MÉTODO DE RUGAI - PARASITOLOGIA CLÍNICA - Material completo

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MÉTODO DE RUGAI
Apresentação
1. OBJETIVO
Neste experimento, você irá conhecer o método de Rugai. Este método permite detectar a 
presença de larvas de helmintos em amostras de fezes frescas e sem conservantes. O método de 
Rugai é utilizado mais especificamente para detectar a presença do nematoide Strongyloides 
stercoralis e de ancilostomídeos em amostras de fezes frescas.
 
Ao final deste experimento, você deverá ser capaz de:
aplicar o método de diagnóstico Rugai para a detecção de larvas de Strongyloides stercoralis e 
ancilostomídeos;
•
compreender e interpretar os resultados obtidos individualmente na análise das amostras;•
organizar o procedimento do método de Rugai para análise de diferentes números de 
amostras;
•
identificar as medidas de biossegurança necessárias para o diagnóstico pelo método de Rugai.•
 
2. ONDE UTILIZAR ESSES CONCEITOS?
O Rugai é um método laboratorial utilizado na área clínica para pesquisa e diagnóstico específico da 
estrongiloidíase, doença causada pelo Strongyloides stercoralis, um nematoide encontrado no solo 
que pode causar sérios danos à saúde humana. Esse parasito intestinal tem sido considerado uma 
das espécies mais relevantes na clínica, devido a sua prevalência. A aplicação do método de Rugai 
para pesquisa pode auxiliar no diagnóstico precoce da doença, pois permite a identificação da 
espécie do nematoide, fundamental para que haja o monitoramento, uma melhor resposta ao 
tratamento, especialmente em regiões endêmicas, bem como medidas sanitárias, quando 
necessárias. A técnica também vem sendo aplicada para identificar a presença de larvas de geo-
helmintos, principalmente nematoides, no solo e em hortaliças.
 
3. O EXPERIMENTO
No experimento para diagnóstico de Strongyloides stercoralis em fezes humanas frescas, será 
utilizado o método de Rugai. O protocolo utiliza um frasco com uma amostra de fezes frescas 
enrolado em gaze, como uma “trouxa”, que será colocado, com a “boca” voltada para baixo, dentro 
de um cálice de sedimentação contendo água aquecida. Pelo princípio do termo-hidrotropismo 
positivo, as larvas presentes na amostra migram para a água e sedimentam ao fundo do cálice em 
função da gravidade. Após, uma gota do sedimento é colocada em uma lâmina para avaliação ao 
microscópio óptico.
 
4. SEGURANÇA
A manipulação de fezes em um laboratório de parasitologia clínica requer a adoção de regras de 
biossegurança nível 2 (NB2), devido ao risco de contaminação do manipulador pela ingestão de 
cistos de protozoários, ovos de helmintos e outros agentes infecciosos. Para o experimento a ser 
realizado, esse nível de biossegurança pressupõe que: toda a superfície de trabalho deverá ser 
descontaminada com hipoclorito de sódio 0,2% (ou álcool 70%) antes e após o procedimento; a 
higienização das mãos é obrigatória antes de colocar os equipamentos de segurança individual 
(EPIs); é obrigatório o uso dos seguintes EPIs: jaleco, luvas de látex, óculos e máscara.
Todo o material utilizado (exceto as luvas, a gaze e as amostras) deve ser mergulhado em solução 
de hipoclorito 5% por 60 minutos, imediatamente após seu uso. Somente após esse procedimento, 
deverá ser encaminhado para esterilização ou descarte final, conforme o protocolo estabelecido 
pelo laboratório. O descarte de luvas, gaze e amostras segue protocolos próprios, estabelecidos 
pelo laboratório.
O nível de biossegurança 2 é adequado para qualquer trabalho que envolva sangue humano, 
líquidos corporais, tecidos ou linhas de células humanas primárias em que a presença de um agente 
infeccioso pode ser desconhecida.
 
