ANÁLISE MACROSCÓPICA DE FEZES

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ANÁLISE MACROSCÓPICA DE FEZES
As parasitoses intestinais (enteroparasitoses) merecem atenção, pois se constituem como um grande problema de saúde pública. Elas contribuem para taxas de morbidade e mortalidade consideráveis em todo o mundo, especialmente em países em desenvolvimento, estando diretamente relacionadas às condições socioeconômicas e ambientais, com destaque para a ausência ou ineficiência de saneamento (SOCIEDADE BRASILEIRA DE PEDIATRIA, 2020).
Segundo a Organização Mundial da Saúde, cerca de 1,5 bilhão de pessoas precisam de tratamento e intervenções preventivas para parasitas intestinais (enteroparasitas). Essas infecções podem causar agravos como: obstrução intestinal (Ascaris lumbricoides), desnutrição (Ascaris lumbricoides e Trichuris trichiura), anemia ferropriva (ancilostomídeos), diarreia e má absorção (Entamoeba histolytica e Giardia lamblia) (AGNOL et al., 2006; SOCIEDADE BRASILEIRA DE PEDIATRIA, 2020).
Considerando-se a importância da problemática das enteroparasitoses, é possível concluir que o diagnóstico correto é essencial para a condução de tratamentos adequados. Esse diagnóstico pode ser realizado por meio da análise de diferentes materiais. Contudo, a maior parte dos parasitos intestinais conhecidos é perfeitamente identificada por meio da análise de fezes (DE CARLI, 2001).
A partir do exame de fezes, podem ser identificados diferentes estágios da vida parasitária, como ovos e larvas de helmintos, trofozoítos, cistos, oocistos e esporos. Contudo, para a garantia de uma identificação segura e correta, é preciso garantir que o material foi coletado, transportado, preservado e manipulado de forma adequada, pois a falha em um desses critérios pode inviabilizar a amostra (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013).
 (
LABORATÓRIO
 
