Bruce Alberts et al -Biologia Molecular da Célula-Artmed (2017)-11

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CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 665
nais podem, portanto, ser resultado de evolução convergente, refletindo as necessidades 
comuns para a translocação pelo sistema de membrana dupla.
Embora as sequências-sinal para a importação em cloroplastos assemelhem-se su-
perficialmente àquelas para a importação em mitocôndrias, tanto as mitocôndrias como 
os cloroplastos estão presentes nas mesmas células vegetais e, assim, as proteínas devem 
escolher entre as duas organelas de maneira apropriada. Em plantas, por exemplo, uma 
enzima bacteriana pode ser direcionada especificamente para mitocôndrias se ela for 
ligada, de forma experimental, a uma sequência-sinal N-terminal de uma proteína mito-
condrial; a mesma enzima, unida a uma sequência-sinal N-terminal de uma proteína de 
cloroplasto, acumula-se em cloroplastos. As diferentes sequências-sinal podem, portan-
to, ser distinguidas pelos receptores de importação em cada organela.
Os cloroplastos apresentam um compartimento extra envolto por membranas, 
o tilacoide. Muitas proteínas de cloroplastos, incluindo as subunidades proteicas do 
sistema fotossintético e da ATP-sintase (discutido no Capítulo 14), são localizadas na 
membrana tilacoide. Assim como os precursores de algumas proteínas mitocondriais, 
os precursores dessas proteínas são translocados do citosol para o seu destino final em 
duas etapas. Primeiro, eles atravessam a dupla membrana para o espaço da matriz (cha-
mado de estroma nos cloroplastos), e então eles ou integram a membrana tilacoide ou 
translocam-se para o espaço tilacoide (Figura 12-26A). Os precursores dessas proteínas 
possuem uma sequência-sinal tilacoide hidrofóbica seguindo a sequência-sinal N-ter-
minal do cloroplasto. Após a sequência-sinal N-terminal ter sido utilizada para importar 
a proteína no estroma, ela é removida por uma peptidase-sinal do estroma, expondo a 
sequência-sinal tilacoide que inicia, então, o transporte através da membrana tilacoide. 
Existem pelo menos quatro vias por meio das quais as proteínas atravessam ou tornam-
Figura 12-26 Translocação de uma 
proteína precursora no espaço tila-
coide de cloroplastos. (A) A proteína 
precursora contém uma sequência-sinal do 
cloroplasto N-terminal (vermelho) imedia-
tamente seguida de uma sequência-sinal 
tilacoide (marrom). A sequência-sinal do 
cloroplasto inicia a translocação no estro-
ma por um mecanismo semelhante àquele 
usado por proteínas precursoras mitocon-
driais de translocação no espaço da ma-
triz, embora os complexos translocadores, 
TOC e TIC, sejam diferentes. A sequência-
-sinal é clivada, expondo a sequência-sinal 
tilacoide, que inicia a translocação através 
da membrana tilacoide. (B) A translocação 
para o espaço tilacoide, ou membrana 
tilacoide, pode ocorrer por uma de pelo 
menos quatro vias: (1) uma via Sec, assim 
chamada porque utiliza componentes que 
são homólogos de proteínas Sec, que me-
deiam a translocação de proteínas através 
da membrana plasmática bacteriana (dis-
cutido adiante), (2) uma via tipo SRP, assim 
denominada porque usa uma partícula 
de reconhecimento de sinal homóloga de 
cloroplasto, ou SRP (discutido adiante), 
(3) uma via TAT (translocação de duas 
argininas, de twin arginine translocation), 
assim chamada porque duas argininas são 
cruciais nas sequências-sinal que dirigem 
proteínas nessa via, a qual depende de 
um gradiente de H+ através da membrana 
tilacoide, e (4) uma via de inserção es-
pontânea, que parece não necessitar de 
translocador de proteínas.
CITOSOL
ESTROMA
TRANSLOCAÇÃO 
GTP- OU ATP-
-DEPENDENTE 
NO ESTROMA
Sequência-sinal 
tilacoide exposta
QUATRO VIAS PARA TRANSLOCAR 
PROTEÍNAS NO ESPAÇO TILACOIDE
Membrana 
tilacoide
Proteína madura no 
espaço tilacoide
Membrana externa do cloroplastoComplexo TOC
Complexo TIC
Membrana interna do cloroplasto 
Proteína tilacoide 
precursora 
Sequência-
-sinal 
tilacoide
Sequência-
-sinal 
do cloroplasto
Proteína 
receptora 
no complexo 
TOC
(A)
(B)
1 2 43Membrana 
tilacoide
Espaço 
tilacoide
Necessidade 
energética
ATP +
gradiente 
eletroquímico 
de H+ 
ATP +
gradiente 
eletroquímico 
de H+ 
Gradiente 
eletroquímico 
de H+
Nenhuma
Via Sec Via tipo SRP Via TAT Inserção 
espontânea
CLIVAGEM DA SEQUÊNCIA-
-SINAL DO CLOROPLASTO
TILACOIDE
TILACOIDE
ESTROMA
666 PARTE IV Organização interna da célula
-se integradas na membrana tilacoide, diferenciadas pelas suas necessidades por dife-
rentes chaperonas do estroma ou pela fonte de energia usada (Figura 12-26B).
