controle d qualidade relatorio d aulas

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FARMÁCIA 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULA PRÁTICA 
 
CONTROLE DE QUALIDADE DE PRODUTOS FARMACÊUTICOS 
 
 
 
 
 
 
INTRODUÇÃO 
O controle de qualidade é imprescindível para assegurar a 
confiabilidade dos medicamentos disponibilizados à população brasileira. Na 
indústria farmacêutica, o controle de qualidade realizado é de fundamental 
importância para garantir a qualidade do produto final, e , consequentemente, 
do medicamento comercializado ao paciente. Para garantir que os 
medicamentos disponíveis no mercado farmacêutico sejam seguros e 
eficazes, é necessário que estes sigam todas as normas técnicas para a 
produção e o controle de qualidade. Alem dos ensaio s para aprovação, 
2 
 
todos os medicamentos devem passar também por estudos de estabilidade 
( OLIVEIRA , 2009) 
Em relação à algumas propriedades, os comprimidos devem apresentar 
estabilidades físicas e química desintegrando-se no tempo previsto, ser pouco 
friáveis, apresentar integridade e superfície lisa e brilhante, sendo destrutivos 
de alguns defeitos como falhas fissuras e contaminação. Os comprimidos 
podem ainda sofrer variações entre si, em relação à espessura, diâmetro 
tamanho, peso , forma, dureza , características de desintegração, dependendo 
do método de fabricação e da finalidade da sua utilização. Durante a 
produção de comprimidos, estes fatores devem ser controlados a fim de 
assegurar a aparência do produto e a sua eficácia terapêutica 
(PEIXOTO,2005) 
A Farmacopéia Brasileira relata que o ensaio realizado para 
estabelecer o peso médio , consiste em pesar individualmente , 20 
comprimidos, em balança analítica, e dividir o peso total pela quantidade 
de unidades pesadas, obtendo o peso médio. O teste de dureza se aplica, 
principalmente, a comprimidos não revestidos, permitindo determinar a 
resistência do comprimido ao esmagamento ou a ruptura sob pressão 
radial, através de um a parelho denominado durômetro. A friabilidade é 
realizada no Friabilômetro, aparelho que consiste em um cilindro rotativo, 
que gira em torno de seu eixo a uma velocidade de 25 rotações por 
minuto. O teste d e termina a resistência dos comprimidos à abrasão , 
quando submetidos à ação mecânica e se aplica, unicamente , a 
comprimidos não revestidos (MESSA , 2014). 
No que diz respeito à qualidade microbiológica, devem ser identificadas 
as forma de contaminação direta e indireta, tais como matérias-primas, água, 
equipamento, materiais de embalagem, ambientes e operadores. O 
armazenamento e distribuição/transporte e o uso final pelo paciente devem 
igualmente ser considerados ( Denyer & Baird, 2007)(Pinto, et al., 2015). 
Os métodos de identificação microbiana geralmente utilizada para 
produtos farmacêuticos são os descritos em compêndios oficiais, como 
farmacopeia brasileira (Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA), 
2010) e farmacopéia americana (United States Pharmacopeia, 2016). Estes são 
métodos tradicionais que envolvem duas etapas: 1) enriquecimento da cultura 
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microbiana em meios não seletivos; e 2) identificação usando meios de cultura 
para o crescimento seletivo e/ou testes bioquímicos. Normalmente, esses 
métodos são trabalhosos, uma vez que envolvem vários meios de cultura 
seletiva , e pode levar até semanas (Denyer & Baird, 2007) 
É muito importante avaliar a qualidade dos medicamentos fabricados 
por laboratórios farmacêuticos no Brasil, uma vez que estes produtos 
encontram -se disponível à população em farmácias e drogarias. É 
importante avaliar a qualidade de comprimidos através dos testes de 
peso médio, dureza e friabilidadade. 
 
 
 
AULA 1 – Ensaios de identificação de matérias- primas. 
 
OBJETIVO 
Utilizamos métodos baseados em reações químicas para identificação de 
excipiente e substância ativa em matérias-primas. 
 
1. IDENTIFICAÇÃO DE LACTOSE EM MATÉRIA-PRIMA 
 
PROCEDIMENTO 
Juntamos 5 mL de hidróxido de sódio SR (6,5%) a 5 mL de solução saturada 
quente de lactose e aquecemos ligeiramente, obtendo um líquido amarelo e 
depois marrom-avermelhado. Adicionamos 3 gotas de sulfato cúprico SR 
(12,5%), produzindo um precipitado vermelho. 
 
