Continue navegando
Prévia do material em texto
UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO FACULDADE DE AGRONOMIA E ZOOTECNIA PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL (PGCA) VINICIUS SILVA CASTRO PREVALÊNCIA E RESISTÊNCIA ANTIMICROBIANA DE Escheri- chia coli SHIGATOXIGÊNICA EM CARNE BOVINA IN NATURA PRODUZIDA EM MATO GROSSO, BRASIL Cuiabá/MT 2017 VINICIUS SILVA CASTRO PREVALÊNCIA E RESISTÊNCIA ANTIMICROBIANA DE Escheri- chia coli SHIGATOXIGÊNICA EM CARNE BOVINA IN NATURA PRODUZIDA EM MATO GROSSO, BRASIL Cuiabá/MT 2017 Dissertação apresentada ao Pro- grama de Pós- Graduação em Ciência Animal da Universidade Federal de Mato Grosso, como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre em Ciência Animal. Orientador: Prof. Dr. Eduardo Eustáquio de Souza Figueiredo AUTORIZO A REPRODUÇÃO E DIVUGAÇÃO TOTAL OU PARCIAL DESTE TRABALHO, POR QUALQUER MEIO CONVENCIONAL OU ELETRONICO, PA- RA FINS DE ESTUDO E PESQUISA, DESDE QUE CITADA A FONTE. Serviço de Documentação Biblioteca Geral da UFMT Dedico este trabalho a minha mãe Gilda Ma- chado e meu padrasto Saulo Moura. Ao meu pai Antônio Castro, meu irmão João Pedro e minha namorada Angélica Kauffmann. AGRADECIMENTOS Aos meus pais Gilda Machado e Antônio Castro, meu padrasto Saulo Moura e meu ir- mão João Pedro por todo apoio, carinho e compreensão. A minha namorada Angélica Kauffmann, por todo carinho e paciência durante o mes- trado. Ao meu orientador e amigo Prof. Dr. Eduardo E. S. Figueiredo, por toda paciência, en- sinamento e dedicação nesses anos de aprendizado. A todos meus amigos do Laboratório de Microbiologia Molecular de Alimentos, Barba- ra, Dandara, Fernanda, Ricardo, Adelino, Maxsueli, Jorge, Larraiane, Greika, Elis e Patrícia, pela colaboração e por todos os momentos de convívio. Aos professores, a Elaine e ao Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal. A Prof. Drª. Cássia Aldrim e ao Prof. Dr. Carlos Adam Conte, por participarem como componentes da banca de defesa da minha dissertação de mestrado. A FAPEMAT pelo auxílio financeiro concedido para a realização do Projeto. A Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pelo auxí- lio financeiro concedido durante o mestrado. “Our whole universe was in a hot dense state Then nearly fourteen billion years ago expansion started Wait The Earth began to cool The autotrophs began to drool Neanderthals developed tools We built a wall (we built the pyramids) Math, science, history, unraveling the mysteries That all started with the big bang!” The Big Bang Theory RESUMO O Brasil é o segundo maior produtor de carne bovina do mundo sendo o estado de Mato Grosso o maior produtor nacional, responsável por aproximadamente 20% do total de carne produzida no país. Dentre os principais micro-organismos que habitam o trato gastrointestinal, a família das enterobactérias englobam muitos gêneros, destes, apenas a E. coli tem como habitat primário o trato intestinal de animais de sangue quente, sendo classificada como principal indicador de contaminação fecal em alimentos e possível ocorrência de enteropatógenos. Além de indicador higiênico-sanitário, existem diversas linhagens de E. coli que são patogênicas ao ser humano e aos animais. A E. coli produ- tora de shigatoxina (STEC) é de grande importância à saúde pública por apresentarem duas toxinas imunologicamente distintas, denominadas Stx1 e Stx2 com capacidade cito- tóxica, podendo apresentar capacidade de múltipla resistência a antibióticos, devido à facilidade da Escherichia coli em adquirir plasmídeos conjugativos portadores do gene de resistência. Apesar de assintomático, os ruminantes são os maiores reservatórios de STEC, sendo, portanto, a carne considerada o principal veículo da transmissão. Nesse contexto, o presente estudo objetivou estimar a prevalência de E. coli STEC em carne bovina in natura e avaliar o perfil de resistência antimicrobiana das colônias isoladas. A amostragem foi calculada e um total de 107 amostras de carne bovina produzida por 13 diferentes matadouros-frigoríficos de Mato Grosso foram submetidas à análise microbi- ológica, a multiplex PCR e a testes antimicrobianos de disco difusão. A prevalência foi de 4,67% e todos os isolados apresentaram múltiplas resistências à diversas classes de antibióticos. A presença do patógeno representa risco à saúde pública, restringe transa- ções internacionais e traz prejuízos econômicos aos estabelecimentos de abate, além disso, cepas resistentes aos antimicrobianos podem dificultar o tratamento da infecção, agravando a casos mais graves da doença, como a síndrome hemolítica urêmica ou púr- pura trombocitopênica trombótica. PALAVRAS-CHAVES: STEC, gene stx1 e stx2, colibacilose, carne bovina in natura ABSTRACT Brazil is the second largest producer of beef in the world, and the state of Mato Grosso is the largest national producer, responsible for about 20% of the total beef produced in the country. Among the main microorganisms that inhabit the gastrointestinal tract, the family of enterobacteria encompass many genera, these, only one E. coli has as primary habitat or intestinal tract of warm-blooded animals, being classified as the main indica- tor of fecal contamination in food and possible occurrence of enteropathogens. In addi- tion to hygienic-sanitary indicators, there are several strains of E. coli that are pathogen- ic to humans and animals. The E. coli shigatoxin product (STEC) is of great importance to public health because it presents as immunologically different toxins, called Stx1 and Stx2 with cytotoxic capacity, being able to present capacity of multiple resistance to antibiotics, due to the facility of Escherichia coli to acquire conjugative plasmids bear- ing the resistance gene. Therefore, the main reservoirs of the STEC, therefore, the meat is considered the main vehicle of the transmission. In this context, the present study aimed to estimate a prevalence of E. coli STEC in fresh beef and to evaluate the antimi- crobial resistance profile of the isolated colonies. Sampling was calculated and a total of 107 beef samples produced by 13 different slaughterhouses from Mato Grosso were submitted to microbiological analysis, a multiplex PCR and an antimicrobial disc diffu- sion testis. The prevalence was 4.67% and all the isolates showed several resistances to several classes of antibiotics. The presence of the pathogen poses a risk to public health, restricts international transactions and brings economic losses to the slaughter systems; in addition, strains resistant to antimicrobials can make it difficult to treat the infection, aggravating the more severe cases of the disease, such as a syndrome Hemolytic uremic or thrombotic thrombocytopenic purpura. Keywords: STEC, stx1 and stx2 gene, colibacillosis, bovine meat cooled. LISTA DE FIGURAS E TABELAS CAPITULO 1: Tabela 1: Principais métodos de detecção de E. coli STEC................................................................................................................................... Tabela 2: Genes patológicos de interesse em sorotipos shigatoxigênicos........................... Figura 1: Mecanismo de ação da toxina Shi- ga...................................................................... CAPÍTULO 2: Tabela 1: Genes alvo e oligonucleotídeos para identificação de STEC (BAM/FDA) ....... Figura 1: Identificação de STEC em carne bovina in natura resfriada em Mato Grosso, Brasil.................................................................................................................................... Tabela 2: Resistência antimicrobiana de Escherichia coli STEC isoladas de amostras de carne bovinaresfriada.......................................................................................................... 35 36 37 42 44 45 LISTA DE ABREVIATURAS EHEC – ENTEROHEMORRÁGICA STEC- SHIGATOXIGÊNICA EaeA – gene Intimina Stx1 – Gene da toxina stx1 Stx2 - Gene da toxina stx2 PCR – Reação em cadeia da polimerase µL – Microlitro mL - Mililitro mM - Milimolar pb - Pares de base SHU - Síndrome hemolítica urêmica UV - Ultra-violeta °C – Graus Celsius PTT - Púrpura Trombocitopênica LEE - Locus of enterocyte effacement A/E - attaching / effacing Ehx - entero-hemolisinas pO157 - plasmídeo O157 mTSB – Caldo Triptona de soja modificado TC-SMAC – ágar MacConkey sorbitol negativo TSA-YE – ágar Tripticase de soja com extrato de levedura L-EMB – ágar Eosina azul de metileno (Levine) IMViC – Testes Indol, Voges Praskauer, Vermelho de metila, Citrato BHI – caldo infusão cérebro e coração +93uidA - enzima β-glicuronidase SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO................................................................................................... 1 2. OBJETIVO.......................................................................................................... 2 2.1 OBJETIVOS ESPECÍFICOS................................................................................ 3 CAPÍTULO 1: Escherichia coli STEC: super-shedding, patogenicidade, métodos de diagnóstico e prevalência em carne bovina ....................................................................... 1. INTRODUÇÃO..................................................................................................... 6 2. MECANISMO DE PATOGENICIDADE.......................................................... 8 3. SUPER SHEDDING.............................................................................................. 11 4. MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO........................................................................ 15 5. OCORRÊNCIA E SURTOS DE STEC............................................................. 21 6. CONCLUSÃO....................................................................................................... 