capilar adequado (FERREIRA; MORAES, 2013).
Diagnóstico imunológico de parasitoses6
Figura 3. Estrutura de um teste imunocromatográfico aplicado ao diagnóstico de anticorpos 
contra o Plasmodium spp. e Plasmodium falciparum. Há duas áreas de teste, no qual estão 
proteínas do Plasmodium spp. (qualquer espécie do gênero) e do Plasmodium falciparum, 
que servem para capturar os imunocomplexos formados pelos anticorpos presentes na 
amostra do paciente com os antígenos conjugados com ouro coloidal, liberando a cor e 
demonstrando positividade. A área de controle captura conjugados em excesso, demons-
trando que o fluxo lateral ocorreu corretamente. 
Fonte: Adaptada de Brasil (2014).
Ouro coloidal
CONJUGADOS
Ouro coloidal
Antígenos de
Plasmodium spp.
Antígenos de
Plasmodium falciparum
Anticorpos monoclonais
contra Plasmodium spp.
Anticorpos monoclonais
contra Plasmodium falciparum
Anticorpo anti-Plasmodium spp
Anticorpo anti-Plasmodium 
falciparum
Reagente da área
de controle
Tampão
Superfície amostra
Superfície absorvente
Superfície conjugado
Membrana nitrocelulose
Amostra com parasitas
do gênero Plasmodium
S
C 2
JANELA DE LEITURA
ÁREA DE
CONTROLE
ÁREA DE TESTE
PLASMODIUM
FALCIPARUM
ÁREA DE TESTE
PAN-PLASMÓDIO
CONJUGADO AMOSTRA + TAMPÃO
1
2 Imunodiagnóstico de protozoários 
sanguíneos
Algumas das principais doenças negligenciadas são causadas por protozoários 
sanguíneos, sendo importantes causas de morbimortalidade mundial. Entre 
essas doenças, destacam-se a toxoplasmose, a malária, a doença de Chagas e 
as doenças causadas por parasitas do gênero Leishmania (WORLD HEALTH 
ORGANIZATION, 2017).
Diagnóstico da toxoplasmose
A toxoplasmose é uma zoonose causada pelo protozoário Toxoplasma gondii, 
sendo o homem e outros animais de sangue quente considerados hospedeiros 
intermediários, ao passo que os hospedeiros definitivos são felinos domésticos 
ou selvagens. Estudos de prevalência sorológica indicam que aproximada-
7Diagnóstico imunológico de parasitoses
mente 60% das pessoas já entraram em contato com esse parasita, chegando 
a 90% em indivíduos mais velhos (FERREIRA; MORAES, 2013). A infecção 
por Toxoplasma gondii geralmente é branda e assintomática em indivíduos 
imunocompetentes, porém pode causar encefalite severa e fatal em pacientes 
imunodeprimidos, bem como uveíte, que pode causar cegueira, e abortos 
espontâneos e alterações congênitas em fetos expostos à primoinfecção ainda 
no útero (FISCH; CLOUGH; FRICKEL, 2019).
Um dos principais objetivos do imunodiagnóstico da toxoplasmose é a 
identificação de infecção aguda em gestantes e o monitoramento da reativação 
da doença em pacientes imunocomprometidos (FERREIRA; MORAES, 2013). 
A identificação precoce e correta desses indivíduos é crucial, pois o diagnóstico 
da toxoplasmose permite o tratamento específico com espiramicina, que pode 
ser utilizada sem efeitos colaterais nas populações em risco de complica-
ções, diminuindo significativamente a ocorrência de morbimortalidade (VAZ 
et al., 2018).
As pesquisas de anticorpos das classes IgM e IgG são rotineiras no pré-
-natal, visando a identificar gestantes em risco de contaminação e a monitorar 
as pacientes suscetíveis à contaminação. A gravidade da toxoplasmose con-
gênita está diretamente relacionada com a idade gestacional na qual ocorreu 
a infecção primária materna, chegando a 60% quando a infecção ocorre no 
último trimestre de gestação. No entanto, as manifestações são mais graves 
quanto mais cedo ocorrer a contaminação fetal (FERREIRA; MORAES, 2013; 
NEVES et al., 2016). O Quadro 2, a seguir, apresenta os perfis de anticorpos 
encontrados para Toxoplasma gondii em diferentes fases da infecção.