DE
 
ANÁLISES
 
PARASITOLÓGICAS
ANÁLISE
 
MACROSCÓPICA
 
DE
 
FEZES
)
COLETA DE FEZES FRESCAS
Esse tipo de amostra deve ser coletado em frasco limpo e seco, com boca larga, com capacidade aproximada de 100 ml, e que possa ser bem vedado, conforme mostra a Figura 1:
Figura 1 – Frasco para coleta de fezes. Fonte: Shutterstock.
No processo de coleta, é essencial evitar a contaminação. Sendo assim, a coleta deve ser feita diretamente no frasco ou em uma superfície limpa (podendo ser papel, jornal ou até mesmo urinol), sendo a amostra imediatamente transferida para o frasco (DE CARLI, 2001).
É importante não coletar amostras excretadas diretamente no solo, pois estas estão sujeitas à contaminação por larvas de vida livre, assim como outros contaminantes que podem ser falsamente identificados como estruturas parasitárias durante as análises. Da mesma forma, é importante que não sejam colhidas amostras de vasos sanitários (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013).
Outro importante ponto a ser observado na obtenção desse tipo de amostra é o tempo entre a coleta e o início das análises, uma vez que alguns estágios de
desenvolvimento parasitário, como os trofozoítos, não sobrevivem por muito tempo fora do hospedeiro. Além disso, a aparência da amostra pode se modificar drasticamente com o tempo, o que também impossibilita uma análise correta. Em geral, recomenda-se a coleta uma hora antes do início da análise. Nos casos em que essa condição não seja viável, o ideal é conservar a amostra na geladeira por, no máximo, 24 horas (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013).
Esse tipo de amostra é utilizado para a realização da análise macroscópica, que, em muitos casos, já é suficiente para identificar a presença de enteroparasitas. Essa análise é utilizada para determinar a consistência, a cor e a presença ou a ausência de sangue, muco, proglotes e vermes adultos, além de alguns estágios de desenvolvimento parasitário ou outras condições anormais (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013; SOCIEDADE BRASILEIRA DE PEDIATRIA, 2020).
ANÁLISE DA CONSISTÊNCIA DAS FEZES
Ao examinar uma amostra de fezes frescas, certamente a consistência do material é uma das primeiras (se não a primeira) características observadas. Uma das formas mais utilizadas para avaliação da consistência das fezes é a escala de Bristol para consistência de fezes (EBCF), que classifica a forma das fezes em sete categorias. A EBCF descreve precisamente a forma e a consistência de cada categoria, permitindo a identificação rápida e facilitada (Figura 2) (MARTINEZ, 2012).
Figura 2 – Escala de Bristol. Fonte: Shutterstock.
Essa escala permite correlacionar a aparência das fezes com possíveis problemas no funcionamento e nas características do intestino e é amplamente utilizada na prática clínica e em estudos epidemiológicos (MARTINEZ, 2012).
Em análises parasitológicas, essas informações podem ser utilizadas em conjunto com outras características observadas na amostra. Nas fezes líquidas (diarreicas) ou pastosas, são encontrados com mais frequência trofozoítos; já nas fezes mais consistentes, são identificados com mais frequência cistos. Em geral, as fezes mais aquosas dificultam a identificação de ovos e larvas de helmintos, devido à diluição (MARTINEZ, 2012; ROCHA, 2013).
ANÁLISE DA COLORAIÃO E PESQUISA MACROSCÓPICA DE HELMINTOS
A análise macroscópica das fezes é realizada por meio da observação das características, como a coloração e a presença de parasitos. Essa análise pode ser realizada pela simples observação ou pela tamisação. Essa prática será baseada na simples observação (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013).
Na análise por simples observação, a amostra é primeiramente examinada em sua superfície e, em seguida, revolvida com um bastão de vidro ou um palito de madeira. As características observadas devem ser anotadas, e os helmintos adultos e as estruturas visíveis, como proglotes de tênias, devem ser coletados para melhor observação (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013).
A coloração esperada para as fezes é marrom, devido à bile; portanto, qualquer alteração nessa coloração deve ser anotada. A presença de sangue, muco, gordura ou qualquer outra alteração também deve ser anotada — esses elementos podem indicar outras alterações no trato intestinal que não necessariamente estejam associadas à existência de infecção parasitária. Vale lembrar também de que nem sempre a amostra coletada apresenta estruturas parasitárias visíveis, podendo ser as demais características da amostra bons indicativos da necessidade de novas análises (DE CARLI, 2001; ROCHA, 2013; AGNOL, 2016).
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AGNOL, T. D.; ARAUJO, M. P.; LAINO, F.; PARMIGIANO, T. R.; GIRÃO, M. J. B. C.; SARTORI,
M. G. F. Avaliação do hábito intestinal em mulheres atletas e sua relação com nível de hidratação e uso de suplemento. Revista Brasileira de Nutrição Esportiva, v. 10, n. 58, p. 458-466, 2016.
BIOLCHINI, C. L. Enteroparasitoses na infância e na adolescência. Adolescência & Saúde, v. 2, n. 1, p. 29-32, 2005.
DE CARLI, G. A. Parasitologia clínica: seleção de métodos e técnicas de laboratório para o diagnóstico das parasitoses humanas. São Paulo: Atheneu, 2001. 810 p.
FLOR, Janaína M. (et al.). Utilização prática de exame parasitológico de fezes como instrumento para conhecimento das condições sócio-sanitárias. In: JORNADA CIENTÍFICA E TECNOLÓGICA, 10., SIMPÓSIO DA PÓS-GRADUAÇÃO, 7., 2018,
Muzambinho. Anais [...]. Muzambinho: Instituto Federal do Sul de Minas (IFSULDEMINAS),	2018.	Disponível	em: https://jornada.ifsuldeminas.edu.br/index.php/jcmuz2/jcmuz2/paper/viewFile/4116/3
249. Acesso em: 24 fev. 2021.
MARAL, P. P.; A. et al. Aspectos diagnósticos e terapêuticos da endometriose. Revista Científica da Faculdade de Educação e Meio Ambiente, v. 9, p. 532-539, 2018
MARTINEZ, Anna Paula; AZEVEDO, Gisele Regina de. Tradução, adaptação cultural e validação da Bristol Stool Form Scale para a população brasileira. Revista Latino- Americana de Enfermagem, Ribeirão Preto, v. 20, n. 3, p. 583-589, jun. 2012. Disponível em:	http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0104- 11692012000300021&lng=en&nrm=iso. Acesso em: 02 fev. 2021.
ROCHA, A. Parasitologia. 1. ed. São Paulo: Rideel, 2013.
SOCIEDADE BRASILEIRA DE PEDIATRIA. Guia práticode atualização. Parasitoses intestinais: diagnóstico e tratamento. Porto Alegre: SBP, 2020.
ZOCHIO, Larissa Barbosa. Biossegurança em laboratórios de análises clínicas. AC&T CIENTÍFICA, v. 6, n. 1, dez. 2009. Disponível em: http://www.ciencianews.com.br/arquivos/ACET/IMAGENS/revista_virtual/administrac ao_laboratorial/trabzochio.pdf. Acesso em: 22 fev. 2021.