Roteiros FARMACOLOGIA

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Roteiros 
Farmacologia Aplicada à Biomedicina
Orientações gerais sobre as aulas práticas/relatório e atividades obrigatórias
 � Leia atentamente todos os roteiros. 
 � As normas para entrada nos laboratórios devem ser respeitadas; caso contrário, o 
aluno não poderá participar das aulas (leia a seguir as normas de biossegurança).
 � Para elaboração do relatório, leia com atenção o manual de orientações de aulas 
práticas disponível no AVA.
 � O relatório deve ser elaborado segundo as normas da ABNT.
 � O prazo para postagem do relatório é de 7 dias a contar da última aula prática da 
disciplina, sendo realizada uma única postagem.
 � Observar se o arquivo do relatório foi corretamente anexado, se não está corrompido, 
em branco, se está disponível e se corresponde à disciplina correta. Relatórios com tais 
erros/falhas não serão considerados para a correção e será atribuída nota zero.
 � Do relatório fazem parte as atividades obrigatórias que só poderão ser anexadas 
vistadas pelo professor responsável pela(s) aula(s) prática(s).
 � O aluno deve imprimir as folhas com as questões e responder no campo destinado e 
entregar ao docente para vistar durante a aula prática. 
 � O professor responsável pela prática deve vistar preferencialmente as atividades 
sempre após o final do período de aula correspondente. 
 � O professor não assinará folhas em branco sob nenhuma circunstância.
 � Folhas com assinaturas do docente rasuradas não serão aceitas.
 � Relatórios que não contarem com as atividades obrigatórias não serão validados.
 � O aluno deve anexar somente as atividades referentes às aulas práticas que 
participou, da mesma forma que deve descrever no relatório somente os procedimentos 
que participou.
 � O número de atividades obrigatórias varia de acordo com a carga horária de cada 
disciplina prática. 
 � Serão confrontados o relatório e as questões entregues com a frequência registrada 
em sistema, por esse motivo, não deixar de registrar frequência no polo. A nota é 
proporcional à frequência registrada em sistema.
 � O relatório deve ser confeccionado na seguinte ordem: 1. capa; 2. atividades 
obrigatórias; 3. resultados e discussão; 4. Referências.
 � Estão descritas na tabela a seguir as orientações para confecção de cada uma das 
etapas necessárias ao relatório. 
 � Para maiores informações/orientações, consulte (AVA>disciplina>manual de 
orientações para a prática).
Itens Critérios Pontuação
Atividades obrigatórias
 � Respostas devem estar à caneta.
 � Não apresentar rasuras.
 � Vistadas pelo docente.
 � Anexar somente as atividades obrigatórias referentes 
aos roteiros de prática que realizou.
4,0
Resultados e discussão
 � Descrever os resultados por roteiro realizado, 
relacionando os achados à teoria e referenciando-os.
 � Anexar desenhos, fotos, diagramas, esquemas, 
tabelas, dentre outros recursos que melhor ilustrem e 
descrevam os resultados.
5,0
Elementos pré-textuais 
(capa) e pós-textuais 
(referências)
 � Apresentar capa conforme modelo disponibilizado, 
contendo nome, RA, polo de matrícula, polo de prática, 
data das aulas e nome do docente e disciplina. 
 � Apresentar em ordem alfabética as referências 
utilizadas seguindo normas da ABNT.
1,0
Regras básicas de segurança no laboratório
1. Durante a aula prática, mantenha sempre atenção ao roteiro, tendo-o sempre 
próximo a você. Pode ser efetuada marcação com caneta sob cada item realizado do 
experimento, de forma a não se perder durante a execução.
2. Leia sempre o roteiro antes de iniciar a prática e mesmo antes das explicações 
do professor.
3. Observe a localização do material e equipamentos de emergência (chuveiro, 
lava-olhos etc.).
4. Não abra qualquer recipiente antes de reconhecer seu conteúdo pelo rótulo.
5. Não pipete líquidos diretamente com a boca, use pipetas adequadas.
6. Não tente identificar um produto químico pelo odor e nem pelo sabor.
7. Não deixe de utilizar os equipamentos de proteção.
8. Não adicione água aos ácidos, mas sim os ácidos à água.
9. Não trabalhe com sandálias, chinelos ou sapatos abertos e com salto no laboratório.
10. Sempre identifique o conteúdo presente nos frascos ou tubos utilizados no 
experimento com caneta para vidros. Isso facilita seu descarte adequado por parte dos 
responsáveis pelo laboratório.
