(20160904032521)Aula 4- Apostila de parasito clinica

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CURSO DE FARMÁCIA 
DISCIPLINA DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MANUAL DE AULA PRÁTICA 
PARASITOLOGIA CLÍNICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Profª. Ma. Maria de Fátima Lino Coelho 
 
 
 
 
Poços de Caldas/MG 
2016 
 
 2 
SUMÁRIO 
 
1. NORMAS DE BIOSSEGURANÇA NO LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA .........03 
 
2. CONTROLE DE QUALIDADE ....................................................................................................04 
 
3. AMOSTRA BIOLÓGICA – FEZES .............................................................................................06 
 
4. EXAME FÍSICO DAS FEZES ................................................................................................09 
 
5. MÉTODOS COPROLÓGICOS 
5.1. Método de Lutz, Hoffman, Pons e Janer ....................................................................................15 
5.2. Método de Blagg e cols ou MIFc ...........................................................................................16 
5.3. Método de Ritchie ou Formol-éter ..............................................................................................16 
5.4. Método de Willis .........................................................................................................................17 
5.5. Método de Faust e cols ..............................................................................................................17 
5.6. Método de Baerman-Moraes .................................................................................................18 
5.7. Método de Rugai e cols ..............................................................................................................19 
5.8. Método de Grahan ou fita gomada .............................................................................................20 
5.9. Método de kato-Katz...................................................................................................................20 
5.10. Método de Identificação de proglotes pelo Ácido Acético ..........................................................22 
5.11. Método de coloração pela hematoxilina .....................................................................................22 
 
6. ANÁLISE MICROSCÓPICA DAS FEZES ..................................................................................24 
 
7. PESQUISA DE CARBOIDRATOS – SUBSTÂNCIAS REDUTORAS ........................................26 
 
8. PESQUISA DE SANGUE OCULTO NAS FEZES ......................................................................26 
 
9. PESQUISA DE GORDURA NAS FEZES ...................................................................................27 
 
10. PESQUISA DE LEUCÓCITOS NAS FEZES ..............................................................................28 
 
11. EXAME PARASITOLÓGICO DE SANGUE ................................................................................29 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .........................................................................................31 
 
 ANEXOS .....................................................................................................................................33 
 
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NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA 
 
 O padrão para a redução da exposição do trabalhador a patógenos baseia-se na adoção de 
precauções gerais como um método de controle de infecção: 
I - Devem ser usadas luvas e avental quando se manipulam fezes ou outras amostras 
II - As mãos devem ser lavadas com sabão neutro e álcool a 70% ao entrar no laboratório e após a 
retirada das luvas 
III – As vestes de laboratório não devem ser usadas fora dele 
IV – Não ingerir nenhum tipo de alimento dentro do laboratório 
V - Evitar tocar o rosto com as mãos, e não colocar objetos de uso pessoal, como óculos ou livros, 
sobre a bancada de trabalho. 
VI - Deve-se tomar cuidado para deixar toda a área de trabalho limpa. A bancada de trabalho deve 
ser limpa com desinfetante ou uma solução de hipoclorito a 1% antes e depois do trabalho; 
a) todos os materiais contaminados devem ser imediatamente colocados em desinfetante ou 
recipiente adequado para descarte; 
b) derramamentos devem ser cobertos e desinfetados, utilizando desinfetantes próprios (ex: 
solução de hipoclorito a 1%). 
 
MICROSCÓPIO 
 Aparelho utilizado para visualizar estruturas minúsculas como as células. Na parasitologia 
utilizamos este instrumento para pesquisa e diagnóstico de formas parasitárias como: ovos, larvas, 
oocistos, cistos e trofozoítos. Mas na nossa rotina laboratorial devemos ter alguns cuidados com este 
instrumento de trabalho: 
 
Partes de um microscópio: 
Ajuste grosseiro ou macrométrico: controle que ajusta a posição das objetivas do microscópio; 
usado para focar inicialmente o microscópio. 
Ajuste fino ou micrométrico: controle que ajusta a posição das objetivas; usado para o foco preciso 
do objeto depois de ter sido focado com o micrométrico. 
Ocular: lente de aumento que está mais próxima do olho do examinador. O aumento usual é de 10 
vezes (10 x). 
Objetiva: lente de aumento que está mais próxima do objeto a ser examinado no microscópio. A 
objetiva pode ser de pequeno aumento (10 x), objetiva de grande aumento (40,43 ou 45 x) e a 
objetiva de imersão a óleo (95, 97 ou 100 x). 
Condensador: localizado abaixo da platina do microscópio que direciona a luz para a objetiva se for 
baixado ou elevado. Baixando o condensador vai haver um aumento de espécimes não corados. 
Diafragma: regula a quantidade de luz que chega ao espécime examinado no microscópio. 
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Distância de trabalho: é a distância entre a objetiva e a lâmina quando o objeto está em foco bem 
nítido. Quanto maior o aumento, menor à distância. O macrométrico não deve ser usado quando se 
usa o maior aumento, para evitar que a objetiva acidentalmente bata na lâmina e esta seja danificada. 
Precauções 
 Use o ajuste macrométrico somente com objetivas de pequeno aumento. 
 Use o óleo de imersão sempre que usar a lente de imersão. 
 Use o óleo de imersão somente com lente de imersão. 
 Limpe as oculares e objetivas após o uso. 
 Sempre baixar a luz antes de desligar o microscópio. 
 Para carregar o microscópio, segure com uma mão o braço do microscópio e com outra a 
base. 
 Evite vibrações e batidas no microscópio. 
 Guarde o microscópio coberto com uma capa para protegê-lo do pó. 
 
CONTROLE DE QUALIDADE EM PARASITOLOGIA CLÍNICA 
 
1. Preparação adequada, armazenamento e preservação dos espécimes submetidos ao diagnóstico 
2. Avaliação permanente dos reativos e regentes 
3. Monitoramento do equipamento 
4. Correta supervisão e treinamento periódico da equipe técnica 
5. Uso de manuais de procedimentos, revistas específicas e referências bibliográficas 
 
GARANTIA DE QUALIDADE: programa em que todas as atividades realizadas pelo laboratório são 
diretamente conduzidas no sentido de assegura a qualidade de todo o processo 
As boas Práticas de Laboratório (BPL) – normas que disciplinam a organização, funcionamento e as 
condições sob as quais os exames são planejados , registrados, liberados e como as amostras são 
preservadas e descartadas e os resultados arquivados. esses processos incluem atividades pré-
analíticas, analíticas e pós-analíticas. 
 
ATIVIDADES PRÉ-ANALÍTICAS: 
 Treinamento do Pessoal Técnico 
 Preparação do paciente 
 Coleta da amostra 
 Qualidade e Volume das amostras 
 Transporte e Identificação das Amostras 
 
ATIVIDADES ANALÍTICAS: 
 Procedimentos técnicos: manual com descrição das técnicas 
 Incluídas expressões de CQ e testes de proficiência – plano de ação corretiva. 
 5 
 Manutenção preventiva e calibração do equipamento 
 
 ATIVIDADES PÓS- ANALÍTICAS: 
 Transmissão de Informações verbais, escritas ou através de meios eletrônicos do laboratório ao 
clínico. 
 
CONTROLE DE QUALIDADE INTERNO- Baseado em normas rígidas de padronização da metodologia. 
- Estudos duplo cego, no qual, 1 em cada 10 amostras são divididas em 2 outras amostras, que serão 
analisadas pelos técnicos, sem que eles saibam de que se trata da mesma amostra. Os resultados 
destes testes, analisados pelo pessoal do CQ, devem ser idênticos 
- Controlar o corante após nova preparação e anotar o período de validade desse no rótulo 
- Controlar semanalmente os métodos de coloração permanente com amostras positivas e 
registrar todos os resultados de CQ. 
- Amostras positivas não disponíveis, usar fezes contendo células epiteliais ou pus 
- Controlar, no momento do uso e periodicamente, para qualidade na coloração, os corantes para 
parasitos do sangue; 
- Introduzir, previamente, espécimes identificados como amostras positivas para estimar a 
performance total do laboratório de Parasitologia. 
 
CONTROLE DE QUALIDADE EXTERNO 
Programa básico: possui parâmetro mínimos para que o Laboratório clínico possa avaliar sua 
qualidade analítica, assim como, credenciar-se a uma acreditação do seu sistema de qualidade, com 
as especialidades e seus respectivos analitos. 
- Parasitologia Básica: identificação de protozoários e helmintos intestinais 
 
Programa avançado: constituído pelo programa básico e por outras especialidade que completam 
as análises realizadas no Laboratório clínico de maior porte e complexidade. Inclui todas as 
amostras-controle disponíveis no PNCQ, nas especialidade e análise respectivamente. 
- Pesquisa de Sangue Oculto: amostra de uma mistura representando o material biológico, para 
pesquisa direta do sangue 
 
1. O controle Externo da Qualidade ou ensaio de Proficiência – PRO-EX é constituído de uma 
série de amostras-controle que o PNCQ envia aos Laboratórios Participantes, mensalmente 
como ensaio de Proficiência, de acordo com os termos contratuais, para que eles venham a 
conhecer a sua precisão e exatidão. 
2. Estas amostras-controle são enviadas via Sedex aos laboratórios participantes dentro do KIT 
CONTROLE PNCQ, mas as respectivas planilhas para o envio dos resultados estão 
disponíveis na internet,no site do PNCQ. 
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3. Para as determinações nestas amostras-controle, o Laboratório Participante deve seguir as 
instruções contidas nas planilhas de resultados e colocar na rotina do laboratório, como se 
fossem amostras de pacientes. 
4. Não trate as amostras-controle de modo especial, use-as como se fossem amostras dos 
clientes. 
 
AMOSTRA BIOLÓGICA - FEZES 
PARA PARASITOLOGIA BÁSICA: 
A amostra-controle é constituída de material proveniente de um “pool” de fezes conservada em formol 
a 5%, destinada á pesquisa de ovos, cistos e larvas de parasitas humanos, ou então “slides”, 
fotografias ou imagens em CD-ROM. 
Para a execução da metodologia, seguir as instruções contidas nas respectivas planilhas e lançar os 
resultados encontrados na forma parasitária encontrada. 
 
PARA A PESQUISA DE SANGUE OCULTO 
A amostra-controle é uma mistura sintética representando a amostra biológica e está pronta para uso. 
 
