Roteiro

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Roteiros 
Microbiologia e Micologia Clínica
Orientações gerais sobre as aulas práticas/relatório e atividades obrigatórias
 � Leia atentamente todos os roteiros. 
 � As normas para entrada nos laboratórios devem ser respeitadas; caso contrário, o 
aluno não poderá participar das aulas (leia a seguir as normas de biossegurança).
 � Para elaboração do relatório, leia com atenção o manual de orientações de aulas 
práticas disponível no AVA.
 � O relatório deve ser elaborado segundo as normas da ABNT.
 � O prazo para postagem do relatório é de 7 dias a contar da última aula prática da 
disciplina, sendo realizada uma única postagem.
 � Observar se o arquivo do relatório foi corretamente anexado, se não está corrompido, 
em branco, se está disponível e se corresponde à disciplina correta. Relatórios com tais 
erros/falhas não serão considerados para a correção e será atribuída nota zero.
 � Do relatório fazem parte as atividades obrigatórias que só poderão ser anexadas e 
vistadas pelo professor responsável pela(s) aula(s) prática(s).
 � O aluno deve imprimir as folhas com as questões, responder no campo destinado e 
entregar ao docente para vistar durante a aula prática.
 � O professor responsável pela prática deve vistar preferencialmente as atividades 
sempre após o final do período de aula correspondente. 
 � O professor não assinará folhas em branco sob nenhuma circunstância.
 � Folhas com assinaturas do docente rasuradas não serão aceitas.
 � Relatórios que não contarem com as atividades obrigatórias não serão validados.
 � O aluno deve anexar somente as atividades referentes às aulas práticas que 
participou, da mesma forma que deve descrever no relatório somente os procedimentos 
que participou.
 � O número de atividades obrigatórias varia de acordo com a carga horária de cada 
disciplina prática. 
 � Serão confrontados o relatório e as questões entregues com a frequência registrada 
em sistema; por esse motivo, não deixar de registrar frequência no polo. A nota é 
proporcional à frequência registrada em sistema.
 � O relatório deve ser confeccionado na seguinte ordem: 1. capa; 2. atividades 
obrigatórias; 3. resultados e discussão; 4. referências.
 � Estão descritas na tabela a seguir as orientações para confecção de cada uma das 
etapas necessárias ao relatório. 
 � Para maiores informações/orientações, consulte (AVA>disciplina>manual de 
orientações para a prática).
Itens Critérios Pontuação
Atividades 
obrigatórias
 � Respostas devem estar à caneta.
 � Não apresentar rasuras.
 � Vistadas pelo docente.
 � Anexar somente as atividades obrigatórias referen-
tes aos roteiros de prática que realizou.
4,0
Resultados e 
discussão
 � Descrever os resultados por roteiro realizado, 
relacionando os achados à teoria e referenciando-os.
 � Anexar desenhos, fotos, diagramas, esquemas, 
tabelas, dentre outros recursos que melhor ilustrem e 
descrevam os resultados.
5,0
Elementos 
pré-textuais 
(capa) e 
pós-textuais 
(referências)
 � Apresentar capa conforme modelo disponibilizado, 
contendo nome, RA, polo de matrícula, polo de prática, 
data das aulas e nome do docente e disciplina. 
 � Apresentar em ordem alfabética as referências uti-
lizadas seguindo normas da ABNT.
1,0
Regras básicas de segurança no laboratório
1. Durante a aula prática, mantenha sempre atenção ao roteiro, tendo-o sempre próximo 
a você. Pode ser efetuada marcação com caneta sob cada item realizado do experimento de 
forma a não se perder durante a execução.
2. Leia sempre o roteiro antes de iniciar a prática e mesmo antes das explicações 
do professor.
3. Observe a localização do material e dos equipamentos de emergência (chuveiro, 
lava-olhos etc.).
4. Não abra qualquer recipiente antes de reconhecer seu conteúdo pelo rótulo.
5. Não pipete líquidos diretamente com a boca, use pipetas adequadas.
6. Não tente identificar um produto químico pelo odor ou pelo sabor.
7. Não deixe de utilizar os equipamentos de proteção.
8. Não adicione água aos ácidos, mas os ácidos à água.
9. Não trabalhe com sandálias, chinelos ou sapatos abertos e com salto no laboratório.
10. Sempre identifique o conteúdo presente nos frascos ou nos tubos utilizados no 
experimento com caneta para vidros. Isso facilita seu descarte adequado por parte dos 
responsáveis pelo laboratório.
11. Mantenha os solventes em recipientes adequados e devidamente tampados, bem 
como materiais inflamáveis longe de fontes de calor (bico de Bunsen).
12. Utilize a capela sempre que manipular reagentes ou solventes que liberem vapores.
13. Conheça as propriedades tóxicas das substâncias químicas antes de empregá-las 
pela primeira vez no laboratório. Caso tenha dúvidas, consulte o professor ou o técnico 
a respeito.
14. Se tiver cabelo longo, prenda-o ao realizar qualquer experiência no laboratório. Não 
se alimente e nem ingira líquidos nos laboratórios.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Quantificação bacteriana – 
contagem em placa
AULA 1
ROTEIRO 1
Objetivo
Nesta aula prática será utilizado o método de contagem em placa, que se baseia em 
três princípios: cada colônia é originada do crescimento e da multiplicação de uma única 
bactéria; o inóculo original é sempre homogêneo e não existem agregações de células. 
Como normalmente as populações bacterianas são muito grandes, devemos fazer diluições 
decimais seriadas.
Procedimento (Parte 1 – esta aula será continuada em aula posterior)
Diluição decimal seriada
 � Marcar tubos contendo 9 mL de salina estéril (10-1, 10-2, 10-3, 10-4, 10-5, 10-6, 10-7, 
10-8, 10-9).
 � Homogeneizar o tubo de cultura de Escherichia coli e, com pipeta estéril, transferir 
1 mL para o tubo da salina marcado 10-1.
 � Homogeneizar o conteúdo do tubo 10-1, transferindo 1 mL para o tubo de salina 
marcado 10-2.
 � Repetir esse procedimento (diluições sucessivas) até o último tubo.
 