23 7. REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA.................................................................... 24 CAPÍTULO 2: Prevalência e resistência antimicrobiana de Escherichia coli Shigato- xigênica em carne bovina in natura produzida em Mato Grosso, Brasil.......................... 1. INTRODUÇÃO..................................................................................................... 39 2. MATERIAL E MÉTODO.................................................................................... 40 2.1 AMOSTRAGEM E CÁLCULO DE PREVALÊNCIA.......................................... 41 2.2 ANÁLISES BACTERIOLÓGICAS....................................................................... 41 2.3 EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO DE DNA...................................................... 42 2.4 IDENTIFICAÇÃO STEC POR MULTIPLEX PCR.............................................. 42 2.5 ANTIBIOGRAMA................................................................................................. 43 3. RESULTADOS..................................................................................................... 44 3.1 ISOLAMENTO E DETECÇÃO DOS GENES DE VIRULÊNCIA....................... 45 3.2 RESISTÊNCIA ANTIMICROBIANA DE E. COLI STEC................................... 45 4. DISCUSSÃO.......................................................................................................... 47 5. CONCLUSÃO....................................................................................................... 47 6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................ 48 ANEXOS........................................................................................................................... 52 4 38 1 1. INTRODUÇÃO As exportações nacionais de carne bovina no Brasil cresceram 737% em 14 anos, passando de US$ 779 milhões (R$ 2,7 bilhões a preços de hoje), em 2000, para US$ 6,4 bilhões (R$ 22,2 bilhões), no ano passado. O Brasil é líder mundial em vendas externas do produto, com 21% do total, e a expectativa para os próximos 5 anos é que o Brasil lidere o posto de maior produtor e exportador de carne bovina (BRASIL 2015). Em relação ao estado, Mato Grosso é o maior produtor do país, responsável por mais de 5 milhões de cabeças em 2014 o que corresponde a 19,34% do total nacional. (ABIEC, 2015). Para manter a crescente produção é de vital importância garantir a segurança mi- crobiológica na cadeia produtiva da carne bovina resfriada, visto que quantidades variá- veis de contaminação microbiana podem ser encontradas na superfície das carcaças. A principal origem desta contaminação provém da pele e do trato gastrointestinal dos ani- mais, resultante de falhas operacionais ocorridas principalmente nas etapas iniciais do processo de abate, tais como a esfola e a evisceração, entre outros agentes de contami- nação. (BARROS et al., 2007) Dentre os principais micro-organismos que habitam o trato gastrointestinal, a família das enterobactérias que engloba muitos gêneros, como a Salmonella, Shigella, Yersinia, Enterobacter e Escherichia. Estes micro-organismos apresentam como carac- terísticas gerais o formato de bacilos Gram-negativos, anaeróbios facultativos, com mui- tas propriedades em comum, havendo poucas exceções (JAY, 2005). Na família das Enterobactérias existe a classificação do grupo indicador de qua- lidade higiênico-sanitária, denominado de coliformes, como as espécies Enterobacter, Klebsiella, Citrobacter, Escherichia coli entre outras. Destes, apenas a E. coli tem como habitat primário o trato intestinal de animais de sangue quente, sendo classificada como principal indicador de contaminação fecal em alimentos e possível ocorrência de ente- ropatógenos. (FRANCO et al. 2008) Além de indicador higiênico-sanitário, existem diversas linhagens de E. coli que são patogênicas ao ser humano e aos animais. Atualmente são conhecidos nove grupos de E. coli virulentas (patotípos) sendo denominadas de EPEC (E. coli enteropatogêni- 2 ca), ETEC (E. coli enterotoxigênica), EIEC (E. coli enteroinvasiva), EHEC (E. coli en- tero–hemorrágica), EaggEC (E. coli enteroagregativa), UPEC (E. coli uropatogênica), NMEC (E. coli da meningite neonatal), DAEC (E. coli que adere difusamente) e tam- bém E. coli patogênica para aves (APEC) (CROXEN et al. 2013). Destaque para a clas- sificação da E. coli entero–hemorrágica (EHEC), a qual está incluída como sub-grupo da E. coli Shigatoxigênica (STEC´s), diferenciando-se das outras cepas pela produção da enzima enterro-hemolisina, ocasionando a colite sanguinolenta (AUVRAY et al., 2007). A contaminação de carnes por bactérias do grupo da Escherichia coli Shigatoxi- gênica apresentam riscos graves ao consumidor, por possuir duas toxinas distintas que se ligam às células do cólon e também a células renais, podendo ocasionar diarreias sanguinolentas e em casos mais graves, pode apresentar a síndrome hemolítica urêmica e casos de púrpura trombocitopênica trombótica, e em animais essas enfermidades não são evidenciadas visto à rusticidade do bovino e à genética (KARMALI., 2010). As exigências de alguns mercados externos para ausência de EHEC tem forçado o mercado brasileiro a uma monitorização maior do processo de abate, visto que uma pequena quantidade de células viáveis destas bactérias é o suficiente para desencadear a infecção. Além disso a ausência de padrão sobre bactérias STEC no Brasil e em países com mesmo nível de exigência, classificados como lista geral, abre espaço para dúvidas sobre a contaminação real da carne (LANNA et al., 2013). Neste contexto, o presente estudo busca colaborar com o levantamento científico nacionala respeito de STEC em carne bovina in natura com aplicação de métodos con- vencionais e moleculares, tendo um caráter incisivo na busca por um produto seguro, nacionalmente e para exportação, além de identificar possíveis cepas resistentes a anti- biótico, e sugerir mudanças no âmbito de criação. Essa dissertação está organizada na forma de 2 capítulos, onde serão apresenta- dos dois artigos científicos preparados conforme a formatação e exigência das revistas escolhidas. Capítulo 1 – Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety. Capítulo 2 – Meat Science. 3 2. OBJETIVO GERAL Estimar a prevalência de E. coli STEC em carne bovina in natura produzida por matadouros frigoríficos localizados em Mato Grosso, destinada ao Brasil e à ex- portação. 2.1 OBJETIVOS ESPECÍFICOS Pesquisar a prevalência de E. coli produtora de toxina Shiga (STEC) e/ou E. coli O157:H7, em carnes produzidas em Mato Grosso; Gerar dados sobre resistência antimicrobiana das cepas STEC e EHEC isoladas de carne bovina; Realizar uma revisão de literatura sobre Escherichia coli Shigatoxigênica e aspec- tos relevantes à produção de carne bovina. 4 CAPÍTULO 1: Escherichia coli Shigatoxigênica: Patogenicidade, Super Shedding, métodos de diagnóstico, ocorrência e surtos alimentares. 5 Escherichia coli Shigatoxigênica: Patogenicidade, Super Shedding, mé-1 todos de diagnóstico, ocorrência e surtos alimentares. 2 Vinicius Silva Castro1,4, Ricardo César Tavares Carvalho2, Carlos Adam Conte-Junior,3,4,5 Edu-3 ardo Eustáquio Souza FiguIredo1,2* 4 1- Animal Science Program, Faculdade de Agronomia e Zootecnia, Universidade Federal de 5 Mato Grosso,78060-900, Mato Grosso, Brazil. 6 2 - Department of Food and Nutrition, Faculdade de Nutrição, Universidade Federal de Mato 7 Grosso,78060-900, Mato Grosso, Brazil. 8 3- Department of Food Technology, Faculdade de Veterinária, Universidade Federal Fluminen-9 se, 24230-340, Rio de Janeiro, Brazil. 10 4- Food Science Program, Instituto de Química, Universidade Federal do Rio de Janeiro, 21941-11 909, Rio de Janeiro, Brazil. 12 5- National Institute of Health Quality Control, Fundação Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, 21040-13 900, Rio de Janeiro, Brazil. 14 15 * Corresponding author: 16 Eduardo Eustáquio de Souza Figueiredo, D.V.M., M.Sc., Ph.D. 17 Av. Fernando Corrêa da Costa, nº 2367 - Bairro Boa Esperança. Cuiabá - MT – Brazil. 18 CEP - 78060-900 19 Fone: +55 (65) 3615-8000 / FAX: +55 (65) 3628-1219 20 21 E-mail address: figueiredoeduardo@hotmail.com (Figueiredo E. E. S.). 22 23 mailto:figueiredoeduardo@hotmail.com 6 RESUMO – Historicamente, a E. coli está entre os organismos mais estudados e serve 24 de base para a compreensão de muitos conceitos bioquímicos e genéticos fundamentais. 25 Além disso, possui 9 grupos de patogenia, sendo o grupo STEC o principal representan-26 te alimentar, a característica típica é a presença de duas toxinas distintas e variantes: 27 stx1 (stx1a, stx1c e stx1d), e stx2 (stx2a, stx2b, stx2c, stx2d, stx2e, stx2f e stx2g). O 28 principal desafio é a padronização de um método que contemple todos os patotipos, 29 com boa sensibilidade e que permita um enriquecimento das células STEC e diminuição 30 da microbiota de fundo. Além disso, acreditasse que o fator primordial na transmissão 31 entre os bovinos são animais que possuem capacidade de depositarem fezes altamente 32 concentradas de STEC (acima de 104 UFC/g) e que recebem a designação de Super 33 Shedding. Portanto, o objetivo dessa revisão é abordar os fatores de patogenicidade, a 34 importância de animais super shedding na transmissão do patógeno, discutir os princi-35 pais métodos utilizados e a ocorrência em carne bovina. 36 37 1. Introdução 38 A família Enterobacteriaceae englobam muitos gêneros, como a Escherichia co-39 li, Salmonella, Shiguella, Yersinia, e Enterobacter, estes micro-organismos apresentam 40 como características gerais o formato de bacilos Gram negativos, anaeróbios facultati-41 vos, com muitas propriedades em comum, havendo poucas exceções. Bioquimicamente 42 as Enterobacteriaceae mostram as seguintes características: fermentam a glicose, são 43 citocromo oxidase negativa e reduzem nitrato em nitrito, são encontrados na natureza e 44 a maioria faz parte da flora normal do intestino de seres humanos e de animais (Kone-45 man 2006). 