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Imagem 1 – Identificação de Lactose 
 
 
 
Fonte: Acervo pessoal. 
 
RESULTADO 
Quando adicionamos hidróxido de sódio a solução de lactose saturada 
quente, essa mistura fez com que os açucares da lactose fossem liberados, que 
sofreram redução com o calor, e teve a quebra do açúcar. Adicionamos sulfato 
cúprico, que corou de vermelho indicando a presença de lactose, pelo fato da 
lactose reduzir o cobre. 
 
2. IDENTIFICAÇÃO DE ÁCIDO ACETILSALICÍLICO (AAS) EM MATÉRIA-
PRIMA 
 
 MÉTODO A 
 
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PROCEDIMENTO 
Fervemos 0,1 g de AAS com 5 mL de água destilada por 5 minutos em um 
béquer tampado com vidro de relógio, resfriamos e adicionamos 2 gotas de 
cloreto férrico a 9%, uma cor violeta foi produzida devido à formação de ácido 
salicílico. 
 
Imagem 2 – Identificação de ácido acetilsalicílico (AAS) - Parte A 
 
Fonte:Acervo pessoal 
 
RESULTADO 
O teste do cloreto férrico baseia-se no fato de que o ácido salicílico tem 
uma hidroxila fenólica e o AAS não tem tal hidroxila fenólica.. O cloreto férrico 
reage com a hidroxila fenólica do ácido salicílico formando um complexo de cor 
roxa. Como sabemos, o AAS deriva da reação do ácido salicílico com o anidrido 
acético. Se houver formação de cor roxa quando se adiciona cloreto férrico a 
aspirina sintetizada, isso quer dizer que ainda sobraram moléculas de ácido 
salicílico sem reagir. Se não houver mudança de amarelo para roxo, indica que 
não existem mais hidroxilas fenólicas. Portanto, não existe presença de ácido 
salicílico, e a reação foi um sucesso. 
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 MÉTODO B 
 
PROCEDIMENTO 
Fervemos 0,5 g de AAS com 10 mL de NaOH a 6,5% por 5 minutos, adicionamos 
10 mL de ácido sulfúrico diluído (a 10%), um odor de ácido acético é perceptível 
e um precipitado é produzido (ácido salicílico). Filtramos o precipitado, 
adicionamos ao filtrado 3 mL de etanol e 3 mL de ácido sulfúrico concentrado 
(com cuidado, em capela) e aquecemos (chapa de aquecimento na capela), um 
odor de acetato de etila é perceptível. 
 
Imagem 3 - Identificação de ácido acetilsalicílico (AAS) - Parte B 
 
Fonte: Acervo pessoal 
 
RESULTADO 
Quando adicionamos o anidrido acético com o ácido salicílico formou um 
liquido branco homogêneo apesar de ser difícil a dissolução. Quando 
adicionamos o ácido sulfúrico verificamos um aumento de temperatura e 
conforme intensifica a temperatura um odor forte semelhante a vinagre sobe. 
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Após o aquecimento fizemos a filtração do precipitado e formou um líquido 
transparente.Os cristais formados são muitos e de pequenas dimensões. 
 
 
AULA 2- Identificação de cloretos em produto acabado. 
 
OBJETIVO: 
Utilizamos o ensaio limite para cloretos na identificação de cloridrato de 
metformina em comprimidos. 
 
PROCEDIMENTO 
Pesamos 20 comprimidos de metformina, trituramos eles em um gral de 
porcelana até obter um pó fino.O peso dos comprimidos foi de 12,13g , com uma 
média de 0,607g por comprimidos. Preparamos dois tubos de ensaio A e B , e 
colocamos 3 gotas de ácido nítrico S.R. (12%) para acidificar os 2 tubos, 
adicionamos mais 3 gotas de nitrato de prata S.R. (4%) em ambos os tubos 
(houve um precipitado branco cremoso). 
 
Imagem 3 - Identificação de cloridrato de metformina 
 
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Fonte: Acervo pessoal 
 
RESULTADO 
 No tubo A ,adicionamos solução de amônia S.R. (10%) o precipitado se 
solubilizou (indicando a presença de cloretos na amostra). No tubo B, 
adicionamossolução de ácido nítrico S.R. (70%) o precipitado não se solubilizou 
(indicando a presença de cloretos na amostra). 
 