Resumo
Embora as mitocôndrias e os cloroplastos tenham seus próprios sistemas genéticos, eles pro-
duzem apenas uma pequena porção de suas proteínas. As duas organelas importam do ci-
tosol a maioria das suas proteínas utilizando mecanismos semelhantes. Em ambos os casos, 
as proteínas são importadas no estado desenovelado tanto através da membrana externa 
quanto da membrana interna simultaneamente para o espaço da matriz ou estroma. A hi-
drólise de ATP e um potencial de membrana através da membrana interna dirigem a trans-
locação para a mitocôndria, enquanto a translocação em cloroplastos é dirigida somente 
pela hidrólise de GTP e de ATP. As proteínas chaperonas da família hsp70 citosólica mantêm 
as proteínas precursoras em um estado desenovelado, e um segundo conjunto de proteínas 
hsp70 no espaço da matriz ou no estroma puxa a cadeia polipeptídica importada para a 
organela. Apenas as proteínas que contêm uma sequência-sinal específica são translocadas. 
A sequência-sinal em geral está localizada na região N-terminal e é clivada depois de ser 
importada ou internalizada e retida. Os transportes para a membrana interna algumas 
vezes usam uma segunda sequência-sinal hidrofóbica que é exposta quando a primeira se-
quência-sinal é removida. Em cloroplastos, a importação do estroma para o tilacoide pode 
ocorrer por várias vias, que diferem pelas chaperonas e pela fonte de energia usadas.
PEROXISSOMOS
Os peroxissomos diferem das mitocôndrias e dos cloroplastos em muitos aspectos. Mais 
notavelmente, eles são envolvidos por uma única membrana e não possuem DNA ou 
ribossomos. Assim, por não serem dotados de genoma, todas as suas proteínas são co-
dificadas no núcleo. Os peroxissomos obtêm muitas das suas proteínas por importação 
seletiva do citosol, embora algumas delas entrem na membrana dos peroxissomos por 
meio do RE.
Uma vez que não discutiremos os peroxissomos em outro local, consideraremos 
algumas das funções dessa família distinta de organelas antes de discutir sua biossíntese. 
Quase todas as células eucarióticas possuem peroxissomos. Eles contêm enzimas oxida-
tivas, como catalase e urato oxidase, em concentrações tão elevadas que, em algumas cé-
lulas, os peroxissomos salientam-se em micrografias eletrônicas por causa da presença 
de um núcleo cristaloide (Figura 12-27).
Assim como as mitocôndrias, os peroxissomos são os principais sítios de utilização 
de oxigênio. Uma hipótese é que os peroxissomos sejam um vestígio de uma organela 
ancestral que realizava todo o metabolismo de oxigênio nos ancestrais primitivos das cé-
lulas eucarióticas. Quando o oxigênio produzido pelas bactérias fotossintéticas começou 
a se acumular na atmosfera, ele pode ter sido fortemente tóxico à maioria das células. Os 
peroxissomos podem ter servido para reduzir a concentração de oxigênio intracelular, 
enquanto também usavam sua reatividade química para fazer reações oxidativas úteis. 
De acordo com esse ponto de vista, o desenvolvimento posterior das mitocôndrias tornou 
os peroxissomos bastante obsoletos, porque muitas das mesmas reações – as quais foram 
inicialmente conduzidas nos peroxissomos sem produção de energia – foram agora aco-
pladas com a formação de ATP, por meio da fosforilação oxidativa. As reações oxidativas 
realizadas pelos peroxissomos nas células atuais poderiam parcialmente ser, portanto, 
aquelas cujas funções importantes não foram incorporadas pelas mitocôndrias.
Os peroxissomos utilizam oxigêniomolecular e peróxido de 
hidrogênio para realizar reações oxidativas
Os peroxissomos são assim denominados porque costumam conter uma ou mais enzi-
mas que empregam oxigênio molecular para remover átomos de hidrogênio de substra-
tos orgânicos específicos (designados aqui como R) em uma reação oxidativa que produz 
peróxido de hidrogênio (H2O2):
RH2 + O2 n R + H2O2
NÚCLEO
PEROXISSOMOS
MITOCÔNDRIAS
PLASTÍDIOS
RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO
EXTERIOR DA CÉLULA
GOLGI
ENDOSSOMO 
TARDIO
LISOSSOMO
ENDOSSOMO PRIMÁRIO 
VESÍCULAS 
SECRETORAS
CITOSOL
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 667
A catalase utiliza o H2O2 gerado por outras enzimas na organela para oxidar uma 
variedade de outros substratos – incluindo ácido fórmico, formaldeído e álcool – pela 
reação “peroxidativa”: H2O2 + R´H2 → R´ + 2H2O. Esse tipo de reação oxidativa é particu-
larmente importante nas células do fígado e do rim, nas quais os peroxissomos destoxifi-
cam várias moléculas tóxicas que entram na corrente sanguínea. Cerca de 25% do etanol 
que bebemos é oxidado a acetaldeído dessa forma. Além disso, quando um excesso de 
H2O2 acumula-se na célula, a catalase o converte em H2O por meio da reação:
2H2O2 → 2H2O + O2
A principal função das reações oxidativas realizadas nos peroxissomos é a quebra 
de moléculas de ácido graxo. O processo denominado b-oxidação encurta as cadeias 
alquil dos ácidos graxos sequencialmente em blocos de dois átomos de carbono por vez, 
convertendo assim os ácidos graxos em acetil-CoA (acetil-coenzima A). Os peroxisso-
mos exportam então acetil-CoA ao citosol para utilizá-la em reações biossintéticas. Nas 
células de mamíferos, a b-oxidação ocorre nas mitocôndrias e nos peroxissomos; em 
leveduras e nas células vegetais, entretanto, essa reação essencial ocorre exclusivamente 
nos peroxissomos.