46 Historicamente, a E. coli está entre os organismos mais estudados e serve de ba-47 se para a compreensão de muitos conceitos bioquímicos e genéticos fundamentais (Alte-48 7 ri and Mobley 2012). Classificada como comensal e inofensiva por muito tempo, a E. 49 coli possui 9 grupos de patogenias provavelmente derivada da transmissão de plasmí-50 deos codificadores com genes de patogenicidade de outras espécies, ocasionando em 51 cepas com capacidade de desencadear sérias doenças (Clements and others 2012). 52 O termo Shigatoxigênica (STEC) foi determinado, devido as espécies de E. coli 53 possuírem a toxina Stx, semelhante a Shigella dysenteriae tipo 1, além disso, as espé-54 cies deste grupo podem apresentar a toxina Stx2 assim como variantes Stx1 e/ou Stx2 55 (Willford and others 2009; Skinner and others 2013). As espécies STEC são divididas 56 em dois subtipos: O157 ou não-O157, sendo os casos envolvendo cepas O157 relacio-57 nados mais frequentemente aos quadros mais graves da doença, como desenvolvimento 58 da síndrome hemolítica urêmica e púrpura trombocitopênica trombótica (Oporto and 59 others 2008). Apesar disso, os sorogrupos não-O157 tem sido o micro-organismo de 60 maior incidência nos surtos alimentares relatados nos Estados Unidos (Scallan and oth-61 ers 2011; Luna-Gierke and others 2014) e em outros países (Allen and others 2013; Iwu 62 and other 2016). 63 Em relação a contaminação dos alimentos, a principal etapa envolvida em pro-64 dutos de origem animal é durante a remoção do couro na etapa de evisceração. Vários 65 estudos sugerem que falhas nas operações iniciais são responsáveis pela contaminação 66 do produto final (Elder and others 2000; Arthur and others 2004; Barkocy-Gallagher 67 and others 2005; Brichta-Harhay and others 2008). Além disso, a contaminação pode 68 estar presente em produtos frescos, como brotos e folhas verdes devido a contaminação 69 por uso de fertilizantes a base de estrume ou água contaminada (Verhaegen and others 70 2016). 71 Uma característica importante deste grupo, com implicações em muitos surtos, é 72 a capacidade termotolerante que as cepas apresentam, algumas são capazes de sobrevi-73 8 verem a vários meses sob temperatura de congelamento (De Schrijver and others 2008; 74 Strawn and Danyluk 2010). Além disso, outro fator relevante é a capacidade de resis-75 tência a pH ácido (próximo a 2,5). Essa resistência auxilia as bactérias a sobreviverem 76 em alimentos com pH adverso, a vencerem a barreira da acidez estomacal e permite a 77 colonização do trato gastrointestinal (Doyle and others 2007). 78 A resistência a ambientes ácidos é um dos fatores estudados em animais super 79 shedding, na qual, o gado excreta elevado número de patógenos nas fezes (Arthur and 80 others 2010). Evidências indicam que a principal causa é devido a formação de uma 81 camada biofilme na porção final do reto destes animais, onde o desprendimento ocasio-82 nal resulta na eliminação de um grande número de células patogênicas (Munns and 83 others 2015). 84 Várias metodologias vêm sendo aprimoradas com o intuito de detectar animais 85 com tais características ainda no rebanho (Omisakin and others 2003). Além disso, a 86 falta de um método padrão ouro para detecção e o desenvolvimento de uma metodolo-87 gia que contemple todos os isolados patogênicos de STEC permanece um grande desa-88 fio (Smith and others2014). Neste contexto, o objetivo dessa revisão é abordar os fato-89 res de patogenicidade, a importância de animais super shedding na transmissão do pató-90 geno e discutir os princípios dos métodos utilizados atualmente na detecção da E. coli 91 Shigatoxigênica e sua prevalência em carnes. 92 93 2. Mecanismo de patogenicidade 94 A resistência a ambientes ácidos apresentada por bactérias STEC, exerce um 95 importante papel no favorecimento do processo de infecção do hospedeiro, uma vez que 96 a acidez gástrica não atua na eliminação total desta bactéria (Mathusa and others 2010). 97 A patogenicidade causada por cepas STEC são mediadas por genes que expressam as 98 9 Shiga toxinas (Stx) e outros genes presentes na ilha de patogenicidade do locus of ente-99 rocyte effacement (Bolton 2011). Outro desafio é a hibridação de subtipos patogênicos 100 de outros grupos de E. coli, que adquiriram o fago Stx2 através de transferência horizon-101 tal de gene, como exemplo o sorotipo O104:H4, envolvido em surto alimentar (Grau-102 Leal and others 2015). 103 Existem 41 genes localizados na ilha de patogenicidade do locus of enterocyte 104 effacement (LEE) divididos em cinco operons denominados LEE-1 ao LEE-5. As regi-105 ões 1, 2 e 3 codificam o T3SS que transloca bactérias efetoras no enterócito. LEE-4 106 contém o gene EspADB que codifica proteínas translocatoras, formando um canal atra-107 vés do qual o T3SS proporciona proteínas com efeito às células hospedeiras (Attaching 108 and effacing). Os genes de adesão estão localizados no LEE-5, incluindo a intimina 109 (eae), codificadora de uma membrana externa que auxilia na fixação da bactéria a célula 110 (Lara-Ochoa and others 2010). 111 A fixação da bactéria, através das proteínas produzidas pelo LEE, causa pro-112 fundas alterações histológicas em decorrência da destruição das microvilosidades do 113 epitélio intestinal, modificando a morfologia da zona apical dos enterócitos (Vidal and 114 others 2007). Após o contato inicial, a bactéria injeta na célula um conjunto de proteínas 115 com ação citotóxica e de ligação através do sistema secretor Tipo III (SSTT), que atuam 116 como uma ponte de ligação entre o micro-organismo e a célula. A infecção celular por 117 STEC finaliza-se com a ligação da Tir (Translocated intimin receptor) com a intimina, 118 proteína codificada pelo gene eae, que ocasiona uma intima e resistente ligação entre a 119 bactéria e a célula através de um pedestal de fixação formado pelo acumulo de actina, 120 esta resultante de alterações no citoesqueleto celular (Frankel and others 2001; Cornick 121 and others 2002; Lara-Ochoa and others 2010). Sorotipos LEE negativo, possuem uma 122 10 proteína aglutinante de ligação codificada pelo gene Saa, que possibilita a ligação do 123 sorotipo à célula (Paton and others 2001). 124 Após a ligação, às cepas STEC iniciam a produção da toxina shiga, podendo ex-125 pressar uma, ambas ou variantes, como stx1 (stx1a, stx1c e stx1d), e stx2 (stx2a, stx2b, 126 stx2c, stx2d, stx2e, stx2f e stx2g). Sendo a stx2 a principal toxina envolvida com os 127 casos mais graves da doença (Tzipori and others 2004; Fuller and others 2011; Schütz 128 and others 2012). A toxina shiga é formada por uma subunidade A que exerce ação tó-129 xica e inibe a síntese proteica das células, e outra cinco subunidades B, responsável pela 130 ligação da Toxina ao receptor de Globotriacilceramida (Gb3) da célula do hospedeiro 131 (Karmali and others 2010). A porção A da toxina é internalizada a célula é transportada 132 ao complexo de Golgi e reticulo endoplasmático, esta subunidade é N-glicosidase, que 133 irá atuar sobre a porção 28s do RNA mensageiro e também na subunidade ribossomal, 134 inibindo a síntese proteica e ocasionado casos de apoptose celular (Figura 1) (Karmali 135 and others 2010). 136 A lesão no endotélio compromete entre outras funções fisiológicas a função re-137 nal, com inchamento da célula e separação da membrana basal, fibrina e trombos, oca-138 sionando no estreitamento do lúmen capilar, consequentemente a redução do forneci-139 mento de sangue aos glomérulos com comprometimento da função renal (Gyles 2007). 140 Outro fator de patogenicidade é a produção de entero-hemolisinas (Ehx) consti-141 tuída por um gene localizado no plasmídeo pO157, responsáveis pela destruição de he-142 mácias, através de sua inserção no citoplasma das células e produção de poros (Mainil 143 and Daube 2005). A Ehx atua também como um importante mecanismo de sobrevivên-144 cia da bactéria, uma vez que a destruição de hemácias libera o componente ferro, impor-145 tante mineral para potencializar a multiplicação destas bactérias (Boczek and others 146 2006). 147 11 A dose infecciosa de STEC é considerada baixa e estimasse que menos de 100 148 células seriam capazes de desenvolver a patogenia, geralmente os sintomas aparecem 149 após um curto período de incubação, entre 3-4 dias, inicialmente o paciente desenvolve 150 diarreia aquosa acompanhada de dor abdominal cólicas podendo agravar em diarreia 151 sangrenta na maioria dos casos (Adams and Moss 2007). 152 O uso de antibióticos ou antimotilidade não é indicado devido ao aumento do 153 risco de síndrome hemolítica urêmica (SHU), além disso, o uso de substâncias promoto-154 ras de crescimento pode contribuir na disseminação do gene Stx2, e com o surgimento 155 de novos sorotipos patogênicos (Köhler and other 2000). O risco de desenvolver SHU 156 por STEC depende de vários fatores, incluindo demografia, imunidade, estilo de vida, 157 fatores patogênicos como o sorotipo, tipo da toxina, fatores de virulência, como o locus 158 LEE e a dose de exposição (Karmali 2017). As sequelas pós-SHU incluem complica-159 ções renais crônicas, diabetes mellitus, distúrbios neurológicos, estenose do cólon, hi-160 pertensão, anormalidades urinárias e pedras biliares (Karch and other 2005). 