Fonte: Adaptado de Ferreira e Moraes (2013), McPherson e Pincus (2012) e Vaz et al. (2018).
Fase IgM IgA
IgG de baixa 
avidez
IgG de alta 
avidez
Aguda Sim Sim Não Não
Transição Sim ou não Não Sim Não
Latente Não Não Não Sim
Quadro 2. Perfis de anticorpos encontrados para Toxoplasma gondii em diferentes fases 
da infecção
Diagnóstico imunológico de parasitoses8
A presença de taquizoítos de toxoplasma no sangue da mãe pode causar 
inflamação na placenta, atravessando essa barreira e causando infecção fetal. 
Essa inflamação aumenta a chance de ocorrência de abortos espontâneos e de 
nascimento prematuro e com baixo peso. Fetos contaminadospor toxoplasma no 
terceiro trimestre de gestação podem manifestar graves alterações congênitas, 
incluindo coriorretinite, calcificações cerebrais, atraso psicomotor e macro 
ou microcefalia (conjuntamente conhecidos como síndrome de Sabin), além 
de comprometimento ganglionar, hepatoesplenomegalia, miocardite, anemia 
e trombocitopenia (NEVES et al., 2016; LEVINSON, 2016).
A resposta imune do hospedeiro humano, por meio de mecanismos humorais 
e celulares, elimina os taquizoítos circulantes e mantém os cistos contendo 
bradizoítos de Toxoplasma nos tecidos sob controle, caracterizando a fase 
de latência da doença. Nos indivíduos imunossuprimidos, a resposta imune 
enfraquece, e os bradizoítos voltam à sua forma reprodutiva, causando sin-
tomas similares aos da fase aguda da doença, porém com intensa severidade 
(LEVINSON, 2016; FISCH; CLOUGH; FRICKEL, 2019). O diagnóstico soro-
lógico de pacientes imunossuprimidos com suspeita de reativação é complexo 
e difícil, e em até metade desses indivíduos pode ser encontrado um perfil 
sorológico similar ao da infecção latente, sendo ainda possível a ocorrência 
de sororreversão, com desaparecimento dos anticorpos antitoxoplasma e 
negativação dos testes sorológicos (FERREIRA; MORAES, 2013). Nesses 
casos, é importante considerar um teste de diagnóstico molecular.
Outro método imunológico para a detecção de toxoplasmose é a imunoflu-
orescência, seja direta ou indireta, para a identificação de taquizoítos no soro 
ou em outros líquidos, tais como líquido amniótico, lavado broncoalveolar e 
líquido cebrospinal. Em suspeitas de infecção aguda, a imunofluorescência é 
útil para a detecção de antígenos do toxoplasma. Nesse teste, sucessivas dilui-
ções da amostra investigada serão incubadas com o reagente para a detecção 
fixado em lâmina, as quais serão lavadas e incubadas novamente com conju-
gado fluorescente (McPHERSON; PINCUS, 2012). Os resultados podem ser 
expressos pela maior diluição reagente ou em unidades internacionais (UI/mL, 
em relação ao soro padrão da OMS) (FERREIRA; MORAES, 2013). 
9Diagnóstico imunológico de parasitoses
Em pacientes com suspeita de reativação da toxoplasmose, o perfil sorológico pode 
ser anômalo ou muito variável. Em casos de encefalite, é recomendado utilizar o 
líquido cerebrospinal para a análise sorológica ou para a detecção do parasita por 
imunofluorescência. A detecção molecular do protozoário também pode ser útil 
nessas situações.
Imunodiagnóstico da malária
Os dados mais recentes da OMS, para o ano de 2018, indicam 228 milhões 
de casos de malária, com 405 mil mortes, sendo a maioria destas de crian-
ças com idade inferior a 5 anos (WORLD HEALTH ORGANIZATION). 
A doença é causada por quatro espécies do gênero Plasmodium, sendo a 
Plasmodium vivax a maior causadora de infecções no mundo todo, ao passo 
que a Plasmodium falciparum causa doença mais grave e potencialmente fatal 
(NEVES et al., 2016). 
