RELATORIO DIAGNOSTICO DE INFECÇÕES PARASITARIAS

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
CURSO: Farmácia DISCIPLINA: Diagnóstico Laboratorial de Infecções 
Parasitárias 
NOME DO ALUNO: Carolina Capuci 
R.A: 0424252 POLO: Boqueirão - Santos 
PRÁTICAS REALIZADAS: Polo Rangel Pestana / Santos - 29/04/2023 e 
06/05/2023 
 
 
 
 
INTRODUÇÃO 
 
As infecções parasitárias são uma preocupação significativa de saúde 
pública em todo o mundo, afetando bilhões de pessoas todos os anos. O 
diagnóstico preciso e eficaz dessas infecções é fundamental para a 
implementação de estratégias de controle e prevenção eficazes. As aulas 
práticas de diagnóstico de infecções parasitárias são uma ferramenta valiosa 
para estudantes e profissionais de saúde, permitindo aprimorar habilidades e 
conhecimentos essenciais para a prática clínica. 
De acordo com a farmacopeia, várias técnicas podem ser usadas para o 
diagnóstico de infecções parasitárias, incluindo a identificação de parasitas em 
amostras biológicas por meio de microscopia, exames sorológicos e técnicas 
moleculares, como a reação em cadeia da polimerase (PCR). 
Um estudo de revisão publicado na revista "PLOS Neglected Tropical Diseases" 
(1) destaca a importância do diagnóstico precoce e preciso de infecções 
parasitárias, especialmente em regiões endêmicas. Outro estudo publicado no 
"Journal of Clinical Microbiology" (2) avaliou a eficácia de diferentes técnicas de 
diagnóstico para infecções por protozoários intestinais. Além disso, um artigo 
recente publicado na revista "Parasitology Research" (3) descreveu as técnicas 
mais comuns usadas para a detecção de parasitas em amostras clínicas. 
Este relatório tem como objetivo apresentar os resultados obtidos a partir 
da utilização de métodos laboratoriais, como o Sheater ou Faust, para a 
identificação de parasitas em amostras biológicas. Esses métodos são 
amplamente utilizados na rotina de laboratórios de análises clínicas, permitindo 
a detecção de parasitas intestinais, como os protozoários, que podem causar 
diversas doenças. Através do uso dessas técnicas, é possível identificar a 
presença de parasitas, realizar o diagnóstico preciso e indicar o tratamento 
adequado para o paciente. 
Neste relatório, serão descritas as técnicas utilizadas, bem como os 
resultados e conclusões obtidos a partir da análise das amostras clínicas. 
 
 
 
 
Aula 1- Roteiro 1 
 
Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários 
(Sheater ou Faust). 
 
 O exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários é uma 
técnica laboratorial utilizada para detectar a presença de parasitas no trato 
intestinal humano, especialmente os protozoários. Os métodos mais comuns 
para esse tipo de análise são o Sheater e o Faust, que consistem na análise 
microscópica de amostras de fezes para identificar possíveis parasitas 
presentes. Essa análise é importante para o diagnóstico e tratamento de 
doenças causadas por esses organismos, como amebíase e giardíase. 
 
Objetivo: Mostrar ao aluno a técnica de exame de fezes para pesquisa de 
protozoários. 
 
Técnica de Sheater: Exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários. 
Finalidade: Exame coproparasitológico qualitativo com princípio de centrífugo-
flutuação para pesquisa de cistos e oocistos de protozoários intestinais. 
 
Resultados e Discussão: 
Técnica de Sheater: 
Utilizamos 11 ml de solução B (Solução B corresponde a 3 partes de 
solução A e 1 parte de água), a solução A; pegamos 1 g de fezes, 
homogeneizamos aos poucos os 11 ml de solução B, em 1 grama de fezes em 
um copo plástico. Coamos com tamis para outro copo, preenchemos o Falcon 
(tubo de centrífuga), equilibrar o peso de 2 tubos. Centrifugamos por 10 minutos 
a 1600 rpm, flambar a alça bacteriológica, esfriamos em recipiente com água, 
 
pegamos uma gota da flutuação, e pingamos 3 gotas na lâmina; cobrimos com 
a lamínula à 45º e levamos ao microscópio para leitura de 100x. 
Técnica de Faust: 
Pesamos 1 g de fezes, em 10 ml de água em um copo plástico, coamos 
com tamis para outro copo; 
Colocamos a suspensão no falcon e completamos com 13 ml de água 
destilada, equilibrando o peso em 2 tubos na centrifuga; 
Centrifugamos por 3 vezes a 2500 rpm durante 1 minuto, descartando o 
sobrenadante entre uma centrifugação e outra. Homogeneizamos tudo com 10 
ml de sulfato de zinco, esperamos por 1 minuto a 2500 rpm, depois deixamos o 
tubo em repouso por 5 minutos; 
 Coletamos 1 gota do sobrenadante com alça bacteriológica, colocamos 
em uma lâmina com 1 gota de lugol, então observamos no microscópio em 
aumento de 100 x. 
Conclusão: 
No teste de Sheater tanto no tubo 1 como no tubo 2, detectamos resíduos 
de forma mais clara e límpida, mas não suficiente para detectar algum 
protozoário. 
Já no método de Faust, detectamos uma lâmina mais clara, porém um 
pequeno cisto de giárdia. 
 