Uma função biossintética essencial dos peroxissomos animais é catalisar as pri-
meiras reações na formação de plasmalogênios, que são a classe mais abundante de fos-
folipídeos na mielina (Figura 12-28). A deficiência de plasmalogênios causa anomalias 
profundas na mielinização dos axônios das células nervosas, sendo essa uma das razões 
por que muitos distúrbios peroxissômicos levam a doenças neurológicas.
Os peroxissomos são organelas de grande diversidade e, mesmo em vários tipos 
celulares de um único organismo, podem conter diferentes conjuntos de enzimas. Eles 
também podem adaptar-se de forma notável a mudanças de condições. As células de 
levedura crescidas em açúcar, por exemplo, têm poucos peroxissomos pequenos. Mas, 
quando algumas leveduras são crescidas em metanol, numerosos e grandes peroxis-
somos são formados para oxidar o metanol; e quando crescem em ácidos graxos, elas 
desenvolvem numerosos e grandes peroxissomos que quebram os ácidos graxos em 
acetil-CoA pela b-oxidação.
Os peroxissomos são importantes também em plantas. Dois tipos de peroxissomos 
de plantas têm sido bastante estudados. Um tipo está presente nas folhas, onde partici-
pa na fotorrespiração (discutida no Capítulo 14) (Figura 12-29A). O outro tipo de pero-
xissomo está presente em sementes em germinação, nas quais ele converte os ácidos 
graxos armazenados nas sementes oleaginosas em açúcares necessários ao crescimento 
da planta jovem. Pelo fato de essa conversão de gorduras em açúcares ser realizada por 
uma série de reações conhecidas como o ciclo glioxilato, esses peroxissomos também 
são chamados de glioxissomos (Figura 12-29B). No ciclo glioxilato, duas moléculas de 
acetil-CoA produzidas por quebra do ácido graxo no peroxissomo são utilizadas para 
a síntese de ácido succínico, que é liberado do peroxissomo e convertido em glicose no 
citosol. O ciclo glioxilato não ocorre em células animais; portanto os animais são incapa-
zes de converter ácidos graxos de gorduras em carboidratos.
Uma sequência-sinal curta direciona a importação de proteínas 
aos peroxissomos
Uma sequência específica de três aminoácidos (Ser-Lys-Leu) localizados na região 
C-terminal de muitas proteínas dos peroxissomos atua como um sinal de importação 
(ver Tabela 12-3, p. 648). Outras proteínas peroxissômicas contêm uma sequência-sinal 
próxima à região N-terminal. Se uma dessas sequências está ligada a uma proteína ci-
tosólica, a proteína é importada para peroxissomos. Os sinais de importação são pri-
meiro reconhecidos pelos receptores solúveis de proteínas no citosol. Várias proteínas 
distintas, chamadas de peroxinas, participam no processo de importação, que é movido 
por hidrólise de ATP. Um complexo de pelo menos seis diferentes peroxinas forma uma 
proteína translocadora na membrana do peroxissomo. Mesmo proteínas oligoméricas 
não precisam ser desdobradas para que sejam importadas. Acredita-se que o poro for-
mado pelo transportador seja dinâmico em suas dimensões, adaptando seu tamanho 
às moléculas-carga a serem transportadas, permitindo a passagem de cada molécula-
200 nm
Figura 12-27 Micrografia eletrônica de três 
peroxissomos em uma célula de fígado de 
rato. As inclusões paracristalinas eletrodensas 
são compostas principalmente da enzima urato 
oxidase. (Cortesia de Daniel S. Friend.)
CH2 CH2 NH3
CH2
CH2
CH
CH
(CH2)n
CH3
(CH2)n
CH3
CH CH2
O
OO
O
O
O
O
P
C
+
Figura 12-28 Estrutura de um plasmalo-
gênio. Os plasmalogênios são bastante abun-
dantes nas bainhas de mielina que envolvem 
os axônios das células nervosas. Eles correspon-
dem a cerca de 80 a 90% dos fosfolipídeos da 
membrana de mielina. Além de uma cabeça 
de etanolamina e um ácido graxo de cadeia 
longa ligado à mesma cadeia principal de 
glicerol fosfato utilizado para fosfolipídeos, os 
plasmalogênios contêm um álcool graxo pouco 
comum que está ligado por uma ligação éter 
(parte inferior à esquerda).