Transferir 0,1 mL de cada diluição em uma placa de ágar MacConckey (cada) (como 
sugestão, usar 3 placas promovendo a semeadura de cada tubo em uma meia placa como 
no esquema a seguir):
 
Levar as placas para estufa a 37 ºC (solicitar ao técnico que retire após período 
de incubação, embale em papel-filme e papel-kraft e mantenha em geladeira para 
visualização posterior).
Materiais Quantidades
Tubos contendo a cultura de Eschericha coli em caldo 
nutriente
1 por grupo
Séries de tubos com 9 mL de salina estéril em cada um 6 por grupo
Pipetas de 1 mL (automática) 1 por grupo
*** Placas de Petri com ágar nutriente 6 por grupo
Ponteiras de 1 mL 6 por grupo
*** Se necessário podem ser feitas 3 por grupo e os alunos devem ser orientados a 
proceder conforme esquema anterior.
Equipamentos Quantidades
Alças bacteriológicas 1 por grupo
Estufa 1
Descarte do material utilizado conforme normas internacionais de segurança.
 
 
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Antibiograma
AULA 1
ROTEIRO 2
Objetivo
O antibiograma se constitui da principal prova microbiológica. Essa prova direciona o 
tratamento antimicrobiano das infecções.
Procedimento (Parte 1 – esta aula será continuada em aula posterior)
1. Preparar o inóculo em tubos de solução fisiológica estéril utilizando as colônias de 
Staphylococcus aureus segundo a escala de MacFarland.
2. Semear bactérias (por espalhamento) em ágar Müller Hünton (usando swab).
3. Colocar com pinça os discos de antibiograma sobre o meio.
4. Incubar por 24-48 horas.
5. Verificar o crescimento ou não de bactérias.
6. Medir o diâmetro dos halos de inibição em cada disco. Se igual ou superior a 2 
centímetros (considerar sensível).
Materiais Quantidades
Ágar Müller Hünton 2 por grupo
Discos de antibiograma (diversos) 1 por grupo
Swab 2-3 por grupo
Escala de MacFarland Bancada
Alça de platina 1 por grupo
Placa de ágar sangue contendo colônias crescidas 
de Staphylococcus aureus
1 porgrupo
Tubos contendo 2 mL de solução fisiológica estéril 1 por grupo
Equipamento Quantidade
Estufa 37 °C 1
Atenção! Todas as práticas da presente disciplina devem ser executadas seguindo 
as boas práticas em microbiologia no que diz respeito à manipulação e ao descarte de 
microrganismos.
 