161 Apesar de causar inflamações intestinal e induzir petéquias focais no intestino, 162 bem como induzir resposta imune inata e adaptativa (Zaheer and others 2017). Os rumi-163 nantes são assintomáticos aos efeitos da toxina shiga e demais patogenicidades, por não 164 possuir a camada glicotriacilceramida-3 na superfície da célula (Bonardi and others 165 2015). Este fator dificulta a identificação dos animais hospedeiros, além disso, estima-166 se que a principal fonte de disseminação dos sorotipos são animais com capacidade Su-167 per Shedding, aqueles que apresentam alto número de patógenos eliminado pelas fezes 168 (Stephens and others 2009). 169 3. Animais SUPER-SHEDDING 170 Um dos fatores que contribuem para a alta prevalência e como fonte principal de 171 STEC em bovinos, são animais que possuem capacidade de depositarem fezes altamente 172 12 concentrada de E. coli STEC (níveis acima de 104 UFC/g) e que receberam a designa-173 ção de Super Shedding (Chase-Topping and others 2008). Estudos relatam que o derra-174 mamento de E. coli O157:H7 pelas fezes é esporádico e por curto tempo, geralmente 175 persistindo menos de 1 mês de duração (Besser and others 1997), variando de 10 a 107 176 UFC/g de fezes (Chase-Topping and others 2008; Stephens and others 2009). 177 Embora existam muitas dúvidas acerca de animais Super Shedding, acredita-se 178 que a principal causa é devido a formação de uma camada biofilme no epitélio intesti-179 nal, contendo alta densidade de E. coli STEC (Munns and others 2015). O biofilme é 180 uma comunidade de microrganismos que aderem a uma superfície através da produção 181 de uma matriz polímera (Sadekuzzaman and others 2015) e o desprendimento heterogê-182 neo da camada de biofilme em bovinos foi relatado pela primeira vez em infecções ex-183 perimentais (Cray and Moon 1995). As quantidades elevadas destas bactérias nas fezes 184 seriam ocasionadas durante aevacuação do animal (Munns and others 2015). Além dis-185 so, existem relatos científicos que a vesícula biliar também é sugerida como reservatório 186 de O157:H7 em bovinos (Stoffregen and others 2004). 187 Vários estudos longitudinais apontam heterogenia na presença de Super Shed-188 ding, resultados em rebanhos bovinos indicam prevalência desses animais, variando de 189 0,48% a 71% (Munns and others 2015). As variações nos resultados seriam provavel-190 mente devido a diferença entre animais, dieta, período e duração do estudo (Chase-191 Topping and others 2008). Além disso, foi detectado que o microbioma intestinal de 192 espécies Super-Shedding possui maior diversidade entre espécies do que animais não 193 Shedding, sendo possível detectar através de amostras de fezes (Xu and others 2014). 194 Entretanto, análise do microbioma de cada animal do rebanho é inviável economica-195 mente, sendo mais frequente utilizado swab na porção reto anal (RAJ) do animal, como 196 forma da investigação (Naylor and others 2003; Arthur and others 2013). 197 13 Além da detecção, outro desafio encontrado é que a alta eliminação de STEC 198 tem curto período de tempo e não é restrito a um grupo de animais, podendo ser hetero-199 gêneo em todo o rebanho (Brown and others 1997). Para isso, a divisão dos animais em 200 no shedding (não detectável), low Shedding (< 102), Shedding (102 – 104) e Super She-201 dding (> 104) está sendo utilizada para classificação (Grauke and others 2002; Williams 202 and others 2014). Outro aspecto importante é que a maioria dos estudos é restrita a 203 O157:H7, sendo poucas as pesquisas em sorotipos non-O157. No primeiro estudo avali-204 ando a presença de Super Shedding para o sorotipo O26 na Europa, Murphy and others 205 (2016) identificaram a presença de animais Super Shedding no rebanho, indicando que 206 o fenômeno não é restrito a cepas O157. 207 A relação entre animais super-shedding e a contaminação da carcaça ainda não 208 está totalmente elucidada (Smith 2014). Na pesquisa conduzida por Matthews and 209 others. (2006) foi sugerido que 80% das transmissões ocorrem devido a 20% de animais 210 super-shedding. Outro estudo sugere que 9% destes animais podem ser responsáveis por 211 96% das contaminações STEC encontradas nos abatedouros (Omisakin and others 212 2003). No experimento realizado por Arthur and others (2009) foi identificado que ani-213 mais com alta eliminação de STEC nas fezes tem influência na disseminação do pató-214 geno a outros animais dentro do curral. Um ponto importante é que a presença de ani-215 mais super shedding está diretamente relacionada a dieta, sendo que animais com ali-216 mentação a base de grãos apresentam níveis significativamente maiores de E. coli pato-217 gênica nas fezes do que animais alimentados a base de forragem, devido a presença de 218 taninos e ácido fenólico (Berard and others 2009; Cueva and others 2010). Outro fator é 219 que a sobrevivência de E. coli O157 foi maior nas fezes de bovinos alimentados com 220 grãos (Lowe and others 2010). Entretanto, no estudo realizado por Stanford and others 221 14 (2012) foram avaliados a resistência a antimicrobianos de cepas O157:H7 isoladas de 222 super shedding e animais low shedding, na qual não houve diferença entre os isolados. 223 Estratégias para diminuição da prevalência de STEC como a identificação de 224 animais super-shedding ainda no rebanho poderia auxiliar na diminuição das contami-225 nações, vários estudos estão sendo realizados com a finalidade de desenvolver uma me-226 todologia eficaz na identificação destes animais (Loneragan and Brashears 2005; Le-227 Jeune and Wetzel 2007; Sargeant and others 2007). Contudo, outras pesquisas sugerem 228 que a remoção de animais Super Shedding do rebanho tem pouca influência na dinâmi-229 ca da contaminação, devido a capacidade de outros bovinos apresentarem tal caracterís-230 ticas futuramente, ou não serem identificados devido ao rápido período de eliminação 231 destas bactérias pelas fezes (Munns and others 2015). Em estudo realizado por Williams 232 and others (2014) a presença no número de bovinos que apresentaram Super Shedding 233 foi de 46,2% durante 6 meses de monitoramento. Evidenciando que Super shedding não 234 é um evento restrito a alguns animais, e sim transitório. Aliado a isso, outros estudos 235 avaliam medidas preventivas como o uso de probióticos, mescla de dieta (grãos e forra-236 gens) e o uso de vacina na prevenção da adesão de E. coli no epitélio intestinal dos ani-237 mais para a diminuição do número destes animais no rebanho (Matthews and others 238 2006). Outro estudo relata que o mel pode ser um potente aliado no combate a formação 239 de biofilme por células EHEC, devido a presença de uma molécula peptídica chamada 240 defendin 1, com ação antimicrobiana inibindo a viabilidade da agregação das células 241 EHEC (Lee and others 2011). Porém, a diversidade das raças é um desafio nas etapas de 242 mitigação, no estudo realizado por Jeon and others (2013), foi identificado menor nú-243 mero de células O157 em bovinos da raça Brahman quando comparados com o outro 244 cruzamento de Angus-Brahman. Evidenciando a necessidade de mais estudos analisan-245 15 do diversas raças com a comparação dos locus específicos genéticos e a capacidade de 246 adesão das bactérias. 247 248 4. Métodos bacteriológicos para pesquisa de E. coli STEC. 249 A espécie E. coli fermenta sorbitol em 24 horas, e produz a enzima β– glicuro-250 nidase, estas características metabólicas são importantes para a diferenciação do grupo 251 STEC, que diferente da maioria das outras linhagens de E. coli, pouco ou não cresce a 252 45,5ºC, espécies O157 não fermentam sorbitol (durante as primeiras 24 horas) e não 253 produzem enzima β–glicuronidase (Manafi and Kremsmaier 2001). Entretanto, em es-254 tudo conduzido por Sallam and others (2013), foram identificadas cepas O157:H7 com 255 capacidade de fermentar sorbitol, assim como um surto ocorrido em 1999 com cepa 256 O157:H7 sorbitol positivas (Ammon and others 1999). Esse fator demonstra a limitação 257 na detecção baseada apenas no metabolismo bacteriano. 258 Estudos indicam que produtos cárneos podem conter uma pequena quantidade 259 como 0,3 a 15 UFC/g, sendo que entre dez e cem células seriam suficientes para o de-260 sencadeamento da infecção (Adams and Moss 2007) o que corrobora com a baixa pre-261 sença de células bacterianas frente a outros microrganismos (Lejeune et al. 2001; Gill 262 and others 2014). 263 Diversos métodos oficiais e não oficiais foram padronizados para detecção de 264 STEC (tabela 2), porém atualmente não existe nenhum padrão ouro para cultivo e iso-265 lamento de STEC (Conrad and others 2016). Entre as principais metodologias emprega-266 das, o Departamento de Agricultura dos Estados Unidos (USDA) estabelece dois méto-267 dos distintos, um para detecção de O157:H7 (USDA 2014), e outro para o “big six” 268 (O26, 045, O103, O111, O121, O145) non-O157 (USDA 2012). 269 16 Na União Europeia a metodologia utilizada é preconizada pela European Food 270 Safety Autority (EFSA) e seguida pela ISO 13136 (2012) para detecção dos sorotipos 271 O26, 045, O103, O111, O121, O145 e O157 em alimentos. Esta metodologia emprega 272 diferentes técnicas para isolamento, como o uso de q-PCR para os genes Stx, eae, antí-273 geno O, além da técnica de imunoseparação e plaqueamento em agar cromogênico. 274 Outro país que apresenta histórico de surto relacionado a STEC, o Japão, tem 275 como metodologia a investigação de marcadores gênicos específicos para os principais 276 sorotipos (O26, 045, O103, O111, O121, O145 e O157) através do uso de ferramentas 277 moleculares (Hara-Kudo and others 2016). 