11. Mantenha os solventes em recipientes adequados e devidamente tampados, bem 
como materiais inflamáveis longe de fontes de calor (bico de Bunsen).
12. Utilize a capela sempre que manipular reagentes ou solventes que liberem vapores.
13. Conheça as propriedades tóxicas das substâncias químicas antes de empregá-las 
pela primeira vez no laboratório. Caso tenha dúvidas, consulte o professor ou o técnico 
a respeito.
14. Se tiver cabelos longos, leve-os presos ao realizar qualquer experiência no laboratório. 
Não se alimente e nem ingira líquidos nos laboratórios.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacologia aplicada à biomedicina
Título da aula: Cromatografia em papel
AULA 1
ROTEIRO 1
Objetivos
Explicar o princípio de separação de diferentes substâncias por cromatografia. Discutir 
os tipos de cromatografia e sua aplicação no isolamento de princípios ativos de plantas.
Materiais Quantidades (por grupo/turma)
Folhas de espinafre Até completar o almofariz
Etanol absoluto acondicionado em pisseta 100 mL por grupo
Béquer de 50 mL 1 por grupo
Papel de filtro (tiras de 5 cm x 20 cm) 1 por grupo
Macerador (almofariz + pistilo) 1 por grupo
Funil + papel de filtro 1 por grupo
Filme plástico
Procedimento
 � Acondicione as folhas de espinafre inteiras ou em pedaços no almofariz limpo, 
contendo etanol o suficiente para cobrir as folhas. Quanto mais folhas, mais concentrada 
será a solução. Após macerar bem, deixe descansar por 40 minutos e filtre para retirar 
os resíduos sólidos.
 � Acondicione o extrato de folhas de espinafre no béquer. Mergulhe a tira de papel de 
filtro na solução, deixando-a imersa, aproximadamente, 0,5 cm.
 � Espere até o extrato subir por capilaridade por toda a extensão do papel de filtro.
 � Retire o papel do béquer, deixe secar e analise os resultados obtidos. Identifique a 
banda das clorofilas a e b (verdes), xantofila (amarela) e caroteno (laranja).
Discussão
A cromatografia é uma técnica que permite a separação e a detecção de solutos 
em solução e uma de suas aplicações é identificar compostos químicos presentes em 
extratos vegetais.
O princípio da técnica é separar os diferentes solutos presentes em uma solução 
complexa (por exemplo, o extrato das folhas de uma planta medicinal) por meio da interação 
diferencial de cada um desses solutos com uma fase móvel (um solvente que percorre todo 
o aparato de cromatografia) e uma fase estacionária (uma matriz, que pode ser sólida, 
líquida ou gasosa).
Na cromatografia em papel, utiliza-se uma tira de papel constituída de celulose 
praticamente pura (papel de filtro, por exemplo), que absorve até 22% de água. É essa água 
que funciona como fase estacionária líquida e que interage com a fase móvel, também 
líquida, e constituída por um ou mais solventes orgânicos. Quando a fase móvel entra em 
contato com a fase líquida, as diversas substâncias presentes na solução-problema são 
separadas em resposta à diferença de afinidade entre a fase estacionária e a fase móvel. 
Substâncias polares tendem a interagir mais fortemente com a água e migram pouco pelo 
papel, enquanto que substâncias apolares tendem a acompanhar o solvente orgânico, que 
também é apolar ou que apresenta regiões apolares em suas moléculas (como, por exemplo, 
o etanol).
Nas folhas das plantas, cada tipo de pigmento possui uma estrutura química definida, com 
um padrão específico de duplas ligações conjugadas, o que determina a absorção seletiva 
de certos comprimentos de onda e, consequentemente, a sua coloração característica. 
Em decorrência disso, a clorofila a é verde-azulada, a clorofila b é verde-amarelada,as 
xantofilas são amarelas e o caroteno é alaranjado. Além de apresentarem colorações 
características, esses pigmentos também apresentam diferentes afinidades pelos diversos 
solventes orgânicos e pela água, o que se deve à proporção de radicais hidrofóbicos ou 
hidrofílicos que cada um deles possui.