5. CENÁRIO
O ambiente deste experimento é um laboratório de parasitologia clínica, com bancadas de trabalho 
horizontais, onde estão dispostos e previamente organizados todos os materiais (reagentes, pipetas, 
lâminas para microscópio e lamínulas) e equipamentos (microscópios) para a realização do 
experimento.
Bons estudos.
Sumário teórico
Acesse o sumário:
 
 
LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
MÉTODO DE RUGAI 
ALGETEC – SOLUÇÕES TECNOLÓGICAS EM EDUCAÇÃO 
CEP: 40260-215 Fone: 71 3272-3504 
E-mail: contato@algetec.com.br | Site: www.algetec.com.br 
 
 
MÉTODO DE RUGAI 
 
 
 
 APLICAÇÕES GERAIS DO MÉTODO DE RUGAI 
 
 O método de Rugai pode ser aplicado para o diagnóstico direto de Strongyloides 
stercoralis, um nematoide que infecta humanos, considerado uma das espécies mais 
relevantes na clínica por sua prevalência e por apresentar um amplo espectro de 
manifestações clínicas, que variam de quadros assintomáticos, agudos e crônicos até 
hiperinfecções em pacientes imunocomprometidos. Dados epidemiológicos de 
estrongiloidíase são relativamente escassos. Além disso, a doença é muito subestimada, 
devido a variações em sua distribuição mundial. A prevalência em países desenvolvidos 
é maior em agricultores, trabalhadores rurais, imigrantes e pessoas que viajam para 
áreas endêmicas. Já nos países em desenvolvimento, está associada a áreas endêmicas, 
atingindo principalmente crianças, pelo frequente contato com solos contaminados. 
Outro problema é a falta de higiene pessoal e a escassez de fontes de água potável. No 
Brasil, essa doença é de grande importância na saúde pública, porém suas taxas de 
infecção podem variar, dependendo da região. Os dados epidemiológicos de prevalência 
em regiões endêmicas são pouco precisos, pois os métodos aplicados para detecção de 
parasitos têm baixa sensibilidade e, muitas vezes, não fazem parte da rotina laboratorial. 
O diagnóstico clínico da estrongiloidíase é presuntivo, ou seja, é conduzido por meio de 
uma suspeita clínica e epidemiológica. Porém, a doença pode ser confundida com outras 
enteroparasitoses, pois os sinais e sintomas são inespecíficos. Dessa forma, na suspeita 
do diagnóstico de estrongiloidíase, são levados em consideração a combinação de 
sintomas, como diarreia, dor abdominal e urticária, além de eosinofilia e achados 
radiográficos e sorológicos. 
 
 
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VANTAGENS 
 
O método de Rugai é uma adaptação simplificada do método de Barmann-
Moraes, apresentando algumas vantagens. Tem como princípio a utilização da 
temperatura da água a 45oC, facilitando a captura de larvas por meio do termotropismo 
e do hidrotropismo positivos, fazendo com que estas migrem para a água morna do 
funil, acumulando-se no fundo, por sedimentação espontânea. Além disso, o método 
tem baixo custo, quando comparado a outros, sendo viável na rotina laboratorial. 
 
LIMITAÇÕES 
 
Uma das limitações do método se deve às dificuldades inerentes ao diagnóstico 
laboratorial da estrongiloidíase. Com exceção de hiperinfecções, a eliminação de ovos 
nas fezes é mínima e irregular, e os parasitos adultos habitam o interior do tecido 
intestinal em vez do lúmen. Por isso, podem não ser detectados nas fezes, sendo mais 
precisamente detectados por biópsia ou, ocasionalmente, aspirados duodenais. 
Estudos recentes têm demonstrado que métodos diagnósticos para 
estrongiloidíase por exames parasitológicos que utilizam microscopia, como o método 
de Rugai, têm baixa sensibilidade e especificidade. 
 