De acordo com a publicação do Ministério da Saúde sobre a malária,
No Brasil, cerca de 99% da transmissão da malária concentra-se na região da 
Amazônia Legal, composta por 9 estados (Acre, Amapá, Amazonas, Mara-
nhão, Mato Grosso, Pará, Rondônia, Roraima e Tocantins) e 808 municípios. 
A região extra-amazônica, composta pelos outros 17 estados e o Distrito 
Federal, é responsável por apenas 1% do total de casos notificados no Brasil, 
que ocorrem geralmente em área de Mata Atlântica e possuem maior leta-
lidade devido, principalmente, ao retardo no diagnóstico e no tratamento 
(BRASIL, 2020, p. 10).
Além de regiões da Amazônia Legal e da Mata Atlântica, existe ainda 
transmissão residual no Piauí e no Paraná (BENTES; COSTA; TEIXEIRA, 
2019). A malária deve ser incluída no diagnóstico diferencial de febre em 
pacientes com história de viagem ou residência em áreas endêmicas.
O padrão-ouro para o diagnóstico laboratorial da malária é o exame de gota 
espessa, no qual a amostra do paciente é corada e analisada em microscópio 
em busca de diferentes formas evolutivas dos plasmódios. Esse teste permite 
a análise morfológica e a identificação da espécie causadora da infecção, 
porém depende de fatores, como: habilidade técnica no preparo; manuseio e 
Diagnóstico imunológico de parasitoses10
coloração da lâmina; qualidade do microscópio; e treinamento e competência 
do microscopista (NEVES et al., 2016). Como nem sempre esses parâmetros 
estão disponíveis nos locais onde os casos de malária são prevalentes, outros 
métodos diagnósticos foram desenvolvidos, focando na praticidade de acesso 
e na rapidez dos resultados.
O diagnóstico da malária por métodos imunológicos apresenta outras 
vantagens, além da rapidez: permite a triagem de grandes quantidades de 
amostra, crucial para a triagem de doadores de sangue em áreas endêmicas, 
além do acompanhamento de pacientes em tratamento específico, estudos 
de prevalência passada e atual em populações, entre outros (FERREIRA; 
MORAES, 2013). Além da gota espessa, podem ser utilizados ensaios mole-
culares para a detecção do material genético do parasita, com pouca aplicação 
na rotina diagnóstica.
Os testes de detecção de anticorpos contra a malária apresentam positivi-
dade por um período extremamente variável, podendo ser detectados mesmo 
após o tratamento da infecção e da eliminação do parasita. Por esse motivo, 
quando o objetivo é o diagnóstico precoce e de pacientes sintomáticos, o método 
laboratorial de escolha deve ser a pesquisa de plasmódios ou de seus antígenos 
(FERREIRA; MORAES, 2013). Para alcançar esse objetivo, os testes de detec-
ção de antígenos de Plasmodium podem ser realizados por meio de diferentes 
metodologias, tais como imunofluorescência, ensaios imunoenzimáticos ou 
imunocromatográficos, sendo estes últimos os preferidos, devido à facilidade 
de uso e à rapidez nos resultados, com uso de anticorpos mono ou policlonais 
(NEVES et al., 2016). As principais desvantagens do uso dos testes rápidos 
são a diminuição da sensibilidade em situações de baixa parasitemia e o fato 
de que não apresentam resultados quantitativos e podem apresentar resultado 
positivo por até um mês após a eliminação parasitária, devido à presença de 
antígenos circulantes persistentes (FERREIRA; MORAES, 2013).
Existem testes para diagnóstico confirmatório apenas de plasmódios, os 
quais se baseiam na detecção das enzimas aldolase ou lactato-desidrogenase 
parasitárias (pLDH), identificando as quatro espécies causadoras de malária 
sem distinção. Da mesma forma, existem testes imunocromatográficos para a 
proteína 2 rica em histidina (pHRP2), antígeno específico da espécie Plasmo-
dium falciparum. A sensibilidade desses ensaios é comparável ou inferior ao 
exame microscópico tradicional, mas eles apresentam sensibilidade superior a 
90% (McPHERSON; PINCUS, 2012). A combinação da detecção dos antíge-
nos em um mesmo teste traz a vantagem de tanto diagnosticar a presença de 
P. falciparum como confirmar a malária por quaisquer outras espécies, sendo 
11Diagnóstico imunológico de parasitoses
importante em locais onde várias espécies circulam (FERREIRA; MORAES, 
2013). Além disso, há testes capazes de identificar a espécie de plasmódio 
causadora da malária com base na detecção de pLDH; porém estes apresentam 
especificidade menor. O Quadro 3, a seguir, apresenta os antígenos alvos de 
detecção nos testes imunocromatográficos para malária.
