Diagnostico Laboratorial de Infeccoes Parasitarias

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: Farmácia DISCIPLINA: Diagnostico Laboratorial de Infecções Parasitárias
 
NOME DO ALUNO: Paulo Roberto Guedes da Silva Filho
 
R.A: 0613888 POLO: São José dos Campos – Polo Próprio 
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RESULTADOS E DISCUSSÃO:
ROTEIRO 1 Título da Aula: Identificação microscópica e macroscópica de artrópodes
relacionados a doenças parasitárias
O objetivo da análise, identificar microscópica e macroscopicamente os
principais artrópodes relacionados a doenças parasitárias humanas.
Observou-se macroscopicamente a morfologia do Pediculus Humanus
(piolho), um inseto pequeno com cor cinza a marrom, apresentando corpos
alongados e achatados. Eles possuem seis pernas bem desenvolvidas, uma
cabeça grande com mandíbulas adaptadas para morder e se alimentar de
sangue humano, antenas curtas e olhos simples. Microscopicamente,
apresentam uma cutícula quitinosa que cobre seu corpo, olhos compostos
complexos, mandíbulas adaptadas para perfurar a pele, garras e tarsos nas
pernas para fixação nos pelos do hospedeiro. Nas fêmeas, são identificados
ovários e ovipositor, enquanto nos machos são observadas estruturas
reprodutivas como testículos e pênis.
Observou-se macroscopicamente a morfologia da larva Aedes aegypti, um
pequeno inseto aquático com cor branca a translúcida, caracterizado por corpos
alongados e finos compostos por segmentos bem definidos. Elas possuem uma
cabeça distintamente separada do restante do corpo, equipada com antenas e
mandíbulas para alimentação. O abdômen é distinto e contém os tubos respiratórios
ou sifões para respiração na superfície da água. Microscopicamente, seu corpo é
transparente, permitindo a visualização interna dos órgãos, como o tubo digestivo em
formato espiral, além dos sifões respiratórios localizados na extremidade posterior.
O Sarcoptes scabiei, um ácaro parasita causador da sarna em humanos e
outros mamíferos, apresenta macroscopicamente um corpo oval ou arredondado, com
quatro pares de pernas curtas adaptadas para cavar túneis na pele do hospedeiro.
Apesar de seu tamanho extremamente pequeno, sua presença pode ser detectada
pelos túneis na pele e pelos sintomas da infestação. Microscopicamente, revela-se
uma cutícula quitinosa, pernas e garras adaptadas para fixação na pele, mandíbulas
especializadas para perfurar a pele e órgãos reprodutivos. Essas características são
essenciais para sua capacidade de parasitar e causar danos ao hospedeiro.
Observou-se macroscopicamente a morfologia do mosquito Aedes aegypti
macho, que é menor e mais delgado que a fêmea, com asas proporcionalmente mais
longas. Seus grandes olhos compostos estão localizados mais próximos na parte
frontal da cabeça, facilitando a localização de parceiras durante o acasalamento. As
antenas são plumosas e densamente pilosas, utilizadas para detectar feromônios
femininos. O probóscide é adaptado para se alimentar de néctar. Microscopicamente,
as asas, pernas e estruturas sensoriais como olhos compostos e antenas são
identificáveis, oferecendo uma análise detalhada da capacidade sensorial do
mosquito.
ROTEIRO 2 Título da Aula: Exame coproparasitológico direto a fresco
O objetivo dessa aula é apresentar as técnicas laboratoriais utilizadas, tanto
diretas quanto de concentração, para a detecção de parasitas intestinais em amostras
fecais.
Explorar a relevância das técnicas de concentração na melhoria da
sensibilidade do exame parasitológico de fezes.
Procedimento 1: Técnica direta a fresco
➢ Em uma lâmina de microscopia, adicionaram-se três gotas de solução salina
a 0,85%.
➢ Utilizando a ponta de uma espátula, coletaram-se pequenas porções de fezes
de vários pontos e transferiram-nas para a lâmina de microscopia.
➢ Com a mesma espátula, espalharam-se as fezes para criar um esfregaço.
➢ Cobriu-se o esfregaço com uma lamínula.
➢ Examinou-se sob o microscópio óptico utilizando objetivas de 40x.
A técnica direta a fresco é amplamente utilizada na análise de amostras fecais
devido à sua simplicidade e rapidez. Essa abordagem permite a observação
imediata de organismos parasitários e de outros elementos presentes nas fezes,
sem a necessidade de preparações complexas ou corantes especiais. A utilização
de solução salina ajuda a preservar a integridade das estruturas presentes na
amostra.
