2012-tese-kcmousinho

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ 
FACULDADE DE MEDICINA 
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGIA E FARMACOLOGIA 
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM FARMACOLOGIA 
 
 
 
 
KRISTIANA CERQUEIRA MOUSINHO 
 
 
 
 
 
ESTUDO DO POTENCIAL ANTICÂNCER DE UM DERIVADO DE 
CHALCONA, 1-(4-Nitrofenil)-3-fenilprop-2-en-1-ona, IN VITRO E 
IN VIVO 
 
 
 
 
 
 
 
FORTALEZA 
2010 
Universidade Federal do Ceará 
Faculdade de Medicina 
Departamento de Fisiologia e Farmacologia 
Programa de Pós-Graduação em Farmacologia 
 
 
 
 
ESTUDO DO POTENCIAL ANTICÂNCER DE UM DERIVADO DE 
CHALCONA, 1-(4-Nitrofenil)-3-fenilprop-2-en-1-ona, IN VITRO E IN 
VIVO 
 
 
Kristiana Cerqueira Mousinho 
 
 
Tese submetida à Coordenação do programa de 
Pós-Graduação em Farmacologia do 
Departamento de Fisiologia e Farmacologia da 
Universidade Federal do Ceará como requisito 
parcial para a obtenção do grau de Doutor em 
Farmacologia. 
 
Orientador: 
Profo.Dro. Manoel Odorico de Moraes Filho 
Co-Orientadora: 
Profa. Dra. Ivone Antônia de Souza 
 
 
 
Fortaleza - CE 
2010 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dados Internacionais de Catalogação na Publicação 
Universidade Federal do Ceará 
Biblioteca de Ciências da Saúde 
 
 
M892e Mousinho, Kristiana Cerqueira. 
 Estudo do potencial anticâncer de um derivado de chalcona, 1-(4-Nitrofenil)-3-
fenilprop-2-en-1-ona, in vitro e in vivo / Kristiana Cerqueira Mousinho. – 2010. 
 167 f. : il. 
 
 Tese (Doutorado) - Universidade Federal do Ceará. Faculdade de Medicina. 
Programa de Pós-Graduação em Farmacologia, Fortaleza, 2010. 
 Área de concentração: Oncologia Experimental. 
 Orientação: Prof. Dr. Manoel Odorico de Moraes Filho. 
 
 
 
 1. Chalcona. 2. Toxicidade. 3. Antineoplásicos. I. Título. 
 CDD 615.1 
 
ESTUDO DO POTENCIAL ANTICÂNCER DE UM DERIVADO DE CHALCONA, 1-(4-
Nitrofenil)-3-fenilprop-2-en-1-ona, IN VITRO E IN VIVO 
 
KRISTIANA CERQUEIRA MOUSINHO 
 
Tese submetida à coordenação do programa de Pós-graduação em Farmacologia 
como parte dos requisitos necessários para a obtenção do grau de Doutor em 
Farmacologia outorgado pela Universidade Federal do Ceará. A citação de qualquer 
trecho deste trabalho é permitida, desde que seja feita em conformidade com as 
normas da ética científica. 
 
BANCA EXAMINADORA 
 
__________________________________________________ 
Prof. Dr. Manoel Odorico de Moraes Filho (Orientador) 
Universidade Federal do Ceará – UFC 
 
 
 
__________________________________________________ 
Profa. Dra. Ivone Antônia de Souza (Co-Orientadora) 
Universidade Federal de Pernambuco – UFPE 
 
 
 
________________________________________________________ 
Profa. Dra. Caridad Noda Pérez 
Universidade Estadual de Goiás – UEG 
 
 
 
__________________________________________________ 
Profa. Dra. Marne Carvalho de Vasconcellos 
Universidade Federal do Amazonas - UFAM 
 
 
 
__________________________________________________ 
Profa. Dra. Ana Paula Negreiros Nunes Alves 
Universidade Federal do Ceará - UFC 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
À minha Vovó Nadege (in memorian), 
Que não conseguiu esperar o término 
Desta etapa da minha vida, 
Mas sei que está feliz por isso em 
Algum lugar da esfera espiritual, 
Dedico este trabalho. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Tudo é do Pai, toda honra e toda glória, é Dele a vitória alcançada em minha vida, 
tudo é do Pai se sou fraco e pecador, bem mais forte é o meu Senhor, que me cura 
por Amor”. 
 
Padre Fábio de Melo 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Honra o teu médico por causa da necessidade, 
Pois foi o Altíssimo quem o criou, 
Porque toda a medicina provém de Deus, 
A ciência do médico o eleva em honra; 
Ele é admirado na presença dos grandes, 
O Senhor fez a terra produzir os medicamentos, 
O homem sensato não os despreza, 
Uma espécie de madeira não adoçou o amargor da água? 
Essa virtude chegou ao conhecimento dos homens; 
O Altíssimo deu-lhes a ciência da medicina para ser honrado em suas maravilhas; 
E dela se serve para acalmar as dores e curá-las; 
O Farmacêutico faz misturas agradáveis; 
Compõe ungüentos úteis a saúde; 
E seu trabalho não terminará, 
Até que a paz divina se estenda sobre a face da terra”. 
Eclesiástico (38; 1-8) 
Agradecimentos 
 
O câncer é uma doença grave e assustadora. Receber um diagnóstico de câncer é 
algo que ninguém consegue imaginar. Mas o que é ruim pode ser o início de uma mudança 
boa. E quando o exemplo dado não combina com a natureza, surge o momento da definição. O 
momento pede calma (quase que impossível) para olhar o que é preciso fazer adiante; 
prudência, para perceber as mudanças e coragem para enfrentar os desafios. Para os 
pacientes só resta recolher os cacos, organizar as idéias e simplesmente aceitar talvez a tarefa 
mais intensa de uma existência. 
Quando trabalhamos com pessoas que sofrem desse mal, passamos a tentar 
compreender o que se tem por dentro de cada um. Agora eu vejo o imenso valor dos “Doutores 
da Alegria”, fazer alguém sorrir onde se tem muitos motivos para chorar é DIVINO. Quando se 
acredita, o belo surge e o verdadeiro permanece. O maior significado está nas pessoas e não 
nas palavras. 
Foi por isso que resolvi sair um pouco de cena (da área clínica) e estudar muito para 
entender melhor o tratamento desses pacientes baseado nas substâncias antineoplásicas. 
Tratamento esse que compromete a qualidade de vida das pessoas. E como todo pesquisador 
dessa área passei a sonhar em testar substâncias que destruam o tumor e não o paciente, eis-
me aqui concluindo o meu doutorado. 
Agradecer, neste momento, faz-se tão necessário quanto defender esta tese. As 
pessoas passam pela nossa vida nos dando sempre alguma lição, até o que não se fazer com 
os outros. Tudo é aprendizado. 
Em primeiro lugar, como sempre em minha vida, agradeço a Deus, onipresente, 
onisciente e indefinível. Agradeço pela vida, pelos ensinamentos constantes e principalmente 
por ter desenhado a minha caminhada com perfeição, com o objetivo de me mostrar o real 
valor do AMOR, da CARIDADE e da FÉ. 
A minha Virgem Santíssima, por me colocar no colo sempre que preciso. Por 
interceder junto a Jesus Cristo, por mim. E como mãe me consolar nos momentos de aflição. 
Também por me fazer sentir que eu nunca estou só. 
Aos meus pais Gabriel e Nádja, aos meus anjos da guarda terrenos, por terem 
aceitado a missão de serem meus pais, e brilhantemente com ela, me ensinado valores 
essenciais a vida: AMOR, CARINHO, RESPONSABILIDADE e CARÁTER. Por terem 
acreditado na minha capacidade e sonhado comigo para que este dia chegasse. Agradeço a 
Deus por vocês serem à base da minha sustentação. Amo vocês. 
 A minha Titia Nazaré, minha segunda mãe e outro anjo que Deus pôs em minha vida, 
o meu sincero agradecimento. Por cuidar sempre de mim, sorrir e chorar comigo. 
 Aos meus irmãos Karinne e Diogo, amigos também, simplesmente uma parte de mim. 
Obrigada por existirem e fazerem a minha vida mais feliz. Agradeço também aos meus 
cunhados: Luciano e Julliany, pelos momentos de alegria vividos. As minhas sobrinhas Lívian 
e Líris (Liloca e Preguinho), por despertarem em mim um sentimento inesplicável e deixarem 
meu coração transbordando de amor cada vez que as encontro, sem vocês o meu mundo seria 
em preto e branco. 
 Ao Dr. Manoel Odorico de Moraes, pelo exemplo de competência e inteligência; por 
ter me aceitado como orientanda e me recebido no LOE sem se quer saber quem eu era, com 
uma importante acolhida que conforta, retira o medo e a ansiedade perante tudo o que é novo. 
Por ser a pessoa mais prática que eu conheço, tornado tudomais simples. Agradeço por 
acreditar na minha capacidade intelectual, passando suas aulas para que eu pudesse ministrá-
las. 
 A Dra. Ivone Antônia de Souza, um exemplo de Mestre. Agradeço por tudo, 
principalmente pelo apoio emocional que sempre tive na calmaria de sua voz e quando me 
dizes: “Kristiana, no final tudo dá certo”. Sem você eu não estaria aqui. Faltam palavras para 
dizer o que você representa na minha vida acadêmica. 
 A Dra. Letícia Lotufo, pelo carinho constante, apoio emocional e científico. Pelo 
exemplo de profissional, equilíbrio e atenção mesmo a quem não eram seus orientandos, 
mostrando sempre como se trabalhar em equipe. 
 A Dra. Claúdia Pessoa, pelo apoio, amizade e disponibilidades diárias. Pela 
organização dos seminários do LOE, enriquecedores de conhecimentos. 
 A Dra. Raquel Montenegro, pela amizade, disponibilidade e ajuda neste trabalho, com 
sugestões e orientações. Agradeço pela atenção nos momentos de desespero. 
 A Dra. Ana Paula Negreiros, pela ajuda nas análises das lâminas, disponibilidade e 
carinho com que sempre me tratou. 
 Em especial aos amigos: Arinice, Gabriela, Hemerson, Igor (Boy do LOE) e 
Washington Araújo, pela contribuição, paciência, aprendizado, disponibilidade e 
companheirismo, que me compreenderam nos momentos de aflição e os quais têm méritos 
junto a mim na realização desta tese. 
Aos demais amigos do LOE: Adriana Carvalho (companheira das brincadeiras, dos 
experimentos e até das baixarias), Aline, Aline Sbardeloto, Ana Jérsia, Assuero, Bruno 
Cavalcante (pelos ensinamentos e contribuição nos experimentos), Bruninho (IC), Daisy (IC), 
Danilão, Delano Marinho, Diego, Daniel, Elthon Goés (pelos experimentos do BrdU nos 
finais de semana e feriados serem a maior descontração), Evelyne, Felipe, Gardênia, 
Hidemburgo (comedor de pipocas, porque a culpa é da Coca-cola), Kézia, Miller, Patrícia 
Marçal, Paula Abreu, Paula Jimenez, Paulo Michel, Rafael, Vanessa, Venúncia, pela 
companhia, risadas e colaboração nessa tese. 
Agradeço ainda a Silvana (Sil), Erivanda, D. Rogéria e D. Fátima por todo apoio no 
que era necessário para a realização dos experimentos, pelas conversas “in off” altamente 
reveladoras. A Flávia pelo imenso esforço em providenciar o material necessário para a 
conclusão desta tese e pelas conversas diárias. 
As minhas grandes amigas Adelânia, Sheyla e Gracinha, por todo o carinho, atenção 
e amizade em todos os momentos que compartilhamos. Amizade daquelas que agente guarda 
no coração. 
Existem pessoas que foram imprescindíveis para a minha saúde física e psíquica nesta 
tese, pessoas que sempre deram desde o apoio logístico ao emocional. Pessoas que 
transpassam o limite da amizade e se tornam família, estrelas e não cometas, pérolas que 
Deus coloca no nosso caminho para rir, chorar, aprender coisas que jamais aprenderíamos 
sozinhos, fazer com que as batalhas sejam mais leves e curtas, são companheiros de toda 
uma vida. Deus me deu esta bênção de norte ao sul deste país. São eles: Cecília (minha irmã 
morena), José Roberto (caça e pesca Papicu, via Praia do Futuro, iieeiii), Vanesca, Cínthya e 
Cia, Silvéria e Alexandre, Deisy e Roberto César (Letícia), Roberta e Otacílio (Limoeiro, 
iiieeiii), Ana Carla e Júlio, Fabíola e Marne. Obrigada por vocês existirem. 
Ao meu médico, Dr. Carlos Windson, por me atender sempre que precisei 
principalmente nas mazelas pré-tese. Valeu pelas amostras grátis! 
A toda a minha família e amigos que sempre torceram por mim. 
 As secretárias do Programa de Pós-Graduação em Farmacologia, Aura Rhanes e 
Márcia, pela dedicação com o que fazem e por me ajudar em tudo o que precisei. 
 Aos servidores Alana, Ana Paula, Íris, Chiquinho, agradeço as conversas, 
cumplicidade e disponibilidade em sempre ajudar. 
E por fim, a todos aqueles que padecem de algum tipo de câncer, onde a luta para se 
obter a cura ou o alívio é uma constante, torna-se incansável e infinitamente dolorosa no corpo 
e na alma. A Icla da Silva (in memorian), que me fez despertar a vontade de trabalhar nessa 
área. A Iara da Silva e Ianara que me fizeram acreditar que a cura do câncer é possível. Ao 
Ayrton Plácido (in memorian), Tia Yelda (in memorian), Tio Dilson Simões (in memorian), 
Marcelinho (in memorian) e a todos os outros pacientes e amigos que padeceram dessa 
doença e nos quais aprendi o valor da VIDA e do AMOR. 
 