 Foto 1- Cisto de Giardia lamblia 
 
 
 
Aula 1- Roteiro 2 
 
Título da Aula: Identificação de lâminas de protozoários, helmintos e artrópodes 
em Lâminas (microscópio). 
 O termo protozoário é derivado das palavras em latim proto “primitivo” e 
zoon “animal”, ou seja, animal primitivo. São seres eucariontes, unicelulares e 
heterótrofos. A maioria deles são aquáticos de vida livre, mas alguns são 
parasitas e vivem dentro do corpo de outros seres vivos, inclusive humanos. 
 
Objetivo: Mostrar e identificar os protozoários em lâminas prontas. 
 
Procedimento: 
Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz através de 
movimento do revólver, colocar a lâmina (com lamínula para cima) na platina. 
Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e observar a imagem com as 
respectivas estruturas indicadas pelo professor (que podem ser detectados 
neste aumento). Ajustar a iluminação, se necessário. 
 
 Resultados e Discussão: 
 
 Foto 2: Cisticerco Foto 3: Entamoeba 
 
 
 
 
 
 Foto 4: Esquistossomose Foto 5: Ovo de Ascaris lumbricoide Foto 6: Trypanosoma 
 
 
 
 Foto 7: Piolho Foto 8: Ovo Teníase 
 
 
Conclusão: 
Observamos de forma clara, nas lâminas pertencentes a laminoteca da 
UNIP, diversos parasitas em formas variadas. O objetivo da aula foi alcançado 
de modo muito satisfatório, pois conseguimos identificar protozoários nas 
lâminas prontas. 
 
 
 
 
 
 
 
Aula 2 – Roteiro 1 
 
 Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de helmintos I 
(Willis). 
Técnica de Willis Moolay: O exame coproparasitológico para pesquisa de 
helmintos é uma técnica laboratorial utilizada para detectar a presença de 
vermes no trato intestinal humano. Uma das técnicas mais comuns para essa 
análise é a de Willis, que consiste na análise microscópica de amostras de fezes 
para identificar possíveis parasitas presentes. Essa técnica é amplamente 
utilizada em laboratórios de análises clínicas para auxiliar no diagnóstico e 
tratamento de doenças causadas por helmintos, como a esquistossomose e a 
ancilostomíase. A precisão da técnica de Willis depende da habilidade do técnico 
em identificar os parasitas, bem como da qualidade da amostra coletada, por 
isso é importante que seja realizada por profissionais capacitados. 
É empregada na rotina dos laboratórios de Análises Clínicas, sendo uma 
técnica qualitativa de flutuação espontânea simples, o princípio desta, é fazer 
com que os ovos de menor densidade flutuem, aderindo à superfície inferior da 
lâmina (FERREIRA, 2012). 
 
Finalidade: Exame coproparasitológico qualitativo com princípio de flutuação 
para pesquisa de ovos de helmintos 
 
Objetivo: Mostrar ao aluno a técnica de exame de fezes para a pesquisa de ovos 
de helmintos. 
 
Resultados e Discussão: 
Homogeneizamos 3,0 gramas de fezes em 40 ml de solução saturada de 
cloretode sódio (NaCl 35%) em um copo plástico, coamos com tamis e gaze 
para outro copo; 
Sobre uma placa de Petri, preencher um borel (tubo plástico de filme) com 
a suspensão de fezes coado, até formar um menisco convexo (solução deve 
ultrapassar levemente a parte superior do borel); 
 
Colocar a lamínula sobre o menisco, com cuidado para não formar bolhas, 
deixar a lamínula em repouso de 10 a 15 minutos, arrastar a lamínula para cima 
da lâmina; 
 Levar ao microscópio para leitura de 10x e 20x 
 
 
Conclusão: 
As fezes dos animais encontrados frequentemente em gramas, jardins, 
abrigos e lixeiras, contribuem para a proliferação dos dípteros muscóides, que 
assumem importante papel na veiculação de ovos de helmintos, principalmente 
pelo contato direto do corpo do díptero com o alimento dos animais. 
 
 
 Aula 3– Roteiro 1 
 
 Título da Aula: Exame coproparasitológico direto a fresco. 
 
Objetivo: Mostrar ao aluno a identificação de trofozoítos, cistos e oocistos de 
protozoários e de ovos e larvas de helmintos. 
Ele também permite visualizar a motilidade de trofozoítos dos protozoários 
em fezes recém-emitidas, analisadas até 30 minutos após a evacuação. Para a 
identificação de cistos de protozoários e larvas de helmintos. 
 