Procedimento 2: Técnica direta com coloração com lugol
➢ Em uma lâmina de microscopia, colocaram-se duas gotas de solução salina a
0,85%.
➢ Utilizando a ponta de uma espátula, tocaram-se vários pontos das fezes e
transferiu-se uma pequena porção para a lâmina de microscopia.
➢ Com a mesma espátula, espalharam-se as fezes para criar um esfregaço.
➢ Adicionaram-se duas gotas de lugol sobre o esfregaço e cobriu-se com uma
lamínula.
➢ Examinou-se sob o microscópio óptico utilizando objetivas de 40x.
A técnica de concentração utilizando lugol é uma etapa importante para
aumentar a sensibilidade do exame parasitológico de fezes. O lugol é um corante
que ajuda a realçar as estruturas parasitárias, tornando-as mais visíveis sob o
microscópio. Essa técnica é especialmente útil na detecção de parasitas com
tamanhos reduzidos ou menos concentrados na amostra fecal, contribuindo para
um diagnóstico mais preciso.
ROTEIRO 3 Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de oocistos e
cistos de protozoários em fezes
 O objetivo dessa aula é apresentar as técnicas de concentração para
pesquisa de cistos e oocistos em amostras de fezes.
Procedimento 1: Técnica de Sheather modificado
➢ Utilizando uma espátula, transferiu-se 0,5 g da amostra de fezes para um
tubo Falcon com tampa, com capacidade para 15 mL.
➢ Acrescentou-se solução saturada de açúcar até atingir a metade do volume
do tubo.
➢ O tubo foi tampado e homogeneizado por inversão várias vezes.
➢ Adicionou-se solução de açúcar até completar 12 mL de volume total.
➢ A suspensão fecal foi centrifugada a 2500 rpm por 5 minutos.
➢ Utilizando uma alça de platina, coletou-se a película superficial e transferiu-se
para uma lâmina de microscopia.
➢ Cobriu-se a amostra com uma lamínula.
➢ Examinou-se sob o microscópio óptico com objetivas de 10x e de 40x.
A concentração por centrifugação com solução saturada de açúcar foi eficaz
para aumentar a sensibilidade do exame parasitológico de fezes. A densidade da
solução de açúcar permite que os parasitas e outros elementos presentes na
amostra fecal sejam separados e concentrados na superfície da suspensão,
facilitando sua observação microscópica.
Procedimento 2: Técnica de Faust
➢ Dissolveu-se 2 g de fezes em 10 mL de água destilada.
➢ Filtrou-se a mistura em gaze dobrada quatro vezes, recolhendo o filtrado em
um tubo Falcon.
➢ Adicionou-se água corrente até atingir 12 mL no tubo Falcon.
➢ Centrifugou-se a amostra por 60 segundos a 2.500 rpm.
➢ Decantou-se o sobrenadante e adicionou-se 1 a 2 mL de água destilada ao
sedimento antes de ressuspendê-lo.
➢ Completou-se o volume até 12 mL com água destilada e agitou-se a solução.
➢ Centrifugou-se novamente por 60 segundos a 2.500 rpm.
➢ Decantou-se e lavou-se mais duas vezes.
➢ Decantou-se o sobrenadante e adicionaram-se ao sedimento 3 mL de 
solução de sulfato de zinco a 33%.
➢ Homogeneizou-se bem e acrescentou-se o restante da solução até atingir 10
mL.
➢ Centrifugou-se por mais 60 segundos a 2.500 rpm.
➢ Coletou-se o material da película que se formou na superfície do
sobrenadante com uma alça de platina e transferiu-se para uma lâmina de
microscopia, coletando 4 "alçadas".
➢ Adicionou-se uma gota de Lugol e cobriu-se com uma lamínula.
➢ Examinou-se ao microscópio ópticoutilizando objetivas de 10x e 40x.
A utilização da solução de sulfato de zinco a 33% para concentração de
amostras fecais, é uma técnica amplamente reconhecida por sua eficácia na
detecção de parasitas intestinais. A densidade diferencial entre os parasitas e os
componentes fecais possibilita a separação e concentração dos organismos alvo na
película formada na superfície do sobrenadante. A utilização do sulfato de zinco
proporciona um ambiente propício para a flutuação dos parasitas, o que facilita sua
recuperação durante o processo de centrifugação.
ROTEIRO 4 Título da Aula: Identificação microscópica de protozoários intestinais
O objetivo dessa aula é identificar microscopicamente os principais
protozoários relacionados a infecções intestinais em seres humanos.