668 PARTE IV Organização interna da célula
-carga compactamente dobrada. A esse respeito, o mecanismo difere daquele usado em 
mitocôndrias e cloroplastos. Um receptor de importação solúvel, a peroxina Pex5, reco-
nhece o sinal de importação C-terminal peroxissômico. Ela acompanha sua carga até o 
interior dos peroxissomos e, após a liberação da carga, retorna ao citosol. Após a entrega 
de sua carga para o lúmen do peroxissomo, Pex5 sofre ubiquitinação. Essa modificação 
é necessária para liberar Pex5 no citosol novamente, onde a ubiquitina é removida. Uma 
ATPase composta de Pex1 e Pex6 aproveita a energia da hidrólise do ATP para ajudar na 
liberação de Pex5 dos peroxissomos.
A importância dos peroxissomos e desse processo de importação está demons-
trada na síndrome de Zellweger, uma doença humana hereditária na qual um defeito na 
importação de proteínas para os peroxissomos leva a uma deficiência peroxissômica 
grave. Esses indivíduos, cujas células contêm peroxissomos “vazios”, apresentam graves 
anomalias no cérebro, no fígado e nos rins, e morrem logo após o nascimento. Uma mu-
tação no gene que codifica a peroxina Pex5 causa uma forma dessa doença. Uma doença 
peroxissômica hereditária moderada é causada por um defeito no Pex7, receptor defec-
tivo para o sinal N-terminal de importação.
Há muito se discute se novos peroxissomos originam-se de outros preexisten-
tes por crescimento e fissão da organela – como mencionado antes para mitocôndria 
e plastídios – ou derivam-se como um compartimento especializado do RE. Aspectos 
de ambos os pontos de vista são verdadeiros (Figura 12-30). Muitas das proteínas de 
(A)
Vacúolo
Peroxissomo
Mitocôndria
Cloroplastos
1 �m
(B)
Gota
lipídica
Glioxissomos
1 �m
Figura 12-29 Micrografias eletrônicas de dois tipos de peroxissomos encontrados em células vegetais. (A) Um peroxissomo com um núcleo paracrista-
lino em uma célula do mesófilo de folha de tabaco. Sua próxima associação com cloroplastos parece facilitar a troca de materiais entre essas organelas durante 
a fotorrespiração. O vacúolo em células de plantas é equivalente ao lisossomo em células animais. (B) Peroxissomos em uma célula cotiledonar armazenadora 
de gordura de semente de tomate,quatro dias após a germinação. Aqui, os peroxissomos (glioxissomos) estão associados a gotas lipídicas que armazenam gor-
dura, refletindo seu papel central na mobilização de gorduras e na gliconeogênese durante a germinação de sementes. (A, de S.E. Frederick e E.H. Newcomb, 
J. Cell Biol. 43:343–353, 1969. Com permissão de The Rockefeller Press; B, de W.P. Wergin, P.J. Gruber e E.H. Newcomb, J. Ultrastruct. Res. 30:533–557, 1970. 
Com permissão de Academic Press.)
Figura 12-30 Um modelo explica como 
os peroxissomos proliferam e como 
um novo peroxissomo se forma. Vesí-
culas precursoras peroxissômicas brotam 
do RE. Ao menos duas proteínas de 
membrana peroxissômicas, Pex3 e Pex15, 
seguem essa via. A maquinaria que dirige 
a reação de brotamento e que seleciona 
apenas proteínas peroxissômicas para o 
empacotamento nessas vesículas depende 
de Pex19 e outras proteínas citosólicas 
ainda desconhecidas. Vesículas precursoras 
de peroxissômicas podem então fusionar-
-se com outras ou com peroxissômicaspre-
existentes. A membrana do peroxissomo 
contém receptores de importação e 
proteínas translocadoras que são neces-
sárias para a importação de proteínas 
peroxissômicas produzidas nos ribossomos 
citosólicos, incluindo novas cópias de re-
ceptores de importação e componentes de 
translocação. Provavelmente, os lipídeos 
necessários ao crescimento também sejam 
importados, embora alguns possam deri-
var-se diretamente do RE na membrana de 
vesículas precursoras de peroxissomos.
Peroxissomos-filhos
FISSÃO
CRESCIMENTO POR CAPTURA DE 
PROTEÍNAS PEROXISSÔMICAS 
ESPECÍFICAS E LIPÍDEOS DO CITOSOL
PeroxissomoVesícula 
precursora 
peroxissômica
Proteínas 
precursoras 
peroxissômicas
Retículo 
endoplasmático
Proteínas específicas que catalisam 
a importação de proteínas
Pex19
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 669
membrana peroxissômicas são feitas no citosol e inseridas na membrana de peroxisso-
mos preexistentes, enquanto outras são primeiro integradas na membrana do RE, onde 
são empacotadas em vesículas precursoras peroxissômicas especializadas. Novas vesí-
culas precursoras podem então se fundir umas com as outras e começar a importação 
de proteínas peroxissômicas adicionais, usando sua própria maquinaria de importação 
de proteínas para tornarem-se peroxissomos maduros, os quais podem sofrer ciclos de 
crescimento e fissão.
