LAB 03 PATOLOGIA CLÍNICA E FARMACOLOGIA - TÉCNICAS PARASITOLÓGICAS

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Júlia Morbeck – @med.morbeck 
 
↠ É recomendável, como rotina, o emprego de 03 
procedimentos distintos: (BARONE; FERNANDES). 
• exame direto a fresco, para observação dos 
movimentos do trofozoíto; 
• técnicas de concentração de parasitas; 
• um esfregaço de fezes com coloração 
permanente. 
↠ O exame pode ser quantitativo ou qualitativo. Os 
métodos quantitativos são aqueles nos quais se faz 
contagem de ovos para avaliação da carga parasitária. O 
mais conhecido é o de Stoll, mas, o mais empregado 
atualmente é o de KatoKatz. Os métodos qualitativos são 
os mais utilizados para a demonstração da presença das 
formas parasitárias (BARONE; FERNANDES). 
 A maioria dos exames são qualitativos, não da pra saber a carga 
parasitária (quantitativo). 
• Cistos e trofozoítos. 
• Ovos e larvas – helmintos. 
ORIENTAÇÕES PARA COLETA DAS FEZES 
• Coletar as fezes das 3 porções; 
• Não coletar no vaso sanitário – fazer no papel higiênico; 
• Pode conservar na porta da geladeira – 8ºC até 10 horas. 
• Com conservante fica até 24 h. 
• 3 amostras em dias alternados – ciclo biológico. 
EXAME DIRETO A FRESCO 
↠ Esse método é indicado principalmente para a pesquisa 
de trofozoítos de protozoários em fezes diarreicas recém 
emitidas (BARONE; FERNANDES). 
Os trofozoítos ficam viáveis até 30 minutos. 
 para a identificação de cistos de protozoários e larvas de 
helmintos cora-se a preparação com Lugol. O uso de lamínula é 
facultativo (BARONE; FERNANDES). 
SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA 
• Cistos de protozoários e ovos mais pesados; 
• Hoffman, Pons e Janner ou Lutz; 
• Qualitativo; 
 
1. Colocar aproximadamente 2g de fezes em um frasco de Borrel 
ou em um copo plástico descartável, com cerca de 5 ml de água 
e dissolver bem com auxílio de um palito de sorvete descartável. 
2. Acrescentar mais 20 ml de água. 
3. Coar a suspensão (para isto, usa-se gaze cirúrgica umedecida, 
dobrada em quatro, e colocada em um coador de plástico 
pequeno) num cálice cônico de 200 ml de capacidade. Os detritos 
retidos na gaze são lavados com mais 20 ml de água. 
4. Completar o volume do cálice com água. 
5. Deixar essa suspensão em repouso durante duas a 24 horas. 
6. Desprezar o líquido sobrenadante cuidadosamente, homogeneizar 
o sedimento e coletar uma porção do mesmo. 
7. Colocar parte do sedimento numa lâmina, corar com Lugol e 
cobrir com lamínula (facultativo). Examinar no mínimo duas lâminas 
de cada amostra. 
 
 Pega a amostra da sedimentação para avaliar na lâmina. 
KATO-KATZ 
• Quali-quantitativa; 
• Ovos de helmintos, principalmente, Schistosoma 
mansoni; 
 
 Utiliza-se um kit específico. Coloca as fezes no orifício, esse 
orifício fornece uma quantidade específica, podendo avaliar quantos 
parasitas existem. 
CENTRÍFUGO-FLUTUAÇÃO 
• Cistos e ovos leves; 
• Faust; 
Lab. 03– patologia CLÍNICA e farmacologia 
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Júlia Morbeck – @med.morbeck 
 