PASSO A PASSO 
 
Para pesquisar o Strongyloides stercoralis em fezes frescas, o experimento exige 
os seguintes materiais: gaze, cálice de sedimentação, água aquecida, pipeta, lâmina, 
lamínula, lugol e microscópio. Primeiramente, retira-se a tampa do frasco que contém 
a amostra de fezes frescas e coloca-se a gaze sobre ela, em formato de cruz. Fecha-se a 
gaze, formando uma espécie de “trouxa”. Em seguida, coloca-se esse material, com a 
“boca” para baixo, dentro de um cálice de sedimentação contendo água aquecida a uma 
 
 
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temperatura de 45 oC, em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes, 
deixando em repouso por 2 horas. Após o repouso, retira-se cuidadosamente o 
sedimento do cálice (1 mL) e pipeta-se uma gota na lâmina. Acrescenta-se, então, uma 
gota de lugol, coloca-se a lamínula sobre a amostra e procede-se à análise ao 
microscópio. É importante ressaltar que a consistência da amostra de fezes não seja 
líquida, pois impossibilita a realização do teste. 
 
 
Figura 1 – Aparato do método de Rugai. Cálice de sedimentação contendo fezes frescas dentro da gaze em contato 
com a água morna. 
 
INOVAÇÕES 
 
Atualmente, muitos esforços e investimentos vêm sendo realizados para 
desenvolver novos métodos de detecção e melhorar a sensibilidade e especificidade dos 
métodos diagnósticos já existentes para infecções por S. estercoralis. São muitas as 
dificuldades encontradas para detecção das larvas nas fezes, por meio dos métodos 
parasitológicos comuns, principalmente devido a escassez ou flutuações na eliminação 
das larvas nas fezes dos pacientes suspeitos. Isso faz com que os métodos mais simples 
 
 
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disponíveis para diagnóstico sejam pouco eficazes e pouco sensíveis, mesmo 
implementando repetições no experimento. Assim, métodos de diagnóstico indireto, 
utilizando abordagens de imunologia e biologia molecular, têm sido amplamente 
testados. Porém, apesar de muitos esforços, os métodos imunológicos têm sido pouco 
empregados para o diagnóstico de estrongiloidíase, principalmente pela dificuldade em 
produzir um antígeno que apresente boa resposta e alta especificidade para a realização 
de imunoensaios, e porque reações falso-positivas podem ocorrer devido a reações 
cruzadas com antígenos de outros parasitos presentes no soro do paciente infectado. 
Ainda assim, a abordagem imunológica é considerada a melhor para a triagem de casos 
agudos no início da doença. O teste de Elisa é o método sorológico mais utilizado para 
detectar anticorpos anti-S. stercoralis, apresentando alta sensibilidade (57% a 100%) e 
especificidade (60% a 100%). Quando métodos parasitológicos simples, como o de 
Rugai, falham na detecção de estrongiloidíase, ou seja, quando o resultado do teste é 
negativo, mas o paciente exibe os sintomas da doença, o resultado pode ser confirmado 
por meio de outras técnicas, inclusive de biologia molecular. Entre elas, o Western 
Blotting, que utiliza frações solúveis de proteínas de larvas filarioides (fase infectante) 
contra o soro de paciente infectado com o parasito, e o método de reação em cadeia da 
polimerase (PCR), que utiliza detecção do DNA do parasito em fezes. Ambos os métodos 
vêm sendo amplamente utilizados para esse fim. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
 
 
CARVALHO, S.; GONÇALVES, F. A.; CAMPOS FILHO, P.; GUIMARÃES, E.; GONZÁLEZ Y 
CÁCERES, A. et al. Adaptation of the Rugai et al. method for analysis of soil parasites. 
Rev Soc Bras Med Trop 2005; 38:270-271. 
 
CDC – Centers for Disease Control and Prevention. Parasites – Strongyloides. CDC, 2019. 
Disponível em: https://www.cdc.gov/parasites/strongyloides/biology.html. Acesso em: 
15 fev. 2021. 
 
LAIGNIER, Elisa Rabello. Diagnóstico de Strongyloides stercoralis a partir de análises de 
sedimento obtido com dez ou mais gramas de fezes. – Universidade Federal do Espírito 
Santo, 2011. 
 
LEVENHAGEN, M. A.; COSTA-CRUZ, J. M. Atualização em diagnóstico imunológico e 
molecular de estrongiloidíase humana. Acta Tropical 2014; 135:33-43. 
 
NEVES, David Pereira. Parasitologia humana. 13. ed. São Paulo: Atheneu, 2016. 
 