RESULTADOS FALSOS POSITIVOS E NEGATIVOS 
- Falso positivos e negativos, podem ocorrer quando os técnicos são mal qualificados 
- Não há padronização metodológica 
- Má conservação da amostra 
 
COPROLOGIA 
 
1. Exame Parasitológico de Fezes: Formas parasitárias a serem pesquisadas e diagnosticadas: 
 - ovos e larvas de helmintos; 
 - trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários. 
 
2. IDENTIFICAÇÃO SEGURA E CORRETA DE UM PARASITA: 
 A maioria dos parasitos intestinais é diagnosticada pelo exame de fezes, embora materiais 
como: urina, escarro, secreções urogenitais, aspirados, tecidos, conteúdo duodenal e espécimes 
obtidos de biópsia, também são utilizados. Estágios usuais: ovos, larvas de helmintos e trofozoítos, 
cistos, oocistos e esporos de protozoários. 
 Fragmentos de alimentos, células vegetais, grãos de pólen, leucócitos, células de tecido animal 
e outros artefatos presentes nas fezes podem assemelhar-se a certas espécies de parasitos. O bolo 
fecal normal é composto quase exclusivamente de fezes, mas em certas situações pode haver 
sangue, muco e tecido morto., essas porções de massa fecal evidenciam infecção parasitária. 
Adultos de Ascaris lumbricoides, Enterobius vermicularis, proglotes de Taenia spp e Dipylidium 
caninum podem ser encontrados no bolo fecal sem que a presença de ovos seja identificada. Por 
esta razão o exame macroscópico deve preceder o microscópico. 
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3. COLETA DE MATERIAL: Qualquer evacuação do dia. 
3.1. FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE 
 Tipo de recipiente, volume, idade da amostra, drogas e compostos químicos devem ser 
considerados. 
 Cada amostra deve apresentar: nome do paciente, número de identificação, nome do médico, 
data e horário da coleta, deve vir acompanhada de requisição médica indicando o 
procedimento laboratorial. 
 Recipiente: limpo e seco, boca larga , capacidade aproximada de 250ml, vedação hermética. 
Amostra seca na superfície e bordas deve ser rejeitada. 
 As fezes devem ser coletadas diretamente no frasco, ou em urinol, jornal ou papel limpo e 
transferidas para o recipiente. Pote livre de anti-sépticos, agentes germicidas, gotas de óleo e 
urina para evitar destruição das formas vegetativas. 
 As fezes excretadas no solo não devem ser usadas, pois larvas de vida livre e outros 
contaminantes confundem o diagnóstico. 
 Fezes obtidas de privadas (latrinas) não podem ser aproveitadas. 
 Para permitir um exame macro e microscópico- 20 a 30g. Fezes pastosas ou mucosas são 
indicadas para a preparação de esfregaços corados e porções formadas em técnicas de 
concentração. Os espécimes fecais nunca devem ser incubadas (37°C) ou congelados antes 
do exame, exceto para pesquisa de oocistos de Cyclospora cayetanensis. 
 Certos medicamentos e produtos químicos – tornam a amostra insatisfatória para a análise. 
Ex: antidiarréicos, antibióticos, antiácidos, derivados de bismuto e bário, vaselina e óleos 
minerais. 
 A pesquisa parasitológica dever ser realizada antes de o paciente ser submetido a um exame 
radiológico, como a administração do contraste de sulfato de bário; essas partículas são 
substâncias cristalinas e podem destruir os trofozoítos devido à ação abrasiva. A coleta dever 
ser retardada por um período de 7 a 10 dias. 
 Antibióticos (tetraciclina) afetam a flora intestinal normal e causam diminuição ou ausência 
temporária dos organismos nas fezes, visto que esses parasitos se alimentam de bactérias 
intestinais e um diagnóstico seguro não é possível antes de 2 a 3 semanas. 
 Os recipientes com amostras fecais de pacientes com HIV e sua seqüela, a síndrome da 
imunodeficiência adquirida (SIDA/AIDS) deverão ser protegidos por um invólucro de plástico 
e identificados com etiqueta vermelha ou HIV positivo. 
 
3.2. AMOSTRAS MÚLTIPLAS: 
 A possibilidade de encontrar organismos aumenta pelo exame de amostras múltiplas em 
razão: a) da intermitência da passagem de certos parasitos a partir do hospedeiro; b) da 
distribuição não uniforme de ovos de helmintos; c) dos estágios dos protozoários; d) das 
limitações das técnicas de diagnóstico. 
 A. lumbricoides, ancilostomideos, T. trichiura = emitem ovos com continuidade. Cistos de E. 
histolytica = oscilações diárias e com picos cíclicos, 7 a 10 dias. Cistos de G. lamblia = 
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intermitência com intervalos de 2 a 3 dias para 7, 8 ou mais dias. Produção de ovos também 
é irregular, gênero Schistosoma, proglotes das Taenia passam por interrupções (2 a 3). 
 Procedimento aconselhável é coletar em dias separados, uma série de 3 espécimes em não 
mais de 10 dias ou uma série de 6 amostra em dias alternados dentro de 14 dias. Fezes 
emitidas espontaneamente apresentam uma probabilidade maior de conter cistos, os quais 
podem ser identificados com maior confiabilidade do que os trofozoítos. 
 Alguns autoresrecomendam a coleta de 3 amostras (2 evacuações normais e a 3ª após um 
laxante).Após tratamento deverão ser coletadas 3 amostras; protozoários: 3 a 4 semanas 
após o tratamento. Helmintos: 1 a 2 semanas, tênias; 5 a 6 semanas. 
 
3.3. FEZES EMITIDAS ATRAVÉS DE LAXANTES: 
A. Objetivo: Fezes liquefeitas (administração de laxantes) – estabelecer e confirmar diagnóstico de 
amebíase, giardíase e estrongiloidíase. 
B. Indicação: (solicitação médica) – série de exames negativos – pesquisa-se ovos, larvas, cistos e 
trofozoítos. 
C. Laxantes indicados: laxantes salinos: fosfato de sódio e sulfato de sódio – menos danos 
morfológicos aos parasitas. 
*OBS: Não são indicados óleos minerais – alterações nos parasitas. 
D. Procedimento: Fezes induzidas por laxantes – coletar todo o bolo fecal – envio imediato ao 
laboratório; caso contrário – uma fração da amostra em PVA. 
E. Prática do uso de laxantes: Indicada para clínicas e hospitais onde as amostras fecais são 
recebidas pelo laboratório imediatamente após a coleta. 
 
4. ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS: 
 Desde que os trofozoítos não se multiplicam ou se encistam fora do corpo humano, eles 
morrem e se degeneram após a excreção das fezes. O tempo recomendado para os 
espécimes líquidos (30’); pastosas (1h); sólidas (24h). 
 
5. PRESERVAÇÃO: (amostras fecais não enviadas imediatamente ao laboratório). 
 Os espécimes não preservados podem temporariamente refrigerados (3° a 5°C) em recipientes 
hermeticamente fechados. Nessas temperaturas ovos, larvas, cistos mantêm-se viáveis vários 
dias, enquanto larvas de S stercoralis e Ancilostomídeos poderão sofrer alterações morfológicas. 
 Preservação permanente de trofozoítos, cistos, ovos e larvas: formalina, mertiolato-iodo-
formaldeído (MIF), acetato de sódio-ácido acético-formaldeído (SAF), álcool polivinílico (fixador 
APV), líquido de Schaudinn e fenol-etilico-formaldeído (PAF) 
 
6. OUTRAS AMOSTRAS: 
*Enteroparasitas – diagnóstico pelo exame das fezes. 
*Outras amostras: urina, escarro, secreções urogenitais, raspados anais, aspiradores de abscessos, 
conteúdo duodenal – favorecem o diagnóstico de vários parasitas. 
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6.1 Urina: Diagnóstico de infecções por T. vaginalis (urina recente e 1ª micção matinal). 
6.2 Escarro: estágios de larvas de A. lumbricoides , S. stercoralis e de Ancilostomideos, protozoários 
como E. histolytica e o organismo parasita P. carinii. O escarro é examinado a fresco com solução de 
iodo . 
6.3. Secreção Urogenital: T. vaginalis – secreção urogenital do homem e da mulher. 
6.4. Swab Anal: E. vermiculares – ovos depositados na região perianal – nas fezes: os ovos são 
detectados em não mais de 5% dos indivíduos infectados. 
6.5. Aspirados de Abscessos: 
 Abscessos pulmonares: P. carinii, E. histolytica. 
 Abscessos hepáticos: E. histolytica. 
 Aspiração do líquido hidático: no momento da cirurgia para a extirpação do cisto (hidátide). 
 Material de gânglios linfáticos, baço, fígado e LCR: T. cruzi (doenças de chagas). 
6.6. Conteúdo Duodenal: Recuperar e diagnosticar larvas de S. stercoralis, protozoários como G. 
lamblia. 
 
EXAME FÍSICO DAS FEZES 
 
COMPOSIÇÃO DAS FEZES: 
 75% de água. 
 25% de material sólido: 30% de bactérias; 0 - 20% gorduras; 02 - 03% proteínas. e 
 30% de resíduos não digeridos. 
 
COR: 
 Castanha Parda - NORMAL 
 Esverdeada - VERDURAS / T. I .. 
 Amarelada - LÁCTEA. 
 Preto - esverdeada - FERRO. 
 Negra - BISMUTO / Sg. Digerido. 
 Descoradas - AUSÊNCIA DE ESTERCOBILINA. 
 Avermelhadas - SG. NÃO DIGERIDO. 
 
ODOR: 
Produto de Ação Bacteriana. 
 Patológico: - Rançoso ou butírico. 
 Pútrido. 
ASPECTO: 
Normais - pastosa, homogênea e fina. 
 
 
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CONSISTÊNCIA: 
Normais - sólidas =  75% de água. Moles =  80% de água. Líquidas =  90% de água. 
 
REAÇÃO DE pH: Normal : 6,9 a 7,2 
VISCOSIDADE: 
Teor de Muco. 
Patológico - Pouco viscoso = fermentação intestinal. 
 Viscosas = colite. 
 
VOLUME: 
Dieta normal - 100 a 150g / 24hs. 
Dieta abundante - 250g / 24hs. 
Fermentação intestinal - 800g / 24hs. 
Constipação - Volume diminui. 
 