 
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Provas bioquímicas
AULA 2
ROTEIRO 1
Procedimento
As provas bioquímicas são essenciais para o diagnóstico e a identificação das bactérias 
patológicas. A interpretação dos resultados dessas provas bioquímicas permite ao 
profissional identificar os microrganismos.
Prova TSI
Essa prova avalia em um só tubo a utilização de glicose e lactose pelas bactérias, também 
verifica a formação de h2S pelas bactérias.
1) Semear bactérias (bacilos gram negativos previamente semeados) por picada e por 
estrias na superfície do meio TSI.
2) Encubar por 24 horas.
3) Verificar os resultados no cilindro do tubo e na superfície do tubo.
Cilindro ácido (amarelo) e rampa alcalina (vermelha), fermentação apenas da glicose. 
Cilindro ácido (amarelo) e rampa ácida (amarela), fermentação de lactose e glicose.
Produção de gás: observa-se se houve fratura no meio.
Verificação do uso da lactose
1) Semear bacilos gram negativos em ágar MacConkey.
2) Verificar a formação de colônias Pink (lactose positiva).
3) Encubar a 37 °C por 48 horas.
Materiais Quantidades
Ágar TSI 1 por grupo
Ágar MacConkey 1 por grupo
Alças bacteriológicas 1 por grupo
Bacilos gram negativos pré-cultivados 1 por grupo
Equipamento Quantidade
Estufa 37 °C 1
Atenção! Todas as práticas da presente disciplina devem ser executadas seguindo 
as boas práticas em microbiologia no que diz respeito à manipulação e ao descarte 
de microrganismos.
 
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Urocultura quantitativa e 
qualitativa
AULA 2
ROTEIRO 2
Objetivo
Aplicação da técnica de urocultura quantitativa e qualitativa.
Materiais Quantidades
Frasco contendo urina 1 por grupo
Solução fisiológica estéril – tubos com 10 mL 2 por grupo
Alças bacteriológicas 1 por grupo
Bacilos gram negativos pré-cultivados 1 por grupo
Pipeta calibrada de 0,1 mL 1 por grupo
Ponteiras estéreis para pipetas de 0,1 mL 5 por grupo
Corantes de gram 1 conjunto por bancada
Lâminas de vidro 3-5 por grupo
Placa de ágar MacConckey 2 por grupo
Procedimento 1: Bacterioscopia de amostra centrifugada
1) Centrifugar cerca de 5 mL de urina a 2.500 rpm, durante 10 minutos. Desprezar o 
sobrenadante.
2) Com o sedimento, preparar esfregaço em lâmina de vidro usando pipeta e ponteira 
de 0,1 mL e corar pela técnica de gram.
3) Anotar os achados (presença de piócitos, células epiteliais de descamação, hemácias, 
diferentes tipos morfológicos de bactérias).
Procedimento 2: Bacterioscopia de amostra não centrifugada
1) Homogeneizar o frasco de urina.
2) Retirar com pipeta e ponteira estéril 0,1 mL de amostra e dispensar sobre 
lâmina de vidro.
3) Corar pela técnica de gram.
4) Presença de 2 ou mais bactérias por campo em amostra não centrifugada 
indica contagem superior a 100.000 bactérias/mL de amostra e, portanto, sugestivo de 
infecção urinária.
Procedimento 3: Cultura quantitativa e qualitativa
1) Diluir a urina 1/100 em solução fisiológica estéril, para isso use um tubo de ensaio 
estéril contendo 10 mL de solução fisiológica estéril, retire dele 0,1 mL da solução fisiológica 
e adicione 0,1 mL da amostra de urina homogeneizada.
2) Com pipeta estéril, retire 0,1 mL dessa diluição e dispense sobre a superfície de uma 
placa de Petri contendo ágar MacConckey.
3) Espalhar o inóculo com alça de Drigalski flambada e esfriada, de forma homogênea 
por toda a superfície (podendo fazer movimentos de “8”).
4) Identificar e incubar a 37 ºC por 18 a 24 horas.
 