WHO – World Health Organization. Soil-transmitted helminth infections. WHO, 2020. 
Disponível em: https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/soil-transmitted-
helminth-infections. Acesso em: 15 fev. 2021. 
 
Roteiro
Acesse o roteiro:
 
 
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INSTRUÇÕES GERAIS 
 
 
1. Neste experimento, você irá identificar parasitas a partir do método de Rugai. 
 
2. Utilize a seção “Recomendações de Acesso” para melhor aproveitamento da 
experiência virtual e para respostas às perguntas frequentes a respeito do 
VirtuaLab. 
 
3. Caso não saiba como manipular o Laboratório Virtual, utilize o “Tutorial 
VirtuaLab” presente neste Roteiro. 
 
4. Caso já possua familiaridade com o Laboratório Virtual, você encontrará as 
instruções para realização desta prática na subseção “Procedimentos”. 
 
5. Ao finalizar o experimento, responda aos questionamentos da seção “Avaliação 
de Resultados”. 
 
 
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RECOMENDAÇÕES DE ACESSO 
 
PARA ACESSAR O VIRTUALAB 
 
 
 
 
 
 
 
 
1. Caso utilize o Windows 10, dê preferência ao navegador Google Chrome; 
2. Caso utilize o Windows 7, dê preferência ao navegador Mozilla Firefox; 
3. Feche outros programas que podem sobrecarregar o seu computador; 
4. Verifique se o seu navegador está atualizado; 
5. Realize teste de velocidade da internet. 
 
Na página a seguir, apresentamos as duas principais dúvidas na utilização dos 
Laboratórios Virtuais. Caso elas não se apliquem ao seu problema, consulte a nossa seção 
de “Perguntas Frequentes”, disponível em: https://algetec.movidesk.com/kb/pt-br/ 
Neste mesmo link, você poderá usar o chat ou abrir um chamado para o contato com 
nossa central de suporte. Se preferir, utilize os QR CODEs para um contato direto por 
Whatsapp (8h às 18h) ou para direcionamento para a central de suporte. Conte conosco! 
ATENÇÃO: 
O LABORATÓRIO VIRTUAL DEVE SER ACESSADO POR COMPUTADOR. ELE NÃO DEVE SER 
ACESSADO POR CELULAR OU TABLET. 
O REQUISITO MÍNIMO PARA O SEU COMPUTADOR É UMA MEMÓRIA RAM DE 4 GB. 
SEU PRIMEIRO ACESSO SERÁ UM POUCO MAIS LENTO, POIS ALGUNS PLUGINS SÃO 
BUSCADOS NO SEU NAVEGADOR. A PARTIR DO SEGUNDO ACESSO, A VELOCIDADE DE 
ABERTURA DOS EXPERIMENTOS SERÁ MAIS RÁPIDA. 
 
 
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PERGUNTAS FREQUENTES 
 
 
1. O laboratório virtual está lento, o que devo fazer? 
 
a) No Google Chrome, clique em “Configurações” -> “Avançado” -> “Sistema” -> 
“Utilizar aceleração de hardware sempre que estiver disponível”. Habilite a 
opção e reinicie o navegador. 
 
b) Verifique as configurações do driver de vídeo ou equivalente. Na área de 
trabalho, clique com o botão direito do mouse. Escolha “Configurações 
gráficas” e procure pela configuração de performance. Escolha a opção de 
máximo desempenho. 
Obs.: Os atalhos e procedimentos podem variar de acordo com o driver de 
vídeo instalado na máquina. 
 
c) Feche outros aplicativos e abas que podem sobrecarregar o seu computador. 
 
d) Verifique o uso do disco no Gerenciador de Tarefas (Ctrl + Shift + Esc) -> 
“Detalhes”. Se estiver em 100%, feche outros aplicativos ou reinicie o 
computador. 
 