EXAME MACROSCÓPICO. 
Elementos Anormais: 
Muco: inflamações ou irritações. Pequenas estrias = colites. Filamentos maiores = colite muco-
membranosa. 
 
Sangue - vias altas = col. Negra. Vias baixas = col. Vermelha. 
Pus - associado ao muco e sangue. Coloração acinzentada. 
Parasitos - Áscaris lumbricóides, Enterobius vermicularis e proglotes de Taenia sp. 
 
RESÍDUOS ALIMENTARES: 
Tecido Conjuntivo-feixes filamentosos = Insuf. Gástrica. Esvaziamento rápido do estômago. 
Fibras Musculares - fragmentos de carne = Insuf. Pancreática. Transito Intestinal acelerado (TIA) 
Gorduras - ingestão excessiva de gorduras, T.I.A e sindrome da má digestão. 
Areia intestinal - fragmentos de Ca ou fosfato de Mg e Ca associados a células vegetais. 
Falsa areia intestinal - frutas = maçã, banana e alguns vegetais 
Fragmentos de Pólipos - raro, identificação através de exame histológico. 
Corpos estranhos. 
 
EXAME MICROSCÓPICO. 
Fibras Musculares - amarelo ou alaranjado. 
Mal - digeridas = cilindros alongados de arestas agudas e estrias longitudinais e transversais bem 
nítidas. 
Pouco digeridas = corpos retangulares de arestas agudas e estrias longitudinais e 
transversais. 
Bem digeridas =oval ou em faixas amarelas, sem estrias 
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Tecido conjuntivo - filamentos alongados , ou de fibras isoladas sinuosas e refringentes. 
Gorduras - anormal = esteatorréia da insuficiência pancreática, biliar ou problemas de absorção. 
 Neutras = peq. gotículas coradas pela bile, refringentes (ausência de Lipase). 
 Ác. Graxos = finas agulhas longas. Aquecendo a lâmina , os cristais dissolvem e ficam 
 semelhante às gorduras neutras.(insuf. Biliar). 
 Sabões = fácil reconhecimento. Mg são os mais típicos- círculos concêntricos. 
 Sindrome de má absorção. 
 
RESIDUOS ALIMENTARES DE ORIGEM VEGETAL. 
AMIDO: Intracelular - interior das células. 
 Amorfo - faixas isoladas , às vezes tapetadas de bactérias iodófilas. 
 Cru - pão, frutas e outros alimentos sob a forma de grãos organizados por camadas 
 concêntricas ou massas amorfas. 
 
CELULOSE - Digestível = várias formas. 
 Maior quantidade = Trânsito cólico acelerado. 
 Não digestível = cutícula de cereais, pelos de vegetais, grãos de pólen, esporos. 
 
CRISTAIS - Ácidos Graxos  gordura. 
 Fosfato Amoníaco Magnesiano = Insuficiência digestiva. Fezes alcalinas. 
 Oxalato de cálcio = extracelular - ferm. de coli + Ác. Oxálico. Intracelular - falta de HCl. 
 Charcot-Leyden = cristalização de uma proteína derivada do eosinófilo e basófilo. 
SUBSTÂNCIAS DE ORIGEM INTESTINAL. 
 HEMÁCIAS. 
 LEUCÓCITOS = úlcera , câncer de cólon de cólon, colites ,disenterias amebianas. 
 T.I.A . 
 CÉLULAS EPITELIAIS 
 
7. MÉTODOS E TÉCNICAS: 
7.1. MÉTODOS: Envolvem procedimentos diretos. Ex: Exame direto a fresco para a pesquisa de 
ovos, larvas e cistos nas fezes. 
7.2. TÉCNICAS: Incluem condutas, reagentes e instrumentos. Ex: Sedimentação espontânea. 
 
 OBJETIVO DAS TÉCNICAS: 
1ª) Concentração ou enriquecimento: aumentar o número de cistos, ovos ou larvas; 
2ª) Eliminar a maioria dos detritos fecais 
3ª) Apresentar os organismos em estado inalterado. 
 
 
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 TIPOS DE TÉCNICAS: 
- FLUTAÇÃO: -FLUTUAÇÃOSIMPLES e CENTRIFUGO – FLUTAÇÃO. 
- SEDIMENTAÇÃO: - SEDIMENTAÇÃO SIMPLES e CENTRÍFUGO – SEDIMENTAÇÃO. 
 
- TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO: 
 Princípio: Baseia-se na diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistos 
de protozoários e o material fecal, a fim de que esses organismos flutuem na superfície dos 
reagentes (reagentes de alta densidade) . 
 Vantagens: formação na superfície do tubo de uma membrana clara com poucos detritos 
fecais e a remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando em pequeno número no bolo 
fecal. 
 Desvantagens: Alta densidade dos reagentes – alteração na parede dos ovos e dos cistos – 
dificultando a identificação – exame dentro de 10
 
a 20 minutos. 
 Técnicas de flutuação mais usadas: - solução saturada de NaCl (WILLIS); - sulfato de zinco 
(Faust) 
 
 - TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO: 
 Princípio: Os organismos são sedimentados pela gravidade ou centrifugação. Apresenta uma 
ação inversa à flutuação: os cistos, ovos e larvas são retidos no fundo do tubo, enquanto os 
detritos são suspensos para a superfície, não interferindo no diagnóstico. 
 Objetivos: Aumento do número de ovos operculados, larvas ou cistos, e a separação das 
gorduras da maioria dos detritos. 
 Desvantagens: Grande quantidade de detritos fecais no sedimento – identificação dos parasitas 
mais difícil do que pelas técnicas de flutuação. 
 Técnicas de sedimentação mais usadas: - Lutz (água corrente); -Hoffman, Pons & Janer (HPJ) 
(água corrente); -Ritchie (formalina – éter); - Blagg (mertiolato-iodo –formaldeído) (MIF)... 
*OBS: Recomenda-se o uso conjunto das técnicas de flutuação e sedimentação na rotina laboratorial 
– conduta impraticável para a maioria dos laboratórios. 
 
8. PREPARAÇÃO E EXAME DE AMOSTRAS FECAIS: 
8.1. EXAME MACROSCÓPICO: Amostras fecais não preservadas – exame macroscópico – 
determinar: consistência, odor, cor, presença ou ausência de sangue, muco, proglotes e vermes 
adultos. 
*OBS: Exame macroscópico antecede exame microscópico. 
 Material fecal varia quanto a sua consistência e é classificada em: 
- Fezes formadas. 
- Semiformadas. 
- Pastosas. 
- Líquidas (diarréia). 
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 Estágios morfológicos de enteroparasitas em relação às varias categorias de consistência das 
fezes: 
- Trofozoítas de protozoários – fezes líquidas, pastosas ou nas mucossanguinoletas. 
- Cistos de protozoários – fezes formadas ou semiformadas. 
- Ovos e larvas de helmintos – todos os tipos de amostras fecais. 
*OBS: Formas trofozoíticas degeneram mais rapidamente do que as formas císticas – amostras 
fecais líquidas ou pastosas devem ser examinadas o mais rápido possível. (1ª amostras líquidas ou 
pastosas – 2ª amostras semiformada ou formadas). 
 
- Amostras fecais e relação clínica: 
 Presença de sangue e muco – manifestações patológicas do trato gastrointestinal. 
 Sangue oculto –infecção parasitária ou outras condições anormais. 
 Fezes com colorações variadas – ingestão de diferentes produtos químicos, medicamentos ou 
alimentos . 
* verduras ricas em clorofila- fezes esverdeadas. 
* dieta láctea- coloração amarelada. 
* sais de ferro – preto esverdeado. 
 
 Realização do exame macroscópico: 
 A . Simples observação: Examinar e revolver com bastão de vidro todo o material fecal evacuado – 
anotar as características coletar vermes adultos ou proglotes de tênias desejadas . 
B . Tamização: Emulsionar as fezes com água. Coar a emulsão através de peneira metálica- pia – 
com jato fraco de água corrente. 
vantagens: demonstração e coleta de vermes adultos (pequenos helmintos), proglotes e escólices. 
* OBS: Poderão ser encontrados helmintos adultos nas amostras fecais e ausência dos ovos. 
 
8.2. EXAME MICROSCÓPICO: 
A . Método Direto: esfregaços a fresco – mais usado na rotina do laboratório- permite visualizar: 
protozoários (trofozoítas e cistos) e helmintos (ovos, larvas e pequenos adultos). 
B . Técnicas de Concentração: obtenção de melhores resultados. 
C. Exame Microscópico das fezes evidência: 
- Elementos fecais normais. 
- Ovos, larvas e pequenos adultos de helmintos. 
- Trofozoítas, cistos e oocistos de protozoários. 
- Hemácias (raramente encontradas, pois são lisadas com rapidez pelas enzimas digestivas) –
presença: ulceração ou problemas hemorrágicos. 
- Leucócitos (neutrófilos): indicativos de inflamação. 
- Leucócitos (eosinofilos): resposta imune – pode ou Ter relação com infecção parasitária. 
- Outras informações: cristais de oxalato de cálcio, fungos e leveduras, fibras vegetais,etc... 
 
 14 
9. PRECAUÇÕES NO LABORÁTORIO DE PARASITOLOGIA: luvas, avental, cuidados na 
manipulação, uso de hipoclorito de sódio (bactérias e vírus patogênicos). 
 
10. RESULTADO DO E.P.F.: É qualitativo – deve-se usar: “Negativo para Helmintos e Protozoários 
na amostra analisada” 
*OBS: Resultados quantitativos: depende do diagnóstico e da pesquisa. 
 