Os pigmentos naturais que dão cor aos alimentos apresentam diversas propriedades 
benéficas para o organismo. Os carotenoides, por exemplo, determinam a coloração de 
várias frutas, verduras e legumes.
O betacaroteno, encontrado principalmente em vegetais amarelos, alaranjados e verde-
escuros, é um precursor da vitamina A.
O licopeno, famoso por seus benefícios no combate ao câncer de próstata, é o pigmento 
que dá ao tomate sua cor vermelha.
Os pigmentos de tonalidade vermelho-escura, roxa e azulada presentes em alimentos 
como jabuticaba, uva, repolho roxo e beterraba, por exemplo, são da família dos flavonoides, 
que contêm a antocianina, de propriedade antioxidante. Por outro lado, a vitamina C 
presente em uma grande variedade de frutas, não pode ser identificada por nenhuma 
cor, mas exerce papel fundamental na regulação do sistema imunológico e na síntese de 
colágeno, por exemplo.
Outras substâncias estão presentes em diferentes componentes das plantas (folhas, 
flores, raízes, caule etc.) e, independentemente de apresentarem ou não cor, podem ser 
separadas por cromatografia. Essa é a técnica mais utilizada para se separar potenciais 
princípios ativos de plantas medicinais.
Diversas outras técnicas de cromatografia, além da realizada em papel, estão disponíveis, 
como, por exemplo, a cromatografia em camada delgada, a cromatografia em coluna, a 
cromatografia líquida de alta performance (HPLC) e a cromatografia a gás, o que permite 
uma ampla gama de utilizações.
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança: o 
material usado pode ser desprezado em pia com água corrente.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacologia aplicada à biomedicina
Título da aula: Análise do perfil de dissolução 
da glibenclamida
AULA 2
ROTEIRO 1
 Objetivo
Comparar, pela análise do perfil de dissolução, a intercambialidade de medicamentos 
genéricos de glibenclamida 5 mg em relação ao medicamento de referência Daonil® 
(glibenclamida 5 mg, Sanofi-Aventis).
Materiais
Quantidades
(por grupo/turma)
Balança milesimal Bancada
Glibenclamida apresentando, aproximadamente, 100% de pureza Qsp/grupo
Tampão fosfato 0,1 mol/L, pH 7,3 Qsp/grupo
Metanol 100% Qsp/grupo
Comprimidos de Daonil® (glibenclamida 5 mg, Sanofi-Aventis) e de glibenclamida 
5 mg, genéricos, de diferentes marcas (duas marcas; pode-se, alternativamente, 
utilizar o medicamento similar)
Qsp/grupo
Espectrofotômetro ultravioleta/visível Bancada
Agitador magnético com aquecimento Bancada
pHmetro Bancada
Procedimento
1) Preparo da curva padrão de glibenclamida:
 � Pesar 62,5 mg de glibenclamida padrão e diluir em metanol em volume final 
de 250 mL.
 � Preparar soluções de 1; 0,5; 0,25; 0,125 e 0,0625 mg/mL a partir da solução 
padrão, em volume final de 10 mL cada.
 � Determinar a absorbância das amostras a partir da leitura, em 
espectrofotômetro, no comprimento de onda de 225 nm. Plotar em gráfico 
concentração versus absorbância.
2) Teste de perfil de dissolução:
 � Acondicionar 6 comprimidos inteiros do medicamento Daonil® (Sanofi-Aventis) 
em um tamiz plástico, o que corresponde a 30 mg de princípio ativo. Fazer o mesmo 
com os medicamentos genéricos/similares.
 � Mergulhar os comprimidos em béquer contendo 250 mL de solução de tampão 
fosfato com pH 7,3 imerso em banho-maria (um béquer para cada medicamento – 
total 3 béqueres). Manter a temperatura a 41 oC.
 � Coletar alíquotas de 2 mL de cada uma das amostras nos tempos 15, 30, 45 e 60 
minutos. Filtrar.
 � Acondicionar em cubeta de quartzo e realizar a medida da absorbância, por 
espectrofotometria, a 225 nm.
 � Comparar os resultados obtidos com a curva padrão de glibenclamida.