 
 
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2. O laboratório apresentou tela preta, como proceder? 
 
a) No Google Chrome, clique em “Configurações” -> “Avançado” -> “Sistema” -> 
“Utilizar aceleração de hardware sempre que estiver disponível”. Habilite a 
opção e reinicie o navegador. Caso persista, desative a opção e tente 
novamente. 
 
b) Verifique as configurações do driver de vídeo ou equivalente. Na área de 
trabalho, clique com o botão direito do mouse. Escolha “Configurações 
gráficas” e procure pela configuração de performance. Escolha a opção de 
máximo desempenho. 
Obs.: Os atalhos e procedimentos podem variar de acordo com o driver de 
vídeo instalado na máquina. 
 
c) Verifique se o navegador está atualizado. 
 
 
 
 
 
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DESCRIÇÃO DO LABORATÓRIO 
 
 
MATERIAIS NECESSÁRIOS 
 
• Bastão de vidro; 
• Béquer 500 mL com hipoclorito de sódio; 
• Béquer de 500 mL com água aquecida a 45°C; 
• Coletor com amostra de fezes; 
• Frasco conta-gotas com lugol; 
• Lâmina de vidro; 
• Lamínula; 
• Microscópio; 
• Pipeta Pasteur. 
 
 
 
 
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PROCEDIMENTOS 
 
1. SEGURANÇA DO EXPERIMENTO 
 
Higienize as mãos na pia. Coloque os equipamentos de proteção individual localizado 
no “Armário de EPIs”: jaleco, luvas, óculos de proteção e máscara. 
2. HOMOGENEIZANDO A AMOSTRA 
 
Identifique o coletor e lâmina de vidro com auxílio da caneta. Abra o coletor, coloque 
2 gazes sobre o coletor. Coloque o coletor (invertido) dentro do cálice. Adicione água 
aquecida no cálice até ficar em contato com a gaze e com as fezes. Aguarde o tempo 
de 2 horas e retire a gaze. 
 
3. PREPARANDO A LÂMINA 
 
Coloque a pipeta de Pasteur dentro do cálice e retire uma pequena quantidade da 
solução. Coloque uma gota da solução sobre a lâmina de vidro. Adicione uma gota de 
lugol com o conta gotas. Coloque a lamínula sobre a amostra. 
 
4. VISUALIZANDO A LÂMINA NO MICROSCÓPIO 
 
Direcione a lâmina de vidro para o microscópio. Ligue o microscópio e posicione a 
lâmina sobre a platina. Atente-se à instrução que, para movimentação do revólver ou 
para efetuar as configurações de posicionamento dos parafusos, condensador ou 
diafragma, deve-se clicar com o botão esquerdo do mouse sobre a área desejada e 
movimentar o cursor do mouse para direita ou esquerda. 
 
 
 
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5. AVALIANDO OS RESULTADOS 
 
Siga para a seção “Avaliação dos Resultados”, neste roteiro, e responda de acordo 
com o que foi observado nos experimentos. 
 
 
 
 
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AVALIAÇÃO DOS RESULTADOS 
 
 
 
1. Quais formas evolutivas podem ser identificadas através do método de Rugai? 
 
 
 
2. Faça um resumo da técnica analisada e cite 2 benefícios da sua aplicação. 
 
 
 
 
 
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TUTORIAL VIRTUALAB 
 
 
1. SEGURANÇA DO EXPERIMENTO 
 
Visualize a pia clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera com o nome “Pia” 
localizada dentro do painel de visualização no canto superior esquerdo da tela. Se 
preferir, também pode ser utilizado o atalho do teclado “Alt+5”. 
 
 
 
 
 
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Lave as mãos clicando na transmissão da torneira com o botão esquerdo do mouse. 
 
 
 
Visualize o armário de EPIs clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera com o 
nome “EPIs” ou através do atalho do teclado “Alt+1”. 
 
 
 
 
 
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Abra o armário de EPI clicando com o botão esquerdo do mouse sobre as portas. 
 
 
 
Selecione os EPIs necessários para a realização do ensaio clicando com o botão esquerdo 
do mouse sobre eles. Nesse experimento, é obrigatório o uso de jaleco, luvas óculos de 
proteção e máscara. 
 
 
 
 
 
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2. HOMOGENEIZANDO A AMOSTRA 
 
Visualize a bancada clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera com o nome 
“Visão geral” ou através do atalho do teclado “Alt+5”. 
 