278 4.1 Meios de Enriquecimento 279 O uso conjunto de diferentes técnicas é necessáriodevido aos vários fatores que 280 influenciam o limiar da detecção de STEC, tanto em materiais clínicos, alimentos ou em 281 fezes de animais (Gill and others 2014). Diversos meios de enriquecimento foram testa-282 dos sobre a eficácia na recuperação de células injuriadas e também na redução da micro-283 flora acompanhante (tabela 1). Os meios de base mais frequentemente utilizados são o 284 caldo tripticase de soja (TSB), água peptonada tamponada (BPW), Caldo E. coli (EC) e 285 Caldo Brila (BC), podendo ser suplementados com novobiocina, cefixima, telurito de 286 potássio, vancomicina, acriflavina e cefsulodina para suprimir o crescimento de micro-287 biota acompanhante (Vimont and others 2006; Hussein and Bollinger 2008). Entretanto, 288 garantir um meio de enriquecimento efetivo a todos os sorotipos de STEC permanece 289 um grande desafio para favorecer a posterior etapa de isolamento deste grupo (Durso 290 2013). 291 Em estudo conduzido por Stromberg et al. (2015) o caldo Escherichia coli (EC) 292 obteve melhor desempenho no pré enriquecimento do que o caldo tripticase de soja 293 (TSB). Outros estudos sugerem que agentes inibidores como novobiocina, vancomicina, 294 17 cefulodina e cefixima, além da inibição da microflora acompanhante pode ocasionar a 295 inibição de células alvo, e consequentemente, risco de resultado falso-negativo (Vimont 296 and others 2007; Kanki and others 2011; Stromberg and others 2015). Em contraste, 297 Gill and others (2012) examinou seis agentes seletivos (cefixima, cefsulodina, mitomi-298 cina C, novobiocina, telurito e vancomicina) isoladamente e em combinações e os resul-299 tados indicaram que o caldo tripticase de soja modificado (mTSB) suplementado com 300 vancomicina (10 µg/mL) e cefsulodina (3 µg/mL) possibilitou o crescimento de todas as 301 estirpes testadas. Outro agente frequentemente utilizado são os sais biliares, junto a con-302 centração do meio, na qual apresenta boa capacidade de inibição da flora de fundo 303 (Baylis 2008; Stromberg and others 2015). Além do meio de cultura, a temperatura de 304 incubação pode ser utilizada como inibidor da microflora acompanhante, resultados 305 sugerem que incubando amostras a 42°C existe uma maior inibição do que a temperatu-306 ra de 37°C (Drysdale and others 2004). 307 A fim de aumentar a eficiência na detecção, grande parte dos métodos tem utili-308 zado o princípio de separação imunomagnética (IMS) como forma de concentração de 309 células, baseado nas características da parede celular (LeJeune and others 2006). Entre-310 tanto, a técnica IMS apresenta menor eficiência em meios de enriquecimento com ele-311 vada microbiota de fundo, podendo ocasionar em resultados falso-negativos (Verhaegen 312 and others 2016). Uma alternativa viável para diminuição da microbiota acompanhante, 313 seria o tratamento ácido no pellet bacteriano proveniente do caldo de enriquecimento, 314 seguido de posterior plaqueamento no meio seletivo, explorando a capacidade da E. coli 315 em suportar baixas faixas de pH (Verhaegen and others 2016). 316 317 318 319 18 4.2 Meios de Isolamento 320 Para o isolamento das cepas presentes no caldo de pré enriquecimento, os meios 321 mais tradicionais empregados são o ágar eosina azul de metileno (Levine) e MacConkey 322 com sorbitol suplementado com telurito e cefixima (TC-SMAC). Outros meios foram 323 desenvolvidos com a inclusão de substratos cromogênicos como o agar Rainbow O157, 324 Biosynth culture media O157, Fluorocult E. coli O157:H7, HICrome EC O157, 325 O157:H7 ID agar e o CHROMagar O157 (Manafi and Kremsmaier 2001; Park and oth-326 ers 2011; Tzschoppe and others 2012; Ngwa and others 2013). E para isolamento de 327 STEC O26 o uso do agar Rhamnose-MacConkey (RMAC), devido à incapacidade desta 328 cepa em fermentar Rhamnose (Hiramatsu and others 2002). 329 Em estudo conduzido por Verhaegen and others (2016) foram avaliados a recu-330 peração de cepas STEC em agar CHROMagar™ e ChromID™, meios seletivos empre-331 gados em diversas metodologias e o resultado variou conforme a matriz alimentar, sen-332 do o CHROMagar™ mais efetivo em amostras de produtos de origem animal e o 333 ChromID™ melhor na detecção de produtos de origem vegetal. Outro estudo avaliando 334 a sensibilidade de detecção dos seis principais sorotipos non-O157 em agar TC-335 SMAC™ e CHROMagar™ indicaram uma maior eficácia em amostras de carne bovina 336 (aproximadamente 5 UFC/g) do que em relação a brotos de rabanete (25 UFC/g), além 337 disso, não houve diferença significativa entre os meios utilizados (Hara-Kudo and 338 others 2016). 339 4.3 Sorotipagem dos isolados 340 Para a determinação do sorotipo das cepas isoladas, a metodologia mais empre-341 gada na identificação é a sorotipagem convencional, baseada em reações de aglutinação 342 entre antígeno-anticorpo (DebRoy and others 2011). E geralmente realizada em labora-343 tórios de referência de E. coli (Centers for Disease Control and Prevention 2006). Além 344 19 disso, outros métodos estão sendo utilizados como os kits de aglutinação em látex, mais 345 rápidos e fáceis do que a sorotipagem convencional (Dwivedi and Jaykus 2011). E téc-346 nicas mais recentes como a citometria de fluxo (comparação entre os fragmentos genéti-347 cos) e imunoabsorção enzimática (ELISA) foram desenvolvidos para a detecção dos 348 seis principais STEC não-O157. O ensaio de citometria de fluxo é rápido, específico e 349 eficiente (Hegde and others 2012a). E os ensaios de imunoabsorção enzimática, com 350 especificidade aproximada de 98,2%, são mais viáveis economicamente, porém mais 351 laboriosos (Hegde and others 2012b). 352 353 4.4 Métodos moleculares para identificação de STEC 354 Os métodos baseados na reação em cadeia da polimerase podem ser utilizados 355 para porções específicas do DNA ou RNA, estas sequências são amplificadas com inici-356 adores e auxilio da enzima DNA polimerase (Park and others 2014). Este método ba-357 seia-se na detecção de genes promotores e possuem boa sensibilidade mesmo em baixos 358 níveis de células presentes, seja em fezes, alimentos, água e amostras ambientais (Yeni 359 and others 2014). É possível utilizar a PCR convencional de modo simples (uma região) 360 ou múltiplas regiões (dois ou mais gene-alvo) com o intuito de amplificar cópias sufici-361 entes para serem detectáveis visivelmente por eletroforese em gel (Maciorowski and 362 others 2005). 363 Para a identificação de STEC, são utilizados vários genes associados à virulên-364 cia, bem como genes sorotipo específicos (tabela 2), tais como, rfbE que codifica o po-365 lissacarídeo O157 (antígeno O), flicC codifica H7, antígeno flagelar especifico (Fach 366 and others 2003), eaeA codifica intimina, hlyA codifica hemolisina, uid (gusA) codifica 367 β-glucuronidase (Monday and others 2007). 368 20 Os genes stx1 e stx2 codificam Shiga toxina 1 e 2 respectivamente, tem sido uti-369 lizada para genotipagem e detecção de O157:H7 em ambos os formatos de PCR simples 370 e multiplex/PCR (Fagan and others 1999; Chassagne and others 2009). 371 Outras reações de PCR foram desenvolvidas com base nos sorotipos mais fre-372 quentes em surtos alimentares, classificados pela USDA-FSIS (2011) como patógenos 373 contaminantes (O26, O45, O103, O111, O121 e O145). As detecções dos seis sorotipos 374 basearam-se nas regiões promotoras wzy e wzx, responsáveis pelo antígeno O das célu-375 las (DebRoy and others 2011; Fratamico and Bagi 2012; Paddock and others 2012). 376 Além disso, protocolos com o objetivo de detecção de diferentes variantes das 377 toxinas shiga, Stx1 (Stx1a, Stx1c e Stx1d) e Stx2 (Stx2a, Stx2b, Stx2c, Stx2d, Stx2e, 378 Stx2f e Stx2g) e também de subtipos de promotores da intimina (a1, a2, b1, nR / b2B, d 379 / b2O, j, C1, c2, h, e1, mR / e2, f, g1, g2, i1,lR / i2, k, lB, mB, nB e p) estão sendo utili-380 zados para elucidação das diferentes cepas circulantes (Paton and Paton 1998; DebRoy 381 and others 2004; Feng and others 2005; Valadez and others 2011). Além da PCR con-382 vencional, a técnica quantitativa em tempo real (q-PCR), é utilizada como ferramenta de 383 detecção em metodologias oficiais (EFSA 2012; ISO 13136) devido a precisão, sensibi-384 lidade e pelo menor tempo requerido de análise (Smith and Osborn 2009; Girones and 385 others 2010; Lin and others 2011; Guy and others 2014). Atualmente, esta técnica re-386 presenta parte fundamental do processo de rastreamento de agentes patogénicos nas 387 indústrias de alimentos. 388 Além disso, outras metodologias foram desenvolvidas com o intuito de reduzir a 389 possibilidade de contaminação ou erro durante a PCR, como o sistema BAX® (Wasilen-390 ko and others 2014) aprovado pela USDA-FSIS, que consiste em apenas uma etapa de 391 inoculação. (Bailey 1998; Shearer and others 2001; Frausto and others 2013). 392 21 Muitos desafios relacionados à detecção deste importante micro-organismo ain-393 da permanecem, principalmente devido as bactérias do grupo STEC apresentarem hete-394 rogenia fenotípica e genotípica, além do grupo possuir mais de 200 sorotipos, o que 395 dificulta a padronização de um método que contemple todas as estirpes patogênicas 396 (Fremaux and others 2007; Smith and others 2014). 397 398 5. Ocorrência e surtos alimentares de STEC 399 Desde o advento da dieta moderna com a promoção de consumo de vegetais, fo-400 lhas verdes, brotos e sementes, um incremento no número de STEC foi associada ao 401 consumo deste produto (Hou and others 2013). Além disso, os produtos alimentícios 402 podem ser expostos a contaminação por STEC através de diversos formas, como conta-403 to o com agua contaminada, ar, contato com solo, fertilizantes, com o ambiente de pro-404 cessamento etapas do abate, portanto, desde a produção da matéria prima até o consumo 405 final (Wang and Salazar 2016). O grupo STEC é considerado um sério problema de 406 saúde pública em muitos países desenvolvidos. O sorotipo O157:H7 é a principal cepa 407 envolvida nos casos de colite hemorrágica (CH) e Síndrome Hemolítica Urêmica em 408 crianças (Echeverry and others 2006). 