Discussão
Por meio do perfil de dissolução, é possível estimar a quantidade de glibenclamida 
disponível para absorção. Ainda que não seja uma avaliação essencial no que tange à 
eficácia de um medicamento de uso contínuo, esse parâmetro merece destaque, por fazer 
parte dos três itens que são objeto de testes em medicamentos, a saber: equivalência 
farmacêutica, perfil de dissolução e bioequivalência.
Assim como todos os fármacos da classe sulfonilureias, a glibenclamida apresenta 
baixa solubilidade em água, o que resulta em baixa liberação desse fármaco a partir de 
formas farmacêuticas sólidas em testes de dissolução. Consequentemente, a glibenclamida 
apresenta baixa biodisponibilidade, com velocidades reduzidas de liberação nos testes 
in vitro de dissolução.
A glibenclamida é um ácido fraco (pKa = 5,3) e, em pH mais elevado, apresenta-se 
na forma ionizada. Devido à ionização, a glibenclamida se torna mais polar e, portanto, 
mais solúvel em solventes polares. Desta forma, justifica-se a utilização do tampão 
fosfato pH 7,3.
Na literatura, encontram-se descritas algumas explicações em relação à variação 
acentuada na velocidade de liberação de glibenclamida em testes in vitro. Primeiramente, 
existem no mercado comprimidos produzidos com diversos tamanhos de partículas desse 
princípio ativo, podendo apresentar-se na forma micronizada ou não. Essa diversidade no 
tamanho de partículas é justificada pela ausência de regulamentações para estabelecer 
faixas de especificação de granulometria. Formulações contendo diferentes tamanhos de 
partículas de glibenclamida não são uniformemente bioequivalentes.
Além disso, a composição da formulação também influencia decisivamente na liberação 
do fármaco. Mudanças no processo produtivo, como, por exemplo, a alteração de uma 
mistura de excipientes, pode resultar em diferenças significativas de biodisponibilidade 
do princípio ativo e, consequentemente, interferir nos ensaios in vitro. O tipo e a natureza 
dos excipientes utilizados são fatores determinantes para a velocidade e a extensão em 
que o fármaco será absorvido, uma vez que podem limitar a dissolução (liberação) do 
princípio ativo.
Outro fator fundamental é a forma como a glibenclamida foi obtida em escala industrial. 
Dependendo do solvente utilizado, pode-se dar origem a diferentes formas polimórficas e 
pseudopolimórficas que influenciam diretamente em suas propriedades físico-químicas.
Referências
NERY, C. G. C.; PIANETTI, G. A.; PIRES, M. A. S.; CAMPOS, L. M. M.; SOARES, C. D. V. Teste 
de dissolução para avaliação de liberação de glibenclamida em comprimidos. Rev. Bras. 
Cien. Farm. 2007; 43(3):413-419.
Descarte do material utilizado conforme normas internacionais de segurança: as 
soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia com água corrente.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacologia aplicada à biomedicina
Título da aula: Determinação da presença 
de ácido salicílico em comprimidos de ácido 
acetilsalicílico de diferentes procedências
AULA 3
ROTEIRO 1
 
Objetivos
Determinar a presença de ácido salicílico em comprimidos de ácido acetilsalicílico:
 � De referência (Aspirina®), similares (AAS®, Melhoral® etc.) e genéricos (de 
diferentes laboratórios).
 � Armazenados em cartelas íntegras e mantidas em diferentes condições de 
temperatura e umidade.
Materiais
Quantidades
(por grupo/turma)
Ácido salicílico (pó) 20 mg por grupo
Comprimido de Aspirina® 500 mg 3 por grupo
Comprimido de ácido acetilsalicílico 500 mg similar marca 1 1 por grupo
Comprimido de ácido acetilsalicílico 500 mg similar marca 2 1 por grupo
Comprimido de ácido acetilsalicílico 500 mg genérico laboratório 1 1 por grupo
Comprimido de ácido acetilsalicílico 500 mg genérico laboratório 2 1 por grupo
Comprimido de ácido acetilsalicílico 500 mg genérico laboratório 3 1 por grupo
Cloreto férrico 1% 300 mL por grupo
Água em pisseta 1 por grupo
Béquerde 15 mL 10 por grupo
Pipeta Pasteur 6 por grupo
Pipeta de 5 mL 1 por grupo
Bastão de vidro 1 por grupo
Procedimento
 � Uma semana antes da realização da aula prática, retirar 1 comprimido de Aspirina da 
cartela (por grupo). Manter o comprimido em local úmido, juntamente com um segundo 
comprimido mantido em cartela íntegra (usar comprimidos da mesma cartela ou, no 
mínimo, do mesmo lote). Os demais comprimidos devem ser armazenados dentro das 
caixas lacradas, em local seco e em temperatura ambiente.