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Visualização de fungos 
filamentosos
AULA 2
ROTEIRO 3
Objetivo
Aprender a identificar a estrutura de fungos filamentosos.
Materiais Quantidades
Meio de cultura de ágar Sabouraud ou nutriente semeado 
anteriormente e contendo BOLOR ****
1 placa por grupo
Lâminas e lamínulas de vidro 5-7 por grupo
Microscópio 1 por grupo
Corante azul de algodão (se não tiver, substituir por violeta genciana) Bancada
Alça de platina 1 por grupo
*** Como sugestão, semear placa com amostra de alimento ou deixar aberta em TA por 
2 horas e manter em TA até a data da aula. Fazer de 1 semana a 10 dias antes da aula.
Procedimento
1) Com alça de platina, remover parte da colônia de fungo filamentoso e espalhar sobre 
lâmina de vidro contendo 1 gota do corante.
2) Cobrir com lamínula.
3) Observar estruturas de conídeos, hifas septadas e cenocíticas em microscopia com 
aumento de 10 e 40 X.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Diagnóstico dos cocos Gram +
AULA 3
ROTEIRO 1
Objetivo
Os cocos gram positivos são um importante grupo de bactérias causadoras de patologias 
nos seres humanos. A identificação das principais bactérias desse grupo é de vital importância 
em laboratórios clínicos.
Procedimento
Verificação da morfologia das bactérias (lâminas pré-preparadas).
Prova da catalase
1) Em uma lâmina, pingar uma gota de água oxigenada.
2) Remover uma colônia pré-semeada e adicionar à lâmina.
3) Homogeneizar e verificar a formação de bolhas (Staphylococcus sp) ou não 
(Streptococcus sp).
Verificação de hemólise em ágar sangue
1) Em placas pré-semeadas com Estreptococos, solicitar ao aluno que verifique o tipo de 
hemólise (halo esverdeado, incolor e sem hemólise).
Prova da coagulase
1) Em tubos contendo 0,5 mL de plasmacoagulase ou soro humano, inocular uma alçada 
da colônia de Staphylococcus aureus e levar para estufa a 37 °C, aguardar formação do 
coágulo após aproximadamente 2 horas.
Materiais Quantidades
Água oxigenada 100 mL
Alças bacteriológicas 1 por grupo
Lâminas 5 por grupo
Placas de ágar sangue 1 por grupo
Placas pré-semeadas com Staphylococcus e Streptococcus 1 por grupo
Tubos com 0,5 mL de plasmacoagulase ou soro humano 1 por grupo
Equipamento Quantidade
Microscópio 1 por grupo
Atenção! Todas as práticas da presente disciplina devem ser executadas seguindo 
as boas práticas em microbiologia no que diz respeito à manipulação e ao descarte 
de microrganismos.
 