 
Enfim: 
 
“O câncer pode roubar-lhe aquela alegre ignorância que um dia levou a acreditar que o 
amanhã se estenderia para sempre. Cada dia é para ser vivido sabiamente”. 
Heloísa Chiattone. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Este trabalho foi realizado com o auxílio das seguintes instituições: 
 
 Banco do Nordeste do Brasil - BNB 
 Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico - CNPq 
 Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior - CAPES 
 Financiadora de Estudos e Projetos - FINEP 
 Fundação Cearense de Amparo a Pesquisa - FUNCAP 
 Instituto Claude Bernard - InCb 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Índice 
Lista de Figuras 
Lista de Tabelas 
Lista de Símbolos e Abreviaturas 
Resumo 
Abstract 
 
1 INTRODUÇÃO.............................................................................................. 
 
29 
 
1.1 O Câncer e sua formação................................................................................... 
 
29 
 
1 1.2 Incidência do Câncer.................................................................................... 
 
31 
 
 1.3 O ciclo celular e o Câncer............................................................................. 
 
33 
 
2 1.4 Morte celular: Apoptose e Necrose................................................................ 
 
36 
 
 1.5 Princípios da Quimioterapia Antineoplásica.................................................... 
 
41 
 
 1.6 Chalconas.................................................................................................... 
 
46 
2 RELEVÂNCIA E JUSTIFICATIVA............................................................................... 
 
52 
3 OBJETIVOS................................................................................................................. 
 
54 
 3.1 Geral................................................................................................................... 
 
54 
 3.2 Específicos................................................................................................. 
 
54 
4 MATERIAIS E MÉTODOS........................................................................................... 
 
57 
 4.1 Materiais utilizados..................................................................................... 
 
57 
 4.1.1 Equipamentos........................................................................................ 
 
57 
 4.1.2 Reagentes, Soluções e Fármacos........................................................... 
 
58 
 4.2 Células................................................................................................................ 
 
64 
 4.2.1 Manutenção das células em cultura.......................................................... 
 
65 
 4.2.2 Obtenção de células PBMC.................................................................... 
 
66 
 4.3 Manutenção do tumor sarcoma 180 em camundongos................................ 
 
66 
 4.4 Animais.............................................................................................................. 
 
67 
 4.5 Procedimento experimental........................................................................... 
 
67 
 4.5.1 Obtenção da Chalcona............................................................................ 
 
67 
 4.5.2 Estudo da atividade citotóxica...............................................................4.5.2.1 Ensaio de citotoxicidade em células tumorais................................... 
 
 
68 
 
79 
 4.5.2.1.1 Princípio do teste.......................................................................... 
 
69 
 4.5.2.1.2 Procedimento experimental................................................................ 
 
69 
 4.5.2.1.3 Análise dos dados........................................................................ 
 
70 
 4.5.2.2 Ensaio de citotoxicidade em células normais.................................... 
 
70 
 4.5.2.2.1 Princípio do teste................................................................................ 
 
70 
 4.5.2.2.2 Procedimento experimental................................................................ 
 
70 
 4.5.2.2.3 Análise dos dados.............................................................................. 
 
71 
 4.5.2.3 Determinação da Atividade Hemolítica............................................... 
 
71 
 4.5.2.3.1 Princípio do Teste.............................................................................. 
 
71 
 4.5.2.3.2 Procedimento experimental................................................................ 
 
71 
 4.5.2.3.3 Análise dos dados.............................................................................. 
 
72 
 4.5.3 Estudo do mecanismo de ação citotóxico em células HL-60 (leucemia 
promielocítica)............................................................................................................... 
 
 
72 
 4.5.3.1 Viabilidade celular - Exclusão por Azul de Tripan 
(Curva)............................................................................................................................ 
 
 
72 
 4.5.3.1.1 Princípio do Teste......................................................................... 
 
72 
 4.5.3.1.2 Procedimento Experimental........................................................... 
 
72 
 4.5.3.1.3 Análise dos dados........................................................................ 
 
73 
 4.5.3.2 Teste da Acridina- Coloração diferencial por BE/LA.......................... 
 
73 
 4.5.3.2.1 Princípio do Teste......................................................................... 
 
73 
 4.5.3.2.2 Procedimento Experimental........................................................... 
 
74 
 4.5.3.2.3 Análise dos dados........................................................................ 
 
74 
 4.5.3.3 Teste do BrdU- Inibição da síntese de DNA – Ensaio do BrdU........... 
 
74 
 4.5.3.3.1 Princípio do Teste.......................................................................... 
 
74 
 4.5.3.3.2 Procedimento Experimental............................................................ 
 
75 
 4.5.3.3.3 Análise dos dados......................................................................... 
 
75 
 4.5.3.4 Teste da Análise morfológica - Coloração por May-Grunwald-
 
Giemsa............................................................................................................................ 
 4.5.3.4.1 Princípio do teste.................................................................................... 
 4.5.3.4.2 Procedimento experimental.................................................................... 
 
75 
 
75 
 
76 
 4.5.3.4.3 Análise dos dados.................................................................................. 
 
76 
 4.5.3.5 Determinação da Integridade de membrana- viabilidade celular......... 
 
76 
 4.5.3.5.1 Princípio do teste.................................................................................... 
 
76 
 4.5.3.5.2 Procedimento experimental.................................................................... 
 