 � Para o preparo da curva padrão de ácido salicílico, preparar uma solução padrão 
de ácido salicílico 1 mg/mL: pesar 20 mg de ácido salicílico em balança analítica 
e, em seguida, adicionar solução de cloreto férrico (FeCl3) a 1% até o volume final 
de 20 mL. Essa solução deve ser utilizada para o preparo da curva padrão de ácido 
salicílico, nas seguintes concentrações: 1 mg/mL, 0,5 mg/mL, 0,25 mg/mL, 0,125 mg/mL, 
0,0675 mg/ mL e 0,03375 mg/mL (diluição 1:1). Preparar 10 mL de cada uma das soluções 
acima e acondicionar cada solução em um béquer de 15 mL.
Cada grupo deve macerar:
 � 1 comprimido de Aspirina mantido dentro da caixa lacrada em local seco.
 � 1 comprimido de Aspirina mantido dentro da cartela em local úmido.
 � 1 comprimido de Aspirina mantido fora da cartela em local úmido.
 � 1 comprimido de cada um dos comprimidos similares.
 � 1 comprimido de cada medicamento genérico.
 � Cada comprimido macerado deve ser transferido para um béquer de 15 mL e 10 mL 
de cloreto férrico 1% devem ser adicionados a cada amostra de comprimido macerado.
 � Após homogeneização com bastão de vidro, comparar a coloração de cada amostra 
com a curva padrão de ácido salicílico.
 � Discutir a influência dos processos de fabricação e controle de qualidade e de 
armazenamento no conteúdo de ácido salicílico presente nos comprimidos.
Discussão
O ácido acetilsalicílico (AAS) é utilizado como antipirético, analgésico, anti-inflamatório, 
sendo um fármaco de alto consumo e comercialização em todo mundo. O AAS tem como 
percussor o ácido salicílico que também é produto da sua degradação.
A síntese do ácido acetilsalicílico é feita industrialmente pela acetilação do ácido 
salicílico, utilizando anidrido acético em meio ácido. Quando se observa ácido salicílico 
em pequenas quantidades em ácido acetilsalicílico, é considerado impureza. Isso ocorre 
quando o processo sintético é insatisfatório. O ácido salicílico apresenta potencial tóxico 
maior do que o ácido acetilsalicílico, daí a importância de se estimar sua concentração 
nos comprimidos.
Duas principais hipóteses podem explicar o alto teor de ácido salicílico presente 
em medicamentos à base de ácido acetilsalicílico. A primeira é que a síntese do ácido 
acetilsalicílico não foi realizada adequadamente. A segunda que o ácido acetilsalicílico 
sofreu hidrólise durante o processo de armazenamento do medicamento.
Para a detecção de ácido salicílico nas amostras, foi utilizado o cloreto férrico (FeCl3 ), que 
forma um complexo tri-quelado com o ácido salicílico, que adquire coloração arroxeada. 
Quanto mais intensa a cor, maior a concentração de ácido salicílico na amostra.
O presente experimento não permite quantificar o ácido salicílico em cada comprimido, 
mas sim determinar qualitativamente a presença dessa substância. Nesse contexto, a curva 
de ácido salicílico serve como um padrão visual para a estimativa da intensidade da cor em 
cada amostra.
Descarte do material utilizado conforme normas internacionais de segurança: as 
soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia com água corrente.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacologia aplicada à biomedicina
Título da aula: Determinação da excreção do 
ácido salicílico pela urina
AULA 3
ROTEIRO 2
Objetivo
Determinar a excreção de ácido salicílico pela urina.