Resumo
Os peroxissomos são especializados em promover reações de oxidação usando oxigênio 
molecular. Eles geram peróxido de hidrogênio, que é empregado em reações oxidativas – e 
contêm catalases para destruir o excesso do mesmo. Assim como as mitocôndrias e os plas-
tídios, os peroxissomos são organelas autorreplicativas. Pelo fato de não conterem DNA ou 
ribossomos, toda sua proteína é codificada no núcleo da célula. Algumas dessas proteínas 
são repassadas aos peroxissomos via vesículas precursoras peroxissômicas que brotam do 
RE, mas muitas são sintetizadas no citosol e importadas diretamente. Uma sequência es-
pecífica de três aminoácidos próxima à região C-terminal de muitas proteínas funciona 
como um sinal de importação peroxissômica. O mecanismo de importação de proteínas 
difere daquele de mitocôndrias e cloroplastos, no qual mesmo proteínas oligoméricas são 
importadas do citosol sem estarem desenoveladas.
RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO
Todas as células eucarióticas possuem retículo endoplasmático (RE). Sua membrana 
em geral constitui mais do que a metade da membrana total de uma célula animal (ver 
Tabela 12-2, p. 643). O RE está organizado em um labirinto de túbulos ramificados e de 
vesículas achatadas que se estendem através do citosol (Figura 12-31 e Animação 12.4). 
Os túbulos e sacos são interconectados, e suas membranas são contíguas com a mem-
brana nuclear externa; o compartimento que elas encerram, portanto, também é con-
tíguo com o espaço entre as membranas nuclear externa e interna. Dessa forma, o RE 
e as membranas nucleares formam uma folha contínua envolvendo um espaço interno 
único, chamado de lúmen do RE ou espaço cisternal do RE, que costuma ocupar mais de 
10% do volume celular total (ver Tabela 12-1, p. 643).
Como mencionado no início deste capítulo, o RE tem um papel central na biossín-
tese de lipídeos e proteínas, servindo também como um local de armazenamento intrace-
lular de Ca2+, que é usado em muitas respostas de sinalização celular (discutido no Capí-
tulo 15). A membrana do RE é o sítio de produção de todas as proteínas transmembrana 
e lipídeos para a maioria das organelas celulares, incluindo o próprio RE, o aparelho de 
Golgi, os lisossomos, os endossomos, as vesículas secretoras e a membrana plasmática. A 
membrana do RE é também o local onde é feita a maioria dos lipídeos para as membranas 
mitocondriais e peroxissômicas. Além disso, quase todas as proteínas que serão secre-
tadas para o exterior celular – acompanhadas daquelas destinadas ao lúmen do RE, ao 
aparelho de Golgi ou aos lisossomos – são enviadas inicialmente ao lúmen do RE.
Figura 12-31 Micrografias fluorescen-
tes do retículo endoplasmático. 
(A) Uma cultura de tecido de células ani-
mais foi geneticamente modificada para 
expressar uma proteína de membrana 
do RE fusionada a uma proteína fluores-
cente. O RE estende-se como uma rede 
de túbulos e folhas ao longo de todo o 
citosol, de modo que todas as regiões do 
citosol estão próximas a algumas porções 
da membrana do RE. A membrana nuclear 
externa, que é contínua com o RE, tam-
bém é corada. (B) Parte de uma rede do RE 
em uma célula vegetal viva geneticamente 
modificada para expressar uma proteína 
fluorescente no RE. (A, cortesia de Patrick 
Chitwood e Gia Voeltz; B, cortesia de Petra 
Boevink e Chris Hawes.)
(A)
2 �m
(B)
10 �m
Túbulos do RE Folhas do RE
Membrana nuclear externa
NÚCLEO
PEROXISSOMOS
MITOCÔNDRIAS
PLASTÍDIOS
RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO
EXTERIOR DA CÉLULA
GOLGI
ENDOSSOMO 
TARDIO
LISOSSOMO
ENDOSSOMO PRIMÁRIO
VESÍCULAS 
SECRETORAS
CITOSOL
670 PARTE IV Organização interna da célula
O RE é estrutural e funcionalmente diverso
Enquanto as várias funções do RE são essenciais para cada célula, suas importâncias re-
lativas variam muito entre tipos celulares individuais. Para satisfazer demandas funcio-
nais diferentes, regiões distintas de RE tornam-se altamente especializadas. Observamos 
tal especialização funcional como mudanças dramáticas na estrutura do RE, e diferentes 
tipos celulares podem, portanto, possuir caracteristicamente diversos tipos de membra-
na do RE. Uma das especializações mais notáveis é o RE rugoso.