 
 
Identifique o coletor clicando com o botão esquerdo do mouse na caneta. 
 
 
 
 
 
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Identifique a lâmina de vidro clicando com o botão esquerdo do mouse na caneta. 
 
 
 
Abra o coletor coma amostra clicando na tampa do coletor com o botão esquerdo do 
mouse. 
 
 
 
 
 
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Coloque as 2 gazes sobre a tampa do coletor clicando com o botão esquerdo do mouse 
na gaze. 
 
 
 
Coloque o coletor invertido dentro do cálice clicando como botão esquerdo do mouse 
no coletor. 
 
 
 
 
 
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Adicione água aquecida no cálice clicando com o botão esquerdo do mouse no béquer 
com água. 
 
 
 
Aguarde o tempo ou avance o tempo clicando com o botão esquerdo do mouse na 
opção “Pular”. 
 
 
 
 
 
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3. PREPARANDO A LÂMINA 
 
Retire uma pequena quantidade da solução clicando com o botão esquerdo do mouse 
na pipeta de Pasteur. 
 
 
 
Adicione uma gota de lugol clicando como botão esquerdo do mouse no conta gotas. 
 
 
 
 
 
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MÉTODO DE RUGAI 
Coloque a lamínula sobre a solução com lugol clicando com o botão esquerdo do mouse 
na lamínula. 
 
 
 
 
 
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4. VISUALIZANDO A LÂMINA NO MICROSCÓPIO 
 
Mova a lâmina de vidro para o microscópio clicando na lâmina com o botão esquerdo 
do mouse. 
 
 
 
Ligue o microscópio clicando com o botão esquerdo do mouse no interruptor localizado 
na base do equipamento.19 ALGETEC – SOLUÇÕES TECNOLÓGICAS EM EDUCAÇÃO 
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LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
MÉTODO DE RUGAI 
Movimente as lentes objetivas pressionando com o botão esquerdo do mouse sobre o 
revólver e movimentando o cursor à direita ou à esquerda. 
 
 
 
Se for necessário ajustar a iluminação, movimente o diafragma pressionando com o 
botão esquerdo do mouse sobre ele e arrastando o cursor à direita ou à esquerda. 
 
 
 
 
 
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LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
MÉTODO DE RUGAI 
Realize o ajuste do foco pressionando o botão esquerdo do mouse sobre o parafuso 
macrométrico e movimentando o cursor à direita ou à esquerda. 
 
 
 
Se for necessário um ajuste mais apurado do foco, gire o botão micrométrico 
pressionando o botão esquerdo do mouse sobre ele e movimentando o cursor à direita 
ou à esquerda. 
 
 
 
 
 
 
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LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
MÉTODO DE RUGAI 
Para movimentar a lâmina à direita ou à esquerda, gire a peça inferior do charriot 
pressionando com o botão esquerdo do mouse sobre ela e movimentando o cursor à 
direita ou à esquerda. 
 
 
 
Para movimentar a lâmina à frente ou para trás, gire a peça superior do charriot 
pressionando com o botão esquerdo do mouse sobre ela e movimentando o cursor à 
direita ou à esquerda. 
 
 
 
 
 
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LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
MÉTODO DE RUGAI 
Visualize o microscópio frontal clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera 
com o nome “Microscópio (frontal)” ou através do atalho do teclado “Alt+3”. 
 
 
 
Visualize a lâmina clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o ícone “ver ocular” 
localizado abaixo do ícone da engrenagem no canto superior direito da tela. 
 
 
 
 
 
 
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LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
MÉTODO DE RUGAI 
Realize os ajustes no diafragma, para regular a iluminação, no charriot para controlar a 
posição da lâmina, e nos botões macro e micrométrico, para focalizar a imagem. 
Visualize a lâmina na objetiva de 40x. 
 
 
 
Retire a lâmina do microscópio clicando com o botão esquerdo do mouse na lâmina de 
vidro. 
 
 
 
 
 
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LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
MÉTODO DE RUGAI 
Desligue o microscópio clicando no interruptor com o botão esquerdo do mouse. 
 