Materiais
Quantidades
(por grupo/turma)
Tubos de ensaio 2 por grupo
Comprimidos de ácido acetilsalicílico 500 mg 2 por grupo
Coletor de urina 2 por grupo
Cloreto férrico a 10% 5 mL por grupo
Estante 1 por grupo
Pipeta Pasteur 1 por grupo
Fita de pH 1 por grupo
Procedimento
Um estudante de cada grupo fará ingestão de 1 grama de ácido acetilsalicílico (aspirina) 
na noite anterior ao trabalho experimental e coletará a primeira urina na manhã seguinte, a 
fim de se proceder ao seguinte experimento (como alternativa, o professor poderá solicitar 
aos técnicos de laboratório que preparem uma amostra de urina contendo AAS):
1. Colocar, aproximadamente, 2 mL de urina em um tubo de ensaio.
2. Colocar em outro tubo de ensaio 2 mL de urina de um estudante que não 
tomou aspirina.
3. Adicionar em ambos os tubos 6 gotas de cloreto férrico a 10%.
4. Observar o aparecimento de coloração violácea no tubo 1.
5. Com a fita de pH, determinar o pH de cada amostra de urina.
Discussão
Os salicilatos são mormente hidrolisados a salicilato no trato gastrointestinal, no fígado 
e no sangue, e posteriormente metabolizados no fígado.
O ácido salicílico também sofre metabolização por esterases da mucosa digestiva, 
que o hidrolisam a ácido salicílico e por estearases hepáticas, que dão origem a vários 
metabólitos inativos.
A cinética da eliminação do ácido salicílico depende da dose, uma vez que o metabolismo 
é limitado pela capacidade das enzimas hepáticas. É uma cinética de 1ª ordem. Quando no 
organismo estão presentes doses terapêuticas, o ácido salicílico é metabolizado no fígado e 
eliminado em 2-3h. A eliminação é essencialmente renal (90%), principalmente como ácido 
salicílico livre e metabólitos conjugados:
 � 75% na forma de ácido salicilúrico;
 � 15% na forma de glucurónicos;
 � 10% na forma de ácido salicílico.
A excreção de salicilato livre é extremamente variável e depende da dose e do pH urinário. 
Na urina alcalina, mais de 30% do fármaco ingerido pode ser eliminado como salicilato 
livre, enquanto que, na urina ácida, essa porcentagem pode ser de apenas 2%. Portanto, 
deve-se observar a coloração violácea somente nos tubos que contêm urina do integrante 
que tomou os comprimidos, sendo a intensidade da cor dependente do pH da urina.
Descarte do material utilizado conforme normas internacionais de segurança: as 
soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia com água corrente.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacologia aplicada à biomedicina
Título da aula: Verificação da influência do pH e 
do pKa na ionização de fármacos
AULA 4 
ROTEIRO 1
Objetivo
Observar a influência do pH nas relações das concentrações de formas ionizadas e 
não ionizadas de três fármacos, o ácido acetilsalicílico, de caráter ácido (pKa = 5), e o 
paracetamol, ácido muito fraco, considerado de caráter neutro (pKa = 10).
Materiais
Quantidades
(por grupo/turma)
Tubos de ensaio 5 por grupo
Placas de sílica com indicador de fluorescência 5 por grupo
Capilares 5 por grupo
Estante 1 por grupo
Equipamento com luz ultravioleta 1 equipamento
Ácido acetilsalicílico 1 comprimido de 500 mg por grupo
Paracetamol 1 comprimido de 500 mg por grupo
HCl pH 1 20 mL por grupo
Tampão Na2HPO4/NaH2PO4 pH 8 (misturar 1 mL de solução de 
NaH2PO4 0,2 mol/L e 19 mL de solução de Na2HPO4 0,2 mol/L)
20 mL por grupo
Acetato de etila 20 mL por grupo
Procedimento
Em tubos de ensaio, adicionar as amostras de ácido acetilsalicílico (AAS) e paracetamol 
(PC) às soluções de pH 1 e 8 e o solvente, seguindo o especificado na tabela.
Tubo Fármaco (mg) HCl pH 1 (mL)
Tampão Na2HPO4/ 
NaH2PO4 pH = 8* (mL)
Acetato de 
etila (mL)
Resultado (F ou f)
1 AAS (30) 3 - 3
2 AAS (30) - 3 3
3 PC (20) 3 - 3
4 PC (20) - 3 3
Agitar vigorosamente, deixar em repouso até separação das fases aquosa e orgânica e 
aplicar, com auxílio de um capilar, volumes aproximadamente iguais de cada uma das fases 
orgânicas em placa de sílica com indicador de fluorescência. Secar e observar a placa sob 
luz ultravioleta. Comparar as manchas relativas ao mesmo fármaco,especificando como 
forte (F) ou fraco (f).