409 No entanto, estudos de prevalência mostram crescente número de infecções liga-410 das a non-O157, dados da União Europeia indicam que os sorotipos mais frequentes em 411 infecções reportadas durante os anos de 2007-2011 foram devido a O157 (49 – 76%), 412 O26 (7 – 11%), O103 (3 – 4%), O91 (2 - 3%), O145 (2 – 3%), O111 (1 – 2%), e O128 413 (1%) (EFSA 2013). Nos Estados Unidos a incidência de infecção por sorotipo non-414 O157 cresceu de 0,12 por 100.000 habitantes em 2000 para 0.95 por 100.000 habitantes 415 em 2010. Enquanto infecções por O157 caíram de 2.17 para 0.95 em 100.000 habitantes 416 22 no mesmo período (Gould and others 2013). Outro país que apresentou casos de surtos 417 relacionados a STEC, o Japão, reportou 2289 casos em 2014, sendo os sorotipos mais 418 frequentes a O157 (59.2%), O26 (21.9%), O145 (4.1%), O103 (4.1%), O111 (3.4%) e 419 O121 (2.9%) (National Institute of Infections Diseases 2015). 420 Em estudo avaliando a prevalência de STEC em diferentes rebanhos realizado 421 por Oporto et al. (2008) foram analisados 345 criadores, sendo 17 de suínos, 122 de 422 ovelhas leiteiras, 124 de bovinos de corte e 82 de bovinos leiteiros, a taxa de prevalên-423 cia de STEC foram maiores para o rebanho de ovelhas leiteiras (50,8%), seguida por 424 bovinos de corte (46,0%), vacas leiteiras (20,7%) e 0,0% para os rebanhos de suínos. 425 Para presença de STEC O157 e non-O157 em bovinos de corte, Hussein and Bollinger 426 (2005a) avaliaram relatórios de contaminação STEC em rebanhos bovinos durante as 427 últimas 3 décadas e as taxas de prevalência de STEC O157 variaram de 0,2% a 27,8%, e 428 STEC não-O157 de 2,1% a 70,1%. Já em produtos cárneos, a prevalência de STEC non-429 O157 variou entre 2,4 a 30,0% para carne moída, 17,0 a 49,2% para embutidos, e 8,6 a 430 49,6% em cortes cárneos vendidos em varejo (Hussein and Bollinger 2005b). No Brasil, 431 a prevalência de STEC encontrada em produtos cárneos vendidos no varejo foi de 3,5% 432 e todas as cepas possuíam a toxina Stx2 e a presença do gene ehxA responsável pela 433 codificação da enterohemolisina (Bergamini and others 2007). 434 Entre os surtos ocasionados por STEC, o maior relatado até o momento ocorreu 435 no Japão em 1996, envolvendo mais de 7.500 casos (Terajima and others2014). O pri-436 meiro relato de surto envolvendo a E. coli STEC ocorreu nos Estados Unidos em 1982, 437 em hambúrguer de carne bovina contaminada por cepa O157:H7 comercializada em 438 uma rede fast-food (Riley and others 1983). Em 1993 um novo surto com maiores pro-439 porções que o anterior foi registrado, desta vez atingindo setecentas pessoas de quatro 440 23 estados norte-americanos, 51 enfermos apresentaram SHU, e quatro mortes foram regis-441 tradas (Feng 1995). 442 Surtos com cepas não-O157 são mais comuns na Europa, Austrália e América 443 Latina (Guth and others 2002). Em mais de 30 países em 6 diferentes continentes há 444 relatos de isolados de cepas STEC. Na China em 1999 um surto com grande impacto na 445 saúde pública foi causado por uma cepa O157:H7 estirpe XuZhou21 responsável por 446 causar Síndrome Hemolítica Urêmica em 195 pessoas com taxa de mortalidade de 90%, 447 a maioria (85,6%) tinham idades acima de 50 anos e a causa provável devido as condi-448 ções precárias e a proximidade com animais portadores (Xiong and others 2012). Em 449 2011 na Alemanha o sorotipo O104:H4, hibrido de E. coli enteroagregativa (EAEC) 450 com presença do gene Stx2, através de transferência horizontal foi responsável por 3816 451 casos relatados de infecção, com 845 (22%) apresentando a Síndrome Hemolítica Urê-452 mica e 36 (4,2%) casos de morte. As infecções foram relacionadas ao consumo de feno 453 grego cru contaminado (Frank and others 2011). Cepas hibridas são comuns na E. coli 454 STEC visto que grande parte como O157:H7 e O26:H11 são híbridos que evoluíram de 455 cepas patogênicas de E. coli entero-patogênica (EPEC) (Wick and others 2005; Eich-456 horn and others 2015). 457 6. Conclusão 458 O grupo da E. coli STEC compreende uma grande diversidade de espécies, en-459 tender o papel dos genes de virulência, os mecanismos de ação e os reservatórios ani-460 mais é de suma importância para o desenvolvimento de estratégias de prevenção eficaz. 461 A principal forma ainda de evitar a contaminação é impedir o contato dessas cepas com 462 os alimentos, durante toda a cadeia de processamento. Melhora nas metodologias de 463 detecção que englobam O157 e nonO157 e a padronização de uma metodologia oficial, 464 principalmente na etapa de enriquecimento é um grande desafio, aliado a isso, mais es-465 24 tudos serão essenciais para a compreensão do papel dos animais super shedding, além 466 de estratégias para diminuir a incidência desses animais no rebanho. 467 468 7. AGRADECIMENTOS 469 Os autores agradecem a Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Mato Grosso 470 (FAPEMAT) e a Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CA-471 PES) pelo apoio financeiro. 472 473 8. CONTRIBUIÇÃO DOS AUTORES 474 Castro VS e Figueiredo EES pesquisaram estudos anteriores, interpretaram os artigos, 475 compilaram os dados e redigiram o manuscrito. Carvalho RCT contribui na construção 476 da figura e na redação dos mecanismos de patogenicidade. Figueiredo EES e Conte-477 Junior CA editaram e corrigiram o manuscrito. 478 479 9. REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA 480 Adams M, Moss M. 2007. Food Microbiology. 3 ed. Royal Society of Chemistry. 481 Allen KJ, Laing CR, Cancarevic A, Zhang Y,Mesak LR, Xu H, Paccagnella A, Gannon VPJ, 482 Hoang L. 2013. Characteristics of Clinical Shiga Toxin-Producing Escherichia coli Isolated 483 from British Columbia. BioMed Res. Int. 2013:e878956. 484 Alteri CJ, Mobley HLT. 2012. Escherichia coli physiology and metabolism dictates adaptation 485 to diverse host microenvironments. Curr. Opin. Microbiol. 15:3–9. 486 Ammon A, Petersen LR, Karch H. 1999. A large outbreak of hemolytic uremic syndrome 487 caused by an unusual sorbitol-fermenting strain of Escherichia coli O157:H-. J. Infect. Dis. 488 179:1274–1277. 489 Arthur TM, Ahmed R, Chase-Topping M, Kalchayanand N, Schmidt JW, Bono JL. 2013. Char-490 acterization of Escherichia coli O157:H7 strains isolated from supershedding cattle. Appl. Envi-491 ron. Microbiol. 79:4294–4303. 492 Arthur TM, Bosilevac JM, Nou X, Shackelford SD, Wheeler TL, Kent MP, Jaroni D, Pauling B, 493 Allen DM, Koohmaraie M. 2004. Escherichia coli O157 prevalence and enumeration of aerobic 494 25 bacteria, Enterobacteriaceae, and Escherichia coli O157 at various steps in commercial beef 495 processing plants. J. Food Prot. 67:658–665. 496 Arthur TM, Brichta-Harhay DM, Bosilevac JM, Kalchayanand N, Shackelford SD, Wheeler TL, 497 Koohmaraie M. 2010. Super shedding of Escherichia coli O157:H7 by cattle and the impact on 498 beef carcass contamination. Meat Sci. 86:32–37. 499 Arthur TM, Keen JE, Bosilevac JM, Brichta-Harhay DM, Kalchayanand N, Shackelford SD, 500 Wheeler TL, Nou X, Koohmaraie M. 2009. Longitudinal Study of Escherichia coli O157:H7 in 501 a Beef Cattle Feedlot and Role of High-Level Shedders in Hide Contamination. Appl. Environ. 502 Microbiol. 75:6515–6523. 503 Bailey JS. 1998. Detection of Salmonella Cells within 24 to 26 Hours in Poultry Samples with 504 the Polymerase Chain Reaction BAX System. J. Food Prot. 61:792–795. 505 Barkocy-Gallagher GA, Edwards KK, Nou X, Bosilevac JM, Arthur TM, Shackelford SD, 506 Koohmaraie M. 2005. Methods for recovering Escherichia coli O157:H7 from cattle fecal, hide, 507 and carcass samples: sensitivity and improvements. J. Food Prot. 68:2264–2268. 508 Baylis CL. 2008. Growth of pure cultures of Verocytotoxin-producing Escherichia coli in a 509 range of enrichment media. J. Appl. Microbiol. 105:1259–1265. 510 Berard NC, Holley RA, McAllister TA, Ominski KH, Wittenberg KM, Bouchard KS, Bouchard 511 JJ, Krause DO. 2009. Potential To Reduce Escherichia coli Shedding in Cattle Feces by Using 512 Sainfoin (Onobrychis viciifolia) Forage, Tested In Vitro and In Vivo. Appl. Environ. Microbiol. 513 75:1074–1079. 514 Bergamini AMM, Simões M, Irino K, Gomes TAT, Guth BEC. 2007. Prevalence and character-515 istics of Shiga toxin-producing Escherichia coli (STEC) strains in ground beef in São Paulo, 516 Brazil. Braz. J. Microbiol. 38:553–556. 517 Besser TE, Hancock DD, Pritchett LC, McRae EM, Rice DH, Tarr PI. 1997. Duration of detec-518 tion of fecal excretion of Escherichia coli O157:H7 in cattle. J. Infect. Dis. 175:726–729. 519 Boczek LA, Johnson CH, Rice EW, Kinkle BK. 2006. The widespread occurrence of the enter-520 ohemolysin gene ehlyA among environmental strains of Escherichia coli. FEMS Microbiol. 521 Lett. 254:281–284. 522 Bolton DJ. 2011. Verocytotoxigenic (Shiga toxin-producing) Escherichia coli: virulence factors 523 and pathogenicity in the farm to fork paradigm. Foodborne Pathog. Dis. 8:357–365. 524 Bonardi S, Alpigiani I, Tozzoli R, Vismarra A, Zecca V, Greppi C, Bacci C, Bruini I, Brindani 525 F. 2015. Shiga toxin-producing Escherichia coli O157, O26 and O111 in cattle faeces and hides 526 in Italy. Vet. Rec. Open 2:e000061. 527 Bosilevac JM, Koohmaraie M. 2011. Prevalence and Characterization of Non-O157 Shiga Tox-528 in-Producing Escherichia coli Isolates from Commercial Ground Beef in the United States. 529 Appl. Environ. Microbiol. 77:2103–2112. 530 Brichta-Harhay DM, Guerini MN, Arthur TM, Bosilevac JM, Kalchayanand N, Shackelford 531 SD, Wheeler TL, Koohmaraie M. 2008. Salmonella and Escherichia coli O157:H7 Contamina-532 tion on Hides and Carcasses of Cull Cattle Presented for Slaughter in the United States: an 533 Evaluation of Prevalence and Bacterial Loads by Immunomagnetic Separation and Direct Plat-534 ing Methods. Appl. Environ. Microbiol. 