 
 
 
 
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LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA CLÍNICA 
MÉTODO DE RUGAI 
 
5. AVALIANDO OS RESULTADOS 
 
 
Siga para a seção “Avaliação dos Resultados”, neste roteiro, e responda de acordo com 
o que foi observado nos experimentos. 
Pré Teste
1) 
O método de Rugai é utilizado para o diagnóstico direto de nematoides encontrados no solo. 
Esses parasitos, geralmente, entram em contato com a pele do indivíduo, ou são ingeridos por 
ele, causando infecções, cujos quadros clínicos variam de assintomáticos a hiperinfecções. 
Indique quais afirmativas estão corretas. 
I. Os pacientes com quadros clínicos de hiperinfecções, geralmente, são 
imunocomprometidos. 
II. O método de Rugai é muito utilizado para o diagnóstico direto de Strongyloides stercoralis. 
III. Os pacientes assintomáticos não eliminam larvas. 
A) Somente I está correta.
B) Somente II está correta.
C) I e II estão corretas. 
2) 
No laboratório virtual, antes de acessar a bancada com todos os equipamentos de proteção 
individual (EPIs), é necessário higienizar as mãos. 
Aponte quais EPIs você irá utilizar nesta prática para iniciar o experimento. 
A) Jaleco, luvas, máscara e álcool 70% 
B) Jaleco, luvas, óculos e máscara.
C) Jaleco, luvas, óculos e béquer com hipoclorito de sódio.
3) 
O método de Rugai é uma ferramenta muito utilizada para monitorar e avaliar a prevalência e 
distribuição geográfica de Strongyloides stercoralis transmitidos por meio de solo 
contaminado. 
Sobre esse método, é correto afirmar que: 
A) a metodologia é considerada complexa e pode ser reproduzida em larga escala.
B) o termotropismo e o hidrotropismo positivos apresentados pelas larvas facilitam sua detecção 
no sedimento da fase aquosa. 
C) a filtragem com auxílio de pressão negativa é necessária para a captura das larvas.
4) 
Algumas dificuldades com relação ao diagnóstico laboratorial da estrongiloidíase têm sido 
encontradas por questões de limitações do método de Rugai. 
Indique as afirmativas que estão corretas. 
I. Os parasitos adultos habitam o lúmen intestinal e, por essa razão, as larvas são eliminadas 
em pouquíssima quantidade. 
II. A eliminação de larvas nas fezes é mínima e irregular, e isso é limitante para o diagnóstico. 
III. Os parasitos adultos habitam o interior do tecido intestinal, dificultando sua detecção. 
IV. O método de Rugai é considerado diagnóstico para estrongiloidíase, apresentando baixa 
sensibilidade e especificidade. 
A) Somente I.
B) Somente II.
C) As alternativas II, III e IV estão corretas.
5) 
Para realizar o experimento utilizando o método de Rugai, uma porção da amostra de fezes 
humanas frescas precisa ser colocada em gaze, formando uma "trouxa” que, em seguida, é 
invertida em um funil de sedimentação com água morna. 
Assinale a alternativa que melhor explica esse procedimento do método. 
A) A utilização de água a 65°C facilita a captura das larvas de S. stercoralis devido ao 
termotropismo e hidrotropismo positivos, fazendo com que migrem mais rapidamente para a 
água do funil, acumulando-se por sedimentação espontânea.
B) A utilização de água a 45°C facilita a captura das larvas por meio do termotropismo e 
hidrotropismo positivos, fazendo com que migrem para a água do funil, acumulando-se por 
sedimentação espontânea.
C) A utilização de água morna com 1% de glicose facilita a captura das larvas por meio do 
termotropismo e hidrotropismo positivos, fazendo com que migrem para a água do funil, 
acumulando-se por sedimentação espontânea.
Experimento
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Pós Teste
1) O método de Rugai requer a manipulação de amostras de fezes frescas, por isso exige a 
adoção de regras de biossegurança nível 2 (NB2). A adoção dessas normas é extremamente 
importante, devido ao risco de contaminação do manipulador pela ingestão de cistos de 
protozoários, ovos de helmintos e outros agentes infecciosos. Para o experimento ser 