76 
 4.5.3.5.3 Análise dos dados.................................................................................. 
 
77 
 4.5.3.6 Análise do ciclo celular............................................................................ 
 
77 
 4.5.3.6.1 Princípio do Teste.................................................................................. 
 
77 
 4.5.3.6.2 Procedimento experimental.................................................................... 
 
78 
 4.5.3.6.3 Análise dos dados.................................................................................. 
 
78 
 4.5.3.7 Ensaio da Externalização da Fosfatidilserina- Anexina V.................... 
 
78 
 4.5.3.7.1 Princípio do teste.................................................................................... 
 
78 
 4.5.3.7. 2 Procedimento experimental.............................................................. 
 
79 
 4.5.3.7.3 Análise dos dados................................................................................. 
 
79 
 4.5.3.8 Determinação da ativação das caspases- 3 e 7...................................... 
 
79 
 4.5.3.8.1 Princípio do teste.............................................................................. 
 
79 
 4.5.3.8.2 Procedimento Experimental............................................................... 
 
80 
 4.5.3.8.3 Análise dos dados............................................................................ 
 
80 
 4.5.3.9 Determinação da ativação da caspase-8............................................... 
 
80 
 4.5.3.9.1 Princípio do teste.............................................................................. 
 
80 
 4.5.3.9.2 Procedimento Experimental.............................................................. 
 
81 
 4.5.3.9.3 Análise dos dados........................................................................... 
 
81 
 4.5.3.10 Determinação da ativação da caspase-9.............................................. 
 
81 
 4.5.3.10.1 Princípio do teste........................................................................... 
 
81 
 4.5.3.10.2 Procedimento Experimental............................................................ 
 
82 
 4.5.3.10.3 Análise dos dados......................................................................... 
 
82 
 4.5.3.11 Ensaio do Western blot (Citocromo c, Procaspase-9 e Caspase -
9)..................................................................................................................................... 
 
 
82 
 
 4.5.3.11.1 Princípio do teste........................................................................ 
 
82 
 4.5.3.11.2 Procedimento Experimental......................................................... 
 
83 
 4.5.3.11.2.1 Extração de Proteínas................................................................ 
 
83 
 4.5.3.11.2.2 Quantificação de Proteínas........................................................ 
 
83 
 4.5.3.11.2.3 Eletroforese em gel de poliacrilamida......................................... 
 
84 
 4.5.3.11.2.4 Eletrotransferência..................................................................... 
 
84 
 4.5.3.11.2.5 Imunodetecção.......................................................................... 
 
84 
 4.5.3.11.2.6 Análise dos dados..................................................................... 
 
85 
 4.5.4 Estudo da atividade genotóxica e mutagênica ........................................ 
 
85 
 4.5.4.1 Ensaio de genotoxicidade in vitro - Dano ao DNA - Ensaio do 
cometa............................................................................................................................85 
 4.5.4.1.1 Princípio do teste........................................................................... 
 
85 
 4.5.4.1.2 Procedimento experimental............................................................ 
 
86 
 4.5.4.1.3 Análise dos dados......................................................................... 
 
86 
 4.5.4.2 Avaliação da genotoxicidade/mutagenicidade em linfócitos 
humanos – Teste do micronúcleo in vitro................................................................. 
 
 
87 
 4.5.4.2.1 Princípio do teste........................................................................... 
 
87 
 4.5.4.2.2 Procedimento experimental............................................................. 
 
88 
 4.5.4.2.3 Análise dos dados......................................................................... 
 
88 
 4.5.5 Avaliação da Atividade Antitumoral em camundongos transplantados 
com tumor Sarcoma 180............................................................................................... 
 
 
89 
 4.5.5.1 Princípio do teste.............................................................................. 
 
89 
 4.5.5.2 Procedimento experimental................................................................... 
 
90 
 4.5.5.3 Análise dos dados............................................................................. 
 
91 
 4.5.5.4 Parâmetros toxicológicos avaliados.................................................. 
 
91 
 4.5.5.4.1 Avaliação dos parâmetros bioquímicos....................................... 
 
91 
 4.5.5.4.2 Princípio do teste......................................................................... 
 4.5.5.4.3 Procedimento experimental............................................................... 
 
 
91 
 
92 
 4.5.5.4.4 Análise dos dados.................................................................................. 
 
92 
 4.5.5.4.2 Avaliação dos parâmetros hematológicos....................................... 
 
93 
 4.5.5.4.2.1 Princípio do teste.......................................................................... 
 
93 
 4.5.5.4.2.2 Procedimento experimental............................................................ 
 
93 
 4.5.5.4.2.3 Análise dos dados........................................................................ 
 
93 
 4.5.5.5 Análise histopatológica....................................................................... 
 
93 
 4.5.5.5.1 Princípio do teste.............................................................................. 
 
93 
 4.5.5.5.2 Procedimento experimental................................................................ 
 
94 
 4.5.5.5.3 Análise dos dados............................................................................ 
 
94 
5 RESULTADOS............................................................................................................ 
 
96 
 5.1 Estudo da atividade citotóxica..................................................................... 
 
96 
 5.1.1 Avaliação da atividade citotóxica da CG em células tumorais humanas....... 
 
96 
 5.1.2 Avaliação da atividade citotóxica da CG em células normais humanas 
(PBMC)............................................................................................................................ 
 
 
97 
 5.2 Atividade hemolítica.................................................................................... 
 
98 
 5.3 Estudo do mecanismo de ação citotóxica em células HL-60....................... 
 
99 
 5.3.1 Determinação da viabilidade celular por exclusão do azul de Tripan.......... 
 
99 
 5.3.2 Coloração diferencial por Laranja de Acridina / Brometo de Etídio............. 
 
100 
 5.3.3 Inibição da proliferação celular através da incorporação de BrdU.............. 
 
101 
 5.3.4 Coloração diferencial por May-Grunwald-Giemsa...................................... 
 
103 
 5.3.5 Análises da citometria de fluxo............................................................... 
 
104 
 5.3.5.1 Integridade de membrana celular e concentração de células.................. 
 
104 
 5.3.5.2 Análise do ciclo celular e da fragmentação de DNA............................... 
 
105 
 5.3.5.3 Determinação da Externalização da Fosfatidilserina- Anexina V.............. 
 5.3.5.4 Detecção da ativação de Caspases Efetoras – 3 e 7............................... 
 
 
108 
 
110 
 5.3.5.5 Detecção da ativação de Caspases Iniciadoras -8/-9............................... 
 
111 
 5.3.5.6 Detecção do Citocromo c, Procaspase-9 e Caspase -9 pelo método do 
Western blot.................................................................................................................... 
 
 
 
115 
 5.3.6 Estudo da atividade genotóxica e mutagênica........................................ 
 
116 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 5.3.6.1 Avaliação da genotoxicidade in vitro - Dano ao DNA - Ensaio do 
cometa............................................................................................................................ 
 
 
116 
 5.3.6.2 Avaliação da genotoxicidade/mutagenicidade – Teste do 
micronúcleo in vitro...................................................................................................... 
 
 
117 
 5.3.7 Estudo in vivo............................................................................................. 
 
118 
 5.3.7.1 Estudo da Atividade Antitumoral em camundongos transplantados 
com Sarcoma 180........................................................................................................... 
 
 
118 
 5.3.7.2 Avaliação dos aspectos toxicológicos nos órgãos dos 
camundongos transplantados com Sarcoma 180...................................................... 
 
 
120 
 5.3.7.2 Análise bioquímica e hematológica dos camundongos saudáveis 
ou transplantados com Sarcoma 180.......................................................................... 
 
 
127 
6 DISCUSSÃO............................................................................................................... 
 
134 
7 CONSIDERAÇÕES FINAIS........................................................................................ 
 
151 
8 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS…………………..…………………..………….…... 
 
153 
ANEXO 1- Aprovação do Comitê de Ética de Pesquisa em Seres Humanos 
(COMEPE)....................................................................................................................... 
 
 
168 
ANEXO 2- Aprovação do Comitê de Ética em Pesquisa Animal (CEPA)....................... 169 
LISTA DE FIGURAS 
 
 
Figura 1: Fluxograma mostrando um esquema simplificado da base molecular do 
câncer...................................................................................................................................... 
 
31 
Figura 2: Tipos de câncer mais incidentes estimados para 2010, exceto pele não 
melanoma, na população brasileira........................................................................................ 
 
32 
Figura 3: Esquema das fases do ciclo celular........................................................................ 34 
Figura 4: Esquema dos pontos de checagem do ciclo celular............................................... 36 
Figura 5: Características morfológicas dos principais tipos de morte celular. PS: 
fosfatidilserina; LC3: proteína citoplasmática que é considerada um marcador da 
macroautofagia........................................................................................................................37 
Figura 6: Esquema demonstrando as principais vias de ativação da apoptose, suas 
interconexões e as alterações morfológicas mais características.......................................... 
 
40 
Figura 7: Distribuição da origem dos medicamentos antineoplásicos que estão no 
mercado nos últimos 25 anos................................................................................................. 
 
43 
Figura 8: Estrutura química da vimblastina, da vincristina, da vindesina e da 
vinorelbina............................................................................................................................... 
 
44 
Figura 9: Estrutura química do paclitaxel e do docetaxel....................................................... 45 
Figura 10: Núcleo fundamental das chalconas...................................................................... 46 
Figura 11: Esquema da reação de condensação de Claisen-Schmidt entre acetofenona e 
p-nitrobenzaldeído. Estrutura do derivado de chalcona, (E)-1-(4-Nitrofenil)-3-fenilprop-2-
en-1-ona.................................................................................................................................. 
 