11. Corante a ser utilizado na rotina do exame parasitológico de fezes: 
SOLUÇÃO DE LUGOL: 
Lugol --------------------------------------------2.0g 
Iodeto de Potássio – KI --------------------4,0g 
Água destilada q.s.p------------------------ 100ml 
 
12. Conservantes a serem utilizados na preservação das amostras fecais: 
 
 
 
Solução de Formaldeído a 5% e 10% (v/v) 
Formaldeído 37-40% 5ml 10ml 
Água destilada-deionizada 95ml 90ml 
 
Obs: A solução acima permite somente o exame a fresco, não sendo indicada para a preparação de 
esfregaços corados para identificação de protozoários intestinais. 
O formaldeído comercial apresenta a concentração de 37-405 de solução de HCHO, embora para a 
diluição considera-se 100%. Pode-se também fazer a correção. 
 15 
MÉTODOS DE EXAMES COPROLÓGICOS 
 
 São vários os métodos de exames coprológicos descritos na literatura, os quais podem ser 
qualitativos ou quantitativos, apresentando diferentes sensibilidade na detecção de ovos e larvas de 
helmintos e cistos de protozoários 
 
 
 1. MÉTODO DE LUTZ OU DE HOFFMAN, PONS E JANER - Sedimentação espontânea 
OBJETIVO: sedimentação de elementos parasitários em água por ação gravitacional. 
 Ovos e larvas de helmintos. 
 Cistos de protozoários. 
 
TÉCNICA: 
1 - Dissolver 2 a 5g de fezes em um frasco com 10ml de água, triturar 
bem com um bastão de vidro. 
2 - Filtrar a suspensão para um cálice cônico de 100ml de capacidade, 
por intermédio de tela metálica ou tecido de “nylon” com cerca de 80 
a 100 
malhas/cm
2, 
ou gaze cirúrgica dobrada 4X. 
3 - Os detritos contidos na gaze são lavados com mais 20ml de água. 
4 - Completar a solução com água. 
5 - Deixar sedimentar de 2 a 24hs. 
6 - Com uma pipeta fina, obturada pelo dedo indicador, tocar o fundo 
cônico do cálice e deixar o sedimento ser parcialmente aspirado 
pela pipeta. 
7 - Colocar o material em uma lâmina de vidro, adicionar lugol, cobrir com 
lamínula. 
 16 
8 – Examinar com aumento de 10X e 40X. 
Observação: MELVIN & BROOKE, (1982) e ASH & ORIHEL (1987) apresentaram a seguinte 
conduta depois de concluída a etapa 4 (1) decantar com cuidado 2/3 do líquido sobrenadante sem 
perder nenhuma porção do seguimento; (2) ressuspender o sedimento em água corrente, e deixar a 
suspensão em repouso por mais 1 h; (3) esse procedimento de lavagem pode ser repetido até o 
líquido sobrenadante fique relativamente claro. Após seguir as etapas 5 e 6 na técnica acima descrita. 
 
2) MIF (Método de Blagg e cols): fezes conservadas em MIF 
 FUNDAMENTO: centrífugo-sedimentação em um sistema éter-mertiolate. 
 INDICAÇÃO: é indicado na pesquisa de larvas, ovos de helmintos e cistos de protozoários. 
 A técnica á ser desenvolvida é a mesma no formol-éter. 
 
3) MÉTODO DE RITCHIE (Formol-éter) : 
 FUNDAMENTO: centrífugo-sedimentação em sistema formol-éter (a solução de formol-éter a 
10% deve ser preparada paralela a execução datécnica). 
 INDICAÇÃO: tem como atributo principal a concentração que realiza de cistos de protozoários, 
ovos e larvas de helmintos. 
 Esta técnica é também referida como processo pelo formol- éter (sua concentração é superior a 
técnica de Faust). 
01. Preparar uma suspensão de fezes em água de torneira, aproximadamente 2.0 g para 20 ml. 
Misturar bem . 
02. Filtrar através de gaze dobrada, com auxílio de um pequeno funil, para 2 tubos de centrifugação. 
03. Centrifugar o filtrado por 60 segundos a 2500 r.p.m 
04. Decantar. 
05. Adicionar 2 ml de solução de formol a 10% agitar vigorosamente e deixar em repouso por 3 
minutos. 
06. Adicionar 2 ml de éter comercial ou acetato de etila. Agitar bem e centrifugar por um minuto a 
2500 r.p.m. 
 17 
07. Decantar. Juntar 2 gotas de lugol ao sedimento, agitar e examinar ao microscópio. 
 
4) MÉTODO DE WILLIS: 
 FUNDAMENTO: flutuação de ovos de helmintos e cistos de protozoários em uma solução 
saturada de NaCl em água a 30%. 
 INDICAÇÃO: é indicado na pesquisa de ovos de helmintos e cistos de protozoários. 
01. colocar num pequeno vidro de 3 cm 1 g de fezes, mais ou menos, mistura-las com uma solução 
de NaCl saturada, de maneira que a superfície do líquido atinja a borda superior do recipiente. 
02. Colocar uma lâmina sobre a boca do vidro e deixá-la nesta situação por 20 minutos. 
03. Levantar a lâmina, invertendo rapidamente sua posição para evitar a queda dos ovos; examinar 
sob pequeno aumento todo o material assim obtido. 
 
5) MÉTODO DE FAUST E COLS.: 
 A técnica de Willis (1921) foi modificada por Faust et al. (1939), na qual a solução saturada de 
cloreto de sódio foi substituída pela solução de sulfato de zinco. 
OBJETIVO: emprega-se uma solução de Sulfato de Zinco com densidade igual a 1.180g/cm
3 
- 
flutuação dos elementos pesquisados. 
 Cistos de Protozoários; Oocistos de coccídeos; Esporos de microsporídeos e Ovos leves de 
Helmintos. 
 
TÉCNICA: 
1. Em um frasco apropriado, efetuar a suspensão de 1 parte de fezes para 10 partes de água. 
 18 
2. Filtrar através de tamis metálico (80 a 100malhas/cm
2)
 ou de gaze dobrada 4X, em um tubo de 
Wassermann. 
3. Centrifugar por 1minuto a 2500rpm. 
4. Decantar o sobrenadante, adicionar 2 a 3 ml de água ao sedimento, homogeneizar, juntar em 
seguida mais água até  1 cm da borda do tubo. 
5. Repetir a operação anterior até o sobrenadante se tornar límpido. 
6. Depois da última lavagem, despreza-se o sobrenadante, e coloca-se 2 a 3ml de uma solução de 
sulfato de zinco a 33% com densidade de 1,180. 
7. Centrifugar novamente por 1minuto a 2500rpm. 
8. Retirar a película da solução de sulfato de zinco por meio de alça de platina. 
9. Corar com lugol. Examinar ao microscópio 10X / 40X. 
 
6) 
 
6)MÉTODO DE BAERMANN – MORAES 
OBJETIVO: Baseia-se no hidro e termotropismo das larvas que saem do material, migrando para a 
água quente. Por gravidade se depositam no fundo do funil. 
 Pesquisa de larvas de Helmintos. 
TÉCNICA: 
1. Tomar 8 a 10g de fezes ou terra, colocar em uma gaze dobrada em quatro. 
2. Sobre o funil colocar uma tela metálica e em cima desta, depositar as fezes, protegidas pela 
gaze. 
3. Encher o funil com água à temperatura de 44ºC, de modo que as fezes fiquem praticamente 
submersas. Deixar em repouso por 1h. 
 19 
4. Findo este tempo, colher 5 a 7 ml de líquido em vidro de relógio, abrindo-se a pinça que oblitera o 
tubo de borracha colocada na haste do funil. 
5. Examinar em lupa, ou coletar em tubo para centrifugação, centrifugar a 100 r.p.m por 1 min, e 
examinar o sedimento em microscópio, com ou sem lugol. 
 
 
7) MÉTODO DE RUGAI E COLS. 
OBJETIVO: Baseia-se no hidro e termotropismo das larvas que saem do material, migrando para a 
água quente. Por gravidade se depositam no fundo do funil. 
 Pesquisa de larvas de Helmintos. 
 
TÉCNICA: 
1. Tomar 8 a 10g de fezes ou terra. 
2. Colocar em uma gaze dobrada em quatro, e fezes - pequena “trouxa”. 
3. Colocar o material assim preparado em um cálice de sedimentação, cheio de água quente (44ºC), 
até o meio. 
4. Deixar 1hora em repouso. 
5. Colher no fundo do cálice as larvas existentes, com auxílio de uma pipeta de Pasteur ou canudo. 
6. Examinar em lupa ou em microscópio, com ou sem lugol. 
Obs: Fezes líquidas não são adequadas para método de Baerman-Moraes e Rugai. 
 
 
 20 
8) MÉTODO DE GRAHAM (OU FITA ADESIVA) 
OBJETIVO: Ovos de Enterobius vermicularis. 
TÉCNICA: 
1. Corta-se um pedaço de 8 a 10 cm de fita adesiva transparente; 
2. Coloca-se a mesma com a parte adesiva para fora, sobre um tubo de ensaio; 
3. Afastando os glúteos do paciente, encostar rápida e firmemente a fita adesiva sobre o ânus; 
4. Coloca-se a fita sobre uma lâmina de vidro 
5. Examinar ao microscópio, 10X / 40X. 
 
OBS: Pode-se utilizar 1 a 2 gotas de lugol entre a fita adesiva e a lâmina. 
- É freqüente o encontro de ovos de Taenia sp., Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura e outros. 
- Outros métodos com papel de celofane não superam a técnica descrita e são menos higiênicos. 
 
9) MÉTODO DE KATO-KATZ E COLS 
Objetivo – diagnóstico e contagem de ovos de S. mansoni, A lumbricóides e T. trichiuris. 
Amostra Biológica: fezes frescas ou conservadas em MIF ou formol, mas não em fezes diarréicas. 
 