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Coloração de gram e revisão de 
morfologia bacteriana e de leveduras
AULA 3
ROTEIRO 2
Objetivo
A avaliação da morfologia microbiana é muito importante para a execução da maior 
parte dos exames microbiológicos. A coloração de gram também deve ser revisada dada sua 
grande importância no diagnóstico clínico das amostras microbiológicas.
Materiais Quantidades
Solução salina 10 mL (por grupo)
Corantes para a coloração de gram 1 por grupo
Cristal de violeta, lugol, álcool – acetona e safranina 1 por grupo
Placas pré-cultivadas com S. aureus 1 por grupo
Placas pré-cultivadas com E. coli 1 por grupo
Placas pré-cultivadas com leveduras 1 por grupo
Óleo de imersão 1 por grupo
Equipamentos Quantidades
Lâminas 5 por grupo
Microscópios 1 por grupo
Alças bacteriológicas 1 por grupo
Estufa 37 °C 1
Técnica coloração de gram
1) Em uma lâmina, pingar uma gota de solução salina estéril.
2) Recolher uma colônia pré-cultivada com alça bacteriológica.
3) Colocar a colônia selecionada junto à lâmina e homogeneizar.
4) Fixar o esfregaço no calor.
5) Cobrir o esfregaço com cristal de violeta por 1 minuto.
6) Lavar o esfregaço com água corrente, removendo o excesso de corante.
7) Cobrir o esfregaço com lugol por 1 minuto.
8) Repetir o passo 6.
9) Descorar com álcool acetona até remover o excesso de corante.
10) Repetir o passo 6.
11) Cobrir o esfregaço com safranina por 30 segundos.
12)Lavar e secar.
13) Examinar ao microscópio (1000x).
Atenção! Todas as práticas da presente disciplina devem ser executadas seguindo 
as boas práticas em microbiologia no que diz respeito à manipulação e ao descarte de 
microrganismos.
Descarte do material utilizado conforme normas internacionais de segurança. 
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Semeadura bacteriana
AULA 4
ROTEIRO 1
Objetivo
O procedimento de semeadura bacteriana é importante para a execução da maior parte 
dos exames microbiológicos. A aula também deve abordar a questão da seletividade dos 
meios de cultura.
1. Semeadura em meios sólidos
1.1 Semeadura em tubos de ensaio: esgotamento de alça: técnica utilizada para 
obtenção de crescimento bacteriano e/ou para a observação de propriedades bioquímicas 
da bactéria. A semeadura é, geralmente, feita da base do meio para a extremidade dele 
(pode também ser chamada de estriamento).
A semeadura também pode ser realizada da base para a extremidade do meio, de 
forma uniforme. Essa técnica é realizada para que haja crescimento bacteriano, bem como 
podemos utilizá-la para observar funções metabólicas de algumas bactérias.
Em picada: essa técnica de semeadura é utilizada para que se possa observar 
funções metabólicas de alguns microrganismos (bactérias) que são submetidas à 
análise microbiológica.
1.2 Semeadura em placas de Petri: o material a ser semeado deverá conter poucos 
microrganismos, porque o inóculo para o isolamento deve ser leve. Lembrar que cada colônia 
formada na superfície de um meio sólido é originada de um ou alguns microrganismos. 
Quanto maior o número, menor a possibilidade de isolamento e maior probabilidade de 
crescimento confluente. Quando o inóculo for obtido a partir de meio sólido (inóculo 
pesado), este poderá ser diluído em salina estéril ou ser utilizada a técnica de esgotamento 
adequada. Estrias múltiplas para isolamento: consistem em espalhar o material com o auxílio 
de uma alça bacteriológica, fazendo estrias sucessivas até o esgotamento do material, de 
modo a se obter um perfeito isolamento das bactérias existentes na amostra. Quando o 
material é muito denso, a alça deverá ser flambada. A semeadura poderá ser realizada em 
um sentido ou em vários, de acordo com a pessoa que realizará a técnica, lembrando-
se sempre de que o objetivo principal dessa técnica de semeadura é a obtenção do 
isolamento bacteriano.
Alternativamente, para se obter um tapete uniforme de crescimento microbiano ou 
colônias isoladas (após diluição), utiliza-se o método de “espalhamento” em placa. Consiste 
em espalhar o material (suspensão bacteriana na maioria das vezes) com o auxílio de um 
swab (para obtenção de tapete uniforme) ou alça de Drigalski (para obtenção de colônias 
isoladas após diluição), fazendo a semeadura por toda a superfície da placa de Petri a 
ser utilizada nessa técnica. Deve-se ter o cuidado para que toda a superfície da placa 
seja semeada, evitando regiões sem semeadura. Recomenda-se que faça o procedimento 
de semeadura com o swab em três direções distintas, com a alça em toda a superfície 
rodando a placa.
Em profundidade ou incorporação: Pour-Plate – técnica que consiste em se adicionar 
1 mL de uma suspensão bacteriana que esteja sendo estudada (analisada) a 20 mL de 
um meio de cultura fundido e resfriado, com posterior homogeneização com movimentos 
circulares. É utilizada por alguns microbiologistas para quantificar microrganismos.
Técnica para semeadura em superfície (meios sólidos)
 � Retira-se uma alíquota microbiana (o inóculo) do tubo com a alça já flambada e fria.
 � Abre-se a placa, de modo que a tampa forme um chapéu com a placa.
 � Coloca-se o inóculo junto à parte superior da placa, procede-se então a técnica de 
semeadura escolhida.
 � A seguir, a alça deve ser flambada ao rubro esfriada e acondicionada no suporte 
apropriado, ou a alça de Drigalski ou o swab devem ser desprezados em recipiente 
apropriado a ser posteriormente esterilizado.
 � Depois de terminada a semeadura, fechar a placa e identificar, levando-a a seguir 
para incubação na estufa, com a tampa voltada para baixo.
1.3 Semeadura em meios líquidos
Difusão: técnica que consiste em acrescentar microrganismos pela alça ou agulha de 
platina em meios líquidos. Tem como principal finalidade a observação de propriedades 
bioquímicas por testes microbiológicos, bem como poderá ser utilizada para o favorecimento 
do crescimento bacteriano, quando é realizada em meios que possibilitem o enriquecimento.
 