49 
Figura 12: Esquema da reação de condensação de Claisen-Schmidt* entre acetofenona e 
p-nitrobenzaldeído. Estrutura do (E)-1-(4-Nitrofenil)-3-fenilprop-2-en-1-ona, molécula do 
estudo...................................................................................................................................... 
 
68 
Figura 13: Representação dos tipos de cometas corados com prata e visualizados em 
microscópio óptico, sendo indicado o escore atribuído para cada cometa de acordo com o 
dano. a) tipos 0 (verde) e 1 (amarelo); b) tipos 2 (vermelho) e 3 (azul); c) tipo 
4............................................................................................................................................... 
 
 
87 
Figura 14: Representação da formação de micronúcleos a partir de um fragmento 
cromossômico acêntrico e cromossomo inteiro em uma célula binucleada pelo uso de 
Citocalasina B.......................................................................................................................... 
 
89 
Figura 15: Curva de crescimento em células leucêmicas humanas (HL-60), tratadas com 
o composto CG nas concentrações 0,04 µM; 0,2 µM; 0,4 µM; 2,0 µM e 4,0 µM. A 
viabilidade das células leucêmicas foi determinada por exclusão de azul de tripan em 3, 6, 
12 e 24 horas de incubação. O controle negativo (C) foi tratado com o veículo utilizado 
para a diluição da substância (DMSO). Os dados correspondem à média ± EPM de 
experimentos independentes (n=3), * p< 0,05; ** p<0,001 comparado ao controle por 
ANOVA seguido pelo teste Student Newman-
Keuls........................................................................................................................................ 
 
 
 
 
 
100 
Figura 16: Determinação dos percentuais sobre os eventos celulares (viabilidade celular, 
apoptose e necrose) avaliado em células leucêmicas humanas (HL-60), tratada com o 
composto CG nas concentrações 1,0 µM; 2,0 µM e 4,0 µM. A análise foi realizada após 24 
horas de incubação. O controle negativo (C) foi tratado com o veículo utilizado para a 
 
 
 
diluição da substância (DMSO). A doxorrubicina – 0,5 µM – foi utilizada como controle 
positivo (DOX). Os dados correspondem à média ± EPM de experimentos independentes 
(n=3), **p< 0,001 comparado ao controle por ANOVA seguido pelo teste Student 
Newman-Keuls........................................................................................................................ 
 
 
101 
Figura 17: Determinação do percentual de síntese do DNA. Foi avaliado pela 
incorporação de bromodeoxiuridina (BrdU) nas células HL-60, após 24 horas de 
incubação. As células foram tratadas com o composto CG nas concentrações 1,0 µM e 
2,0 µM. O controle negativo (C) foi tratado com o veículo utilizado para a diluição da 
substância (DMSO). A doxorrubicina – 0,5 µM – foi utilizada como controle positivo (Dox). 
Os dados correspondem à média ± EPM de experimentos independentes (n=2), *p< 0,05 
comparado ao controle por ANOVA seguido pelo teste Student Newman-
Keuls....................................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
102 
Figura 18: Fotomicrografias das lâminas das células de HL-60, tratadas e não tratadas, 
após 24 horas de incubação com a doxorrubicina e CG. A- Controle negativo (DMSO), B- 
tratadas com Doxorrubicina (0,5 µM), C- 1,0 µM e D- 2,0 µM. A contagem foi realizada 
através da incorporação de bromodeoxiuridina (BrdU), células com núcleos de coloração 
marrom. O aumento foi de 400X............................................................................................. 
 
 
 
102 
Figura 19: Fotomicrografias das células de HL-60 tratadas e não tratadas, após 24 h de 
incubação com a CG e coradas com May-Grunwald-Giemsa. O aumento foi de 400X. A- 
Controle negativo, B- doxorrubicina a 0,5 µM, C- 1,0 µM (CG), D- 2,0 µM (CG) e E- 4,0 µM 
(CG). As setas pretas indicam redução de volume celular, condensação de cromatina, 
fragmentação nuclear e formação de corpos apoptóticos 
“blebs”..................................................................................................................................... 
 
 
 
103 
Figura 20: A- Avaliação da integridade de membrana plasmática e B- Avaliação do 
número de células viáveis, analisados por citometria de fluxo. Células de HL-60 incubadas 
com a CG nas concentrações 1,0; 2,0 e 4,0 µM e com o controle doxorrubicina a 0,5 µM. 
Os dados foram analisados a partir da média ± EPM de 3 experimentos. Para a 
verificação da ocorrência de diferenças significativas entre os diferentes grupos, os dados 
foram comparados por análise de variância (ANOVA) seguida pelo teste Student 
Newman-Keuls, com significância estatística (**p<0,001), no programa GraphPad Prism 
versão 5.0............................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
105 
Figura 21: Efeito da CG no ciclo celular após 24 h de incubação. Os histogramas do ciclo 
celular foram analisados no ModFit LT 3.1. Eixo x: intensidade de fluorescência e eixo y: 
números de células de HL-60, determinadas por citometria de fluxo utilizando iodeto de 
propídeo. A- Controle negativo; B- Doxorrubicina (0,5 µM); C, D e E- CG nas 
concentrações 1,0; 2,0 e 4,0 µM............................................................................................ 
 
 
 
108 
Figura 22: A- Determinação da fragmentação do DNA; B- Análise do efeito sobre o ciclo 
celular. Células de HL-60 incubadas com a CG nas concentrações de 1,0; 2,0 e 4,0 µM, 
após 24 h de incubação e analisados por citometria de fluxo utilizando iodeto de propídeo. 
(C-) representa o controle negativo; (DOX) controle positivo com Doxorrubicina (0,5 µM). 
Os dados foram analisados a partir da média ± EPM de 3 experimentos. Para a 
verificação da ocorrência de diferenças significativas entre os diferentes grupos, os dados 
foram comparados por análise de variância (ANOVA) seguida pelo teste Student 
Newman-Keuls, com significância estatística (*p<0,05), no programa GraphPad Prism 
versão 5.0............................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
107 
Figura 23: Análise da externalização da fosfatidilserina por citometria de fluxo em células 
HL-60. No histograma (A): 1- Controle negativo; 2- tratadas com doxorrubicina (0,5 µM) e 
CG nas concentrações de 1,0; 2,0 e 4,0 µM (respectivamente 3, 4 e 5) com 24 horas de 
incubação. Percentagem de células em: Verde- quadrante inferior esquerdo – viáveis; 
Azul- quadrante inferior direito- apoptose inical; Rosa- quadrante superior direito- 
apoptose tardia; e Roxo-quadrante superior esquerdo- necrose. Gráfico (B): % de células 
viáveis, em apoptose inicial, apoptose tardia e necrose. Os dados foram comparados por 
análise de variância (ANOVA) seguido pelo teste Student Newman-Keuls, com 
significância estatística (*p<0,05), no programa GraphPad Prism versão 
 
 
 
 
 
 
5.0........................................................................................................................................... 
109 
Figura 24: Análise da detecção das Caspases Efetoras 3 e 7 por citometria de fluxo em 
células HL-60. (A) percentual de células viáveis, (B) percentual de células em apoptose 
incial, (C) percentual de células em apoptose tardia, (D) percentual de células em necrose. 
A doxorrubicina (0,5 µM) foi utilizada como controle positivo. A CG foi testada nas 
concentrações de 1,0; 2,0 e 4,0 µM com 24h de incubação. Os dados foram comparados 
por análise de variância (ANOVA) seguido pelo teste Student Newman-Keuls, com 
significância estatística (**p<0,001), no programa GraphPad Prism versão 
5.0........................................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
110 
Figura 25: Histograma referente ao teste das Caspases Efetoras 3 e 7. (A): 1- Controle 
negativo; 2- tratadas com doxorrubicina (0,5 µM) e CG nas concentrações de 1,0; 2,0 e 
4,0 µM (respectivamente 3, 4 e 5) com 24 horas de incubação. Percentagem de células 
em: Verde- quadrante inferior esquerdo – viáveis; Azul- quadrante inferior direito- 
apoptose inical; Rosa- quadrante superior direito- apoptose tardia; e Roxo- quadrante 
superior esquerdo- necrose. Os dados foram comparados por análise de variância 
(ANOVA) seguido pelo teste Student Newman-Keuls, com significância estatística 
(*p<0,05), no programa GraphPad Prism versão 
5.0........................................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
111 
Figura 26: Análise da detecção da Caspase Iniciadora 8, por citometria de fluxo em 
células HL-60. (A) percentual de células viáveis, (B) percentual de células em apoptose 
incial, (C) percentual de células em apoptose tardia, (D) percentual de células em necrose. 
A doxorrubicina (0,5 µM) foi utilizada como controle positivo. A CG foi testada nas 
concentrações de 1,0; 2,0 e 4,0 µM com 24h de incubação. Os dados foram comparados 
por análise de variância (ANOVA) seguido pelo teste Student Newman-Keuls, com 
significância estatística (*p< 0,05, **p<0,001), no programa GraphPad Prism versão 
5.0............................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
112 
Figura 27: Histograma referente ao teste da Caspase Iniciadora 8. (A): 1- Controle 
negativo; 2- tratadas com doxorrubicina (0,5 µM) e CG nas concentrações de 1,0; 2,0 e 
4,0 µM (respectivamente 3, 4 e 5) com 24 horas de incubação. Percentagem de células 
em: Verde- quadrante inferior esquerdo – viáveis; Azul- quadrante inferior direito- 
apoptose inical; Rosa- quadrante superior direito- apoptose tardia; e Roxo- quadrante 
superior esquerdo- necrose. Os dados foram comparados por análise de variância 
(ANOVA) seguido pelo teste Student Newman-Keuls, com significância estatística 
(*p<0,05, **p<0,001), no programa GraphPad Prism versão 
5.0........................................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
113 
Figura 28: Análise da detecção da Caspase Iniciadora 9, por citometria de fluxo em 
células HL-60. (A) percentual de células viáveis, (B) percentual de células em apoptose 
incial, (C) percentual de células em apoptose tardia, (D) percentual de células em necrose. 
A doxorrubicina (0,5 µM) foi utilizada como controle positivo. A CG foi testada nas 
concentrações de 1,0; 2,0 e 4,0 µM com 24h de incubação. Os dados foram comparados 
por análise de variância (ANOVA) seguido pelo teste Student Newman-Keuls, com 
significância estatística (*p< 0,05, **p<0,001), no programa GraphPad Prism versão 
5.0............................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
114 
Figura 29: Histograma referente ao teste da Caspase Iniciadora 9. (A): 1- Controle 
negativo; 2- tratadas com doxorrubicina (0,5 µM) e CG nas concentrações de 1,0; 2,0 e 
4,0 µM (respectivamente 3, 4 e 5) com 24 horas de incubação. Percentagem de células 
em: Verde- quadrante inferior esquerdo – viáveis; Azul- quadrante inferior direito- 
apoptose inical; Rosa- quadrante superior direito- apoptose tardia; e Roxo- quadrante 
superior esquerdo- necrose. Os dados foram comparados por análise de variância 
(ANOVA) seguido pelo teste Student Newman-Keuls, com significância estatística 
(*p<0,05, **p<0,001), no programa GraphPad Prism versão 
5.0........................................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
114 
Figura 30: Expressão das procaspase e caspase-9, citocromo c em células de HL-60, controle e 
tratadas com 1,0 e 2,0 µM, durante 12 e 24h, avaliada por Western 
 