 
1. Diluir 10g de fezes em 20 ml de água. 
2. Homogeneizar bem. 
3. Filtrar em gaze dobrada em quatro, num copo plástico, e transferir 
para um tubo de Wasserman. 
4. Centrifugar por um minuto a 2.500 rpm. 
5. Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o sedimento em 
água. 
6. Repetir as operações 4 e 5 até que o sobrenadante fique claro. 
7. Desprezar o sobrenadante claro e ressuspender o sedimento com 
uma solução de sulfato de zinco a 33%, densidade de 1,18 g/ml. 
8. Centrifugar novamente por um minuto a 2.500 rpm. 
9. Os cistos e os ovos leves presentes estarão na película superficial; 
a mesma é recolhida com alça de platina, colocada numa lâmina 
junto com uma gota de Lugol e coberta com lamínula. O material 
deve ser examinado imediatamente. O sulfato de zinco pode 
deformar os cistos e os ovos. 
TERMOHIDROTROPRISMO 
• Pesquisa larvas (Strongyloides stercoralis); 
Rugai 
 
1. Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-
lo em ter gazes, fazendo uma pequena “trouxa”. 
2. Colocar o material assim preparado, com a abertura voltada para 
baixo, num cálice de sedimentação, contendo água aquecida 
(45ºC), em quantidade suficiente para entrar em contato com as 
fezes. 
3. Deixar em repouso por uma hora 
4. Coletar o sedimento no fundo do cálice, com ajuda de uma pipeta. 
5. Corar as larvas com Lugol e observá-las com o maior aumento 
para identifica-las. 
Baermann-Moraes 
1. Separar uma parte de amostra fecal fresca. 
2. Colocar um tamiz (peneira) no interior do funil. 
3. Colocar uma gaze 8 fios com 4 dobras sobre o tamiz. 
4. Adicionar água aquecida 40- 42 º C no funil. 
5. Transferir a amostra fecal para a gaze, de forma que as fezes 
fiquem em contato com a água. 
6. Esperar 1 hora. 
7. Abrir a pinça de Morh. 
8. Transferir parte do material sedimentado para um vidro de relógio 
côncavo. 
9. Fazer leitura em microscópio para a procura de larvas. 
10. Após a leitura, o material deve ser descartado em solução de 
hipoclorito de sódio 1%. 
 
Mariano & Carvalho 
• Ovos, larvas e cistos; 
• Juntou o princípio de termohidrotropismo + 
sedimentação. 
 
1. Acrescenta-se água a 45ºC a 10g de fezes, homogeneizando e 
filtrando através de um tamis preparado com gaze dobrada em 
quatro, acoplado a um cálice cônico de sedimentação (125mL), 
sendo que uma porção da amostra fecal é deixada sobre a gaze 
e o volume completado com água à mesma temperatura até que 
toque a base do tamis e, consequentemente, as fezes. 
2. Deixa-se em repouso por, no mínimo, uma hora, removendo a 
seguir o tamis e deixando sedimentar por mais uma hora. 
3. Em seguida, despreza-se o líquido sobrenadante tendo o cuidado 
de não perder o sedimento. Findo este tempo, tantas vezes forem 
necessárias, tantos procedimentos de lavagem serão realizados. 
4. Passadas 24h, alíquotas dos sedimentos serão colocadas sobre 
lâminas, coradas pelo lugol, com posterior observação 
microscópica. 
FITA GOMADA OU DE GRAHAM 
• Pesquisa de ovos de Enterobius 
vermicularis, Taenia saginata e Taenia solium. 
 
https://pt.wikipedia.org/wiki/Enterobius_vermicularis
https://pt.wikipedia.org/wiki/Enterobius_vermicularis
https://pt.wikipedia.org/wiki/Taenia_saginata
https://pt.wikipedia.org/wiki/Taenia_solium
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Júlia Morbeck – @med.morbeck 
 
 
1. Uma fita adesiva é colocada ao fundo de um tubo de ensaio com 
a parte colante voltada para fora. 
2. A prega anal do paciente é então aberta e assim é encostado 
diversas vezes a parte colante naquela região perianal. 
3. A fita adesiva é então colocada em lâmina e observada em 
microscópio. 
 
Referências 
BARONE, A.; FERNANDES, A. P. Técnicas de diagnóstico 
parasitológico. 
https://pt.wikipedia.org/wiki/Tubo_de_ensaio
https://pt.wikipedia.org/wiki/%C3%82nus