DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE INFECÇÕES PARASITÁRIAS

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
CURSO: FARMÁCIA 
DISCIPLINA: DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE INFECÇÕES PARASITÁRIAS 
NOME DO ALUNO: WALQUIRIA RIBEIRO BARBOSA 
RA: 0608978 
POLO DE MATRÍCULA : SÃO JOAQUIM DA BARRA – SP 
POLO DE PRÁTICA : RIBEIRÃO PRETO –SP 
 
DATA DAS AULAS PRÁTICAS: 
02/03/2024; ROTEIRO 1 E 2 27/04/2024; ROTEIRO 3, 4 E 8 
25/05/2024; ROTEIRO 5, 6 E 7 
 
 
VISTO DO DOCENTES : PROFº DRA. VALÉRIA CRISTINA DA SILVA 
 
SÃO JOAQUIM DA BARRA, 25/05/2024 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
INTRODUÇÃO 
Atualmente, as infecções parasitárias são consideradas pela OMS (Organização Mundial 
de Saúde) uma das seis doenças infecciosas mais perniciosas que atinge a humanidade. 
Apesar de países desenvolvidos não estarem sujeitos a muitos dos parasitas prejudiciais, 
porque possuem boas condições de higiene, saneamento basico e padrão educacional, em 
países subdesenvolvidos ainda é um problema de saúde pública. Estudos concluem que a 
globalização causou grande mudança nas condições sociais e biológicas e isso determina 
as enfermidades infecciosas como um problema de saúde pública, ou seja, essas questões 
atingem de forma gradativa direta ou indiretamente, a saúde da população, 
principalmente, em países subdesenvolvidos. Por décadas, a relação da variação 
climática, de acordo com as regiões geográficas, foi considerada a grande vila das doenças 
parasitárias e que tornaria as parasitoses de difícil controle. Entretanto, com diversos 
estudos, notou-se que a responsabilidade da disseminação e descontrole das parasitoses 
estão relacionados, entre outros fatores, à pobreza, falta de educação ambiental e 
desigualdade social. Sem dúvida, a distribuição geográfica e a migração humana, 
independentemente da situação socioeconômica do país, são os grandes vilões no 
combate às parasitoses, como a presença de hospedeiros susceptíveis, migrações, 
condições ambientais, hábitos religiosos e princípios higiênicos. Mesmo em países 
desenvolvidos, como os Estados Unidos, nota-se que o processo de erradicação de 
algumas infecções é complexo, visto o aumento do número de viagens pelo mundo e a 
desinformação dos imigrantes. O setor econômico também sofre com as parasitoses. 
Diferentes regiões do mundo sofrem com altas taxas de mortalidade, prejuízos 
alimentícios e diminuição na produtividade humana. (PINTO et a l, 2011). 
As doenças parasitárias são consideradas síndromes complexas de difícil controle devido 
a sua relação íntima com o comportamento humano. O estudo dos agentes envolvidos na 
doença parasitária, tais como, reservatórios, vetores, mecanismos de transmissão, ciclo 
biológico do parasita são essenciais para o controle dessas doenças, bem como para o 
tratamento e intervenções clínicas e medicamentosas (FAUST et al., 1974). 
• Parasitismo: é a associação em que o benefício é unilateral, ou seja, o ser vivo 
(hospedeiro) que abriga o parasita oferece benefícios como alimento e abrigo, porém essa 
relação busca um equilíbrio, pois a morte deste hospedeiro é uma desvantagem para a 
 
 
 
 
 
sobrevivência do parasita. O parasitismo é uma forma de associação que possui diferentes 
manifestações, como exemplo, adequação no processo evolutivo. 
Os parasitas podem ser classificados de acordo com os locais onde são normalmente 
encontrados e, também, com suas características morfológicas. Na classificação dos 
parasitas quanto a sua localização, são apresentados os endoparasitas e ectoparasitas. 
• Endoparasitas: são os seres que vivem no interior do corpo do hospedeiro 
Podem ser divididos em parasitas intestinais (exemplo: Ascaris lumbricoides) e parasitas 
sanguíneos (exemplo: Plasmodium). 
• Ectoparasitas: são os parasitas que vivem de forma externa no hospedeiro, na grande 
maioria, na pele. Podemos citar o exemplo do Scarcoptes scabiei, agente causador da 
sarna (FERREIRA, 2012). 
 