 
blot......................................................................................................................... 115 
Figura 31: Freqüência de dano ao DNA. O derivado de chalcona (CG) nas concentrações 
de 1,0; 2,0 e 4,0 µM sobre PBMC, analisado pelo teste do cometa após 24 horas de 
incubação. C-: controle negativo. Os dados correspondem à média ± EPM de dois 
experimentos independentes (**p<0,001), comparado com o controle negativo por ANOVA 
seguido pelo teste Student Newman-Keuls.............................................................. 
 
 
 
 
116 
Figura 32: Índice de dano ao DNA. A substância CG nas concentrações 1,0; 2,0 e 4,0 µM 
sobre PBMC, analisado pelo teste do cometa após 24 horas de incubação. C-: controle 
negativo. Os valores foram obtidos pela multiplicação do número de células de classe de 
dano, variando de 0 (sem dano) a 400 (dano máximo). Os dados correspondem à média ± 
EPM de dois experimentos independentes (**p<0,001), comparado com o controle 
negativo por ANOVA seguido pelo teste Student Newman-
Keuls....................................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
117 
Figura 33: Micronúcleo por 2000 células binucleadas. A substância CG nas 
concentrações 1,0; 2,0 e 4,0 µM sobre PBMC, analisado pelo teste do micronúcleo após 
24 horas de incubação. C: controle negativo. Os dados correspondem à média ± EPM de 
dois experimentos independentes (**p<0,001), comparado com o controle negativo por 
ANOVA seguido pelo teste Student Newman-Keuls.............................................................. 
 
 
 
 
118 
Figura 34: Fotomicrografia do tumor Sarcoma 180 transplantados em camundongos e 
percentual de inibição tumoral dos animais submetidos ao protocolo de avaliação da 
atividade antitumoral. A substância CG foi testada nas concentrações 25 mg/Kg e 50 
mg/Kg; 5-FU, 25 mg/Kg, controle positivo . Controle negativo (DMSO 10%). Os dados 
correspondem à média ± EPM de dois experimentos independentes (**p<0,001), 
comparado com o controle negativo por ANOVA seguido pelo teste Student Newman-
Keuls....................................................................................................................................... 
 
 
 
 
 
119 
Figura 35: Fotomicrografia do tumor Sarcoma 180 transplantados em camundongos. O 
controle negativo (A) foi tratado com o veiculo usado para diluir a droga (DMSO 10%). Os 
animais foram tratados com o 5-fluorouracil (25 mg/Kg, B), CG (25 mg/Kg, C) e (D) CG 
(50 mg/Kg). Aumento de 400X...............................................................120 
Figura 36: Diferença de peso corpóreo dos camundongos com Sarcoma 180, em gramas. 
Os valores correspondentes à média ± E.P.M. de dez animais, **p<0,00, quando 
comparado com o grupo controle negativo (DMSO 10%) experimental por ANOVA (análise 
da variância) seguido por Student Newman-Keuls................................................... 
 
 
 
121 
Figura 37: Fotomicrografia dos fígados de camundongos transplantados com o tumor 
Sarcoma 180. O controle negativo (A e B) foi tratado com o veiculo usado para diluir a 
droga (DMSO 10%). Os animais foram tratados com o 5-fluorouracil (25 mg/Kg, C e D), 
CG (25 mg/Kg, E e F) e (G e H) CG (50 mg/Kg). Aumento de 
400X........................................................................................................................................ 
 
 
123 
Figura 38: Fotomicrografia dos baços de camundongos transplantados com o tumor 
Sarcoma 180. O controle negativo (A e B) foi tratado com o veiculo usado para diluir a 
 
 
droga (DMSO 10%). Os animais foram tratados com o 5-fluorouracil (25 mg/Kg, C e D), 
CG (25 mg/Kg, E e F) e (G e H) CG (50 mg/Kg). Aumento de 100X e 
400X........................................................................................................................................ 
 
124 
Figura 39: Fotomicrografia dos rins de camundongos transplantados com o tumor 
Sarcoma 180. O controle negativo (A) foi tratado com o veiculo usado para diluir a droga 
(DMSO 10%). Os animais foram tratados com o 5-fluorouracil (25 mg/Kg,B), CG (25 
mg/Kg, C) e (D) CG (50 mg/Kg). Aumento de 400X............................................................... 
 
 
125 
Figura 40: Fotomicrografia dos estômagos de camundongos transplantados com o tumor 
Sarcoma 180. O controle negativo (A e B) foi tratado com o veiculo usado para diluir a 
droga (DMSO 10%). Os animais foram tratados com CG (25 mg/Kg, C e D) e (E e F) CG 
(50 mg/Kg). Aumento de 100X..................................................................................... 
 
 
 
126 
Figura 41: Resumo dos resultados dos estudos de avaliação da atividade citotóxica e 
antitumoral da chalcona (E)-1-(4-Nitrofenil)-3-fenilprop-2-en-1-ona, 
(CG)........................................................................................................................................ 
 
131 
Figura 42: Resumo dos resultados dos estudos genotóxico/mutagênico, antitumoral e 
toxicológica da chalcona (E)-1-(4-Nitrofenil)-3-fenilprop-2-en-1-ona, 
(CG)........................................................................................................................................ 
 
132 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE TABELAS 
 
 
Tabela 1: Exemplos de alguns flavonóides e suas fontes........................................ 47 
 
Tabela 2 - Células utilizadas nos ensaios de citotoxicidade, genotoxicidade e 
antitumoral.................................................................................................................. 
 
65 
Tabela 3: Atividade citotóxica da CG frente às linhagens tumorais. Células 
humanas de leucemias (HL-60, K562), carcinoma de cólon (HCT-8), glioblastoma 
(SF-295) e carcinoma de mama (MDA-MB-435). A Doxorrubicina foi usada como 
controle positivo......................................................................................................... 
 
 
 
97 
Tabela 4: Atividade citotóxica da CG frente à linhagem normal obtida de cultura 
primária (PBMC) após 24, 48 e 72 horas de incubação............................................ 
 
98 
Tabela 5: Avaliação do potencial hemolítico da CG frente a eritrócitos de 
camundongos Swiss (Mus musculus)........................................................................ 
 
98 
Tabela 6: Efeito da CG sobre a massa corpórea e a massa úmida dos órgãos 
(fígado, baço, rins e estômago) de camundongos transplantados com o tumor 
Sarcoma 180.............................................................................................................. 
 
121 
Tabela 7: Efeito da CG sobre os parâmetros bioquímicos (aspartato 
aminotransferase - AST, alanina aminotransferase – ALT, uréia e creatinina) de 
sangue periférico de camundongos saudáveis ou transplantados com o tumor 
Sarcoma 180.............................................................................................................. 
 
 
 
128 
Tabela 8: Efeito da CG e 5-fluorouracil (5-FU) sobre os parâmetros hematológicos 
(hemoglobina, plaquetas e leucócitos) de sangue periférico de camundongos 
saudáveis ou transplantados com o tumor Sarcoma 180......................................... 
 