 
Aula 3 - Determinação de teor de cloridrato de metformina em comprimidos 
através de método espectrofotométrico no UV. 
 
OBJETIVO 
Utilizamos o método de espectrofotometria no UV para o doseamento de 
cloridrato de metformina em comprimidos. 
 
PROCEDIMENTO 
 
Pesamos 20 comprimidos de cloridrato de metformina e foi realizado o 
respectivo peso médio (PM), utilizando o teor declarado fornecido pelo 
fabricante, pulverizamos os 20 comprimidos utilizando gral de porcelana e pistilo 
até a obtenção de pó bem fino. Transferimos a quantidade de pó equivalente a 
0,100 g de cloridrato de metformina para balão volumétrico de 250 mL e foi 
diluído com 150 mL de água, agitamos mecanicamente por 15 minutos e 
completamos o volume do balão com o mesmo solvente. Filtramos e após filtrar 
diluímos sucessivamente até a concentração final de 0,001% (p/V), sempre 
utilizando a água como solvente. Preparamos a solução padrão na mesma 
concentração anterior, utilizando o mesmo solvente. Medimos as absorbâncias 
das soluções resultantes em 232 nm, utilizando água para ajuste do zero. 
Calculamos o teor de C4H11N5·HCl na amostra de comprimidos a partir das 
leituras obtidas. 
Calculo para equivalência 
607mg ----------------500mg 
 X--‐------------------100mg 
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X=121,4mg do comprimido triturado para obter 100mg de metformina. 
 
Imagem 4 – Doseamento de comprimidos de metformina 
 
 
 
Fonte: Acervo pessoal 
 
RESULTADO 
Os comprimidos analisados devem conter, no mínimo, 95,0%, e, no 
máximo, 105,0% da quantidade declarada de cloridrato 
de metformina (C4H11N5·HCl). 
 
 
 
 
Aula 4 - Ensaios físicos em formas farmacêuticas e matérias-primas. 
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OBJETIVO 
 
Utilizamos os ensaios físicos para caracterização de comprimidos e 
matéria - primas. 
 
PROCEDIMENTO 
1. DETERMINAÇÃO DE PESO MÉDIO DE COMPRIMIDOS 
 AMOSTRA: comprimidos de AAS 
 
Pesamos, individualmente, 20 comprimidos e determinamos o peso médio. 
TOLERÂNCIA: no máximo duas unidades fora dos limites especificados, e 
nenhuma acima ou abaixo do dobro das porcentagens indicadas. 
 
2. DETERMINAÇÃO DA ALTURA E DIÂMETRO DE COMPRIMIDOS 
 AMOSTRA: comprimidos de AAS 
 
Determinamos com um paquímetro, a altura e o diâmetro de 20 comprimidos, 
depois anotamos os valores individuais e calculamos a média aritmética. 
 
3. DETERMINAÇÃO DA RESISTÊNCIA MECÂNICA DE COMPRIMIDOS 
AMOSTRA: comprimidos de AAS 
FRIABILIDADE 
Determinamos o peso total dos comprimidos – Pi, ajustamos o aparelho para a 
velocidade e tempo adequados para um total de 100 rotações. Colocamos os 
comprimidos no aparelho (devidamente limpo) e ligamos, após o tempo do teste, 
retiramos os comprimidos do aparelho e pesamos novamente, desprezando os 
fragmentos menores e o pó gerado (Pf). 
Calcular a porcentagem de perda de peso pela expressão: 
F = (Pi – Pf) x 100/Pi 
Em que: 
F = friabilidade (%) 
Pi = peso inicial 
Pf = peso final 
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F= 12,89 – 12,86 x 100/ 12,89 
F = 0,03 x 100/ 12,89 
F = 3/12,89 
F= 0,23% 
 
DUREZA 
Determine a dureza de 10 comprimidos, anotamos os valores individuais e 
calculamos a média aritmética. 
 
1. DETERMINAÇÃO DA FAIXA DE FUSÃO 
AMOSTRA: AAS matéria-prima 
 
Preparamos a amostra e equipamento conforme as especificações, 
determinamos a faixa de fusão, anotamos os valores obtidos. 
 