ROTEIRO:1 DATA DA AULA: 02/03/2024 
TÍTULO DA AULA: Identificação microscópica e macroscópica de artrópodes 
relacionados a doenças parasitárias. 
OBJETIVO: Identificar microscópica e macroscopicamente os principais artrópodes 
relacionados a doenças parasitárias humanas. 
Discutir os conceitos básicos em parasitologia: agente etiológico, tipos de ciclo biológico 
(monoxênico e heteroxênico), endoparasitas, ectoparasitas, zoonose, antroponose 
infestação, infecção parasitária, tipos de hospedeiro (definitivo, intermediário, 
reservatório e paratênico) e tipos de vetor (biológico e mecânico). 
Procedimento 1: Observação macroscópica de artrópodes. 
Observar macroscopicamente a morfologia de artrópodes presentes em lâminas ou 
conservados no laboratório (como pulgas, carrapatos, moscas e mosquitos). 
Descrever no relatório a morfologia macroscópica observada. 
Procedimento 2: Observação microscópica de lâminas de artrópodes. 
Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz através de movimento do revólver. 
 
 
 
 
 
Colocar a lâmina de artrópode (com lamínula para cima) na platina. 
Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz. 
Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o parasito em imagem nítida. 
Focar com o botão micrométrico. 
Examinar ao microscópio óptico com objetivas de 10x e de 40x. 
Descrever no relatório as estruturas observadas. 
Material: Lâminas de microscopia prontas de artrópodes (laminário), microscópio 
óptico, quantidade 1 por grupo. 
Lâmina dos parasitas (laminário UNIP) 
 
Foto autoria própria, 2024. 
 
Fotos autoria própria, 2024. 
 
 
 
 
 
 
Fotos autoria própria, 2024. 
Conclusão: Observamos nas lâminas da laminoteca da UNIP, diversos parasitas em 
variadas formas. O objetivo da aula foi alcançado de modo muito satisfatório pois 
conseguimos identificar os protozoários nas lâminas prontas. 
 
ROTEIRO: 2 DATA DA AULA: 02/03/2024 
TÍTULO DA AULA : Coproparasitológico direto a fresco. 
OBJETIVO: Apresentar as técnicas laboratoriais (diretas e de concentração) usadas para 
a pesquisa de parasitas intestinais em amostras de fezes. 
Discutir a importância das técnicas de concentração para o aumento da sensibilidade do 
exame parasitológico de fezes. 
Procedimento 1: Técnica direta a fresco. 
Colocar duas a três gotas de salina a 0,85% em uma lâmina de microscopia. 
Tocar com a ponta de uma espátula em vários pontos das fezes, transferindo uma pequena 
porção para a lâmina de microscopia. 
Com a espátula, espalhar as fezes, fazendo um esfregaço. Observação: em caso de fezes 
diarreicas contendo muco e sangue, coletar uma pequena porção dessa área para exame 
direto. 
Cobrir o esfregaço com uma lamínula. 
Examinar ao microscópio óptico com objetivas de 10x e de 40x. 
 
 
 
 
 
Descrever no relatório as estruturas observadas. 
Procedimento 2: Técnica direta com coloração com lugol. 
Nesta pratica foi realizado um teste rápido de parasitologia, em uma lâmina pingamos 
uma gota de lugol, com a ponta de um palito tocamos em vários pontos das fezes, 
transferindo uma pequena porção para a lâmina, misturando junto com o lugol fazendo 
 
Foto autoria própria, 2024. 
 
Foto autoria própria, 2024. 
Conclusão: O método direto é um procedimento simples e eficiente para o estudo de 
parasitas nas fezes, permitindo observar os trofozoitos dos protozoários. As preparações 
a fresco são obtidas diretamente dos espécimes fecais e requerem o mínimo de material 
para cada método de exame. Não foram encontradas formas parasitarias nas amostras 
analisadas. 
 
 
 
 
 
 
 
ROTEIRO: 3 DATA DA AULA: 27/04/2024 
TÍTULO DA AULA: Exame coproparasitológico para pesquisa de oocistos e cistos de 
protozoários em fezes. 
OBJETIVO: Apresentar as técnicas de concentração para pesquisa de cistos e oocistos 
em amostras de fezes. 
 
Exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários é uma técnica laboratorial 
utilizadapara detectar a presença de parasitas no trato intestinal humano, especialmente 
os protozoários. Os métodos mais comuns para esse tipo de análise são o Sheater e o 
Faust, que consistem na análise microscópica de amostras de fezes para identificar 
possíveis parasitas presentes. Essa análise é importante para o diagnóstico e tratamento 
de doenças causadas por esses organismos, como amebíase e giardíase. 
 
Técnica de Sheater: Exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários. 
Finalidade: Exame coproparasitológico qualitativo com princípio de centrífugo-flutuação 
para pesquisa de cistos e oocistos de protozoários intestinais. 
 