 
130 
 
 
 
 
LISTA DE SÍMBOLOS E ABREVIATURAS 
 
5-FU 
Dox 
CG 
5-Fluorouracil 
Doxorrubicina 
1-(4-Nitrofenil)-3-fenilprop-2-en-1-ona 
ALT Alanina aminotransferase 
AST Aspartato aminotransferase 
ANOVA Analisys of Variance (Análise de variância) 
CI50 Concentração inibitória mínima 
CO2 
PBMC 
Dióxido de carbono 
Células mononucleares do sangue periférico 
BrdU Bromodeoxiuridina 
DMSO Dimetilsulfóxido 
DNA Ácido desoxirribonucléico 
E.P.M. Erro padrão da média 
IC Intervalo de confiança 
IM Índice de mutagenicidade 
MTT Brometo de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazolio 
PBS Phosphate buffer solution (Tampão fosfato) 
TBS Tris buffer solution (Tampão tris) 
US-NCI United States National Cancer Institute (Instituto Nacional 
do Câncer dos Estados Unidos) 
UI 
COMEPE 
CEPA 
Unidades internacionais 
Comitê de Ética em Pesquisas Humanas 
Comitê de Ética em Pesquisa Animal 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Resumo 
ESTUDO DO POTENCIAL ANTICÂNCER DE UM DERIVADO DE CHALCONA, 1-(4-
Nitrofenil)-3-fenilprop-2-en-1-ona, IN VITRO E IN VIVO. Kristiana Cerqueira 
Mousinho. Orientador: Dr. Manoel Odorico de Moraes Filho. Co-orientadora: Dra. 
Ivone Antônia de Souza. Tese de Doutorado. Programa de Pós-Graduação em 
Farmacologia. Departamento de Fisiologia e Farmacologia, UFC, 2010. 
 
 
A substância 1-(4-Nitrofenil)-3-fenilprop-2-en-1-ona (CG) é um derivado de chalcona, 
sintetizado a partir da reação química entre a acetofenona e para-nitro benzaldeído. 
Para avaliar o seu potencial anticâncer foi realizado um estudo farmacológico de suas 
propriedades antitumorais em vários modelos biológicos in vitro e in vivo. A CG 
apresentou potente atividade citotóxica nas 5 linhagens tumorais testadas, inibindo a 
proliferação das células tumorais pelo ensaio do MTT e em células mononucleares do 
sangue periférico (PMCB) humano através do ensaio do Alamar blue. Todas as 
linhagens mostraram sensibilidade ao tratamento com a CG, e a CI50 variou de 1,18µM 
em HCT-8 a 3,32µM em SF-295. O composto apresentou fraca citotoxicidade (CI50 
igual a 7,07µM) nas células PBMC, com exposição a CG em 72h, em relação às 
células de HL-60, utilizada como modelo nos demais testes biológicos. O tempo de 
encubação com o composto foi de 24h na maioria dos experimentos. Adicionalmente, 
a CG não induziu efeitos hemolíticos. O ensaio de exclusão por azul de Tripan revelou 
diminuição da viabilidade celular principalmente após 24h na maior concentração 
testada (4µM) com 58,4%. Para os testes de atividade antiproliferativa, LA/BE mostrou 
em sua morfologia células em apoptose nas duas maiores concentrações, enquanto 
que o BrdU, apresentou incorporação do mesmo nas concentrações testadas. A 
morfologia analisada por May-Grunwald-Giemsa mostrou redução do volume celular, 
condensação da cromatina e fragmentação nuclear. Adicionalmente, a CG induziu 
apoptose em células leucêmicas HL-60, com participação das vias intrínseca e maior 
estímulo da via extrínseca, de maneira concentração-dependente, como observado na 
integridade da membrana citoplasmática, aumento da fragmentação do DNA e 
externalização da fosfatidilserina. Na análise do ciclo celular, foi observado parada na 
fase G2/M,sendo ativada as caspases 3, 7, 8 e 9 (a última na maior concentração e 
confirmada pelo teste do Western blot). Não houve ativação do Citocromo c. A CG não 
foi capaz de induzir processos genotóxicos/ mutagênicos (testes do cometa e 
micronúcleo in vitro). No ensaio de atividade antitumoral in vivo, observou-se inibição 
tumoral nas doses testadas (25 e 50mg/Kg/dia, via oral) de 54,85 e 69,11% 
respectivamente. As doses de CG causaram tumefação celular e o surgimento de 
focos inflamatórios no parênquima ou estroma hepático/renal, necrose nefrotóxica 
focal, esteatose microvesicular, pigmentos de hemossiderina, hiperplasia das células 
de Kupffer, congestão da polpa vermelha e desorganização dos folículos linfóides 
esplênicos. Além disso, os índices bioquímicos mostraram aumento do AST e 
diminuição da uréia (CG 25mg/Kg/dia), diminuição do ALT (5-FU e CG 25mg/Kg/dia); 
as alterações hematológicas mostraram leucopenia e plaquetopenia (5-FU), aumento 
dos leucócitos totais (CG 50mg/Kg/dia), aumento de neutrófilos e linfócitos em todos 
os grupos tratados. Todos os resultados nos levam a enfatizar que a CG possui 
grande potencialidade como molécula promissora por suas propriedades anticâncer. 
 
Palavras chave: Chalcona, citotoxicidade, mecanismo de ação, toxicidade, 
antitumoral. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Abstract 
 
 
IN VITRO AND IN VIVO STUDY OF THE ANTICANCER POTENTIAL OF A 
CHALCONA DERIVED SUBSTANCE, 1- (4-Nitrofenil)-3- fenilprop-2- en-1-ona. 
Kristiana Cerqueira Mousinho. Advisor: Dr. Manoel Odorico de Moraes Filho. Co-
advisor: Dra. Ivone Antônia de Souza. Doctorate Thesis. Graduate Program on 
Pharmacology. Departamento f Phisyology and Pharmacology, UFC, 2010. 
 
 
The substance 1- (4-Nitrofenil)-3- fenilprop-2- en-1-ona (CG) is a chalcone derivative, 
synthesized from a chemical reaction between acetophenone and p-nitro 
benzaldehyde. To evaluate its anticancer potential a pharmacological study of its 
antitumor properties in selected biological models in vitro e in vivo. CG presented a 
powerful cytotoxic activity in the 5 tested tumor lines evaluated, inhibiting cell 
proliferation of the tumor lines in the MTT assay and human peripheral mononuclear 
blood cells (PMBC) through the Alamar Blue assay. All cell lines showed sensitivity to 
the treatment with the CG, and the IC50 varied from 1,18 µM in HCT-8 to 3,32 µM in SF-
295. The sample presented weak cytotoxic effect (IC50 of 7,07 µM) in cells PMBC, with 
72h exposure to CG, compared to HL-60 cells (leukemic cell line), used in the next 
biological tests. The sample was incubated with the cells during 24h for the majority of 
the experiments. Additionally, CG did not induce hemolytic effects. The Tripan Blue 
assay showed a decrease of the cellular viability especially after 24h of incubation of 
the higher tested concentration (4 µM) with 58,4%. In assays for antiproliferative 
activity, OA/BE showed in its morphology cells going under apoptosis in the two higher 
concentrations, whereas the BrdU assay, presented incorporation of the same in the 
tested concentrations. The morphology analyzed with the May-Grunwald-Giemsa stain 
showed a decrease of the cellular volume, chromatin condensation and nuclear 
fragmentation.CG induced apoptosis in HL-60 cells, with participation of the intrinsic 
pathway and major stimulation of the extrinsic pathway, in a concentration-dependent 
manner, as observed in the cytoplasmatic membrane integrity, increase of DNA 
fragmentation and outsourcing of phosphatidylserine. In the cellular cycle analysis, it 
was observed a stop in the G2/M phase, activating caspases 3, 7, 8 and 9 (the last one 
in the highest concentration and confirmed by the Western blot assay). It was not 
observed activation of Cytochrome c. CG was not capable to induce 
mutagenic/genotoxic processes (comet assay and micronucleus in vitro). In the in vivo 
antitumor activity assay, tumor inhibition was observed in the tested doses (25 and 
50mg/Kg/day, oral intake) of 54,85 and 69,11%, respectively . The doses of CG caused 
cellular swelling and the arise of inflammatory focus in the parenchyma or hepatic/renal 
stroma, focal nephrotoxic necrosis, microvesicular steatosis, hemosiderin pigments, 
hyperplasia of Kupffer cells, congestion of the red pulp and disorganization of the 
splenic lymphoid follicles. Furthermore, the biochemical indices had shown increase of 
AST and reduction of urea (25mg/Kg/day of CG), reduction of ALT (25mg/Kg/day of 5-
FU and CG); hematologic alterations showed leukopenia and thrombocytopenia (5-
FU), increase of total leukocytes (50mg/Kg/day of CG), increase of neutrophils and 
lymphocytes in all treated groups. All results led us to emphasize that CG possesses 
great potential as a promising molecule for its anticancer properties. 
 