Fonte: Adaptado de Ferreira e Moraes (2013) e McPherson e Pincus (2012).
Espécie
Marcador diagnóstico
pHRP2 pLDH Aldolase
P. falciparum X X X
P. vivax X X
P. malariae X X
P. ovale X X
Quadro 3. Antígenos alvos de detecção nos testes imunocromatográficos para malária
Imunodiagnóstico da doença de Chagas
A doença de Chagas, também conhecida como tripanossomíase americana, 
é causada pela infecção por Trypanosoma cruzi. Aproximadamente 8 milhões 
de pessoas vivem com esse parasita, que causa cerca de 10 mil mortes anu-
ais (WORLD HEALTH ORGANIZATION, 2020a). O ciclo biológico desse 
parasita ocorre de forma normal emanimais silvestres, porém a destruição 
de florestas e o íntimo contato humano com animais silvestres e de estima-
ção espalhou a doença de Chagas para as populações humanas. O T. cruzi é 
endêmico em 18 países da américa latina (NEVES et al., 2016). Nos últimos 
anos, houve um aumento da transmissão da doença de Chagas via ingestão de 
alimentos com fezes de triatomíneos contaminados, tais como caldo de cana, 
açaí, entre outros (SANTANA et al., 2019). A contaminação por transfusão 
sanguínea também apresenta importância crescente, tendo sido identificada 
em países europeus e nos Estados Unidos, onde o parasita não é endêmico 
(FERREIRA; MORAES, 2013).
Diagnóstico imunológico de parasitoses12
A doença de Chagas apresenta manifestações agudas ou crônicas, sendo a 
forma aguda mais comum em crianças, podendo causar mal-estar, calafrios, 
febre, hepatoesplenomegalia e miocardite. Quanto maior for a idade do indi-
víduo contaminado, maior será a chance de uma fase aguda assintomática, 
recebendo diagnóstico somente quando as complicações crônicas estão pre-
sentes (McPHERSON; PINCUS, 2012). Quando a contaminação ocorre por 
via oral, as chances de manifestação aguda da doença, inclusive de forma 
fulminante, são maiores (SANTANA et al., 2019).
A fase crônica da doença de Chagas apresenta manifestações assintomáticas 
(aproximadamente 50%) cardíacas, digestórias ou mistas, cujos sintomas são 
causados pela destruição contínua do tecido muscular, causada pelo parasita ao 
longo de muitos anos. Nos indivíduos crônicos assintomáticos, a doença pode 
permanecer latente por mais de 30 anos, com preservação da função cardíaca 
e digestória, porém com presença de anticorpos contra o parasita. A forma 
cardíaca acomete entre 20 e 40% dos portadores e pode causar miocardite 
crônica difusa e cardiomegalia, com progressiva insuficiência cardíaca, sendo 
uma importante indicação do transplante de coração (NEVES et al., 2016). 
A forma digestória leva ao aumento do cólon ou do esôfago, além de diminuir 
a motilidade autônoma. 
Formas congênitas da doença de Chagas são possíveis, porém raras. 
O aumento de indivíduos imunossuprimidos, especialmente os HIV-positi-
vos, representa novos desafios para o manejo e o diagnóstico dessa doença. 
A reativação da doença também tem sido relatada em indivíduos leucêmicos 
e transplantados em regime de imunossupressão, com manifestações clíni-
cas muito graves, incluindo o comprometimento do sistema nervoso central 
(NEVES et al., 2016). 