➢ Observou-se ao microscópio óptico 40x, os cistos do protozoário Toxoplasma
gondii revelam-se como estruturas microscópicas complexas. Apresentam-se
como pequenas formações redondas ou ovais, comumente com um diâmetro
variando entre 5 a 50 micrômetros. A morfologia dos cistos revela uma
parede externa composta principalmente por proteínas parasitárias e
materiais do hospedeiro, que envolvem o interior do cisto. No interior, é
possível identificar diversas formas de Toxoplasma gondii, incluindo os
bradizoítos, que representam as formas latentes e não replicativas do
parasita.
➢ Observou-se sob o microscópio óptico 40x, os taquizoítos do parasita
Toxoplasma gondii, são células pequenas, comumente em forma de
crescente ou oval, medindo aproximadamente de 4 a 6 micrômetros de
comprimento. Essas células exibem uma morfologia típica de protozoários,
apresentando um núcleo proeminente e organelos celulares, como o
complexo apical, essencial para a invasão das células hospedeiras. A
coloração dos taquizoítos aparecem como células claras com um núcleo mais
escuro. Essas características morfológicas são cruciais para o
reconhecimento e diagnóstico da toxoplasmose, uma doença associada ao
Toxoplasma gondii.
➢ Observou-se sob o microscópio óptico 40x, a estrutura microscópica
doIsospora belli revela oocistos, que são formas de resistência do parasita. Os
oocistos são esféricos a ovais, medindo aproximadamente 25 a 30
micrômetros de diâmetro. Cada oocisto possui uma parede espessa,
composta por camadas externas e internas, que protegem os esporozoítos em
desenvolvimento. No interior dos oocistos, podem ser identificados múltiplos
esporozoítos em estágios diferentes de maturação. Essas características
morfológicas são fundamentais para o diagnóstico laboratorial das infecções
causadas pelo Isospora belli.
ROTEIRO 5 Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de helmintos
O objetivo dessa aula é identificar a presença de ovos de helmintos em
amostras de fezes.
Procedimento 1: Técnica de Hoffmann, Pons e Janer ou sedimentação
espontânea
➢ Dissolveu-se 2 g de fezes em 10 mL de água destilada em um copo plástico
descartável.
➢ Adicionou-se gradualmente 80 mL de água destilada, homogeneizando com
a espátula. Filtrou-se a mistura em gaze dobrada quatro vezes, recolhendo o
filtrado em um copo de sedimentação.
➢ Completou-se o volume até 5 cm da borda do copo de sedimentação com
água destilada. Deixou-se a amostra sedimentar espontaneamente por 1
hora. Após 1 hora, pipetou-se o sedimento com pipeta Pasteur e colocou-se
em uma lâmina de microscopia.
➢ Diluiu-se com uma solução salina a 0,85% e adicionaram-se 2 gotas de lugol
fraco à preparação e cobriu-se com lamínula.
➢ Examinou-se ao microscópio óptico utilizando objetivas de 40x para análise
detalhada, foi identificada apenas uma fibra na amostra examinada. Isso
sugere que a amostra está relativamente limpa, com poucos materiais não
relacionados presentes. A identificação de apenas uma fibra é um resultado
positivo em termos de qualidade da amostra, indicando uma baixa
probabilidade de contaminação ou presença de materiais estranhos.
Procedimento 2: Técnica de Willis-Moolay
➢ Utilizou-se uma espátula para coletar 3,0 g de fezes, os quais foram
dissolvidos em 40 mL de solução saturada de NaCl (35%) em um copo
plástico.
➢ A mistura foi então coada com um tamis e gaze para outro copo descartável,
em seguida, sobre uma placa de Petri grande, utilizou-se um frasco borel
para adicionar a suspensão coada de fezes até formar um menisco convexo,
ultrapassando levemente a borda do frasco borel.
➢ Colocou-se cuidadosamente uma lamínula retangular grande sobre o
menisco, evitando a formação de bolhas, e deixou-se em repouso por 15
minutos.
➢ Posteriormente, utilizou-se o arraste da lamínula para cima da lâmina e a
amostra foi examinada ao microscópio óptico utilizando objetiva de 10x
➢ Após a análise, foram detectados resíduos de alimentos. Essa observação
sugere uma possível contaminação da amostra fecal por materiais
alimentícios, o que pode comprometer a precisão dos resultados.
ROTEIRO 6 Título da Aula: Identificação microscópica de helmintos intestinais
O objetivo dessa aula é identificar microscopicamente os principais helmintos
relacionados a infecções intestinais em seres humanos.