O ponto de fusão do AAS foi de 135•C , sendo a especificação de 143•C do ponto 
de fusão pela FB 6.ed., 2019 
 
Imagem 5- Ensaios físicos em AAS 
 
 
Fonte: Acervo pessoal 
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RESULTADO 
Está conforme, a perda máxima de não mais que 1,5% é considerada 
aceitável para a maioria dos produtos. A friabilidade dos comprimidos é 
influenciada pelo teor de umidade do granulado e do comprimido final. 
Os comprimidos são colocados no friabilômetro para determinar a durabilidade 
do comprimido Esse aparelho determina a friabilidade do comprimido, ou a 
tendência à erosão Mecânica, após permitir que ele role e sofra queda dentro de 
um tambor. Os comprimidos são pesados antes e após um número especificado 
de rotações (20rpm), e qualquer perda de peso indica a habilidade do 
comprimido para resistir ao atrito durante o manuseio, acondicionamento e 
transporte. 
Em geral os comprimidos devem ser suficientemente duros para resistir à 
ruptura durante o manuseio e frágeis o bastante para se desintegrar após a 
digestão. O monitoramento da dureza do comprimido é especialmente 
importante para garantir a biodisponibilidade da droga. 
O ponto de fusão do AAS foi de 135•C , sendo a especificação de 143•C 
do ponto de fusão pela FB 6.ed., 2019 
Os comprimidos são colocados no aparelho chamado de durômetro. O 
comprimido deve estar bem centralizado e firme. Aplique força (8-16Kgf), 
olhando sempre para o comprimido. Quando o comprimido se partir, faça a 
leitura. O comprimido deve se partir até 17Kgf, do contrário será reprovado. 
 
 
 
AULA 5 - Preparo de materiais para o controle de qualidade 
microbiológico. 
 
OBJETIVO: 
Aprender como manusear e preparar todos os materiais utilizados no 
controle microbiológico. 
Para o cultivo e identificação de microrganismos, usam-se soluções e 
substâncias nutritivas chamadas meios de cultura, que devem atender às 
exigências nutricionais das espécies a serem cultivadas. 
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Quanto a composição química, podem ser: Meios sintéticos (os 
componentes são quimicamente definidos) e Meios complexos (quando se 
adicionam ao meio substâncias complexas, como por exemplo, extrato de carne, 
peptona, sangue, etc). Em relação ao estado físico, podem ser líquidos, também 
denominados de caldos, ou sólidos. 
 
 
PARTE 1 
 
1. Agar saboraud 
 
Material: 
Agar saboraud ----------- 65g 
H2O destilada -------------- 1000ml 
 
Procedimento: 
Pesamos 65g de agar saboraud e colocamos em um Becker em 1 litro de 
água. Em sequência levamos para aquecimento no bico de bunsen, para 
total dissolução. Após, colocamos a solução em uma garrafa de vidro 
âmbar,levamos para a autoclave ate chegar em 121 °C , deixamos por 15 
minutos fechada para eliminar todos os micro-organismos resistentes. 
 
Imagem1- Preparação de agar saboraud 
Fonte:Acervo pessoal 
 
 
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2. Agar Mc counkey 
 
Material: 
Agar Mc counkey ----------- 51,5g 
H2O destilada -------------- 1000ml 
 
Procedimento : 
Pesamos 51,5g de Agar Mc counkey e colocamos em um Becker em 1 litro de 
água. Em sequência levamos para aquecimento no bico de bunsen, para 
total dissolução. Após, colocamos a solução em uma garrafa de vidro âmbar, 
levamos para a autoclave ate chegar em 121°C , depois deixamos por 15 
minutos fechada para eliminar todos os micro-organismos resistentes. 
 
 
Imagem 2- Agar Mc counkey 
Fonte:Acervo pessoal 
 
 
3. Agar caseína 
 
Material: 
Agar caseína ----------- 40g 
H2O destilada -------------- 1000ml 
 
Procedimento: 
Pesamos 40g de Agar caseína e colocamos em um Becker em 1 litro de 
água. Em sequência levamos para aquecimento no bico de bunsen, para 
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total dissolução. Após, colocamos a solução em uma garrafa de vidro âmbar, 
levamos para a autoclave ate chegar em 121°C , depois deixamos por 15 
minutos fechada para eliminar todos os micro-organismos resistentes. 
 