O diagnóstico laboratorial da doença de Chagas pode ser feito por meio do 
exame de gota espessa, no qual serão visualizadas formas tripomastigotas na 
corrente sanguínea do paciente, sendo esse método preferível para pacientes 
em fase aguda, devido à elevada parasitemia (VAZ et al., 2018). Em indivíduos 
em fase de latência, ou para a triagem laboratorial em bancos de sangue, 
métodos sorológicos para a detecção de anticorpos contra T. cruzi devem 
ser utilizados, incluindo metodologias de fixação do complemento, agluti-
nação, imunofluorescência (preferencial para a detecção de IgM) e ensaios 
imunoenzimáticos, estes últimos preferidos, devido à sua reprodutibilidade 
e padronização (FERREIRA; MORAES, 2013). É importante ressaltar que 
o parasita em questão apresenta grande complexidade antigênica em sua 
estrutura, de modo que a utilização de diferentes antígenos recombinantes 
aumenta a sensibilidade do teste. 
13Diagnóstico imunológico de parasitoses
A detecção de anticorpos da classe IgA por métodos imunoenzimáticos 
está associada às manifestações crônicas nas formas digestória e aguda por 
contaminação via oral (VAZ et al., 2018). Os anticorpos IgG estão presentes 
ao longo de toda a vida de pacientes infectados, sendo úteis para estudos de 
prevalência e triagem sorológica. O Quadro 4, a seguir, apresenta os marcadores 
diagnósticos investigados nos testes imunológicos para T. cruzi.
Apesar da utilização de antígenos recombinantes e purificados nos testes sorológicos, 
é importante considerar a possibilidade de ocorrência de reação cruzada com Leish-
mania spp., principalmente em regiões onde ambos os parasitas circulam.
Fonte: Adaptado de Ferreira e Moraes (2013) e McPherson e Pincus (2012).
Método
Marcador
IgM IgG IgA
Imunofluorescência indireta X
Ensaios imunoenzimáticos X X
Quadro 4. Marcadores diagnósticos investigados nos testes imunológicos para Trypano-
soma cruzi
Imunodiagnóstico de Leishmania spp.
As leishmanioses são doenças causadas pela infecção de parasitas do gênero 
Leishmania em células fagocitárias, principalmente macrófagos e suas es-
pecializações teciduais, apresentando diferentes formas clínicas, incluindo 
doenças cutânea (também denominada tegumentar), mucocutânea e visceral, 
sendo que esta última pode, inclusive, levar a óbito. A variação clínica das 
manifestações depende da espécie de Leishmania infectante, da localização 
Diagnóstico imunológico de parasitoses14
geográfica e da resposta imune do hospedeiro (CHRISTAKI, 2020). As formas 
cutâneas apresentam entre 700.000 e 1.200.000 novos casos anuais, e apro-
ximadamente 100.000 casos de leishmaniose visceral são diagnosticados a 
cada ano (EPIDEMIOLOGY..., 2020); mais de 1 bilhão de pessoas vivem em 
áreas endêmicas para leishmanioses.
O diagnóstico da leishmaniose depende da forma da doença que se apre-
senta. No caso de leishmaniose cutânea, pode-se fazer a visualização direta 
dos parasitas em lâminas montadas a partir do raspado das bordas das le-
sões cutâneas, coradas e visualizadas em microscópio (NEVES et al., 2016). 
Já para a leishmaniose visceral, são utilizados métodos imunológicos, como 
a imunofluorescência indireta para anticorpos anti-Leishmania, amplamente 
utilizada para a confirmação de resultados positivos em outras metodologias. 
Contudo, esse teste não é mais considerado o método de triagem, devido à 
ocorrência de reações cruzadas com Trypanosoma cruzi, malária, esquistos-
somose e hanseníase (FERREIRA; MORAES, 2013).
Em busca de métodos com maior padronização e reprodutibilidade, foram 
desenvolvidos ensaios imunoenzimáticos utilizando antígenos recombinantes 
purificados de Leishmania, os quais apresentaram excelente reatividade. 
Os principais antígenos utilizados nesse teste são os K39, que permitem, 
ainda, a produção de antígenos recombinantes e a utilização destes em testes 
rápidos de triagem (FERREIRA; MORAES, 2013), com sensibilidade igual 
ou superior à dos testes imunoenzimáticos (ASSIS et al., 2008).