74:6289–6297. 535 26 Brown CA, Harmon BG, Zhao T, Doyle MP. 1997. Experimental Escherichia coli O157:H7 536 carriage in calves. Appl. Environ. Microbiol. 63:27–32. 537 Centers for Disease Control and Prevention (CDC). 2006. Importance of culture confirmation of 538 shiga toxin-producing Escherichia coli infection as illustrated by outbreaks of gastroenteritis--539 New York and North Carolina, 2005. MMWR Morb. Mortal. Wkly. Rep. 55:1042–1045. 540 Chase-Topping M, Gally D, Low C, Matthews L, Woolhouse M. 2008. Super-shedding and the 541 link between human infection and livestock carriage of Escherichia coli O157. Nat. Rev. Micro-542 biol. 6:904–912. 543 Chassagne L, Pradel N, Robin F, Livrelli V, Bonnet R, Delmas J. 2009. Detection of stx1, stx2, 544 and eae genes of enterohemorrhagic Escherichia coli using SYBR Green in a real-time poly-545 merase chain reaction. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 64:98–101. 546 Clements A, Young JC, Constantinou N, Frankel G. 2012. Infection strategies of enteric patho-547 genic Escherichia coli. Gut Microbes 3:71–87. 548 Conrad CC, Stanford K, McAllister TA, Thomas J, Reuter T. 2016. Competition during enrich-549 ment of pathogenic <em>Escherichia coli</em> may result in culture bias. FACETS 1:114–550 126. 551 Cooley MB, Jay-Russell M, Atwill ER, Carychao D, Nguyen K, Quiñones B, Patel R, Walker S, 552 Swimley M, Pierre-Jerome E, et al. 2013. Development of a Robust Method for Isolation of 553 Shiga Toxin-Positive Escherichia coli (STEC) from Fecal, Plant, Soil and Water Samples from 554 a Leafy Greens Production Region in California. PLoS ONE 8. 555 Cornick NA, Booher SL, Moon HW. 2002. Intimin Facilitates Colonization by Escherichia coli 556 O157:H7 in Adult Ruminants. Infect. Immun. 70:2704–2707. 557 Cray WC, Moon HW. 1995. Experimental infection of calves and adult cattle with Escherichia 558 coli O157:H7. Appl. Environ. Microbiol. 61:1586–1590. 559 Cueva C, Moreno-Arribas MV, Martín-Alvarez PJ, Bills G, Vicente MF, Basilio A, Rivas CL, 560 Requena T, Rodríguez JM, Bartolomé B. 2010. Antimicrobial activity of phenolic acids against 561 commensal, probiotic and pathogenic bacteria. Res. Microbiol. 161:372–382. 562 De Schrijver K, Buvens G, Possé B, Van den Branden D, Oosterlynck O, De Zutter L, Eilers K, 563 Piérard D, Dierick K, Van Damme-Lombaerts R, et al. 2008. Outbreak of verocytotoxin-564 producing E. coli O145 and O26 infections associated with the consumption of ice cream pro-565 duced at a farm, Belgium, 2007. Euro Surveill. Bull. Eur. Sur Mal. Transm. Eur. Commun. Dis. 566 Bull. 13. 567 DebRoy C, Roberts E, Kundrat J, Davis MA, Briggs CE, Fratamico PM. 2004. Detection of 568 Escherichia coli serogroups O26 and O113 by PCR amplification of the wzx and wzy genes. 569 Appl. Environ. Microbiol. 70:1830–1832. 570 DebRoy C, Roberts E, Valadez AM, Dudley EG, Cutter CN. 2011. Detection of Shiga toxin-571 producing Escherichia coli O26, O45, O103, O111, O113, O121, O145, and O157 serogroups 572 by multiplex polymerase chain reaction of the wzx gene of the O-antigen gene cluster. Food-573 borne Pathog. Dis. 8:651–652. 574 Doyle Michael P, Beuchat Larry R, Brary I. 2007. Food microbiology: fundamentals and fron-575 tiers. Third edition. Washington, D.C: ASM Press. 576 27 Drysdale M, MacRae M, Strachan NJC, Reid TMS, Ogden ID. 2004. The detection of non-577 O157 E. coli in food by immunomagnetic separation. J. Appl. Microbiol. 97:220–224. 578 Durso LM. 2013. Primary isolation of shiga toxigenic from environmental sources. J. Environ. 579 Qual. 42:1295–1307. 580 Dwivedi HP, Jaykus L-A. 2011. Detection of pathogens in foods: the currentstate-of-the-art and 581 future directions. Crit. Rev. Microbiol. 37:40–63. 582 Echeverry A, Loneragan GH, Brashears MM. 2006. Survival of Escherichia coli O157:H7 in 583 bovine feces over time under various temperature conditions. J. Food Prot. 69:2851–2855. 584 Eichhorn I, Heidemanns K, Semmler T, Kinnemann B, Mellmann A, Harmsen D, Anjum MF, 585 Schmidt H, Fruth A, Valentin-Weigand P, et al. 2015. Highly Virulent Non-O157 Enterohemor-586 rhagic Escherichia coli (EHEC) Serotypes Reflect Similar Phylogenetic Lineages, Providing 587 New Insights into the Evolution of EHEC. Appl. Environ. Microbiol. 81:7041–7047. 588 Elder RO, Keen JE, Siragusa GR, Barkocy-Gallagher GA, Koohmaraie M, Laegreid WW. 2000. 589 Correlation of enterohemorrhagic Escherichia coli O157 prevalence in feces, hides, and carcass-590 es of beef cattle during processing. Proc. Natl. Acad. Sci. 97:2999–3003. 591 Fach P, Perelle S, Grout J, Dilasser F. 2003. Comparison of different PCR tests for detecting 592 Shiga toxin-producing Escherichia coli O157 and development of an ELISA-PCR assay for 593 specific identification of the bacteria. J. Microbiol. Methods 55:383–392. 594 Fagan PK, Hornitzky MA, Bettelheim KA, Djordjevic SP. 1999. Detection of Shiga-Like Toxin 595 (stx1 and stx2), Intimin (eaeA), and Enterohemorrhagic Escherichia coli (EHEC) Hemolysin 596 (EHEC hlyA) Genes in Animal Feces by Multiplex PCR. Appl. Environ. Microbiol. 65:868–597 872. 598 Feng L, Senchenkova SN, Tao J, Shashkov AS, Liu B, Shevelev SD, Reeves PR, Xu J, Knirel 599 YA, Wang L. 2005. Structural and Genetic Characterization of Enterohemorrhagic Escherichia 600 coli O145 O Antigen and Development of an O145 Serogroup-Specific PCR Assay. J. Bacteri-601 ol. 187:758–764. 602 Feng P. 1995. Escherichia coli serotype O157: H7: novel vehicles of infection and emergence of 603 phenotypic variants. Emerg. Infect. Dis. 1:47. 604 Frank C, Werber D, Cramer JP, Askar M, Faber M, an der Heiden M, Bernard H, Fruth A, 605 Prager R, Spode A, et al. 2011. Epidemic profile of Shiga-toxin-producing Escherichia coli 606 O104:H4 outbreak in Germany. N. Engl. J. Med. 365:1771–1780. 607 Frankel G, Phillips AD, Trabulsi LR, Knutton S, Dougan G, Matthews S. 2001. Intimin and the 608 host cell--is it bound to end in Tir(s)? Trends Microbiol. 9:214–218. 609 Fratamico PM, Bagi LK. 2012. Detection of Shiga toxin-producing Escherichia coli in ground 610 beef using the GeneDisc real-time PCR system. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2. 611 Frausto HSEG, Alves J, Oliveira TCRMD. 2013. Evaluation of the BAX® system for the detec-612 tion of Salmonella spp. in naturally contaminated chicken meat. Food Sci. Technol. Camp. 613 33:475–478. 614 28 Fremaux B, Delignette-Muller ML, Prigent-Combaret C, Gleizal A, Vernozy-Rozand C. 2007. 615 Growth and survival of non-O157:H7 Shiga-toxin-producing Escherichia coli in cow manure. J. 616 Appl. Microbiol. 102:89–99. 617 Fuller CA, Pellino CA, Flagler MJ, Strasser JE, Weiss AA. 2011. Shiga toxin subtypes display 618 dramatic differences in potency. Infect. Immun. 79:1329–1337. 619 Gill A, Huszczynski G, Gauthier M, Blais B. 2014. Evaluation of eight agar media for the isola-620 tion of shiga toxin-Producing Escherichia coli. J. Microbiol. Methods 96:6–11. 621 Gill A, Martinez-Perez A, McIlwham S, Blais B. 2012. Development of a method for the detec-622 tion of verotoxin-producing Escherichia coli in food. J. Food Prot. 75:827–837. 623 Girones R, Ferrús MA, Alonso JL, Rodriguez-Manzano J, Calgua B, Corrêa A de A, Hundesa 624 A, Carratala A, Bofill-Mas S. 2010. Molecular detection of pathogens in water--the pros and 625 cons of molecular techniques. Water Res. 44:4325–4339. 626 Gould LH, Mody RK, Ong KL, Clogher P, Cronquist AB, Garman KN, Lathrop S, Medus C, 627 Spina NL, Webb TH, et al. 2013. Increased recognition of non-O157 Shiga toxin-producing 628 Escherichia coli infections in the United States during 2000-2010: epidemiologic features and 629 comparison with E. coli O157 infections. Foodborne Pathog. Dis. 10:453–460. 630 Grauke LJ, Kudva IT, Yoon JW, Hunt CW, Williams CJ, Hovde CJ. 2002. Gastrointestinal 631 Tract Location of Escherichia coli O157:H7 in Ruminants. Appl. Environ. Microbiol. 68:2269–632 2277. 633 Grau-Leal F, Quirós P, Martínez-Castillo A, Muniesa M. 2015. Free Shiga toxin 1-encoding 634 bacteriophages are less prevalent than Shiga toxin 2 phages in extraintestinal environments. 635 Environ. Microbiol. 17:4790–4801. 636 Guth BEC, Lopes de Souza R, Vaz TMI, Irino K. 2002. First Shiga Toxin-Producing Escherich-637 ia coli Isolate from a Patient with Hemolytic Uremic Syndrome, Brazil. Emerg. Infect. Dis. 638 8:535–536. 639 Guy RA, Tremblay D, Beausoleil L, Harel J, Champagne M-J. 2014. Quantification of E. coli 640 O157 and STEC in feces of farm animals using direct multiplex real time PCR (qPCR) and a 641 modified most probable number assay comprised of immunomagnetic bead separation and 642 qPCR detection. J. Microbiol. Methods 99:44–53. 643 Gyles CL. 2007. Shiga toxin-producing Escherichia coli: an overview. J. Anim. Sci. 85:E45-62. 644 Hara-Kudo Y, Konishi N, Ohtsuka K, Iwabuchi K, Kikuchi R, Isobe J, Yamazaki T, Suzuki F, 645 Nagai Y, Yamada H, et al. 2016. An interlaboratory study on efficient detection of Shiga toxin-646 producing Escherichia coli O26, O103, O111, O121, O145, and O157 in food using real-time 647 PCR assay and chromogenic agar. Int. J. Food Microbiol. 230:81–88. 648 Hegde NV, Cote R, Jayarao BM, Muldoon M, Lindpaintner K, Kapur V, Debroy C. 2012a. 649 Detection of the top six non-O157 Shiga toxin-producing Escherichia coli O groups by ELISA. 650 Foodborne Pathog. Dis. 9:1044–1048. 651 Hegde NV, Jayarao BM, DebRoy C. 2012b. Rapid Detection of the Top Six Non-O157 Shiga 652 Toxin-Producing Escherichia coli O Groups in Ground Beef by Flow Cytometry. J. Clin. Mi-653 crobiol. 50:2137–2139. 654 29 Hiramatsu R, Matsumoto M, Miwa Y, Suzuki Y, Saito M, Miyazaki Y. 2002. Characterization 655 of Shiga toxin-producing Escherichia coli O26 strains and establishment of selective isolation 656 media for these strains. J. Clin. Microbiol. 