Cálculos
Calcular para os três fármacos em pH 1 e 8 as relações das concentrações de formas 
ionizadas e não ionizadas, utilizando a equação de Henderson-Hasselbach e verificar se o 
resultado do experimento está de acordo com o que pode ser previsto pelos cálculos.
Discussão
Considerando-se que as formas não ionizadas de um fármaco são mais solúveis em 
solventes orgânicos e menos solúveis em água do que as formas ionizadas, ao se estabelecer 
um sistema heterogêneo bifásico constituído de uma solução aquosa do fármaco e de 
uma fase orgânica, a quantidade de fármaco que permanece em solução com a água será 
proporcional à quantidade de fármaco na forma ionizada, enquanto que a quantidade de 
fármaco que migra para a fase orgânica será proporcional à quantidade de fármaco na 
forma não ionizada. Assim, comparando-se as concentrações de um fármaco nas fases 
orgânicas que estabeleceram uma biofase com soluções aquosas de diferentes pHs, é 
possível verificar em que pH o fármaco está menos ionizado.
Descarte do material utilizado conforme normas internacionais de segurança: as 
soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia com água corrente.
Instituto de 
Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacologia aplicada à biomedicina
Título da aula: Simulação do processo de 
absorção do cetoconazol: a importância da 
solubilização no meio biológico
AULA 4 
ROTEIRO 2
 
Objetivo
Demonstrar que a solubilização do cetoconazol no estômago é etapa importante do seu 
processo de absorção. Esse raciocínio pode ser estendido a outros fármacos.
Materiais
Quantidade
(por grupo/turma)
Tubos de ensaio (providos de tampa com rosca) 3 por grupo
Água destilada 1 pisseta/grupo
Pera para pipetagem 1 por grupo
Pipeta (5 mL) 3 por grupo
Pipeta (1 mL) 1 por grupo
Balão (100 mL) 3 por grupo
Estante 1 por grupo
Espectrofotômero ultravioleta (246 nm) 1 por bancada
Cetoconazol 100 mg por grupo
Éter etílico 50 mL por grupo
Hidróxido de sódio 1 mol/L 5 mL por grupo
Ácido clorídrico 1 mol/L 10 mL por grupo
Procedimento
Pese três amostras de 10  mg de cetoconazol e transfira para três tubos de ensaio 
(160 mm comprimento, 18 mm diâmetro externo), providos de tampa com rosca. Numere 
os tubos de 1 a 3. Prossiga da seguinte forma:
 � No tubo 1, adicione, com o auxílio de pipeta graduada de 5 mL, 3 mL de água 
destilada. Em seguida, com o auxílio de uma pipeta graduada de 5 mL munida de uma 
pera, adicione 3 mL de éter etílico.
 � No tubo 2, adicione 3 mL de solução de ácido clorídrico 1 mol/L e 3 mL de éter etílico.
 � No tubo 3, adicione 1 mL de solução de ácido clorídrico e, após a dissolução da 
amostra, adicione 3 mL de éter etílico. Finalmente, adicione 2 mL de solução de hidróxido 
de sódio 1 mol/L.
Feche os três tubos e agite por cerca de trinta segundos. Coloque os três tubos em 
um porta-tubos e desenrosque as tampas, lentamente (cuidado!), liberando a pressão 
provocada pelo vapor do éter.
Em seguida, com o auxílio de uma pipeta de vidro munida de uma pera, transfira 0,5 mL 
da solução etérea de cada um dos tubos para balão ou proveta de 10 mL e complete o 
volume com éter etílico. Rotule os três balões com o número correspondente do tubo de 
onde foi retirada a amostra (n. 1, 2, e 3). Faça a leitura das absorbâncias correspondentes 
em espectrofotômetro ultravioleta, em 246 nm. Lembre-se de zerar a absorbância com éter 
etílico. Anote os valores de absorbância. Compare. Os valores relativos de absorbância são: 
A3 > A1 > A2. Interprete esses dados.
Discussão
A água e o éter simulam a biofase. O tubo 1 (água/éter) corresponde à situação em que 
o pH do estômago foi elevado por alguma razão (nesse caso é, aproximadamente, 7).