As células de mamíferos começam a importação de proteínas para o RE antes da 
síntese completa da cadeia polipeptídica – isto é, a importação é um processo cotra-
ducional (Figura 12-32A). Ao contrário, a importação de proteínas nas mitocôndrias, 
nos cloroplastos, no núcleo e nos peroxissomos é um processo pós-traducional (Figura 
12-32B). No transporte cotraducional, o ribossomo que está sintetizando a proteína está 
diretamente aderido à membrana do RE, permitindo que uma ponta da proteína seja 
translocada para o RE enquanto o restante da cadeia polipeptídica está sendo sintetiza-
do. Esses ribossomos ligados à membrana cobrem a superfície do RE, criando regiões 
chamadas retículo endoplasmático rugoso, ou RE rugoso; regiões do RE sem ribosso-
mos ligados são chamadas de retículo endoplasmático liso, ou RE liso (Figura 12-33).
A grande maioria das células possui regiões limitadas de RE liso, e o RE é, com 
frequência, parcialmente liso e parcialmente rugoso. Áreas de RE liso a partir das quais 
vesículas carregando proteínas recém-sintetizadas e lipídeos se desprendem para trans-
porte até o aparelho de Golgi são chamadas de RE transicional. Em certas células especia-
lizadas, o RE liso é abundante e tem funções adicionais. Ele é proeminente, por exemplo, 
em células que se especializam no metabolismo de lipídeos, como células que sintetizam 
hormônios esteroides a partir do colesterol; o RE liso expandidoacomoda as enzimas que 
fazem o colesterol e o modificam a fim de formar os hormônios (ver Figura 12-33B).
Principal tipo celular no fígado, o hepatócito também possui uma quantidade sig-
nificativa de RE liso. Ele é o principal sítio de produção de partículas de lipoproteína, que 
carregam lipídeos a outras partes do corpo via corrente sanguínea. As enzimas que sinte-
tizam os componentes lipídicos das lipoproteínas estão localizadas na membrana do RE 
liso, a qual também contém enzimas que catalisam uma série de reações para destoxifi-
car substâncias lipossolúveis e vários compostos danosos produzidos pelo metabolismo. 
As reações de destoxificação mais extensamente estudadas são realizadas pela família de 
enzimas citocromo P450, que catalisam uma série de reações nas quais substâncias inso-
lúveis em água ou metabólitos que, de outra forma, poderiam ser acumulados em níveis 
tóxicos nas membranas celulares são transformados em solúveis em água o suficiente 
para deixarem a célula e serem excretados na urina. Uma vez que o RE rugoso sozinho 
não pode conter quantidades suficientes dessas e de outras enzimas necessárias, uma 
grande porção de membrana em um hepatócito normalmente consiste em RE liso (ver 
Tabela 12-2).
Outra função crucial do RE na maioria das células eucarióticas é sequestrar Ca2+ 
do citosol. A liberação de Ca2+ do RE para o citosol e sua subsequente recaptação estão 
envolvidas em muitas respostas rápidas a sinais extracelulares, como discutido no Ca-
Figura 12-32 Translocação cotraducio-
nal e pós-traducional de proteínas. (A) 
Os ribossomos ligam-se à membrana do 
RE durante a translocação cotraducional. 
(B) Ao contrário, os ribossomos citosólicos 
completam a síntese de proteínas e as 
liberam antes da translocação pós-tradu-
cional. Em ambos os casos, a proteína é 
direcionada para o RE por uma sequência-
-sinal (vermelho e laranja).
5�
5�3�
3�
TRANSLOCAÇÃO 
COTRADUCIONAL
TRANSLOCAÇÃO 
PÓS-TRADUCIONAL(A) (B)
Cadeia polipeptídica 
crescente
mRNA
Ribossomo 
ligado ao RE
Ribossomo 
livre
RERE
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 671
pítulo 15. Uma bomba de Ca2+ transporta Ca2+ do citosol para o lúmen do RE. O arma-
zenamento de Ca2+ no lúmen do RE é facilitado pelas altas concentrações de proteínas 
que se ligam a Ca2+ lá existentes. Em alguns tipos celulares, e talvez na maioria, regiões 
específicas do RE são especializadas no armazenamento de Ca2+. As células musculares 
possuem um abundante RE liso modificado, denominado retículo sarcoplasmático. A li-
beração e a recaptação de Ca2+ pelo retículo sarcoplasmático disparam, respectivamente, 
a contração e o relaxamento das miofibrilas, durante cada ciclo de contração muscular 
(discutido no Capítulo 16).
Para estudar as funções e a bioquímica do RE, é necessário isolar sua membrana. 