Foto autoria própria, 2024. Trypanosoma Cruzi. 
Resultados e Discussão: Técnica de Sheater, utilizamos 11 ml de solução B (Solução B 
corresponde a 3 partes de solução A e 1 parte de água) a solução A; pegamos 1 g de fezes, 
homogeneizamos aos poucos os 11 ml de solução B, em 1 grama de fezes em um copo 
plástico. Coamos com tamis para outro copo, preenchemos o Falcon (tubo de centrifuga), 
 
 
 
 
 
equilibrar o peso de 2 tubos. Centrifugamos por 10 minutos a 1600 rpm, flambar a alça 
bacteriológica, esfriamos em recipiente com água, pegamos uma gota da flutuação, e 
pingamos 3 gotas na lâmina; cobrimos com a lamínula à 45° e levamos ao microscópio 
para leitura de 100x. 
 
Técnica de Faust: Pesamos 1 g de fezes, em 10 ml de água em um copo plástico, coamos 
com tamis para outro copo! 
Colocamos a suspensão no falcon e completamos com 13 ml de água destilada, 
equilibrando o peso em dois tubos na centrífuga. 
Centrifugamos por 3 vezes a 2500 rpm durante 1 minuto, descartando o sobrenadante 
entre uma centrifugação e outra. Homogeneizamos tudo com 10 mi de sulfato de zinco, 
esperamos por 1 minuto a 2500 rpm, depois deixamos o tubo em repouso por 5 minutos; 
Coletamos 1 gota do sobrenadante com alça bacteriológica, colocamos em uma lâmina 
com 1 gota de lugol, então observamos no microscópio em aumento de 100 x. 
Conclusão: No teste de Sheater tanto no tubo 1 como no tubo 2, detectamos resíduos de 
forma mais clara e límpida, mas não suficiente para detectar algum protozoário 
Já no método de Faust, detectamos uma lâmina mais clara, porém um pequeno cisto de 
giárdia. 
 
Foto autoria própria, 2024. Cisto de Giárdia Lamblia. 
 
 
 
 
 
 
ROTEIRO: 4 DATA DA AULA: 27/04/2024 
TÍTULO DA AULA: Identificação microscópica de protozoários intestinais. 
O objetivo dessa aula é identificar microscopicamente os principais protozoários 
relacionados a infecções intestinais em seres humanos. 
 
Observou-se ao microscópio óptico 40x, os cistos do protozoário Toxoplasma gondii 
revelam-se como estruturas microscópicas complexas. Apresentam-se como pequenas 
formações redondas ou ovais, comumente com um diâmetro variando entre 5 a 50 
micrômetros. A morfologia dos cistos revela uma parede externa composta 
principalmente por proteínas parasitárias e materiais do hospedeiro, que envolvem o 
interior do cisto. No interior, é possível identificar diversas formas de Toxoplasma gondii, 
incluindo os bradizoítos, que representam as formas latentes e não replicativas do 
parasita. 
 
Foto autoria própria, 2024. 
Observou-se sob o microscópio óptico 40x, os taquizoitos do parasita Toxoplasma 
gondii, são células pequenas, comumente em forma de crescente ou oval, medindo 
aproximadamente de 4 a 6 micrômetros de comprimento. Essas células exibem uma 
morfologia típica de protozoários, apresentando um núcleo proeminente e organelos 
celulares, como o complexo apical, essencial para a invasão das células hospedeiras. A 
coloração dos taquizoitos aparecem como células claras com um núcleo mais escuro. 
Essas características morfológicas são cruciais para reconhecimento e diagnóstico da 
toxoplasose, uma doença associada ao Toxoplasma gondi. 
 
Foto autoria própria, 2024. 
 
 
 
 
 
Observou-se sob o microscópio óptico 40x, a estrutura microscópica dolsospora belli 
revela oocistos, que são formas de resistência do parasita. Os oocistos são esféricos a 
ovais, medindo aproximadamente 25 a 30 micrômetros de diâmetro. Cada oocisto possui 
uma parede espessa, composta por camadas externas e internas, que protegem os 
esporozoitos em desenvolvimento. No interior dos oocistos, podem ser identificados 
múltiplos esporozoítos em estágios diferentes de maturação. Essas características 
morfológicas são fundamentais para o diagnóstico laboratorial das infecções causadas 
pelo Isospora belli. 
 
Foto autoria própria, 2024. 
 