TÉCNICA: QUANTITATIVO 
1. Colocar sobre um pedaço de papel absorvente, a amostra de fezes a ser examinada; 
2. Comprimir a parte superior com um pedaço de tela metálica- 0,09 mm; 
3. Retirar as fezes que passaram para a parte superior da tela e transferi-las, com auxílio da 
espátula para um cartão retangular, contendo no seu centro um orifício de 6 mm de diâmetro; 
4. Após encher completamente o orifício, retirar o cartão cuidadosamente, deixando as fezes sobre 
a lâmina de vidro; 
 21 
5. Cobrir as fezes com lamínula de papel celofane, comprimindo a lâmina, após tê-la invertido, 
contra uma folha de papel absorvente; 
6. Aguardar 1-2 horas e examinar ao microscópio todos os campos; 
7. O n° de ovos, encontrados no esfregaço fecal, multiplicado por 23, corresponderá ao número de 
ovos/g de fezes. 
QUALITATIVO 
1. Colocar sobre um pedaço de papel absorvente, a amostra de fezes a ser examinada; 
2. Comprimir a parte superior com um pedaço de tela metálica; 
3. Retirar as fezes que passaram para a parte superior da tela e transferi-las, com auxílio do palito, 
para uma lâmina; 
4. Cobrir as fezes com a lamínula de papel celofane, comprimindo a lâmina, após tê-la invertido, 
contra uma folha de papel absorvente; 
5. Deixar a preparação clarificar durante 1 a 2 horas, à temperatura de 34 – 40ºC ou sob luz 
artificial, com evaporação da água, ocorre diafanização de material pela glicerina; 
6. Examinar integralmente a preparação com aumento de 10x. 
Solução de verde de malaquita 
Glicerina......................................................100ml 
Água destilada ............................................100ml 
Verde malaquita a 3% ................................ 1ml 
 
 
 22 
10) IDENTIFICAÇÃO DE PROGLOTES DE TAENIA - MÉTODO PELO ÁCIDO ACÉTICO. 
01. Colocar a(s) proglote(s) a ser (em) identificada(s) em pequeno recipiente contendo ácido acético 
glacial. 
02. Decorridos pelo menos 15 minutos, retira-la e comprimi-la entre duas lâminas. 
03. Examinar sob iluminação intensa (artificial). 
04. Os caracteres do útero e suas ramificações permitirão distinguir se a proglote grávida em exame: 
T. solium ou T. saginata. 
05. Aconselhável utilizar lâminas largas para comprimir as proglotes, como medida de cautela para 
uma eventual contaminação do examinador, 
06. O mecanismo de ação do ácido acético está baseado na dissolução de sais, calcários e 
carbonato de cálcio que impregnam o corpo do parasita. 
♠Taenia saginata: proglotes grávidas: útero com ramificações laterais finas, dicotômicas e numerosas. 
♣Taenia solium: proglotes grávidas: útero com ramificações espessas, dendríticas e em pequenaquantidade. 
*OBS.: pelo encontro de ovos de taenia nas fezes não podemos dizer se a espécie é solium ou 
saginata. RESULTADO: OVOS DE Taenia sp. Somente pelo encontro de proglotes, podemos 
determinar a espécie, após executar a técnica diferencial. 
FIXAÇÃO E COLORAÇÃO 
 Mergulhar a preparação em fixador de Raillet e Henry, durante 12 horas ou mais, dependendo 
das dimensões do helminto. 
 Retirar cuidadosamente o helminto das lâminas e lavá-lo com solução salina. 
 Mergulhar o helminto em Carmim Acético, por determinado tempo, variando de acordo com a 
espessura do parasita. Tempo varia de 30’ até 24 horas. 
 Retirar o excesso do corante, lavando o helminto durante alguns minutos no álcool a 70%. 
 Colocar no álcool clorídrico a 0,5%, para diferenciar. 
 Colocar no álcool 70% ---------------10minutos. 
 Colocar no álcool 90%----------------20 minutos. 
 Colocar no álcool absoluto-----------15 minutos. 
 Creosoto de Faia-----------------------12 horas. 
 Montar em bálsamo do Canadá. 
 
11) COLORAÇÃO PELA HEMATOXILINA 
REAGENTES: 
Preparo das Soluções: 
1 – Solução de Sulfato Férrico Amoniacal a 2% (Alúmen de ferro) 
 Sulfato férrico amoniacal ---------------------------------2% 
 Água destilada-deionizada-------------------------------100ml 
 23 
 Dissolver os cristais violeta de sulfato férrico amoniacal (alúmen de ferro III) em água. Essa 
solução mordente deve ser preparada fresca imediatamente antes do uso e estocada á 
temperatura do refrigerador. 
Preparar uma solução com volume final – 300ml 
 
2 – Solução Corante de Hematoxilina a 0,5% 
a) Solução estoque de Hematoxilina a 10% 
 Hematoxilina, forma cristalina --------------------------10g. 
 Álcool etílico a 95% (v/v) -------------------------------100ml 
 Preparar uma solução estoque de 300ml 
 
b) Solução corante de Hematoxilina a 0,5% 
 Solução estoque de hematoxilina, amadurecida-------------5ml. 
 Água destilada-deionizada--------------------------------------95ml 
 Adicionar água na solução estoque de hematoxilina e misturar. Essa solução diluída a 0,5% 
não é estável e deve ser preparada diariamente. 
Preparar uma solução de uso de 500ml 
 
FIXADOR DE SCHAUDINN MODIFICADO 
1) Solução de Sulfato de Cobre 
 Sulfato de cobre II (5H)--------------------------20g 
 Água destilada-deionizada----------------------1000ml 
 Dissolver o CuSO4.5H2O em água destilada-deionizada quente. Deixar esfriar. Armazenar em 
recipiente de vidro com tampa esmerilhada. 
 
2) Solução Estoque 
 Solução de sulfato de cobre II-----------------------600ml 
 Álcool etílico a 95%-----------------------------------300ml 
 Glicerina-------------------------------------------------15ml 
 Armazenar até o momento do uso 
 
3) Solução fixadora 
 Solução estoque ------------------------100ml 
 Ácido acético glacial----------------------5ml 
 Adicionar o ácido acético glacial , imediatamente antes do uso. 
 
Coloração pela Hematoxilina Férrica, segundo Heidenhain, modificada por Burrows 
Objetivo: coloração de rotina de esfregaços fecais para a pesquisa de protozoários intestinais. 
 
Técnica: 
 24 
1 – Fixador de Schaudinn – 10minutos 
2 - Álcool etílico a 70% iodado – 3minutos 
3 - Álcool etílico a 70% - 2 minutos 
4 – Álcool etílico a 50% - 1minuto (pode ser omitido) 
5 – Álcool destilada – 3 a 3 minutos (duas lavagens) 
6 - Solução de alúmen de ferro a 2% (mordente) – 10 minutos 
7 – Água destilada – 1 minuto 
8 - Solução corante de hematoxilina a 0,5% - 5 minutos 
9 – Água destilada – 1 minuto 
10 - Solução de alúmen de ferro a 2% (diferenciador) – 1 minuto 
11 - Água corrente – 2 minutos (duas lavagens) 
12 - Observar a diferenciação ao microscópio. Se necessário repetir as etapas 10 e 11, deixando 
tempos maiores. 
13 - Quando o grau de diferenciação desejado é obtido, proceder á etapa seguinte 
14 - Água corrente, várias lavagens – 30 minutos 
15 – álcool etílico a 50% - 2 minutos (pode ser omitida) 
16 – álcool etílico a 70% - 1 minuto 
17 – álcool etílico a 95% - 1 minuto 
18 – Álcool etílico absoluto – 1 minuto 
19 – Partes iguais de álcool etílico absoluto e xilol – 1 minuto 
20 – Xilol (2 lavagens) – 1 minuto cada 
21 - Montagem com resina sintética. 
 
Observação: com a finalidade de garantir a melhor fixação, as lamínulas são colocadas na solução de 
Schaudinn com a face do esfregaço virada para baixo. O fixador de Schaudinn ataca o metal, por isso 
usam-se pinças de madeira. 
 
ANÁLISE MICROSCÓPICA DAS FEZES 
 
EXAME DIRETO: Utilizado para a pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos. Método 
pouco sensível, apresentando resultados positivos em infecções intensas. 
Procedimento: Adicionar solução de lugol ás fezes, preparar a lâmina e observar direto ao 
microscópio em aumento de 100X e 400X. 
a) Identificar a lâmina com um lápis de cera; 
b) Colocar uma gota de salina no centro da metade esquerda da lâmina e uma gota de lugol na 
metade direita da lâmina; 
c) Com o auxílio de um abaixador de língua ou um palito, peque uma pequena porção da amostra 
e misture com a gota de solução salina; 
 25 
 
d) Da mesma forma, misture uma porção de fezes com a solução de lugol; 
e) Coloque uma lamínula sobre cada uma das gotas, tomando o cuidado para não formar bolhas 
de ar; 
 
f) Percorra todos os campos da lâmina. 
 
EXAME LABORATORIAL DAS FEZES 
pH 
As fezes são, geralmente, aquosas, ácidas e fermentativas. O pH das fezes está relacionado 
ao pH da dieta alimentar e com os gases desprendidos durante o processo de putrefação. 
Normalmente a reação é neutra ou levemente ácida. 
 
VARIAÇÃO NORMAL: 6,8 – 7,2 
 pH ácido: 
Predomina a fermentação. 
É observado na má-absorção de carboidratos, devido a fermentação parcial bacteriana 
dessas substâncias no intestino delgado. 
O pH das fezes abaixo de 5,5 é sugestivo, mas a determinação não é válida se o paciente 
estiver tomando antibióticos orais (pois diminui a flora bacteriana). 
Em lactentes, o pH varia de 5,0-6,0 (não desenvolveu flora bacteriana) 
 
 pH alcalino: 
Predomina a putrefação (liberação de amoníaco) 
Em crianças entre 3 e 7 dias, o pH é normalmente elevado. 
 
 26 
TÉCNICA: encostar um abaixador de língua ou bastão de vidro nas fezes e sujar uma tira de papel 
indicador de pH. 
 
AVALIAÇÃO DA ABSORÇÃO DE CARBOIDRATOS – SUBSTÂNCIAS REDUTORAS 
Técnica: 
1. Colocar uma porção pequena de fezes em um tubo de ensaio; 
2. Acrescentar 2 mL de reativo de Benedict; 
3. Misturar bem e levar o tubo a um recipiente com água fervente; 
4. Ferver por 1 minuto; 
5. Observar a alteração de cor. 
azul ou verde 0 
verde com precipitado amarelo + 
amarelo a oliva ++ 
marrom +++ 
alaranjado a vermelho ++++ 
 
 A reação será positiva para todos os monossacarídeos e dissacarídeos quando estão 
presentes nas fezes, com exceção da sacarose. 
 
PESQUISA DE SANGUE OCULTO NAS FEZES 
 A pessoa elimina em torno de 2,0 a 2,5 mL de sangue pelo TGI diariamente. A eliminação de 
mais de 2,8 mL de sangue nas 24 horas é um sinal importante de hemorragia do TGI. Este teste 
rastreia úlcera gástrica, carcinoma de cólon, hemorróidas, fissuras, colite ulcerativa, diverticulite, 
hérnia, além de outras fontes de sangramento oculto. 
 