O diagnóstico imunológico da leishmaniose cutânea costuma ser feito 
avaliando-se a hipersensibilidade tardia aos antígenos de Leishmania, conhe-
cida como intradermorreação de Montenegro. Nesse teste, antígenos de 
promastigotas de Leishmania são aplicados na face interna do braço esquerdo, 
e a leitura da reação é realizada em 48h, sendo considerados positivos os 
testes que apresentarem área endurecida maior que 5 mm. Contudo, reações 
negativas não excluem a infecção, e falso-negativos podem ocorrer no iní-
cio da infecção ou em indivíduos imunodeprimidos (NEVES et al., 2016). 
Da mesma forma, a presença de reação positiva pode indicar somente contato 
prévio com o parasita, além de ocorrer reatividade cruzada com doença de 
Chagas (FERREIRA; MORAES, 2013).
Em relação aos testes imunoenzimáticos em pacientes suspeitos de leish-
maniose cutânea, os anticorpos costumam apresentar baixos níveis, sendo 
maiores nas formas cutâneo-difusa e mucocutânea, dependendo, ainda, 
do tipo de espécie infectante (FERREIRA; MORAES, 2013).
15Diagnóstico imunológico de parasitoses
3 Imunodiagnóstico de helmintos
A maioria das parasitoses causadas por vermes aloja-se no trato digestório. 
No entanto, outras podem afetar sistemas e órgãos distintos, como a filariose 
linfática, a esquistossomose e a hidatidose, havendo, ainda, outras que, depen-
dendo da forma ingerida pelo ser humano, causam doenças em órgãos distintos 
do comum, como a neurocisticercose (NEVES et al., 2016). Essas doenças 
tambémsão importantes causas de morbimortalidade, afetando milhões de 
pessoas no mundo inteiro, e passíveis de controle por meio de medidas sani-
tárias. O diagnóstico dessas doenças também se beneficia do uso de técnicas 
moleculares, uma vez que a demonstração direta desses parasitas se torna, 
muitas vezes, difícil, devido ao local onde vivem no organismo humano.
A filariose linfática é causada por vermes cilíndricos da espécie Wuche-
reria bancrofti, que são transmissíveis por picadas de mosquitos do gênero 
Culex, popularmente conhecidos como pernilongos, além de Aedes e Anopheles. 
Os vermes adultos apresentam dimorfismo sexual e vivem nos vasos linfáticos 
e nos linfonodos, alimentando-se principalmente da linfa. A grande quantidade 
de vermes provoca obstrução na circulação linfática, causando o aumento 
do volume dos órgãos afetados. Outro fator complexo é a longevidade dos 
vermes, com registros que variam entre 17 e 40 anos no organismo infectado 
sem tratamento (REY, 2009).
Cerca de 120 milhões de pessoas em áreas tropicais e subtropicais estão 
infectadas com Wuchereria bancrofti, sobretudo na Índia e em países africa-
nos e do Sudeste Asiático (WORLD HEALTH ORGANIZATION, 2020b). 
No Brasil, ainda há focos ativos no Nordeste, principalmente nas cidades de 
Recife e Maceió. A região amazônica, outrora foco da doença, conseguiu 
eliminar a transmissão por meio de intensos programas de diagnóstico e tra-
tamento populacional durante as décadas de 80 e 90 (FERREIRA; MORAES, 
2013). A OMS possui o objetivo de eliminar completamente a filariose em 
2020, meta difícil de ser alcançada.
O diagnóstico laboratorial da filariose pode ser feito de forma direta, 
coletando-se sangue do indivíduo suspeito no início da noite, visto que a 
concentração de microfilárias coincide, na maioria das regiões endêmicas, com 
os horários preferenciais de repasto sanguíneo do vetor (NEVES et al., 2016). 
O método de gota espessa para a observação microscópica é o preferencial, 
embora apresente baixa sensibilidade para indivíduos com pouca parasitemia. 
As microfilárias podem estar ausentes no sangue, mas presentes na urina, 
sendo possível também o diagnóstico por meio da análise desse material.
Diagnóstico imunológico de parasitoses16
Os testes imunológicos para a pesquisa de anticorpos contra Wuchere-
ria bancrofti não são utilizados, por apresentarem pouca especificidade e 
muitas reações cruzadas com diferentes helmintos (NEVES et al., 2016). 
No entanto, utiliza-se a pesquisa de antígenos circulantes por meio de Elisa 
— sendo, portanto, um método quantitativo —, com anticorpo monoclonal 
Og4C3, cuja amostra deve ter, pelo menos, 100 µL de soro, apresentando 
excelente sensibilidade (MARY; KRISHNAMOORTHY; HOTI, 2016). 