Técnica para semeadura em meios líquidos
 � Segurar a alça com a mão direita, flambar primeiro na chama azul, depois na amarela. 
Esperar esfriar (a alça é flambada na posição vertical e deverá ficar atrás da chama para 
proteção do operador).
 � Retirar a rolha de algodão do tubo que contém o microrganismo a ser semeado ou 
repicado (que deverá estar na mão esquerda), utilizando-se o dedo mínimo da mão 
direita. A rolha deverá permanecer sendo segurada com o dedo mínimo até o final 
da operação.
 � Flambar a boca do tubo e retirar o inóculo com a alça fria; flambar novamente a 
boca do tubo e fechar.
 � Pegar o tubo onde se irá realizar a semeadura, retirar a rolha e flambar.
 � Semear o material, flambar a boca do tubo e fechar.
 � Esterilizar a alça, identificar o tubo semeado e levar para incubação em estufa.
1.4 Semeadura em meios semissólidos – em picada: essa técnica de semeadura é 
utilizada para que se possam observar funções metabólicas ou características físicas, como 
motilidade de alguns microrganismos que são submetidos à análise microbiológica.
Técnica para semeadura em meios semissólidos
 � Retirar o microrganismo do meio sólido ou líquido com o auxílio de uma alça em 
agulha já flambada e fria.
 � Abrir o tubo que contém o meio semissólido e semear o microrganismo através de 
picada até mais ou menos 1/3 ou 1/2 do tubo.
 � Fechar o tubo, identificar e levar para incubação.
 � Flambar a agulha, deixar esfriar e colocar no suporte adequado.
Materiais Quantidades
Placas de Petri contendo meio de cultura ágar simples (ágar nutriente) 3 por grupo
Tubos de ensaio contendo caldo simples esterilizado 3 por grupo
Tubo de ensaio com 2 mL de cultura (BHI inoculado com S. aureus 
ou E. coli)
1 por grupo
Placa de Petri de ágar Manitol ou MacConckey (com respectivamente 
S. aureus e/ou E. coli)
1 por grupo
Tubo com ágar nutriente inclinado 1 por grupo
Tubo com ágar MIO 1 por grupo
Alça bacteriológica 1 por grupo
Alça de Drigalski 1 por grupo
Alça bacteriológica ponta agulha 1 por grupo
Pipeta de vidro esterilizada (1 mL) 1 por grupo
Swab de algodão 3 por grupo
Procedimento
Cada grupo deverá reproduzir as seguintes técnicas de semeadura:
 � Semeadura por estrias múltiplas.
 � Semeadura por espalhamento com swab de algodão e alça de Drigalski.
 � Semeadura em meio líquido com alça bacteriológica.
 � Semeadura por estrias em meio sólido em tubo.
 � Semeadura em picada em tubo com meio semissólido.
Os materiais devem ser identificados e incubados a 37 °C, por 48h, em estufa 
bacteriológica.
Interpretação dos resultados e discussão.
Avaliar o crescimento microbiano nos diferentes meios de cultura e relacionar o 
tipo de crescimento à técnica de semeadura realizada.
Descarte do material utilizado conforme normas internacionais de segurança.
 