PREPARO DO PACIENTE 
- Recomenda-se que o paciente consuma uma dieta adequada 4 dias antes da coleta. A dieta 
deve incluir, preferencialmente, grande quantidade de fibras. Deve-se evitar frutas e vegetais 
que possuam grande quantidade de peroxidase, como nabo, couve-flor, brócolis, rabanete. O 
paciente não deve comer cerne vermelha, nem mal passada. Não é recomendada a ingestão 
de álcool, aspirina ou vitamina C 2 dias antes do exame. 
 
FATORES QUE INTERFEREM 
- Drogas como salicilatos, ferro, esteróides, indometacina, ácido bórico, brometos, iodo, 
agentes oxidantes; 
- Vegetais com atividade peroxidasee carne vermelha ou mal cozida; 
- Não se deve coletar após maratonas e durante o período menstrual. 
 
FUNDAMENTO 
 27 
 A pesquisa de sangue oculto deve ser realizada em material recentemente emitido ao 
laboratório. 
 A pesquisa é baseada na Reação de Meyer, a qual a fenolftaleína é reduzida pelo zinco para 
anidro ftálico que, oxidado pela água oxigenada, desprende oxigênio pela ação do sangue, 
transformando-se novamente em fenolftaleína, assumindo cor vermelha no meio alcalino. 
 
METODOLOGIA – REAÇÃO DE MEYER-JOHANNESSEN 
PRINCÍPIO: 
Fenolftaleína é reduzida pelo Zinco para anidro ftálico, o qual é oxidado pelo oxigênio desprendido do 
peróxido de hidrogênio pelo sangue, e se transforma novamente em fenolftaleína, assumindo cor 
vermelha em meio alcalino. 
 
REAGENTES: 
 Peróxido de hidrogênio. 
 Reativo de Meyer-Johannessen: Fenolftaleína 2,0g 
 Hidróxido de potássio anidro 20,0g 
 Água destilada q.s.p 100ml 
Aquecer até a fervura, acrescentando de 10 a 30g de zinco em pó, para obtenção de descoloração 
completa. Filtrar e guardar em frasco âmbar, com m pouco de zinco em pó, no fundo do frasco. 
 
 TÉCNICA: 
 Fazer uma suspensão de fezes próximo a 5%. 
 Passar 5 ml para um tubo de ensaio. 
 Juntar 1ml do reativo de Meyer-Johannessen. Inverter várias vezes. 
 Acrescentar 3 a 4 gotas de água oxigenada. 
 
INTERPRETAÇÃO: 
Reação positiva: coloração vermelha – IMEDIATA. 
 
PESQUISA DE GORDURA NAS FEZES 
Em uma dieta normal, a gordura nas fezes representa até 20% do total de sólidos. Os lipídios 
são medidos com ácidos graxos: < 7g/24 h. 
 Este é o teste padrão no diagnóstico da esteatorréia, que apóia o diagnóstico das síndromes 
de mal absorção. 
 As fezes típicas são espumosas, gordurosas, moles, pastosas e fétidas. 
 
IMPLICAÇÕES CLÍNICAS 
 Aumentos da gordura fecal e dos ácidos graxos estão associados à síndrome de mal absorção: 
- Doença Celíaca (Espru não-tropical); - Doença de Crohn – colite ulcerativa 
 28 
- Fibrose cística; - Enterite; - Insuficiência pancreática, biliar; - Remoção cirúrgica de uma seção do 
intestino 
 
FATORES QUE INTERFEREM 
 Pode haver aumento da gordura neutra nas seguintes condições não patológicas: 
- Uso de medicações como bário, bismuto, supositórios e medicações que diminuem a 
absorção de gorduras; 
- Ingestão de óleo de rícino ou óleo mineral, maionese dietética de baixa caloria, dieta rica em 
fibras ou Metamucil; 
- Período neonatal; 
- Contaminação com urina; 
- A amostra aleatória de fezes é de pouco valor diagnóstico. 
 
PREPARO DO PACIENTE 
 O ideal é coletar amostras durante 48 a 72 horas. O paciente deve fazer uma dieta de 60 a 
100g de gorduras, 100g de proteínas e 180 g de carboidratos, por 6 dias antes e durante a coleta. 
Após a coleta, o paciente deve seguir dieta normal. 
 
PROCEDIMENTO 
 Fazer uma suspensão de fezes e colocar uma gota sobre a lâmina. Acrescentar uma gota de 
álcool a 96% e uma gota de Sudam III a 1%. 
 As gorduras neutras apresentam-se sob a forma de pequenas gotículas muito refringentes e 
fracamente coradas pela bile. Coram-se de laranja pelo Sudam III. Os ácidos graxos apresenta-se 
sob a forma de agulhas finas longas e entrecruzadas. Aquecendo-se a lâmina, dissolvem e assumem 
o aspecto de glóbulos. 
 Normalmente, aparecem 2 gotas de gorduras neutras por campo. 
 
REATIVO DE SATOFF – SUDAM III 
Sudam III_________________________________2g 
Álcool a 96%___________________________10 mL 
Ácido acético glacial_____________________90 mL 
 
PESQUISA DE LEUCÓCITOS NAS FEZES 
O exame microscópico de leucócitos nas fezes é útil na diferenciação de determinadas 
doenças bacterianas nas quais os leucócitos estão ausentes. Raramente é observado pus nas fezes. 
 
PREPARO DO PACIENTE 
- O laboratório deve explicar ao paciente o propósito do teste. 
- O paciente deve trazer ao laboratório uma amostra aleatória de fezes. 
 29 
- Procedimentos com bário e laxativos devem ser evitados por 1 semana antes do teste. 
- A antibioticoterapia deve ser suspensa até a coleta. 
METODOLOGIA 
- Colocar uma gota de solução de Azul de Metileno de Löefler no centro da lâmina. 
- Com o auxílio de um bastão de madeira ou um palito, peque uma pequena porção da amostra de 
fezes e misture completa e cuidadosamente com a gota de solução de azul de metileno. Dê 
preferência pela porção de fezes que tiver muco. 
- Colocar uma lamínula sobre a mistura e deixar em repouso por 3-5 minutos para corar os 
núcleos. 
- Observar no microscópio em campo de 40X. 
- Focalizar 10 campos microscópicos, contando a eventual presença de leucócitos 
polimorfonucleares. Quando a soma for igual ou superior a 50 leucócitos em 10 campos, indica 
agressão do trato intestinal. 
OBS: Pode-se utilizar também a coloração de GRAM. 
 
EXAME PARASITOLÓGICO DE SANGUE 
esquisa do parasito: malária, filariose, doença de Chagas. 
Coleta do sangue: polpa digital do anular esquerdo ou lóbulo da orelha. 
 Com um algodão molhado em álcool iodado ou puro, limpa-se a superfície escolhida. Com uma 
lanceta, faz-se uma pequena picada na pele. Por compressão, sai a gota. 
 
Métodos de exame: 
 Direto: a gota é colocada no centro de uma lâmina, coberta com lamínula e examinada 
imediatamente. Esse exame direto ou à fresco, permite visualizar os parasitas vivos, 
movimentando-se. 
 Esfregaços: camada delgada e camada espessa.. 
 
ESFREGAÇO EM CAMADA DELGADA 
1. Colocar uma gota do sangue na extremidade direita de uma lâmina. 
2. Pegar outra lâmina, segurar por cima com a mão direita, com uma inclinação de 45º, encostar 
adiante da gota. 
3. Deixar a mesma se espalhar pela superfície de contato das duas lâminas. 
4. Puxar a gota espalhada até o fim da lâmina. 
5. Secar por agitação vigorosa imediatamente. 
6. Corar pelo Giemsa ou Leishman. 
 
ESFREGAÇO EM GOTA ESPESSA 
1. Colocar 3mm
3 
 de sangue na lâmina. 
2. Com o canto de outra lâmina, espalhar a gota numa área de 1cm
2 
. 
3. Deixar secar ao ar durante seis a 36 horas. 
 30 
4. Entre 6 e 36 horas, corar com o Giemsa ( uma gota de solução estoque/ ml de solução tampão). 
5. Deixar em repouso por 30 minutos. 
6. Lavar e examinar. 
COLORAÇÃO POR LEISHMAN 
1. Cobrir o esfregaço com seis ou sete gotas do corante. 
2. Deixar agir (fixar) por 15 segundo no máximo. 
3. Adicionar então 12 a 14 gotas de solução-tampão. 
4. Homogeneizar, soprando-se o corante com a pipeta e deixar em repouso 20 minutos. 
5. Escorrer o corante e lavar em água corrente. 
6. Deixar secar e examinar ao microscópio. 
 
PROCEDIMENTOS PARA A COLORAÇÃO DE GIEMSA 
 Para observar o pontilhado, os esfregaços devem ser preparados dentro de uma hora após a 
coleta do material biológico. 
 O citoplasma dos parasitas da malária, tripanosomas e Leishmania cora-se em azul e o material 
nuclear em vermelho. 
 Glóbulos vermelhos, coram-se em vermelho pálido, os grânulos dos eosinófilos em vermelho-
púrpura claro, os grânulos dos neutrófilos coram-se em púrpura-rosa intenso. 
 Todos os parasitas devem ser relatados pelo nome científico, incluindo gênero e espécie, quando 
possível. 
 
Caso o esfregaço tenha secado por mais de 36 horas: 
- colocar a lâmina com a gota espessa numa vasilha com água destilada; 
- deixar em repouso por 10 minutos, para desemoglobinizar; 
- retirar a lâmina cuidadosamente; 
- deixar secar por alguns minutos; 
- fixar pelo álcool metílico(2’) e corar pelo Giemsa (30’). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 31 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS: 
1. NEVES, D. P. Parasitologia humana, 10
ª
 ed. Rio de Janeiro: Livraria Atheneu, 1999. 
2. NEVES, D. P. Parasitologia Dinâmica. 1ª ed. São Paulo: Livraria Atheneu, 2003. 
3. REY, L. Parasitologia, 2
ª
 ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2000. 
4. LEVENTHAL, R. Parasitologia Médica. São Paulo: EditorialPremier, 2000 
5. DE CARLI, G.A. Parasitologia Clínica: Seleção de Métodos e Técnicas de laboratório para 
diagnóstico das Parasitoses Humanas. São Paulo: Atheneu, 2001. 
6. www. pncq.org 
7. www.dpd.cdc.gov/dpdx/Default.htm : página do Center for disea se control and Prevention com 
imagens e textos sobre parasitos de importância em saúde pública. 
8.www.farmacia.ufmg.br/ACT/Atlas 
http://www.cdfound.to.it/html/atlas.htm
 32 
 
 33 
IMAGENS DE PROTOZOÁRIOS 
1. Protozoário 
Espécie: Cryptosporidium parvum Foto 
Estágio: Oocistos 
Forma: Redondo 
Tamanho: Aproximadamente 10 µm 
Material coletado: Fezes 
Características: São oocistos vermelhos, O 
oocisto constitui a forma infectante da 
criptosporidíase, pois é eliminado nas fezes e 
possibilita a infecção por via fecal-oral. 
 