ROTEIRO: 8 DATA DA AULA: 27/04/2024 
TÍTULO DA AULA: Identificação de protozoários sanguíneos. 
O objetivo dessa aula é identificar microscopicamente os principais protozoários 
sanguíneos relacionados a infecções em seres humanos. 
Cada grupo observou um protozoário específico, e ao examiná-lo no microscópio, foi 
possível identificar as características distintivas do Plasmodium sp., causador da malária, 
os protozoários do Plasmodium atravessam vários estágios em seu ciclo de vida, 
incluindo esporozoitos, trofozoitos, esquizontes e gametócitos, cada um caracterizado por 
formas e funções específicas. A morfologia e o tamanho desses protozoários variam 
consideravelmente, com dimensões que geralmente entre 1 e 2 micrômetros para formas 
jovens e até 10 a 15 micrômetros para formas maduras, dependendo do estágio do ciclo 
de vida em que se encontram. Notavelmente, os protozoários do Plasmodium são 
encontrados dentro dos glóbulos vermelhos do sangue, onde se reproduzem e se 
desenvolvem, sendo visíveis como pequenas manchas dentro dos eritrócitos sob exame 
microscópico. 
 
 
 
 
 
 
Foto autoria própria, 2024. Plasmódium Falciparum. 
 
ROTEIRO: 5 DATA DA AULA: 25/05/2024 
TÍTULO DA AULA: Exame coproparasitológico para pesquisa de helmintos. 
O objetivo dessa aula é identificar a presença de ovos de helmintos em amostras de fezes. 
Procedimento 1: Técnica de Hoffmann, Pons e Janer ou sedimentação espontânea. 
Dissolveu-se 2 g de fezes em 10 mL de água destilada em um copo plástico descartável. 
Adicionou-se gradualmente 80 mL de água destilada, homogeneizando com a espátula. 
Filtrou-se a mistura em gaze dobrada quatro vezes, recolhendo o filtrado em um copo de 
sedimentação Completou-se o volume até 5 cm da borda do copo de sedimentação com 
água destilada. Deixou-se amostra sedimentar espontaneamente por uma hora. após uma 
hora, piou-se o sedimento com pipeta Pasteur e colocou-se em uma lâmina de 
microscopia. 
Diluiu-se com uma solução salina a 0,85% e adicionaram-se 2 gotas de lugol fraco à 
preparação e cobriu-se com lamínula. 
Examinou-se ao microscópio óptico utilizando objetivas de 40x para análise detalhada, 
foi identificada apenas uma fibra na amostra examinada. Isso sugere que a amostra está 
relativamente limpa, com poucos materiais não relacionados presentes. A identificação 
de apenas uma fibra é um resultado positivo em termos de qualidade da amostra, 
indicando uma baixa probabilidade de contaminação ou presença de materiais estranhos. 
 
 
 
 
 
 
 
Foto autoria própria, 2024. 
Conclusão: Após sedimentação espontânea, com um auxilio de uma pipeta de pasteur, 
retiramos algumas gotas da sedimentação, transferimos para uma lâmina, inserimos mais 
2 gotas de lugol, colocamos a lamínula, levamos ao microscópio, onde observamos alguns 
resíduos de alimentos e fragmentos de fibra vegetal. 
Procedimento 2: Técnica de Willis-Moolay. 
Utilizou-se uma espátula para coletar 3,0 g de fezes, os quais foram dissolvidos em 40 
mL de solução saturada de NaCI (35%) em um copo plástico. 
A mistura foi então coada com um tamis e gaze para outro copo descartável, em seguida, 
sobre uma placa de Petri grande, utilizou-se um frasco borel para adicionar a suspensão 
coada de fezes até formar um menisco convexo, ultrapassando levemente a borda do 
frasco borel. 
Colocou-se cuidadosamente uma lamínula retangular grande sobreo menisco, evitando a 
formação de bolhas, e deixou-se em repouso por 15 minutos. 
Posteriormente, utilizou-se o arraste da lamínula para cima da lâmina e a amostra foi 
examinada ao microscópio óptico utilizando objetiva de 10x 
 
 
 
 
 
Após a análise, foram detectados resíduos de alimentos. Essa observação sugere uma 
possível contaminação da amostra fecal por materiais alimentícios, o que pode 
comprometer a precisão dos resultados. 
 
 
Foto autoria própria, 2024. 
Conclusão: As fezes dos animais encontrados frequentemente em gramas, jardins, 
abrigos e lixeiras, contribuem para a proliferação dos dípteros muscóides, que assumem 
importante papel na veiculação de ovos de helmintos, principalmente pelo contato direto 
do corpo do díptero com o alimento dos animais. 
 