realizado conforme esse nível de biossegurança, pressupõe-se que:
I. toda a superfície de trabalho deverá ser descontaminada com hipoclorito de sódio 0,2% 
(ou álcool 70%) antes e após o procedimento;
II. a higienização das mãos é obrigatória antes de colocar os equipamentos de proteção 
individual (EPIs);
III. é obrigatório usar os seguintes EPIs: jaleco, luva de látex, óculos e máscara.
Quais afirmativas são verdadeiras?
A) Somente I.
B) Somente I e II.
C) I, II e III.
2) A técnica de Rugai pode auxiliar no diagnóstico precoce de doenças causadas por 
nematoides, pois permite a identificação em nível de espécie. Essa identificação é 
fundamental para que haja o monitoramento e uma melhor resposta ao tratamento, 
especialmente em regiões endêmicas, bem como a adoção de medidas sanitárias adequadas,quando necessárias.
Sobre a técnica de Rugai, indique quais afirmativas estão corretas.
I. É um método laboratorial utilizado na área clínica para pesquisa e diagnóstico específico 
da estrongiloidíase, uma doença causada por Strongyloides stercoralis, um nematoide 
encontrado no solo que pode causar sérios danos à saúde humana.
II. A técnica vem sendo aplicada para identificar a presença de larvas de geo-helmintos, 
principalmente nematoides, no solo e em hortaliças.
III. A técnica utiliza, para diagnóstico de Strongyloides stercoralis, amostras de fezes 
humanas frescas com consistência líquida.
A) Somente I está correta.
B) Somente I e II estão corretas.
C) Somente II está correta.
3) Muitas dificuldades são encontradas para identificar as larvas de Strongyloides stercoralis 
nas fezes, devido a escassez ou flutuações na eliminação, o que torna o diagnóstico pelo 
método de Rugai pouco eficaz e pouco sensível, mesmo implementando repetições no 
experimento. Por esse motivo, metodologias complementares, que permitem um 
diagnóstico mais robusto e sensível, vêm sendo implementadas e aprimoradas.
Indique, nas alternativas a seguir, quais abordagens e ferramentas poderiam ser utilizadas 
para complementar o diagnóstico realizado pelo método de Rugai.
A) Biologia molecular e imunologia.
B) Biologia molecular, imunologia e microscopia óptica.
C) Biologia celular e molecular.
4) O método de Rugai pode ser aplicado para o diagnóstico direto de Strongyloides stercoralis, 
um nematoide que infecta humanos, considerado uma das espécies mais relevantes na 
clínica. Uma das limitações do método se deve às dificuldades inerentes ao diagnóstico 
laboratorial da estrongiloidíase.
Com relação às limitações do método, é correto afirmar que:
A) com exceção de hiperinfecções, a eliminação de ovos nas fezes é mínima e irregular, e os 
parasitos adultos habitam o interior do tecido intestinal em vez do lúmen. Por isso, podem 
não ser detectados nas fezes, sendo mais precisamente detectados por biópsia ou, 
ocasionalmente, por aspirados duodenais.
B) a eliminação de ovos nas fezes é mínima e irregular, e os parasitos adultos habitam o lúmen 
intestinal. Por isso, podem ser detectados nas fezes facilmente.
C) métodos baseados em imunologia têm sido constantemente empregados para o diagnóstico 
de estrongiloidíase, substituindo o método de Rugai, pois apresentam uma boa resposta e alta 
especificidade.
5) 
Para pesquisar Strongyloides stercoralis em fezes frescas, o experimento exige os seguintes 
materiais: gaze, cálice de sedimentação, água aquecida, pipeta, lâmina, lamínula, lugol e 
microscópio. Primeiramente, a amostra de fezes frescas é colocada em gaze, formando uma 
espécie de “trouxa”. Em seguida, se coloca esse material dentro de um cálice de 
sedimentação contendo água aquecida, em quantidade suficiente para entrar em contato 
com as fezes, e se deixa repousar por 2 horas.
Marque a alternativa que apresenta corretamente o princípio do método de Rugai.
A) Termotropismo e hidrotropismo.
B) Termotropismo e entropismo.
C) Termotropismo e fototropismo.