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Preparo de meio de cultura: 
meio sólido
AULA 4
ROTEIRO 2
Objetivo
Aprender sobre os cuidados no preparo e na esterilização de meios de cultura.
Materiais Quantidades
Meio de ágar nutriente, MacConckey, Sabouraud, Manitol 
(qualquer um que esteja disponível)
Frasco sobre a bancada
Placas de Petri estéreis (médias – com capacidade para 
25 mL cada)
5 por grupo
Balão volumétrico 1 por grupo
Tripé e tela de amianto 1 conjunto por grupo
Papel-kraft,fita de autoclave, algodão hidrofóbico, barbante qsp
Balança de precisão Bancada
Procedimento para o preparo de meios de cultura solidificados
1. Pesar a quantidade do meio de cultura desidratado indicado no rótulo do frasco, o 
suficiente para o preparo de 130 mL de meio.
2. Medir a quantidade de água destilada indicada no rótulo em uma proveta.
3. Em um balão volumétrico, dissolver o pó nos 100 mL de água destilada.
4. Deixar descansar por 10 minutos para que ocorra a hidratação do pó, facilitando a 
dissolução.
5. Aquecer o meio em uma chapa aquecedora até que ocorra a total dissolução do 
ágar, ou seja, quando o ágar “chorar” (as partículas de ágar escorrem pela parede do balão), 
o aquecimento deverá ser associado com agitação constante.
6. Esterilizar em autoclave o meio de cultura.
7. Fazer o plaqueamento do meio de cultura: Verter – uma pequena quantidade do 
meio de cultura em placas de Petri esterilizadas, ao redor do bico de Bunsen; deixar que 
ocorra a solidificação do meio.
8. Efetuar o controle de qualidade dos meios de cultura: colocar as placas de Petri 
com o meio de cultura em uma estufa a 37 °C. Após 24h, observar se houve o crescimento 
de alguma colônia. Se houve, é porque ocorreu contaminação desse meio e ele não está 
esterilizado, não podendo ser utilizado – deve-se descartá-lo. Se não houve o crescimento 
de nenhuma colônia é porque o meio está realmente esterilizado, podendo ser utilizado.
9. Os meios que passaram no teste de esterilização devem ser armazenados na geladeira 
para posterior uso.
 