40:922–925. 657 Hou Z, Fink RC, Sugawara M, Diez-Gonzalez F, Sadowsky MJ. 2013. Transcriptional and 658 functional responses of Escherichia coli O157:H7 growing in the lettuce rhizoplane. Food Mi-659 crobiol. 35:136–142. 660 Hussein Hussein S., Bollinger LM. 2005a. Prevalence of Shiga toxin-producing Escherichia coli 661 in beef cattle. J. Food Prot. 68:2224–2241. 662 Hussein H. S., Bollinger LM. 2005b. Prevalence of Shiga toxin-producing Escherichia coli in 663 beef. Meat Sci. 71:676–689. 664 Hussein HS, Bollinger LM. 2008. Influence of selective media on successful detection of Shiga 665 toxin-producing Escherichia coli in food, fecal, and environmental samples. Foodborne Pathog. 666 Dis. 5:227–244. 667 Islam MA, Mondol AS, Azmi IJ, de Boer E, Beumer RR, Zwietering MH, Heuvelink AE, Ta-668 lukder KA. 2010. Occurrence and Characterization of Shiga Toxin–Producing Escherichia coli 669 in Raw Meat, Raw Milk, and Street Vended Juices in Bangladesh. Foodborne Pathog. Dis. 670 7:1381–1385. 671 ISO, Microbiology of food and animal feed—Real-time polymerase chain reaction (PCR) -672 based method for the detection of food-borne pathogens—Horizontal method for the detection 673 of Shiga toxin-producing Escherichia coli (STEC) and the determination of O157, O111, O26, 674 O103 and O145 serogroups. 2012. 675 676 Iwu CJ, Iweriebor BC, Obi LC, Okoh AI. 2016. Occurrence of non-O157 Shiga toxin-producing 677 Escherichia coli in two commercial swine farms in the Eastern Cape Province, South Africa. 678 Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 44:48–53. 679 Jeon SJ, Elzo M, DiLorenzo N, Lamb GC, Jeong KC. 2013. Evaluation of Animal Genetic and 680 Physiological Factors That Affect the Prevalence of Escherichia coli O157 in Cattle. Ibekwe 681 AM, editor. PLoSONE 8:e55728. 682 Kanki M, Seto K, Harada T, Yonogi S, Kumeda Y. 2011. Comparison of four enrichment broths 683 for the detection of non-O157 Shiga-toxin-producing Escherichia coli O91, O103, O111, O119, 684 O121, O145 and O165 from pure culture and food samples. Lett. Appl. Microbiol. 53:167–173. 685 Karch H, Tarr PI, Bielaszewska M. 2005. Enterohaemorrhagic Escherichia coli in human medi-686 cine. Int. J. Med. Microbiol. IJMM 295:405–418. 687 Karmali MA. 2017. Emerging Public Health Challenges of Shiga Toxin–Producing Escherichia 688 coli Related to Changes in the Pathogen, the Population, and the Environment. Griffin PM, edi-689 tor. Clin. Infect. Dis. 64:371–376. 690 Karmali MA, Gannon V, Sargeant JM. 2010. Verocytotoxin-producing Escherichia coli 691 (VTEC). Vet. Microbiol. 140:360–370. 692 Kobayashi H, Shimada J, Nakazawa M, Morozumi T, Pohjanvirta T, Pelkonen S, Yamamoto K. 693 2001. Prevalence and Characteristics of Shiga Toxin-Producing Escherichia coli from Healthy 694 Cattle in Japan. Appl. Environ. Microbiol. 67:484–489. 695 30 Köhler B, Karch H, Schmidt H. 2000. Antibacterials that are used as growth promoters in ani-696 mal husbandry can affect the release of Shiga-toxin-2-converting bacteriophages and Shiga 697 toxin 2 from Escherichia coli strains. Microbiol. Read. Engl. 146 ( Pt 5):1085–1090. 698 Koneman EW. 2006. Koneman’s Color Atlas and Textbook of Diagnostic Microbiology. Lip-699 pincott Williams & Wilkins. 700 Lara-Ochoa C, Oropeza R, Huerta-Saquero A. 2010. Regulation of the LEE-pathogenicity is-701 land in attaching and effacing bacteria. Curr. Res. Technol. Educ. Top. Appl. Microbiol. Mi-702 crob. Biotechnol. 1:635–645. 703 Lee J-H, Park J-H, Kim J-A, Neupane GP, Cho MH, Lee C-S, Lee J. 2011. Low concentrations 704 of honey reduce biofilm formation, quorum sensing, and virulence in Escherichia coli O157:H7. 705 Biofouling 27:1095–1104. 706 Lejeune JT, Besser TE, Rice DH, Hancock DD. 2001. Methods for the isolation of water-borne 707 Escherichia coli O157. Lett. Appl. Microbiol. 32:316–320. 708 LeJeune JT, Hancock DD, Besser TE. 2006. Sensitivity of Escherichia coli O157 Detection in 709 Bovine Feces Assessed by Broth Enrichment followed by Immunomagnetic Separation and 710 Direct Plating Methodologies. J. Clin. Microbiol. 44:872–875. 711 LeJeune JT, Wetzel AN. 2007. Preharvest control of Escherichia coli O157 in cattle. J. Anim. 712 Sci. 85:E73-80. 713 Lin A, Sultan O, Lau HK, Wong E, Hartman G, Lauzon CR. 2011. O serogroup specific real 714 time PCR assays for the detection and identification of nine clinically relevant non-O157 715 STECs. Food Microbiol. 28:478–483. 716 Loneragan GH, Brashears MM. 2005. Pre-harvest interventions to reduce carriage of E. coli 717 O157 by harvest-ready feedlot cattle. Meat Sci. 71:72–78. 718 Lowe RMS, Munns K, Selinger LB, Kremenik L, Baines D, McAllister TA, Sharma R. 2010. 719 Factors influencing the persistence of Escherichia coli O157:H7 lineages in feces from cattle fed 720 grain versus grass hay diets. Can. J. Microbiol. 56:667–675. 721 Luna-Gierke RE, Griffin PM, Gould LH, Herman K, Bopp CA, Strockbine N, Mody RK. 2014. 722 Outbreaks of non-O157 Shiga toxin-producing Escherichia coli infection: USA. Epidemiol. 723 Infect. 142:2270–2280. 724 Maciorowski KG, Pillai SD, Jones FT, Ricke SC. 2005. Polymerase chain reaction detection of 725 foodborne Salmonella spp. in animal feeds. Crit. Rev. Microbiol. 31:45–53. 726 Mainil JG, Daube G. 2005. Verotoxigenic Escherichia coli from animals, humans and foods: 727 who’s who? J. Appl. Microbiol. 98:1332–1344. 728 Manafi M, Kremsmaier B. 2001. Comparative evaluation of different chromogenic/fluorogenic 729 media for detecting Escherichia coli O157:H7 in food. Int. J. Food Microbiol. 71:257–262. 730 Mathusa EC, Chen Y, Enache E, Hontz L. 2010. Non-O157 Shiga toxin-producing Escherichia 731 coli in foods. J. Food Prot. 73:1721–1736. 732 31 Matthews L, Low JC, Gally DL, Pearce MC, Mellor DJ, Heesterbeek J a. P, Chase-Topping M, 733 Naylor SW, Shaw DJ, Reid SWJ, et al. 2006. Heterogeneous shedding of Escherichia coli O157 734 in cattle and its implications for control. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103:547–552. 735 McCallum C, McGregor A, Vanniasinkam T. 2013. Prevalence of Shiga toxin-producing Esche-736 richia coli (STEC) in Tasmania, Australia. Pathology (Phila.) 45:681–688. 737 Monday SR, Beisaw A, Feng PCH. 2007. Identification of Shiga toxigenic Escherichia coli 738 seropathotypes A and B by multiplex PCR. Mol. Cell. Probes 21:308–311. 739 Munns KD, Selinger LB, Stanford K, Guan L, Callaway TR, McAllister TA. 2015. Perspectives 740 on super-shedding of Escherichia coli O157:H7 by cattle. Foodborne Pathog. Dis. 12:89–103. 741 Murphy BP, McCabe E, Murphy M, Buckley JF, Crowley D, Fanning S, Duffy G. 2016. Longi-742 tudinal Study of Two Irish Dairy Herds: Low Numbers of Shiga Toxin-Producing Escherichia 743 coli O157 and O26 Super-Shedders Identified. Front. Microbiol. 7. [accessed 2017 Mar 20]. 744 http://journal.frontiersin.org/article/10.3389/fmicb.2016.01850/full 745 National Institute of Infectious Diseases, 2015. Enterohemorrhagic Escherichia coli infection as 746 of April 2015. Infectious Agents Surveillance Report 36, 73-74 747 Naylor SW, Low JC, Besser TE, Mahajan A, Gunn GJ, Pearce MC, McKendrick IJ, Smith 748 DGE, Gally DL. 2003. Lymphoid Follicle-Dense Mucosa at the Terminal Rectum Is the Princi-749 pal Site of Colonization of Enterohemorrhagic Escherichia coli O157:H7 in the Bovine Host. 750 Infect. Immun. 71:1505–1512. 751 Ngwa GA, Schop R, Weir S, León-Velarde CG, Odumeru JA. 2013. Detection and enumeration 752 of E. coli O157:H7 in water samples by culture and molecular methods. J. Microbiol. Methods 753 92:164–172. 754 Omisakin F, MacRae M, Ogden ID, Strachan NJC. 2003. Concentration and prevalence of 755 Escherichia coli O157 in cattle feces at slaughter. Appl. Environ. Microbiol. 69:2444–2447. 756 Oporto B, Esteban JI, Aduriz G, Juste RA, Hurtado A. 2008. Escherichia coli O157:H7 and 757 Non-O157 Shiga Toxin-producing E. coli in Healthy Cattle, Sheep and Swine Herds in North-758 ern Spain. Zoonoses Public Health 55:73–81. 759 Paddock Z, Shi X, Bai J, Nagaraja TG. 2012. Applicability of a multiplex PCR to detect O26, 760 O45, O103, O111, O121, O145, and O157 serogroups of Escherichia coli in cattle feces. Vet. 761 Microbiol. 156:381–388. 762 Park SH, Aydin M, Khatiwara A, Dolan MC, Gilmore DF, Bouldin JL, Ahn S, Ricke SC. 2014. 763 Current and emerging technologies for rapid detection and characterization of Salmonella in 764 poultry and poultry products. Food Microbiol. 38:250–262. 765 Park S-H, Ryu S, Kang D-H. 2011. Improved Selective and Differential Medium for Isolation 766 of Escherichia coli O157:H7. J. Clin. Microbiol. 49:405–408. 767 Paton AW, Paton JC. 1998. Detection and characterization of Shiga toxigenic Escherichia coli 768 by using multiplex PCR assays for stx1, stx2, eaeA, enterohemorrhagic E. coli hlyA, rfbO111, 769 and rfbO157. J. Clin. Microbiol. 36:598–602. 770 Paton AW, Srimanote P, Woodrow MC, Paton JC. 2001. Characterization of Saa, a novel auto-771 agglutinating adhesin produced by locus of enterocyte effacement-negative Shiga-toxigenic 772 Escherichia coli strains that are virulent for humans. Infect. Immun. 69:6999–7009. 773 32 Riley LW, Remis RS, Helgerson SD, McGee HB, Wells JG, Davis BR, Hebert RJ, Olcott ES, 774 Johnson LM, Hargrett NT, et al. 1983. Hemorrhagic colitis associated with a rare Escherichia 775 coli serotype. N. Engl. J. Med. 308:681–685. 776 Sadekuzzaman M, Yang S, Mizan M f. r., Ha S d. 2015. Current and Recent Advanced Strate-777 gies for Combating Biofilms. Compr. Rev. Food Sci. Food Saf. 14:491–509. 778 Sallam KI, Mohammed MA, Ahdy AM, Tamura T. 2013. Prevalence, genetic characterization 779 and virulence genes of sorbitol-fermenting Escherichia coli O157:H- and E. coli
Materiais relacionados
13 pág.
7 pág.
Perguntas relacionadas