Outro imunométodo disponível é o imunocromatográfico BinaxNOW, que 
detecta antígenos circulantes de Wuchereria bancrofti, apresentando sensibili-
dade elevada, o qual foi recomendado como método de escolha da OMS para o 
diagnóstico e o acompanhamento da filariose (FERREIRA; MORAES, 2013). 
No entanto, estudos recentes indicam que esse método apresenta reatividade 
cruzada para outras espécies de filárias, como Loa e Onchocerca ochengi, 
que não são encontradas nas Américas (WANJI et al., 2016).
A esquistossomose é transmitida por platelmintos da espécie Schisto-
soma mansoni através do contato da pele com água contaminada com as 
cercarias desse verme, infectando 200 a 300 milhões de pessoas em todo o 
mundo (MCPHERSON; PINCUS, 2012). Essa espécie apresenta dimorfismo 
sexual, e os vermes adultos acumulam-se no sistema porta-hepático, liberando 
ovos que atravessam a parede intestinal e são eliminados nas fezes (REY, 2009; 
NEVES et al., 2016). Alguns desses ovos se perdem no processo migratório e 
se acumulam em órgãos como o fígado, causando intensa reação inflamatória, 
sendo responsáveis pela maior parte dos sintomas da esquistossomose (VAZ 
et al., 2018). 
A detecção direta dos ovos de S. mansoni nas fezes é um método de diag-
nóstico eficiente em indivíduos na fase aguda da doença e com alta carga 
parasitária, o que se torna mais difícil na fase crônica da doença (NEVES et al., 
2016). É importante levar em consideração que o verme-fêmea de S. mansoni 
perde gradativamente a capacidade de oviposição, diminuindo o número total 
de ovos (FERREIRA; MORAES, 2013). Testes de imunodiagnóstico podem 
ser utilizados em indivíduos com esquistossomose avançada, portadores de 
baixa carga parasitária, no monitoramento populacional em regiões endêmicas 
ou na análise de possíveis casos em regiões com baixa ocorrência de casos 
(REY, 2009). 
17Diagnóstico imunológico de parasitoses
Não há consenso na literatura científica sobre o tipo de metodologia imunológica a ser 
utilizada para o diagnóstico de S. mansoni e ainda não há uma ampla disponibilidade 
de um método de imunodiagnóstico que seja prático, sensível, específico e que supra 
as limitações do diagnóstico parasitológico direto (FERREIRA; MORAES, 2013). 
Ensaios imunoenzimáticos para a detecção de anticorpos contra S. man-
soni estão disponíveis, mas são pouco utilizados, pois, normalmente, estão 
disponíveis apenas em laboratórios de referência (VAZ et al., 2018), além de 
poderem apresentar resultado positivo anos depois do tratamento e da resolu-
ção da infecção. Os testes de Elisa para a detecção de antígenos parasitários 
apresentam interesse, visto que os níveis detectados declinam rapidamente após 
a cura por tratamento farmacológico, em contraste com o encontrado para os 
métodos sorológicos (NEVES et al., 2016). Ainda não há uma padronização 
de antígenos a serem utilizados nesses testes, mas os relatos indicam que o 
uso de antígenos purificados a partir de ovos apresentam maior sensibilidade e 
especificidade (FERREIRA; MORAES, 2013). A intradermorreação também 
pode ser utilizada, com a limitação de indicar apenas contato com os antígenos 
parasitários, e não a infecção por S. mansoni (REY, 2009).
Uma verminose de importância crescente é a hidatidose ou equinococose, 
causada por vermes do gênero Echinococcus. A espécie Echinococcus gra-
nulosus é a mais importante no Brasil, sendo endêmica na região Sul, com 
o extremo sul do estado do Rio Grande do Sul como uma área de grande 
prevalência (NEVES et al., 2016). O ciclo biológico dessa doença envolve 
canídeos e outros carnívoros como hospedeiros definitivos, os quais liberam 
ovos através das fezes, contaminando hospedeiros intermediários, como 
caprinos, bovinos e suínos, sendo o homem um hospedeiro acidental, no qual 
é encontrada apenas a fase larvária do verme (REY, 2009). 