 
Imagem3- Agar caseína 
Fonte: Acervo pessoal 
 
 
4. Agar Manitol 
 
Material: 
Agar manitol ----------- 118g 
H2O destilada -------------- 1000ml 
 
Procedimento: 
Pesamos 118g de Agar Manitol e colocamos em um Becker com 1 litro de 
agua. Em sequência levamos para aquecimento no bico de bunsen, para 
total dissolução. Após, colocamos a solução em uma garrafa de vidro âmbar, 
levamos para a autoclave ate chegar em 121 °C , depois deixamos por 15 
minutos fechada para eliminar todos os micro-organismos resistentes. 
 
16Imagem 4- Agar Manitol 
Fonte: acervo pessoal 
 
PARTE2 
 
A escolha da técnica para o cultivo de microrganismos varia de acordo 
com o tipo de meio de cultura e a finalidade do cultivo, porém algumas regras 
devem ser seguidas nas inoculações. 
 
PROCEDIMENTO 
Colocamos os meios em placas, enquanto esfriam, aproveitamos e coletamos a 
amostra da narina em aula prática, depois mergulhamos a alça de platina 
esterilizada na cultura bacteriana fizemos estrias em cada divisão, utilizando da 
melhor forma possível toda a superfície da placa. Após Incubamos as placas de 
forma invertida, depois do período de incubação retiramos para análise. 
 
Imagem 4- Processo de preparação Placas de Petri 
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Fonte:Acervo pessoal 
 
A prática desenvolvida utilizando placas de Petri contendo meios de 
cultura alternativo permite o crescimento de micro-organismos provenientes de 
amostra coletada em aula prática , permitindo a identificação de diferentes tipos 
de micro-organismos. 
 
Imagem 5 – Placas de Petri para análise microbiologia. 
 
Fonte:Acervo pessoal 
 
 
 
AULA 6 - Determinação do número de micro-organismos em amostras de 
produtos não estéreis (xarope de iodeto de potássio), utilizando método de 
semeadura em profundidade ou “Pour Plate” 
 
OBJETIVO 
Treinarmos a técnica das diluições seriadas decimais e a realização da 
semeadura em profundidade. 
 
PROCEDIMENTO 
 
1. Preparação da amostra e diluições seriadas decimais. 
Processo de quantificação de micro organismo. 
Os meios de cultura devem ser próprios para cada tipo de micro-organismos. 
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Realizou-se o processo de diluição, de unidades de formadoras de colônia , em 
meios de cultura.Trituramos amendoim e colocamos 1g em 9ml de solução 
fisiológica e diluímos em 4 tubos de ensaio. O processo de diluição foi de 1/100. 
Em seguida realizamos o plaqueamento das diluições com ponteiras 
descartáveis com as quatro diluições de cada tubo e selecionamos 
qual placa apresentou melhor resultado de identificação e quantificação 
da bactéria . 
 
2. Semeadura em profundidade. 
Preparamos 2 placas petri com manitol, S.Aureus, TSA (Aguar Caseína de 
Soja) bactérias e Saboraud fungos, deixamos em repouso para gelificante, 
realizamos o estriamentos em todas as placas com straptoccocos aureus , e 
com o auxílio de swabs passamos no aparelho celular e nas unhas de uma das 
alunas. 
Deixou-se em incubação por 15 dias. 
 
Imagem 6- Diluições seriadas e semeadura em profundidade. 
 
 
Fonte: Acervo pessoal 
 
RESULTADO 
Ao determinar as características de um microrganismo, ele deve estar 
em cultura pura, ou seja, em que todas as células na população são idênticas no 
sentido de que elas se originaram de uma mesma célula parental.Em laboratório, 
os microrganismos são cultivados ou desenvolvidos em material nutriente 
denominado meio de cultura. O tipo de meio utilizado depende de vários fatores. 
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A técnica Pour Plate consiste em fazer uma prévia diluição da amostra e colocar 
em uma placa de Petri vazia e depois derramar o meio sobre a amostra e agitar 
para homogeneizar a amostra diluída com o meio de cultura. 
 
 
 
AULA 7 - Metodologia analítica para pesquisa de micro-organismos 
patogênicos em amostras de produtos não estéreis (xarope de iodeto de 
potássio) 
 
OBJETIVO 
Executar as técnicas convencionais de enriquecimento não seletivo, 
enriquecimento seletivo e isolamento na pesquisa de micro-organismos 
específicos em produtos não estéreis. 
 