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Microbiologia e micologia clínica
Título da Aula: Discussão de casos clínicos
AULA 4
ROTEIRO 3
Caso clínico 1
Paciente H.P.C., 42 anos, deu entrada no Hospital das Clínicas Serafim de Carvalho. 
A criança foi levada pela mãe ao consultório do pediatra em visita de rotina, conforme 
orientação anterior para acompanhamento de recorrência da infecção urinária. A única 
queixa apresentada foi de anorexia. O exame físico não revelou febre, irritabilidade ou 
dor à compressão vesical, mas um moderado atraso pôndero-estatural. A criança não 
era circuncidada e apresentava um discreto refluxo vesicouretral, como constatado em 
cistouretrografia miccional realizada anteriormente. Solicitou-se realização de hemograma, 
urinálise de 3 amostras e urocultura de 3 amostras.
1) Hemograma
Eritrócitos 3.450.000/uL
Hemoglobina 9,5 g/dL
Volume globular 29,0%
VCM 84,0 fl
HCM 27,5%
CHCM 32,5%
Leucócitos 11.000/uL
Bastonetes 11%
Segmentados 35%
Eosinófilos 03%
Linfócitos 45%
Monócitos 06%
Plaquetas 340.000/uL
2) Urinálise
1ª amostra 2ª amostra 3ª amostra
Aspecto Turva Turva Turva
Cor Amarelo-claro Amarelo-claro Amarelo-claro
pH 7,5 7,0 6,0
Proteínas + + +
Glicose 0 0 0
Corpos cetônicos 0 0 0
Pigmentos biliares 0 0 0
Leuc. esterase 0 0 0
Hematúria 0 0 0
Nitritos Positivo Positivo Positivo
Leucócitos 30/mm3 40/mm3 20/mm3
Cilindros Ausentes Ausentes Ausentes
Hemácias Ausentes Ausentes Ausentes
Cristais Fosf. Am. + Ausentes Ausentes
Bactérias (Gram UNC) BGN 8/CGA
CGP 10/CGA BGN 2/CGA BNV
UNC = urina não centrifugada 
BGN = bacilos gram negativos 
CGP = cocos gram positivos
CGA = campo de grande aumento ou 1000x BNV = bactérias não visualizadas
3) Urocultura
Semeadura de 3 amostras de urina de saco coletor colhidas em dias consecutivos. A 
primeira amostra foi coletada em casa pela mãe e transportada rapidamente ao laboratório, 
em temperatura ambiente. As outras 2 amostras foram coletadas no laboratório, seguindo 
orientação de pediatra. Ver imagens 1, 2 e 3.
Com base nos dados clínicos e laboratoriais, propomos as seguintes questões para 
discussão do caso:
1) Que interpretação e segmento você daria para cada urocultura?
2) Seria realmente necessário coletar 3 amostras de urina nesse caso?
3) Quais os cuidados necessários na coleta de amostras de urina de crianças usando o 
saco coletor para evitar contaminação?
4) Quais bactérias poderiam ser suspeitas na análise da morfologia colonial das 3 
amostras (imagens 1 a 3)?
5) No caso de ser necessário realizar antibiograma, quais antibióticos deveriam ser 
testados?
6) Tendo em vista as colônias das imagens das placas 1, 2 e 3, em que é possível 
identificar colônias lactose negativas, qual a identificação da bactéria correspondente à 
colônia lactose negativa?
7) Qual prova bioquímica, dentre as analisadas anteriormente, poderia revelar resultado 
falso e em qual sistema de identificação?
8) Como você interpreta os resultados da coloração de gram das 3 amostras de urina 
não centrifugadas?
9) Por que é necessário um acompanhamento frequente, com repetição da urocultura 
a cada visita, em crianças assintomáticas, como é o caso desse paciente?
10) Existe alguma alteração significativa no eritrograma?
11) Como pode ser explicado o resultado da contagem diferencial?
Nome:____________________________________ RA:_____________ 
Data:______/_____/_____ 
 
Atividade obrigatória 1
1-Descreva os cuidados na realização de um antibiograma, da seleção dos antibióticos 
à espessura do meio.
2- Qual a relevância clínica da contagem de colônias e como é feita a conversão para 
UFC/mL?
Visto do docente: ___________________________
Nome:____________________________________ RA:_____________ 
Data:______/_____/_____ 
 
Atividade obrigatória 2
1-Descreva os cuidados na realização de uma urocultura.
2- Descreva sucintamente o princípio da técnica de TSI.
Visto do docente: ___________________________
Nome:____________________________________ RA:_____________ 
Data:______/_____/_____ 
 
Atividade obrigatória 3
1-Descreva o princípio das provas de catalase e coagulase.
2- O que são leveduras em brotamento e a que se refere o termo pseudo-hifas?
Visto do docente: ___________________________
Nome:____________________________________ RA:_____________ 
Data:______/_____/_____ 
 
Atividade obrigatória 4
1-Com relação ao caso clínico apresentado, o fato de o paciente ser circuncidado tem 
alguma relevância? Justifique.
2- Quando um microbiologista utiliza um meio de enriquecimento para o cultivo de 
microrganismos?
Visto do docente: ___________________________