Keywords: Chalcones, cytotoxicity, mechanism of action, toxicity, antitumor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Introdução
30 
 
1 INTRODUÇÃO 
 
 
 1.1 O Câncer e sua formação 
 
 
O termo câncer vem do latim “cancer”, que significa “carangueijo”, no qual deve 
ter sido empregado em analogia entre a morfologia do crustáceo e ao modo de 
crescimento infiltrante do tumor (DE ALMEIDA, 2005). Representa um conjunto de 
mais de 100 doenças e é definido como enfermidades complexas de caráter 
mutacional, proliferativo, de crescimento celular aberrante e descontrolado, em que 
células em um mesmo microambiente, invadem os tecidos e órgãos adjacentes, 
podendo migrar para regiões distantes do organismo, evento este conhecido como 
metástase (KUMAR et al., 2004; INCA, 2010). 
As células do câncer possuem defeitos nos mecanismos que governam a 
proliferação normal. Entre as características do tumor maligno estão à auto-suficiência 
da sinalização de fatores de crescimento, insensibilidade a inibidores do crescimento, 
inibição da morte celular não seguida de autólise (apoptose), potencial replicativo 
ilimitado, angiogênese, poder de invasão e capacidade de metastatizar-se (HANAHAN 
& WEINGER, 2000). 
A célula neoplásica passa a ser considerada nesta condição quando ela 
adquire vantagens metabólicas e capacidades biológicas quando comparadas às 
células não transformadas: a) perda do controle da proliferação e divisão celular; b) 
imortalização celular devido à ativação da enzima telomerase; c) alterações 
cromossômicas (de forma e número); d) perda das propriedades adesivas da 
membrana plasmática, que permite o reconhecimento célula-célula e a inibição por 
contato do movimento e crescimento celular; e) perda de função e da capacidade de 
diferenciação ou especialização; f) capacidade para invadir tecidos vizinhos ou 
distantes e formar metástases; g) capacidade de induzir a formação de novos vasos 
sangüíneos (angiogênese). Observa-se, no entanto, que todos os casos de câncer 
estão envolvidos com as vias de transmissão de sinais biológicos, no controle positivo 
e negativo do ciclo celular e da morte celular programada (LIOTTA & KOHN, 2001; 
RIBEIRO et al., 2003). 
A formação do câncer dá-se pelo processo denominado carcinogênese, 
geralmente ocorre lentamente, podendo levar vários anos para que uma célula 
cancerosa origine um tumor detectável (Figura 1). Esse processo passa por vários 
estágios até de chegar à formação tumoral: são os de iniciação, promoção e de 
31 
 
progressão (SPANDIDOS, 1985; CHABNER & LONGO, 1996; SPENCE & 
JONHSTON, 2001; KUMMAR et al., 2004; SPANDIDOS, 2007). 
O primeiro estágio da carcinogênese é o da iniciação. As células sofrem o 
efeito de um agente carcinogênico, também chamado de agente oncoiniciador, que 
provoca modificações em alguns de seus genes. Nesta fase as células encontram-se 
geneticamente alteradas, mas ainda não é possível se detectar um tumor 
clinicamente. Como exemplo de substâncias químicas carcinógenas tem sido descrito 
o sulfato de dimetila, metilnitrossuréia, cloreto de vinila, aflatoxinas, dimetilnitrosamina 
e benzopireno, entre outros agentesnão químicos, como: exposição por vírus, hepatite 
B, HTLV, HPV, radiação ionizante (CHABNER & LONGO, 1996; SPENCE & 
JONHSTON, 2001; KUMMAR et al., 2004; JUNG et al., 2006). 
Na fase seguinte, denominada de promoção, as células geneticamente 
alteradas (iniciadas) sofrem um efeito prolongado dos agentes oncopromotores, 
induzindo a expressão de proto-oncogenes. A célula iniciada é transformada em célula 
maligna, de forma lenta e gradual. A suspensão do contato com o agente muitas vezes 
interrompe o processo nesse estágio. Sendo assim, a promoção pode compreender 
pelo menos dois mecanismos independentes: a ativação gênica e a atividade mitótica 
(SPENCE & JONHSTON, 2001; KUMMAR et al., 2004; KLAUNING & KAMENDULIS, 
2008). 
O terceiro e último estágio é o da progressão e caracteriza-se pela 
multiplicação descontrolada, sendo um processo irreversível. O tumor maligno já está 
em fase de desenvolvimento no microambiente favorável, evoluindo até o surgimento 
das primeiras manifestações clínicas da doença. Os fatores que promovem a iniciação 
ou progressão da carcinogênese são chamados de carcinógenos. Existe um grande 
número de agentes que causam lesão e induzem a transformação neoplásica das 
células, são eles: os carcinógenos químicos, energia radioativa, vírus oncogênicos e 
alguns agentes microbianos. O fumo, por exemplo, é um agente carcinógeno 
completo, pois possui componentes que atuam nos três estágios da carcinogênese. 
(SPENCE & JONHSTON, 2001; KUMMAR et al., 2004; JUNG et al., 2006; 
SPANDIDOS, 2007). 
A classificação do câncer é feita de acordo com o tipo de célula que o originou, 
baseada no componente parenquimatoso, e não de acordo com os tecidos para os 
quais se espalhou. Pode-se chamar de classificação primária (KATZUNG, 2003; 
KUMMAR et al., 2004). 
32 
 
A série de anormalidades metabólicas decorrentes do câncer, bem como os 
processos invasivos e metastáticos, provoca doença e morte eventual do paciente, a 
não ser que a neoplasia maligna possa ser erradicada com o tratamento (KATZUNG, 
2003; BEZERRA, 2008b). 
 
Agentes adquiridos
(ambientais) que lesão o DNA:
Químicos, radiação, vírus
Incapacidade de recuperação DNA
Mutações hereditárias em:
 Genes que afetam a 
recuperação do DNA;
 Genes que afetam o 
crescimento celular ou 
apoptose.
Célula Normal
Reparo do DNA
Bem -sucedido
Lesão do DNA
Mutações no genoma das células 
somáticas
Ativação dos oncogenes
promotores do crescimento
Inativação do gene supressor 
de tumor
Alterações nos genes que 
regulam a apoptose
Proliferação celular desregulada
Diminuição da apoptose
Expansão clonal
Angiogênese
Escapa da imunidade Mutações adicionais
Progressão do tumor
Neoplasia maligna
Invasão e Metástase
 
 Figura 1: Fluxograma mostrando um esquema simplificado da base molecular do câncer 
(Adaptado de KUMMAR et al., 2004). 
 
 
 
1.2 Incidência do Câncer 
 
 
 
As principais observações relativas à causa do câncer podem ser observadas 
pelos estudos epidemiológicos existentes, que relacionam a um ambiente particular, a 
hereditariedade e influências culturais com a ocorrência de tumores malignos. 
Algumas doenças que se mostrem associadas com um risco maior de desenvolver o 
33 
 
câncer, podem fornecer dados sobre a patogênese da malignidade (KUMAR et al., 
2004). 
Desde 2003 o câncer tem sido a segunda causa de morte por doença, atrás 
apenas de mortes relacionadas a doenças cardiovasculares, com uma incidência 
anual estimada em 6 milhões de casos (SRIVASTAVA et al., 2005). O câncer 
atemoriza a sociedade atual por ter se tornado um estigma de mortalidade e dor, 
sendo responsável por 25 % das mortes. Acredita-se que até 2020 mais 20 milhões de 
novos casos irão surgir (ALMEIDA et al., 2005; INCA, 2010). 
No Brasil, as estimativas para o ano de 2010 apontam que ocorrerá um total de 
489.270 novos casos de câncer, sendo 236.240 casos para o sexo masculino e 
253.030 para o sexo feminino e serão válidas para o ano de 2011. Estima-se que o 
câncer de pele do tipo não melanoma (114.000 novos casos) será o mais incidente na 
população brasileira, seguido pelos tumores de próstata (52.000), mama feminina 
(49.000), cólon e reto (28.000), pulmão (28.000), estômago (21.000) e colo do útero 
(18.000) (Figura 2) (INCA, 2010). 
 Alguns fatores estão associados ao desenvolvimento de alguns tipos de 
câncer, entre eles os geográficos e ambientais, idade, sexo, hábitos de vida, 
predisposição genética ao câncer, condições predisponentes não hereditárias, como 
inflamação crônica e condições pré-cancerosas (KUMAR et al., 2004). 
 
 
Figura 2: Tipos de câncer mais incidentes estimados para 2010, exceto pele não melanoma, 
na população brasileira (Fonte: INCA, 2010). 
 
 
34 
 
1.3 O Ciclo celular e o Câncer 
 
 
 
A célula surge quando ocorre a fusão ou divisão de duas células. Esse 
processo dinâmico celular, que ocorre de forma ordenada, pode ser mais bem 
avaliado através do curso de vida desta célula. Esses eventos se iniciam por ocasião 
de um processo de replicação, que envolve um período de crescimento seguido pela 
divisão, sendo denominado de ciclo celular (ALMEIDA et al., 2005). 
O ciclo celular é utilizado para controlar o crescimento e a divisão celular, 
portanto trata-se de um processo evolutivo e ao mesmo tempo conservativo da célula. 
A estimulação para o crescimento inicia-se com a liberação de fatores, que se ligam 
aos receptores de membrana da célula e desencadeiam uma cascata de proteínas 
transdutoras de sinal. Em G0 o DNA apresenta-se enovelado, com atividade nuclear 
baixa. Existem duas fases de intervalo chamadas de G1 e G2, em que ocorre a síntese 
de RNA e de proteínas; uma fase S, onde acontece à formação e replicação do DNA, 
e uma fase denominada M, onde a célula executa o processo de divisão em duas 
células filhas, conhecida como mitose (CRECZYNSKI-PASA; PEDROSA, 2001; 
FOSTER, 2008). 
A regulação do ciclo celular é feita por sinais extracelulares como fatores de 
crescimento e disponibilidade de nutrientes. Na fase G0 ou que está em quiescência, a 
célula nessa fase não está se replicando. Quando as células passam para a fase G1, 
ocorre a preparação da célula para a multiplicação, com a produção de fatores de 
crescimento celulares que são essenciais para a formação da nova célula. Na fase S 
ocorre a preparação para a síntese de DNA. Em seguida a célula entra na fase G2, 
onde há a síntese de componentes para a mitose (divisão celular com manutenção do 
número de cromossomos específico da espécie), como a produção do fuso mitótico 
que é feita na fase M. Após o evento da divisão do material nuclear, há um outro 
evento chamado citocinese (que é a separação da célula mãe, formando duas células 
filhas com suas organelas e constituintes celulares), finalizando o ciclo de replicação 
celular (Figura 3) (FOSTER, 2008). 
 
35 
 
 
Figura 3: Esquema das fases do ciclo celular, adapatado de VERMEULEN et al., 2003. 
 