Espera-se que o cetoconazol não seja bem “absorvido” (passagem para a fase etérea), 
por ser pouco solúvel no meio biológico. Observe a presença de partículas do fármaco 
não dissolvido na interface. A absorbância (A1) será menor do que aquela observada no 
tubo 3 (A3) e maior do que aquela observada no tubo 2 (A2). Continue a leitura para 
compreender melhor.
O tubo 2 corresponde à situação em que o fármaco chega ao estômago, reagindo 
com o HCl presente em condições fisiológicas normais, formando espécies protonadas, 
essencialmente no anel imidazólico, resultando daí sua solubilização. Por estar ionizado, 
a quantidade do fármaco que é “absorvida” (passagem para a fase etérea) nesse local será 
mínima, resultando no menor valor de absorbância (A2).
O tubo 3 corresponde à chegada do fármaco ao estômago (adição inicial de HCl), onde ele 
é solubilizado, seguindo-se a sua passagem ao duodeno (adição de NaOH), em que as formas 
ionizadas são desprotonadas, gerando as formas não ionizadas que são, então, “absorvidas” 
(passagem para a fase etérea). Observa-se, nesse caso, o maior valor de absorbância (A3), 
reflexo de uma maior “absorção” (passagem para a fase etérea) do fármaco, em função de 
sua prévia “dissolução no estômago” (adição de HCl), o que não acontece eficientemente 
quando o pH dele está elevado (representado pelo tubo 1).
A absorção de um fármaco será tão mais eficiente quanto melhor for sua solubilização 
na biofase, considerando-se que a forma não ionizada tenha coeficiente de partição óleo/
água adequado.
Não se pretende, nesse experimento, fazer quantificação do cetoconazol, mas sim fazer 
uma análise comparativa da quantidade de fármaco “absorvida” (que passa para a fase 
etérea) nas três situações descritas, por meio da medida de absorbância. Nesse sentido, 
os alunos devem ser lembrados da lei de Lambert-Beer, que mostra a relação direta entre 
concentração de uma substância e a absorbância de uma solução que a contém.
Na preparação do tubo 3, a sequência de adição de HCl, éter e NaOH é muito importante, 
pois representa, ainda de que maneira bastante simples, o trajeto de um fármaco no trato 
gastrointestinal (estômago duodeno). É importante que o éter seja adicionado depois do 
HCl e antes do NaOH, para que o fármaco possa passar para a fase orgânica à medida em 
que vai sendo desprotonado.
A utilização de uma solução de NaOH 1 mol/L, ao invés de um tampão de pH 6, por 
exemplo, foi para simplificar o experimento, já que o que importa não é a concentração exata 
de fármaco que passa para a fase orgânica, e sim a comparação relativa das concentrações 
nos três tubos usados no experimento.
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança: as 
amostras contendo éter etílico presentes nos tubos deverão ser evaporadas na capela ou 
armazenadas em bombonas.
Nome:_______________________________ RA:_______________ Data: ____/____/____ 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 1
1 - Disserte sobre a cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC).
2 - A cromatografia é um método físico-químico de separação e está fundamentada 
na migração diferencial dos componentes de uma mistura, que ocorre devido a diferentes 
interações, entre duas fases imiscíveis: a fase móvel e a fase estacionária. Entre os vários 
tipos de cromatografia, destacam-se a cromatografia em camada delgada (CCD), a 
cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE) e a cromatografia gasosa de alta resolução 
(CGAR). Diferencie-as de forma sucinta.
Visto do docente: _________________________________
Nome:_______________________________ RA:_______________ Data: ____/____/____ 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 2
1 - Qual a importância de se estabelecer uma curva padrão como no 
experimento realizado? 
2- Descreva o conceito de biodisponibilidade do princípio ativo.
Visto do docente: _________________________________
Nome:_______________________________ RA:_______________ Data: ____/____/____ 
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 3
1 - Explique o conceito de Farmacodinâmica.
2 - Descreva o conceito de interação medicamentosa.
Visto do docente: _________________________________
Nome:_______________________________ RA:_______________ Data: ____/____/____ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 4
1- O ácido salicílico em pequenas quantidades no ácido acetilsalicílico é considerado 
uma impureza. Por que ele é assim considerado e qual seria a melhor metodologia a ser 
empregada a fim de quantificá-lo e classificá-lo?
2- Descreva o conceito de cinética de 1ª ordem.
Visto do docente: _________________________________