 
2. Protozoário 
Espécie: Endolimax nana Foto 
Estágio: Cistos 
Forma: Redondo 
Tamanho: Os cistos são ovais e tem 
tamanho aproximado de 6 a 10 µm. 
Material coletado: Fezes 
Características: Possui quatro núcleos e 
geralmente aparecem em grandes 
quantidades. 
 
 
 
 
3. Protozoário 
Espécie: Entamoeba coli Foto 
Estágio: Cisto e trofozoíto 
Forma: Redondo 
Tamanho: Os cistos medem de 10 a 15 µm. 
Material coletado: Fezes 
Características: Tanto os cistos quanto os 
trofozoítos podem ser encontrados nas fezes, 
sendo que os primeiros, conforme o grau de 
desenvolvimento, contêm de um a oito núcleos e, 
à medida que o número de núcleos aumenta, o 
diâmetro nuclear e a quantidade de cromatina do 
cisto reduzem, é uma ameba comensal, ou seja, 
não pode causar doenças. 
 
 
 
 
 
 
 
 
http://64.233.179.104/translate_c?hl=pt-BR&u=http://www.cdfound.to.it/html/nana2.htm&prev=/search?q=endolimax+nana&hl=pt-BR
http://64.233.179.104/translate_c?hl=pt-BR&u=http://www.cdfound.to.it/html/E_nana1.htm&prev=/search?q=endolimax+nana&hl=pt-BR
 34 
4. Protozoário 
Espécie: Entamoeba histolytica Foto 
Estágio: Cisto 
Forma: Esférico ou redondos 
Tamanho: 10 a 20 µm 
Material coletado: fezes 
Características: causa amebíase, localização 
intestino grosso, transmissão fecal/oral, única 
ameba patogênica, 4 núcleos quando maduro. 
 
 
5. Protozoário 
Espécie: Entamoeba histolytica Foto 
Estágio: Trofozoíto 
Forma: Amebóide 
Tamanho: 20 a 60 µm 
Material coletado: Fezes 
Características: forma móvel, tempo de vida 
15 a 30 minutos. 
 
 
6. Protozoário 
Espécie: Giardia lamblia Foto 
Estágio: Cisto 
Forma: Arredondado 
Material coletado: Fezes formadas 
Características: O cisto possui oito núcleos, 
quatro corpos parabasais, quatro axonemas e 
com parede celular grossa, imóveis, mas 
resistentes e infecciosos. 
 
 
7. Protozoário 
Espécie: Giardia lamblia Foto 
Estágio: Trofozoíto 
Forma: Forma de pera 
Tamanho: 15 µm 
Material coletado: Fezes (diarréia) 
Características: são móveis, possuindo oito 
flagelos e dois núcleos, dois corpos 
parabasais e ainda dois axonemas cada um. 
 
 
 
 
 
 
http://pt.wikipedia.org/wiki/Flagelo
http://pt.wikipedia.org/wiki/N%C3%BAcleo
 35 
8. Protozoário 
Espécie: Iodamoeba butchli Foto 
Estágio: Trofozoíto 
Forma: Redonda 
Tamanho: de 10 a 15 m 
Material coletado: Fezes 
Características: Não apresenta cromatina 
periférica; cariossoma grande e central. 
 
 
9. Protozoário 
Espécie: Iodamoeba butschlli Foto 
Estágio: Cisto 
Forma: Redonda 
Tamanho: de 10 a 15 m 
Material coletado: Fezes 
Características: Não apresenta cromatina 
periférica; cariossoma grande e central, 
apresenta um só núcleo. 
 
 
10. Protozoário 
Espécie: Isospora belli Foto 
Estágio: Oocisto 
Forma: Oval 
Material coletado: Fezes 
Características: Causa isosporíase, possui 
dois núcleos mais escuros, o oocisto constitui 
a forma infectante da isosporíase, pois é 
eliminado nas fezes e possibilita a infecção 
por via fecal-oral. São finos murado, 
transparente. Eles podem ser demonstrados 
nas fezes após formal éter concentração 
onde elas aparecem como translúcido, oval 
estruturas medindo 20 a 33 de 10 a 19 m 
 
 Oocisto Oocisto corado 
 
11. Protozoário 
Espécie: Leishmania sp Foto 
Estágio: Amastigota 
Forma: Redonda 
Tamanho: 5 m 
Material coletado: Sangue 
Características: Possui um núcleo bem 
escuro, tem forma arrendondada de cor 
vermelha 
 
 
 36 
12. Protozoário 
Espécie: Leishmania sp Foto 
Estágio: Promastigota 
Forma: Achatada 
Tamanho: 10 m 
Material coletado: Sangue 
Características: Possui um núcleo mais 
escuro, flagelos, semelhante a uma vagem. 
 
 
 
13. Protozoário 
Espécie: Plasmodium vivax Foto 
Estágio: Gametócitos 
Forma: Diversas 
Tamanho: 1a 2 m de diâmetro (a 
hemácia tem cerca de 7 m) 
Material coletado: Sangue 
Características: São parasitas 
esporozoides das células sanguineas. 
Têm diversas formas, de acordo com a 
fase do ciclo de vida. O seu período de 
incubação é de cerca de 15 dias. 
É espalhado em seres humanos pela 
picada do mosquito Anopheles. 
 
 
14. Protozoário 
Espécie: Plasmodium falciparum Foto 
Estágio: Gametócitos 
Forma: meia-lua na periferia do glóbulo 
Tamanho: 1 a 2 m de diâmetro (a hemácia tem cerca 
de 7 m). 
Material coletado: Sangue 
Características: A incubação é curta, de seis a dez 
dias. Invade todos os eritrócitos, imaturos, 
envelhecidos ou de meia idade.Microscopicamente, é 
visto como meia-lua na periferia do glóbulo. Infecta 
mais frequentemente os eritrócitos que se encontram 
no fígado ou baço, e muitas vezes não é detectado no 
sangue periférico. As hemácias estão com tamanho 
aumentado e distorcidas, com grânulos avermelhados 
 
 
 
 
 
http://pt.wikipedia.org/wiki/Mosquito
http://pt.wikipedia.org/wiki/Anopheles
http://pt.wikipedia.org/wiki/F%C3%ADgado
http://pt.wikipedia.org/wiki/Ba%C3%A7o
http://pt.wikipedia.org/wiki/Imagem:P_vivax_trophozoite4.jpg
 37 
15. Protozoário 
Espécie: Plasmodium malariae Foto 
Estágio: Gametócitos 
Forma: pontos vermelhos à roxos 
Material coletado: Sangue 
Características: só infecta eritrócitos 
envelhecidos; Á microscopia os eritrócitos 
são de forma normal. Têm pontos vermelhos 
vivos, e merozoites em forma de barras. 
Sensível à cloroquina. 
 
 
16. Protozoário 
Espécie: Toxoplasma gondii Foto 
Estágio: Oocistos 
Forma: Taquizoítos: meia lua; bradizoíto: ovais. 
Tamanho: Taquizoítos 2 x 7 m; bradizoíto: 10 a 100 
m. 
Material coletado: Sangue 
Características: Toxoplasma gondii é transmitido ao 
homem por diversas maneiras: através da ingestão de 
carne mal cozida contendo cistos de Toxoplasma; pela 
ingestão de oocistos provenientes de mão 
contaminada por fezes ou alimento e água; 
transmissão transplacentária; inoculação acidental de 
traquizoítos ou pela ingestão de oocistos infectantes na 
água ou alimento contaminado com fezes de gato. É 
um parasita unicelular. 
 
Taquizoítos (setas) de Toxoplasma 
gondii 
 
Cisto tecidual contendo bradizoíto 
 
17. Protozoário 
Espécie: Trichomonas vaginails Foto 
Estágio: trofozoíto 
Forma: não possui a forma cística, apenas a 
trofozoítica 
Tamanho: aproximadamente 15 m 
Material coletado: Secreção vaginal ou 
uretral 
Características: O parasito tem como 
habitat a vagina, bem como a uretra e a 
próstata do homem. Possui apenas forma 
trofozoítica, é transmitido durante o ato 
sexual e através de fômites, já que o 
protozoário pode sobreviver durante horas 
em uma gota de secreção vaginal ou na 
água, irritam a mucosa vaginal. 
 
 38 
18. Protozoário 
Espécie: Trypanosoma cruzi Foto 
Estágio: Amastigota, tripomastigota e 
epimastigota 
Material coletado: Sangue 
Características: Possui uma membrana 
ondulante, o flagelo acompanha a margem 
externa. 
 