Todo esse processo requer um intenso controle por retroalimentação com o 
objetivo de assegurar que todas as etapas moleculares sejam seqüenciais e 
orientadas corretamente. Essa progressão ordenada através das diversas fases do 
ciclo é orquestrada pelas ciclinas, quinases ciclina-dependentes (CDK’s) e por seus 
inibidores (FISCHER et al., 2004; KUMAR et al., 2004). 
Cada fase do ciclo possui os chamados checkpoints, que podem levar a parada 
da progressão do ciclo celular e a ativação de mecanismos de reparo (Figura 
4)(MALUMBRES et al., 2007). As células vão para a fase seguinte do ciclo celular, de 
forma irreversível, se passar pelos checkpoints. O dano ao DNA e/ou mal 
funcionamento de organelas e estruturas (falha no fuso mitótico) pode ativar a parada 
do ciclo e a célula pode entrar em morte celular, caso o dano não seja reparado 
(FOSTER, 2008). Os pontos de checagem da integridade do DNA operam através do 
ciclo, especialmente na transição G1–S, durante e depois da fase de síntese do DNA, 
e antes das células entrarem em mitose (G2 - M) (FISCHER et al., 2004). 
Nas células tumorais, os checkpoints são freqüentemente ignorados, 
resultando em instabilidade genética e conseqüente vantagem proliferativa de células 
cancerosas, quando comparadas com as células normais (FISCHER et al., 2004). 
As ciclinas são proteínas chaves do ciclo celular, que em conjunto com as 
quinases dependentes de ciclina (CDKs), formam o complexo ciclina-CDK que 
coordena a progressão do ciclo (MALUMBRES et al., 2007). Este complexo é 
composto por uma subunidade reguladora (ciclina) e uma catalítica (CDK) 
(BETTENCOURT-DIAS et al., 2004). A atividade das ciclinas é modulada por 
36 
 
modificações nos seus níveis de expressão de RNAm, quanto nos níveis de proteínas. 
Assim as ciclinas são produzidas em cada uma das fases do ciclo (FOSTER, 2008). 
A proteína do retinoblastoma, pRb, controla a expressão de genes que 
comprometem as ciclinas que estão no checkpoint na interseção G1-S. No início de G1, 
ela está hipofosforilada, o que reprime o avanço do ciclo celular, porque impede a 
atividade do fator de transcrição E2F. Próximo ao ponto de restrição, os pontos de 
restrição, os complexos ciclina D – CDK4 e 6 e o complexo ciclina E – CDK2, 
hiperfosforila pRb, liberando E2F, promovendo desta forma a entrada em S (ALMEIDA 
et al., 2005). Quando ocorre mutação no gene pRB, o ciclo celular fica desregulado, e 
mesmo que a célula não esteja preparada para entrar em S ou tenha ocorrido erros, o 
ciclo progride (MADDIKA et al., 2007). Isto porque o gene pRb é reconhecido como 
supressor tumoral, pois é capaz de parar o ciclo celular, caso erros sejam detectados. 
Por isso, mutações no pRB são freqüentemente encontradas em tumores (ALMEIDA 
et al., 2005). 
As células tumorais mostram uma perda no controle da proliferação celular 
(ponto de restrição) e, muitas vezes, tornam-se independentes de sinais mitogênicos 
para a sua progressão através das diferentes fases do ciclo celular (HANAHAN & 
WEINBERG, 2000; LOURO et al., 2002). A perda do controle da proliferação celular 
envolve mutações em genes reguladores do ciclo celular, os proto-oncogenes e genes 
supressores tumorais, o que caracteriza o câncer como uma doença genética (LOURO 
et al., 2002; FOSTER, 2008). Dessa forma, as alterações nos mecanismos de 
regulação do ciclo celular tornam a célula apta a passar pelo ciclo celular sem a devida 
checagem e, portanto fazendo com que esta acumule uma série de mutações que 
contribuem para o surgimento das características malignas do tumor, como auto-
suficiência na sinalização de fatores de crescimento, insensibilidade aos inibidores de 
crescimento, evasão da morte celular programada (apoptose), potencial replicativo 
ilimitado, angiogênese e invasão tecidual e metástase (HANAHAN & WEINBERG, 
2000; LOURO et al., 2002; FOSTER, 2008). Portanto, as células cancerosas diferem 
das células normais, pelo fato de continuarem a crescer e se dividir, não obedecendo 
ao controle biológico natural do organismo (HANAHAN & WEINBERG, 2000). 
 
37 
 
 
 
 
 
Figura 4: Esquema dos pontos de checagem do ciclo celular, adapatado de VERMEULEN et 
al., 2003. 
 
 
1.4 Morte celular: Apoptose e Necrose 
 
 
O equilíbrio entre a proliferação e a morte celular regula e controla o número de 
células no organismo. A cascata de eventos, bioquímicos e fisiológicos, que leva a 
mudanças na síntese de macromoléculas, na homeostase celular, na regulação do 
volume celular, e finalmente na perda da viabilidade celular está intimamente 
relacionada às mudanças morfológicas características de cada tipo de morte celular 
(BRASILEIRO-FILHO, 2006; TINARI et al., 2008). 
Com o propósito de pesquisar e compreender as patologias, diversos tipos de 
morte celular vêm sendo descritos, tais como a apoptose, autofagia, necrose, 
catástrofe mitótica, excitotoxicidade e senescência. No entanto, a apoptose e a 
necrose são os tipos mais intensamente estudados (KRYSKO et al., 2008). 
38 
 
A morte celular pode ser classificada de acordo com sua aparência morfológica 
(apoptose, necrose, autofagia ou catástrofe mitótica – Figura 5), critérios com base 
em enzimas (com ou sem o envolvimento de nucleases ou de classes distintas de 
proteases, tais como caspases, catepsinas e glutaminases), aspectos funcionais 
(programada ou acidental, fisiológica ou patológica) ou características imunológicas 
(imunogênicas ou não imunogênicas) (MELINO, 2001; OKADA & MAK, 2004; 
GALLUZZI et al., 2007). 
 
Figura 5: Características morfológicas dos principais tipos de morte celular. PS: fosfatidilserina; 
LC3: proteína citoplasmática que é considerada um marcador da macroautofagia. Fonte: Bruin 
& Medema, 2008. 
 
A autofagia é uma resposta ativa a falta de nutrientes, diferenciação e 
desenvolvimento, sendo então um processo adaptativo de resposta ao estresse 
metabólico, que resulta na degradação de proteínas e organelas. A autofagia é 
definida como um processo em que proteínas e organelas são degradadas por 
proteases lisossomais (RICCI & ZONG, 2006). 
A catástrofe mitótica não é considerada uma forma de morte, mas sim um sinal 
irreversível para a morte (RICCI & ZONG, 2006), sendo principalmente associada nos 
pontos de checagem do ciclo celular. É um processo resultante de mitose aberrante, 
durante a separação das cromátides irmãs (BREDESEN, 2007). Morfologicamente 
39 
 
apresentam-se como células aumentadas e multinucleadas, e com defeitos mitóticos, 
como condensação nuclear incompleta, defeito no alinhamento dos cromossomos e 
dano DNA (BRUIN & MEDEMA, 2008). 
O dano que leva a catástrofe mitótica pode ser induzido por fármacos 
quimioterápicos como agentes da hiperpolimerização dos microtúbulos (paclitaxel), 
agentes despolimeralizantes de microtubulos (vinblastina e vincristina) e inibidores de 
checkpoint quinase 1 (Chk1) (7-hidroxiestaurosporina) (RICCI & ZONG, 2006). 
As principais características da necrose incluem: depleção energética, danos a 
membrana lipídica e perda da função homeostática de canais e bombas de íons. É 
bem caracterizada pela vacuolização do citoplasma, perda de integridade de 
membrana e aumento do volume celular (KRYSKO et al., 2008). A necrose é induzida 
por inibidores da produção de energia celular, desbalanço no fluxo de cálcio, geração 
de ROS e ativação de proteases não apoptóticas, cada um destes eventos 
potencializa o outro. A β-lapachona e o honokiol são exemplos de compostos que 
induzem necrose em células tumorais (BRASILEIRO-FILHO, 2006; RICCI & ZONG, 
2006). 
A apoptose é um importante fenômeno, bem caracterizado, na citotoxicidade 
induzida por fármacos anticâncer (KIM et al., 2002; MADDIKA et al., 2007;), sendo 
também um processo seletivo de deleção celular fisiológica (HENGARTNER, 2000), 
visto que ocorre para o controle da população celular e do tecido (VERMES et al., 
2000), desenvolvimento embrionário ( ZIEGLER & GROSCURTH, 2004), dentre outros 
processos fisiológicos e patológicos. Foi primeiramente descrita por Kerr e 
colaboradores em 1972. 
Do grego apo= de e ptose= cair, a apoptose é conhecida como morte celular 
programada, fenômeno esse em que a célula é estimulada a acionar mecanismos que 
culminam com sua morte. A célula em apoptose não sofre autólise, ela é fragmentada 
e seus fragmentos são endocitados por células vizinhas, sem desencadear 
quimiotatismo nem ativação de células fagocitárias, diferentemente da necrose 
(BRASILEIRO-FILHO, 2006). A apoptose pode ser reconhecida por algumas 
características marcantes e coordenadas, pode ser observado retração celular e 
conseqüente perda de aderência com a matrix extracelular e células vizinhas. As 
organelas mantêm a morfologia, porém em alguns casos, as mitocôndrias podem 
apresentar ruptura na membrana externa. A cromatina sofre condensação, além disso, 
na membrana plasmática, formam-se