ROTEIRO: 6 DATA DA AULA: 25/05/2024 
TÍTULO DA AULA: Identificação microscópica de helmintos intestinais. 
O objetivo dessa aula é identificar microscopicamente os principais helmintos 
relacionados a infecções intestinais em seres humanos. 
Observou-se sob o microscópio óptico 40x, a estrutura microscópica do proglotes do 
Dipylidium caninum, uma tênia que afeta cães, gatos e ocasionalmente humanos, são 
 
 
 
 
 
facilmente identificáveis por sua forma alongada e segmentada, lembrando grãos de 
arroz. Cada proglote contém órgãos reprodutores masculinos e femininos, visíveis como 
estruturas siféricas ou ovais. Proglotes grávidos contêm ovos, indicando a capacidade 
reprodutiva do parasita. A coloração rosa é uma variação comum, embora geralmente 
sejam translúcidos ou brancos. A identificação desses proglotes é crucial para o 
diagnóstico preciso de infecções por Dipylidium caninum. 
 
Foto autoria própria, 2024. 
Observou-se sob o microscópio óptico 40x, a estrutura microscópica do Hymenolepis 
nana, conhecido como tênia anã, é um parasita cestódeo que infecta humanos e roedores. 
Possui um corpo segmentado compacto, com poucos proglotes e pequenas dimensões. Na 
extremidade anterior, apresenta um rostelo com ganchos para fixação. Cada proglote 
contém órgãos reprodutores e produz ovos eliminados nas fezes. Geralmente, jos 
proglotes são translúcidos ou brancos. Essas características são fundamentais para o 
diagnóstico do Hymenolepis nana em amostras fecais sob o microscópio. 
 
Foto autoria própria, 2024. 
 
 
 
 
 
Observou-se sob o microscópio óptico 40x, a estrutura microscópica Taenia saginata é 
uma tênia que infecta seres humanos e é adquirida pela ingestão de carne bovina crua ou 
malcozida contaminada com suas larvas, passando por três estágios principais: Imaturas: 
Pequenas e em forma de saco, com órgãos reprodutores em desenvolvimento. Maduras: 
Desenvolvidas, com órgãos reprodutores funcionais que produzem espermatozoides e 
óvulos. 
 
Foto autoria própria, 2024. 
Gravidas: Grandes e cheias de ovos fertilizados, essenciais para a reprodução da tênia, 
esses estágios representam a evolução das proglotides ao longo do ciclo de vida do 
parasita, desempenhando papéis cruciais na sua reprodução e disseminação. 
 
Foto autoria própria, 2024. 
 
ROTEIRO: 7 DATA DA AULA: 25/05/2024 
TÍTULO DA AULA: Pesquisa de larvas de helmintos em fezes humanas. 
O objetivo dessa aula é identificar larvas de parasitas intestinais utilizando a técnica de 
Rugai. 
 
 
 
 
 
Procedimento 1: Técnica de Rugai. 
Coletou-se 8 g de fezes frescas usando uma espátula e colocou-se em 4 
gazes dobradas em quatro, formando uma pequena trouxa. 
Em seguida, a trouxa foi colocada em um cálice de sedimentação de 125 mL, fixando-a 
na parte interna do cálice com um barbante e uma espátula atravessada no copo de 
sedimentação. 
Água morna (45 °C) foi adicionada até entrar em contato apenas com a parte de baixo das 
fezes. Após isso, o calice foi deixado em repouso por uma hora. 
Após uma hora de repouso, as partículas mais pesadas presentes nas fezes sedimentaram-
se no fundo do cálice, formando o sedimento. Esse sedimento é possível analisar materiais 
como ovos de parasitas, larvas ou outros elementos presentes nas fezes. 
Ao coletar o sedimento com uma pipeta Pasteur e examiná-lo sob um microscópio, o 
resultado do exame de sedimentação das fezes deu negativo, indicando a ausência de 
ovos de parasitas ou outros elementos significativos. 
 
Foto autoria própria, 2024. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
REFERÊNCIAS: 
CIMERMAN, B. Atlas de Parasitologia: Artrópodes, Protozoários e Helmintos, 10a. 
ed., São Paulo, Atheneu, 2002. 
 
DE CARLI, G. A. Parasitologia clínica: Seleção de métodos e técnicas de laboratório 
para diagnóstico das parasitoses humanas. 2 ed. Rio de Janeiro: 
Atheneu, 2007. 
 
FERREIRA M. U. Parasitologia Contemporânea. 1. ed. Rio de Janeiro: 
Guanabara Koogan, 2012 
 
NEVES, D.P; MELO, A.L; LINARDI, P.M. Parasitologia Humana. 11.ed. São 
Paulo: Atheneu, 2011. 
https://plataforma.bvirtual.com.br/Leitor/Publicacao/185873/pdf/0 acessado em 
25/05/2024