PROCEDIMENTO 
1. Enriquecimento não seletivo da amostra para pesquisa de 
Staphylococcus aureus (preparo prévio) 
 
Pipetamos 1 mL da amostra, depois transferimos para um tubo de ensaio 
contendo 9 mL de caldo caseína-soja previamente esterilizado e 
homogeneizamos, incubamos em estufa a 35-37 °C durante 24-48 horas 
(TuboI). 
 
2. Enriquecimento não seletivo da amostra para pesquisa de Escherichia coli 
(preparo prévio): 
 
Pipetamos1 mL da amostra, transferimos para um tubo de ensaio contendo 9 
mL de caldo lactosado previamente esterilizado e homogeneizamos, 
incubamos em estufa a 35-37 °C durante 24-48 horas (Tubo II). 
 
3. Isolamento seletivo dos micro-organismos: 
 
3.1. Isolamento de Staphylococcus aureus: 
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Utilizamos Tubo I, obtido em 1, transferimos uma alçada do material enriquecido 
para uma placa de Petri com 20 mL de ágar manitol previamente preparado e 
esterilizado, utilizando a técnica do estriamento por esgotamento, repetindo o 
mesmo procedimento anterior utilizando o micro-organismo padrão, retirando 
uma alçada da cultura fresca e transferindo-a para uma 2a placa de Petri com 
ágar manitol; 
Incubou-se ambas as placas em estufa a 35-37 °C durante 24-48 horas. 
 
Figura 7- Técnica de esgotamento em ágar Manitol (Staphylococcus aureus) 
 
Fonte: acervo pessoal 
 
3.2. Isolamento de Escherichia coli 
 
Utilizamos o Tubo II, obtido em 2, transferimos uma alçada do material 
enriquecido para uma placa de Petri com 20 mL de Ágar Mac Conkey 
previamente preparado e esterilizado, utilizando a técnica do estriamento por 
esgotamento. Repetiu-se o mesmo procedimento anterior utilizando o 
microrganismo padrão, retirando uma alçada da cultura fresca e transferindo-a 
para uma 2a placa de Petri com Ágar Mac Conkey; 
Incubou-se ambas as placas em estufa a 35-37 °C durante 24-48 horas. 
 
 Imagem 8 - Técnica de esgotamento em ágar Mac Conkey (Escherichia coli) 
 
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Fonte: Acervo pessoal 
 
Crescimento de microrganismo padrão - Escherichia coli (colônia rosa) em 
ágar Mac Conkey 2) Crescimento de microrganismo padrão – Staphylococcus 
aureus (colônia amarela) em ágar Manitol. 
 
RESULTADO 
O método de estriamento por esgotamento é realizado com a obtenção 
de colônias puras e isoladas para posterior identificação dos micro-organismos 
isolados. 
Por isso, foram tomados os devidos cuidados na execução da técnica, 
flambando a alça de platina, utilizando a zona estéril formada pelo bico de 
Bunsen. Iniciando a semeadura com uma pequena quantidade de material, 
tomando os devidos cuidados durante a semeadura para que não fosse 
perfurado ou rasgado o ágar, realizando o maior número de estrias as possíveis. 
Nos resultados da incubação não houve crescimento de microrganismos sob 
pesquisa na amostra de xarope, comparando as placas de inoculação da 
amostra com as placas de inoculação dos microrganismos padrão. Houve 
crescimento somente nas placas de microrganismos padrão que foram 
Escherichia coli semeada em ágar mac conkey e Staphylococcus aureus 
semeada em ágar manitol. 
 
 
CONCLUSÃO 
 
Para execução de uma boa semeadura, certas precauções especiais devem ser 
observadas pelo manipulador, com o fim de preservar a pureza do cultivo e 
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minimizar os riscos de infecção ou intoxicação no Laboratório.O descarte do 
material utilizado foi seguido conforme as Normas Internacionais de Segurança 
e os materiais resultantes da aula foram descartados em recipientes 
apropriados, para encaminhamento ao descarte ou descontaminação, pelos 
técnicos do laboratório de acordo com as normas vigentes. 
 
 
REFERÊNCIAS 
 
A IMPORTÂNCIA da Placa de Petri para procedimentos com meio de cultura | 
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