 
 
Epimastigota de Trypanosoma cruzi 
 
Tripomastigota de Trypanosoma cruzi. Seta 
preta - cinetoplasto; vermelha - núcleo; azul - 
membrana ondulante; verde - flagelo. 
Amastigotas de Trypanosomacruzi 
 
HELMINTOS 
19. HELMINTOS 
Espécie: Ancylostoma braziliense Foto 
Estágio: Ovo e larva 
Tamanho: O adulto mede de 5 a 10 mm de 
comprimento 
Material coletado: Fezes 
Características: Helminto nematódeo 
causador de ancilostomose animal e 
inflamação cutânea no homem (larva 
migrans); é próprio de felídeos e canídeos 
domésticos ou silvestres. Apresenta cápsula 
bucal que caracteriza-se por apresentar um 
par de dentes bem desenvolvidos. Os 
machos apresentam bolsa copuladora 
 
Ovo Larva rabditóide 
 
Larvas filarióides/detalhe da bolsa copuladora 
 
 
 
 
 
 39 
20. HELMINTOS 
Espécie: Ancylostoma caninum Foto 
Estágio: Ovos 
Forma: Arredondados ou elipsóides 
Tamanho: De 60 x 40 mm 
Características: parasita comum do intestino 
delgado de cães e gatos, possuindo na 
cápsula bucal três pares de dentes subiguais, 
bem desenvolvidos Os machos apresentam 
bolsa copuladora 
 
Ancylostoma caninum - detalhe da cápsula 
bucal 
 
21. HELMINTOS 
Espécie: Ancylostoma duodenale Foto 
Estágio: 
Forma: 
Tamanho: De 0,8 a 1,3 cm 
Material coletado: Fezes 
Características: Quando eliminados nas fezes 
são avermelhados. Tem bolsa copuladora e 
cápsula bucal com dois pares de dentes. Os 
ovos são liberados no ambiente e tornam-se 
larvados. A larva rabditóide leva por volta de 
uma semana para tornar-se larva filarióide. Essa 
penetra a pele do homem e o contamina. A larva 
atinge a circulação linfática ou vasos 
sangüíneos, passando pelos pulmões e 
retornando até a faringe para a deglutição. O 
local preferencial de instalação no intestino é no 
final do duodeno, onde torna-se o verme adulto 
 
Ancylostoma duodenale - cápsula bucal com dois 
pares de dentes. 
 
Ovo Larva rabditóide Larva filarióides 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Ancylostoma%20duodenale.htm#1#1
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Ancylostoma%20duodenale.htm#2#2
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Ancylostoma%20duodenale.htm#3#3
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Ancylostoma%20duodenale.htm#4#4
 40 
22. HELMINTOS 
Espécie: Necator americanus Foto 
Estágio: Ovo e larva 
Tamanho: Seu tamanho adulto varia de 0,8 a 
1,3 cm 
Material coletado: Fezes 
Características: Apresenta lâminas na 
cápsula bucal e o macho possui bolsa 
copuladora na região posterior. Quando 
eliminados nas fezes, são avermelhados; Os 
ovos são liberados no ambiente e tornam-se 
larvados. A larva rabditóide leva por volta de 
uma semana para tornar-se filarióide. A 
infecção mais comum é por penetração da 
larva pela pele humana, mas pode ocorrer 
penetração por mucosas (boca). A larva 
atinge a circulação linfática ou vasos 
sangüíneos, passando pelos pulmões e 
retornando até a faringe para a deglutição. O 
local preferencial de instalação no intestino é 
no final do duodeno, onde torna-se adulto. 
 
 
Ovo Larva rabditóide 
 
Larvas filarióides/detalhe da bolsa copuladora 
 
23. HELMINTOS 
Espécie: Strongyloides stercoralis Foto 
Estágio: Larvas 
Tamanho: 2 a 3 mm, quando parasitando o 
intestino humano. 
Material coletado: Fezes 
Características: Os ovos são eliminados nas 
fezes da pessoa contaminada, mas a eclosão 
e liberação das larvas é muito rápida, 
podendo haver auto-infecção. As larvas 
liberadas são rabditóides, podendo tornar-se 
larvas filarióides e fazer a penetração na 
mucosa intestinal, ainda no intestino do 
homem. Só fêmeas podem ser parasitas, 
possuem corpo cilíndrico, não segmentado. 
Ausência de ventosas. Aparelho digestivo 
completo. Adultos dióicos (sexos separados). 
 
Larva rabditóide e larva filarióide (notar a 
ausência de bainha) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Necator%20americanus.htm#1#1
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Necator%20americanus.htm#2#2
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Necator%20americanus.htm#3#3
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Strongyloides%20stercoralis.htm#1#1
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Strongyloides%20stercoralis.htm#2#2
 41 
24. HELMINTOS 
Espécie: Ascaris lumbricoides Foto 
Estágio: Ovo e verme 
Tamanho: Os ovos têm 50 m; a fêmea com 
até 40 cm de comprimento bastante maior 
que o macho, e com o diâmetro de um lápis. 
Material coletado: Fezes 
Características: Ascaridíase ou ascaríase é 
uma parasitose geralmente benigna causada 
pelo verme nemátode Ascaris lumbricoides, 
também conhecido popularmente como 
lombriga.São vermes nemátodes, ou seja 
fusiformes sem segmentação. Os ovos são 
ovias, de coloração marrom, com um núcleo 
mais escuro. 
 
Ovos fértil e infértil, respectivamente, de 
Ascaris lumbricoides
 
Fêmea de Ascaris lumbricoides 
 
25. HELMINTOS 
Espécie: Enterobius vermicularis Foto 
Estágio: Ovo e verme 
Forma: O ovo tem forma arredondada 
Tamanho: De 0,3 a 1,0 cm 
Material coletado: Fezes 
Características: Conhecido como oxiúrus. 
Morfologicamente, o verme adulto apresenta 
um par de asas cefálicas. Após o 
acasalamento, o macho é eliminado com as 
fezes e a fêmea adulta se dirige até o ânus 
para fazer a ovipostura, principalmente à 
noite. Com freqüência, não consegue 
retornar para a ampola retal, morrendo nesse 
local. Os ovos maturam rapidamente na pele 
da região perianal ou no solo, apresentando 
larvas infectantes. 
 
Enterobius vermicularis – fêmea 
 
Enterobius vermiculares (ovo) 
 
26. HELMINTOS 
Espécie: Trichuris trichiura Foto 
Estágio: Ovo 
Forma: Os ovos têm o aspecto típico de barril 
ou bola de futebol americano ou a forma de 
limões 
Tamanho: Os machos tem em torno de 2,5 a 
4 cm, as fêmeas em torno de 4 a 5 cm. Os 
ovos têm cerca de 45 a 65 de comprimento 
por 20 a 25 µm de largura. 
Material coletado: Fezes. 
Características: Possuem massa mucóide 
transparente nas duas extremidades 
(opérculos polares). 
 ovos 
http://pt.wikipedia.org/wiki/Ovo
http://pt.wikipedia.org/wiki/Parasita
http://pt.wikipedia.org/wiki/Nem%C3%A1tode
http://pt.wikipedia.org/wiki/Nem%C3%A1tode
http://pt.wikipedia.org/wiki/Fusiforme
http://pt.wikipedia.org/wiki/Segmento
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Enterobius%20vermicularis.htm#1#1
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Enterobius%20vermicularis.htm#2#2
 42 
 
27. HELMINTOS 
Espécie: Schistosoma mansoni Foto 
Estágio: Ovo e verme 
Forma: Os ovos são redondos ou elípticos 
Tamanho: O ovo mede 150 m; machos e 
fêmeas de 1 a 2 cm de comprimento 
Material coletado: Fezes 
Características: O macho é espalmado e 
mais grosso e tem uma calha longitudinal 
(canal ginecóforo) no corpo, onde se encaixa 
e se aloja permanentemente a fêmea, 
cilíndrica e mais fina e um pouco mais longa. 
Os ovos tem um espinho afiado (espículo 
lateral), que lesa os tecidos do hospedeiro 
quando são expelidos. 
 
Ovos Macho e fêmea 
 
28. HELMINTOS 
Espécie: Hymenolepis diminuta Foto 
Estágio: Ovos 
Forma: Arredondada 
Tamanho: forma adulta mede de 10 a 60 cm 
Material coletado: Fezes 
Características: Os ovos se desenvolvem no 
intestino de artrópodes (pulgas); os 
artrópodes são ingeridos pelos ratos 
(acidentalmente pelo homem). A infecção 
humana é geralmente assintomática, mas 
pode ocorrer diarréia em crianças. As 
medidas de prevenção incluem a proteção 
dos alimentos contra ratos e insetos e o 
cozimento adequado. 
 
Hymenolepis diminuta - ovos 
 
 
29. HELMINTOS 
Espécie: Hymenolepis nana Foto 
Estágio: Ovos 
Forma: Arredondada 
Tamanho: Adultos medem de 2 a 4 cm 
Material coletado: Fezes 
Características: Pode ter como hospedeiros 
intermediários alguns insetos (pulgas). Os 
ovos são a forma infectante, sendo ingeridas 
pelo homem; é comum a transmissão de 
homem a homem e auto-infecção.No 
intestino, as larvas invadem a mucosa e 
assumem a forma de larva cisticercóide; 
adultos medem de 2 a 4 cm, formam 
proglotes, estes contém ovos, são eliminados 
nas fezes. 
 
Hymenolepis nana - ovos. 
 
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Schistosoma%20mansoni.htm#5#5
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Schistosoma%20mansoni.htm#6#6
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Hymenolepis%20diminuta.htm#2#2
http://www.ufrgs.br/para-site/Imagensatlas/Animalia/Hymenolepis%20nana.htm#1#1
 43 
 
30. HELMINTOS 
Espécie: Taenia saginata Foto 
Estágio: Ovos e verme adulto 
Tamanho: O adulto possui mais de um metro 
e meio de comprimento, podendo atingir até 
doze metros. 
Material coletado: Fezes 
Características: Escólex: quadrangular, sem 
rostro, sem acúleos, tem quatro ventosas mas 
não tem ganchos. Proglotes: ramificações 
uterinas muito numerosas, de tipo dicotômico, 
saem ativamente no intervalo das defecações 
 
Escólex Ovo em fezes 
 
31. HELMINTOS 
Espécie: Taenia solium Foto 
Estágio: Verme adulto 
Tamanho: O adulto possui mais de um metro 
e meio de comprimento, podendo atingir de 
cinco a seis metros. 
Material coletado: Fezes com ovos 
Características: Vive no intestino delgado do 
homem e possui o corpo alongado, delgado e 
chato, podendo ser dividido em: cabeça ou 
escólex, colo e estróbilos ou proglótides. A 
cabeça é a porção anterior destinada à 
fixação do hospedeiro e possui, para esse 
efeito, quatro ventosas e uma dupla coroa de 
ganchos. O pescoço ou colo é a região em 
que são produzidos novos anéis por 
estrobilização. O corpo é constituído por uma 
série de anéis -proglótides- que são divididos 
em imaturos, maduros e, no final, grávidos 
 
Taenia solium - escólex. Notar coroa de 
acúleos 
 
 
http://pt.wikipedia.org/wiki/Estrobila%C3%A7%C3%A3o