Isso pode parecer uma tarefa inexequível, porque o RE é entremeado de forma intrin-
cada com outros componentes do citosol. Felizmente, quando os tecidos ou as células 
são rompidos por homogeneização, o RE se quebra em fragmentos e recompõe-se na 
forma de muitas pequenas vesículas (cerca de 100 a 200 nm de diâmetro) denominadas 
microssomos. Os microssomos são relativamente fáceis de purificar. Para os bioquími-
cos, os microssomos representam pequenas versões autênticas do RE, ainda capazes de 
translocação de proteínas, glicosilação proteica (discutido adiante), captação e liberação 
de Ca2+, bem como síntese de lipídeos. Os microssomos derivados do RE rugoso são cri-
vados de ribossomos e denominados microssomos rugosos. Os ribossomos são sempre 
Núcleo
Membrana nuclear interna
Membrana nuclear externa Membrana do RE
Membrana do RE
(A)
200 nm
(B) (D)
200 nm 0,5 �m
RE rugoso RE liso
Lúmen do RE
(C)
Figura 12-33 RE rugoso e liso. (A) Uma micrografia eletrônica de um RE rugoso em uma célula pancreática exócrina que produz 
e secreta diariamente grandes quantidades de enzimas digestivas. O citosol está preenchido com camadas empacotadas de mem-
branas de RE que são ornadas com ribossomos. Em cima e à esquerda está mostrada uma porção do núcleo e seu envelope nuclear; 
note que a membrana nuclear externa, que é contínua com o RE, também está ornada com ribossomos. (B) RE liso abundante em 
uma célula secretora de hormônio esteroide. Esta micrografia eletrônica é de uma célula de Leydig secretora de testosterona em 
testículo humano. (C) Uma reconstrução tridimensional de uma região do RE liso e RE rugoso em uma célula de fígado. O RE rugoso 
forma pilhas orientadas de cisternas achatadas, cada uma possuindo um espaço luminal de 20 a 30 nm. A membrana do RE liso 
está conectada a estas cisternas e forma uma fina rede de túbulos de 30 a 60 nm de diâmetro. O lúmen do RE é de cor verde. (D) 
Uma reconstrução tomográfica de uma porção da rede do RE em uma célula de levedura. Ribossomos ligados à membrana (peque-
nas esferas pretas) são vistos tanto nas folhas achatadas quanto nas regiões tubulares de diâmetro irregular, demonstrando que os 
ribossomos se ligam a membranas do RE de diferentes curvaturas nessas células. (A, cortesia de Lelio Orci; B, cortesia de Daniel S. 
Friend; C, de R.V. Krstić, Ultrastructure of the Mammalian Cell. New York: Springer-Verlag, 1979; D, de M. West et al., J. Cell Biol. 
193:333–346, 2011. Com permissão de Rockefeller University Press.)
672 PARTE IV Organização interna da célula
encontrados na superfície externa, de tal forma que o interior do microssomo é bioqui-
micamente equivalente ao lúmen do RE (Figura 12-34A).
Muitas vesículas de tamanho similar ao dos microssomos rugosos, porém des-
providas de ribossomos aderidos, também são encontradas nesses homogenados. Tais 
microssomos lisos são derivados, em parte, de porções lisas do RE e, em parte, de frag-
mentos vesiculados da membrana plasmática, do aparelho de Golgi, dos endossomos e 
das mitocôndrias (a proporção dependendo do tecido). Então, enquanto microssomos 
rugosos são claramente derivados de porções do RE rugoso, não é fácil separar micros-
somos lisos derivados de organelas diferentes. Os microssomos preparados de células do 
fígado ou de células do músculo são uma exceção. Devido às grandes quantidades pouco 
comuns de RE liso ou retículo sarcoplasmático, respectivamente, muitos dos microsso-
mos lisos nos homogenados desses tecidos são derivados do RE liso ou do retículo sarco-
plasmático. Os ribossomos aderidos à membrana tornam os microssomos rugosos mais 
densos do que os microssomos lisos. Como resultado, os microssomos lisos e rugosos 
podem ser separados uns dos outros por centrifugação de equilíbrio (Figura 12-34B). Os 
microssomos têm sido inestimáveis na elucidação de aspectos moleculares da função do 
RE, como discutiremos a seguir.
As sequências-sinal foram descobertas primeiro em proteínas 
importadas para o RE rugoso
O RE captura proteínas selecionadas do citosol assim que elas são sintetizadas. Essas 
proteínas são de dois tipos: proteínas transmembrana, que são apenas parcialmente 
translocadas através da membrana do RE e tornam-se “embutidas” na membrana, e 
proteínas solúveis em água, que são totalmente translocadas através da membrana do RE 
e liberadas no lúmen do RE. Algumas das proteínas transmembrana funcionam no RE, 
mas muitas são destinadas à membrana plasmática ou à membrana de outra organela. 
As proteínas solúveis em água são destinadas tanto à secreção quanto à residência no 
lúmen do RE ou de outra organela. Todas essas proteínas, apesar do seu subsequente 
destino, são dirigidas para a membrana do RE por uma sequência-sinal do RE, a qual 
inicia a sua translocação por um mecanismo comum.