Os ovos de Echinococcus são ingeridos pelo homem e invadem a corrente 
sanguínea, alojando-se preferencialmente no fígado e, em menor quantidade, 
nos pulmões, sendo menos comuns em órgãos como cérebro, ossos, baço, 
músculos, rins e olhos. Nos tecidos, a larva formará um cisto, que cresce e 
se desenvolve por, pelo menos, seis meses, mantendo-se viável por muitos 
anos (NEVES et al., 2016). A infecção pode ser assintomática por décadas, 
manifestando-se apenas quando o cisto hidático contendo a larva do Echi-
Diagnóstico imunológico de parasitoses18
nococcus está muito grande, muitas vezes requerendo remoção cirúrgica 
(CHRISTAKI, 2020). 
Os sintomas podem variar conforme a localização e o número dos cistos 
presentes e incluem incômodos digestório (sensação de estômago cheio) e, 
em casos mais graves, estase biliar, congestão portal, icterícia e ascite. Caso 
o cisto se rompa, há risco de intensa reação inflamatória ou alérgica, além 
do surgimento de cistos-filhos na cavidade abdominal. No pulmão, os cistos 
podem apresentar tamanhos ainda maiores, comprometendo brônquios e 
alvéolos, causando sensação de cansaço, dispneia e tosse com expectoração; 
em caso de ruptura de cistos, as larvas podem ser visualizadas no material 
expelido (NEVES et al., 2016).
O diagnóstico da hidatidose é geralmente clínico, após queixas inespecíficas 
apresentadas pelo paciente. A avaliação laboratorialutiliza testes imunológicos 
inespecíficos, como a quantidade de IgE total no organismo — que costuma 
estar elevada —, além da detecção de IgG-patógeno específica por métodos 
imunoenzimáticos, incluindo Elisa para a detecção de anticorpos contra an-
tígenos do líquido cístico, que apresenta alta sensibilidade. No Brasil, esses 
métodos estão basicamente restritos a instituições de pesquisa e saúde pública 
(VAZ et al., 2018). Esses testes podem, ainda, apresentar reação cruzada 
contra Toxoplasma gondii, Trypanosoma cruzi e cisticercos (FERREIRA; 
MORAES, 2013). 
A cisticercose humana é causada por cisticercos da espécie Taenia solium, 
os quais são ingeridos por seres humanos, e não pelo hospedeiro definitivo (para 
essa espécie são os suínos). Assim, no organismo humano, o ciclo de vida do 
parasita não se completa, e os cisticercos formam cistos em diferentes órgãos 
(REY, 2009). A contaminação pode ser por via externa, através de alimentos 
contaminados com água ou alimentos contaminados, ou através de autoinfecção 
de um indivíduo com teníase. Após alcançarem a corrente sanguínea, os sítios 
mais comuns de acúmulo dos cisticercos são o tecido nervoso, os olhos e, em 
menor quantidade, a pele e os músculos (NEVES et al., 2016). 
A neurocisticercose é uma complicação grave e potencialmente fatal, 
e suas manifestações dependem da quantidade de cistos presentes, da localiza-
ção destes e da resposta inflamatória causada. As manifestações clínicas mais 
comuns incluem convulsões, aumento da pressão intracraniana, meningite e 
parestesias, sintomas compartilhados com outras doenças (VAZ et al., 2018). 
Exames de imagem auxiliam na identificação de estruturas do parasita, bem 
como do hospedeiro, e a análise do líquido cebrospinal auxilia na demonstra-
ção do processo imunoinflamatório, principalmente quando se visualiza um 
aumento de eosinófilos (NEVES et al., 2016). 
19Diagnóstico imunológico de parasitoses
Métodos de diagnóstico imunológico também podem auxiliar no diag-
nóstico da neurocisticercose, incluindo a detecção de anticorpos anticisti-
cerco por ensaio imunoenzimático, cuja positividade não indica infecção 
ativa e apresenta reação cruzada com outros cestoides (VAZ et al., 2018). O 
Elisa para a pesquisa de antígenos no líquido cerebrospinal, quando positivo, 
é confirmatório, no entanto, a padronização desse teste ainda está em anda-
mento (FERREIRA; MORAES, 2013).
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