➢ Observou-se sob o microscópio óptico 40x, a estrutura microscópica do
proglotes do Dipylidium caninum, uma tênia que afeta cães, gatos e
ocasionalmente humanos, são facilmente identificáveis por sua forma
alongada e segmentada, lembrando grãos de arroz. Cada proglote contém
órgãos reprodutores masculinos e femininos, visíveis como estruturas
siféricas ou ovais. Proglotes grávidos contêm ovos, indicando a capacidade
reprodutiva do parasita. A coloração rosa é uma variação comum, embora
geralmente sejam translúcidos ou brancos. A identificação desses proglotes é
crucial para o diagnóstico preciso de infecções por Dipylidium caninum.
➢ Observou-se sob o microscópio óptico 40x, a estrutura microscópica do
Hymenolepis nana, conhecido como tênia anã, é um parasita cestódeo que
infecta humanos e roedores. Possui um corpo segmentado compacto, com
poucos proglotes e pequenas dimensões. Na extremidade anterior, apresenta
um rostelo com ganchos para fixação. Cada proglote contém órgãos
reprodutores e produz ovos eliminados nas fezes. Geralmente, os proglotes
são translúcidos ou brancos. Essas características são fundamentais para o
diagnóstico do Hymenolepis nana em amostras fecais sob o microscópio.
➢ Observou-se sob o microscópio óptico 40x, a estrutura microscópica Taenia
saginata é uma tênia que infecta seres humanos e é adquirida pela ingestão
de carne bovina crua ou mal cozida contaminada com suas larvas, passando
por três estágios principais: Imaturas: Pequenas e em forma de saco, com
órgãos reprodutores em desenvolvimento. Maduras: Desenvolvidas, com
órgãos reprodutores funcionais que produzem espermatozoides e óvulos.
Gravidas: Grandes e cheias de ovos fertilizados, essenciais para a
reprodução da tênia, esses estágios representam a evolução das proglotides
ao longo do ciclo de vida do parasita, desempenhando papéis cruciais na sua
reprodução e disseminação.
ROTEIRO 7 Título da Aula: Pesquisa de larvas de helmintos em fezes humanas
O objetivo dessa aula é identificar larvas de parasitas intestinais utilizando a
técnica de Rugai.
Procedimento1: Técnica de Rugai:
➢ Coletou-se 8 g de fezes frescas usando uma espátula e colocou-se em 4
gazes dobradas em quatro, formando uma pequena trouxa.
➢ Em seguida, a trouxa foi colocada em um cálice de sedimentação de 125 mL,
fixando-a na parte interna do cálice com um barbante e uma espátula
atravessada no copo de sedimentação.
➢ Água morna (45 °C) foi adicionada até entrar em contato apenas com a parte
de baixo das fezes. Após isso, o cálice foi deixado em repouso por uma hora.
➢ Após uma hora de repouso, as partículas mais pesadas presentes nas fezes
sedimentaram-se no fundo do cálice, formando o sedimento. Esse sedimento
é possível analisar materiais como ovosde parasitas, larvas ou outros
elementos presentes nas fezes.
➢ Ao coletar o sedimento com uma pipeta Pasteur e examiná-lo sob um
microscópio, o resultado do exame de sedimentação das fezes deu negativo,
indicando a ausência de ovos de parasitas ou outros elementos significativos.
ROTEIRO 8 Título da Aula: Identificação de protozoários sanguíneos
O objetivo dessa aula é identificar microscopicamente os principais protozoários
sanguíneos relacionados a infecções em seres humanos.
➢ Cada grupo observou um protozoário específico, e ao examiná-lo no
microscópio, foi possível identificar as características distintivas do
Plasmodium sp., causador da malária, os protozoários do Plasmodium
atravessam vários estágios em seu ciclo de vida, incluindo esporozoítos,
trofozoítos, esquizontes e gametócitos, cada um caracterizado por formas e
funções específicas. A morfologia e o tamanho desses protozoários variam
consideravelmente, com dimensões que geralmente entre 1 e 2 micrômetros
para formas jovens e até 10 a 15 micrômetros para formas maduras,
dependendo do estágio do ciclo de vida em que se encontram. Notavelmente,
os protozoários do Plasmodium são encontrados dentro dos glóbulos
vermelhos do sangue, onde se reproduzem e se desenvolvem, sendo visíveis
como pequenas manchas dentro dos eritrócitos sob exame microscópico.
REFERÊNCIAS:
Naoum, PC. CD-Rom “Doenças dos eritrócitos”. Academia de Ciência e Tecnologia
de São José do Rio Preto. Acesso em: 21/05/2024.
Fiocruz. Malária. Disponível em: https://portal.fiocruz.br/doenca/malaria.
Brasil. Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Guia de Vigilância
Epidemiológica. 6. ed. Brasília. Disponível em:
https://bvsms.saude.gov.br/bvs/publicacoes/guia_laboratorial_sistema_nacional.pdf.