Resultado e Discussão: 
Usamos uma amostra fresca de fezes, com auxílio de um palito de 
madeira, coletamos a amostra em vários pontos para melhor análise, e sobre 
uma lâmina pingamos 2 gotas de solução salina a 0,85%, em seguida 
transferimos fazendo um esfregaço sobre a lâmina o material que coletamos com 
o palito. Em seguida pingamos 1 gota de lugol para uma melhor visibilidade e 
em seguida colocamos uma lamínula sobre a lâmina, e em seguida ao 
microscópio. 
 
 
 
 
Conclusão: 
Analisamos a presença de resíduos vegetais, fibras vegetais pequenas 
gotas de gorduras, e não encontramos a presença de muco. 
 
 
 Foto 9: Lâmina de Fezes 
 
 
 
 
Aula 3 – Roteiro 2 
 
Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de helmintos 
(Hoffman). 
É uma técnica laboratorial que consiste na análise microscópica de 
amostras de fezes para detecção de ovos de vermes intestinais. Para realizar o 
exame, uma amostra de fezes é coletada em um recipiente limpo e levada ao 
laboratório para análise. Em seguida, as amostras são tratadas com uma solução 
de formol, que ajuda a preservar os ovos e facilita sua visualização ao 
microscópio. Os ovos são então identificados e contados por um técnico 
treinado, permitindo a identificação da espécie do verme presente. Esse exame 
é importante para o diagnóstico e tratamento de doenças causadas por 
helmintos, como a ascaridíase e a teníase 
Esse é um método de sedimentação espontânea, é um tipo de exame 
parasitológico de fezes. Detecta a presença de ovos, cistos de protozoários e 
larvas de helmintos nas fezes 
 
 
Objetivo: Proporcionar a realização da técnica de exame de fezes para pesquisa 
de ovos “pesados” de helmintos, em especial da classe Cestoda e Trematoda. 
 
 
Resultado e Discussão: 
Com o auxílio de uma espátula de madeira, coletamos uma porção de 
mais ou menos 6 g de fezes frescas, homogeneizamos em 200 mL de água 
boricada, divididos em 2 copos de 100 mL cada. Em um cálice de sedimentação 
e um filtro parasitológico, filtramos e aguardamos cerca de 25 minutos, 
desprezamos o sobrenadante. Repetimos o procedimento somente 1 vez, 
cobrimos com um plástico filme e deixamos por 1 hora até sedimentar. 
 
Conclusão: 
Após sedimentação espontânea, com um auxílio de uma pipeta de 
pasteur, retiramos algumas gotas da sedimentação, transferimos para uma 
lâmina, inserimos mais 2 gotas de lugol, colocamos a lamínula, levamos ao 
microscópio, onde observamos alguns resíduos de alimentos e fragmentos de 
fibra vegetal. 
 
 Foto 10: Cálice de sedimentação 
 
 
 
 
 
Aula 4 – Roteiro 1 
 
Título da Aula: Exame coproparasitológico para pesquisa de larvas. 
 
Objetivo: Mostrar ao aluno a identificação de larvas de parasitas intestinais 
utilizando a técnica de Rugai 
 
Resultados e Discussão: 
Com o restante da amostra fizemos pequenas trouxa, com o coletor aberto 
voltado para baixo envolto à compressas de gaze dentro de um cálice de 
sedimentação, em seguida adicionamos água morna numa temperatura de 45ºC, 
quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes, somente a parte de 
baixo da trouxinha, usamos uma espátula para auxiliar na fixação da trouxa no 
cálice, deixamos em repouso por 1 hora. Passando o tempo, pegamos o 
sedimento do fundo do cálice com uma pipeta de pasteur, colocamos uma gota 
em uma lâmina de vidro, acrescentamos 1 gota de lugol e cobrimos com uma 
lamínula. 
 
 
Conclusão: 
O método Rugai se mostrou eficiente na pesquisa de larvas, observamos 
microscopicamente larvas de Ancilostomídeo na amostra de fezes analisada. 
Este método, apesar de pouco usado hoje em dia, demostrou ser muito 
econômico e eficaz, de simples execução 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
REFERÊNCIAS 
 
1-Hotez PJ, et al. (2014) Diagnostics as essential tools for controll of neglected 
tropical diseases. PLOS Negl Trop Dis 8(4): e2654. 
 
2-Garcia LS, et al. (2018) Laboratory diagnosis of amoebiasis. J Clin Microbiol 
56(1): e01379-17. 
 
3-Schneeberger PHH, et al. (2018) Detection and diagnosis of neglected tropical 
diseases: overview and advances. 
 
ÁVILA-PIRES, F. D.; PFUETZENREITER, M. R. Epidemiologia da 
teníase/cisticercose por Taenia solium e Taenia saginata. Cienc. Rural, v. 30, n. 
3, 2000. 
 
https://plataforma.bvirtual.com.br/Leitor/Publicacao/185873/pdf/0 acessado em 
13/05/2023 
 
CINERMAN, B. Atlas de Parasitologia: Protozoários e Helmintos, 10ª. ed., São 
Paulo, Atheneu, 2002. 
https://plataforma.bvirtual.com.br/Leitor/Publicacao/185873/pdf/0