As sequências-sinal (e a estratégia de sequência-sinal para endereçamento de 
proteínas) foram descobertas no início dos anos de 1970 em proteínas secretadas trans-
locadas através da membrana do RE como um primeiro passo de sua liberação final da 
célula. No experimento-chave, o mRNA codificando a proteína secretada foi traduzido 
por ribossomos in vitro. Quandoos microssomos foram omitidos desse sistema livre de 
células, a proteína sintetizada foi levemente maior do que a proteína normal secreta-
da. Na presença de microssomos derivados do RE rugoso, todavia, foi produzida uma 
proteína de tamanho correto. De acordo com a hipótese do sinal, a diferença no tamanho 
reflete a presença inicial de uma sequência-sinal que direciona a proteína secretada à 
membrana do RE e é, então, clivada por uma peptidase-sinal na membrana do RE antes 
RE rugoso
Homogeneização
RE liso 
Microssomos 
rugosos e lisos 
Tubo com gradiente de 
concentração de sacarose crescente
Os microssomos lisos têm 
baixa densidade e 
param de sedimentar 
flutuando em baixas 
concentrações de sacarose
Os microssomos rugosos 
têm alta densidade e 
param de sedimentar 
flutuando em altas 
concentrações de sacarose
Centri-
fugação
200 nm
(B)
(A)
Figura 12-34 Isolamento dos micros-
somos rugosos e lisos do RE. (A) Uma 
micrografia eletrônica de secção fina de 
uma fração purificada do RE rugoso revela 
abundância de vesículas contendo ribosso-
mos. (B) Quando sedimentados por meio 
de um gradiente de sacarose, os dois tipos 
de microssomos separam-se um do outro, 
de acordo com suas diferentes densidades. 
Note que a fração lisa também irá conter 
material não derivado do RE. (A, cortesia 
de George Palade.)
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 673
que a cadeia polipeptídica tenha sido completada (Figura 12-35). Os sistemas livres de 
células, nos quais as proteínas são importadas para os microssomos, oferecem procedi-
mentos de análise eficazes para identificação, purificação e estudo de vários componen-
tes da maquinaria molecular responsável pelos processos de importação do RE.
Uma partícula de reconhecimento de sinal (SRP) direciona a 
sequência-sinal do RE para um receptor específico na membrana 
do RE rugoso
A sequência-sinal do RE é guiada à membrana do RE por, pelo menos, dois componen-
tes: uma partícula de reconhecimento de sinal (SRP, signal-recognition particle), que 
circula entre a membrana do RE e o citosol e liga-se à sequência-sinal, e um receptor 
SRP na membrana do RE. A SRP é um grande complexo; nas células animais ela consis-
te em seis diferentes cadeias polipeptídicas ligadas a uma única pequena molécula de 
RNA. Enquanto a SRP e seu receptor possuem poucas subunidades em bactérias, homó-
logos estão presentes em todas as células, indicando que esse mecanismo de proteína-
-alvo surgiu cedo na evolução e tem sido conservado.
As sequências-sinal do RE variam na sequência de aminoácidos, mas cada uma 
possui oito ou mais aminoácidos apolares no seu centro (ver Tabela 12-3, p. 648). Como 
a SRP pode ligar-se especificamente a tantas sequências diferentes? A resposta veio da 
estrutura cristalina da proteína SRP, a qual mostra que o sítio de ligação da sequência-
-sinal é uma grande cavidade hidrofóbica coberta por metioninas. Devido ao fato de as 
metioninas possuírem cadeias laterais flexíveis não ramificadas, a cavidade é suficiente-
mente plástica para acomodar sequências-sinal hidrofóbicas de diferentes sequências, 
tamanhos e formas.
A SRP é uma estrutura do tipo haste, que envolve a subunidade ribossômica maior 
com uma ponta ligando a sequência-sinal do RE à medida que emerge do ribossomo 
como parte da cadeia polipeptídica recém-produzida; a outra ponta bloqueia o sítio de 
ligação do fator de elongamento na interface entre as subunidades grande e pequena 
do ribossomo (Figura 12-36). Esse evento provoca uma pausa na síntese proteica tão 
logo o peptídeo-sinal tenha emergido do ribossomo. A pausa transitória provavelmente 
dá tempo suficiente ao ribossomo para ligar-se à membrana do RE antes de comple-
tar a síntese da cadeia polipeptídica, garantindo, desse modo, que a proteína não seja 
liberada no citosol. Esse dispositivo de segurança pode ter importância especial para 
Figura 12-35 A hipótese do sinal. 
Uma visão simplificada do transporte de 
proteínas através da membrana do RE, 
como proposto originalmente. Quando a 
sequência-sinal do RE emerge dos ribosso-
mos, ela direciona os ribossomos para um 
translocador na membrana do RE, que for-
ma um poro na membrana através do qual 
o polipeptídeo é translocado. A sequência-
-sinal é retirada durante a tradução por 
uma peptidase-sinal, e a proteína madura 
é liberada para o lúmen do RE imediata-
mente após ser sintetizada. O translocador 
permanece fechado até que o ribossomo 
tenha se ligado, mantendo a barreira de 
permeabilidade da membrana do RE em 
todos os momentos.
CITOSOL
LÚMEN 
DO RE
CLIVAGEM DO 
PEPTÍDEO-SINAL
Sequência-sinal 
da cadeia 
peptídica 
crescente NH2
NH2
COOH
Cadeia 
polipeptídica madura
5�
3�
Translocador 
fechado
Subunidades 
ribossômicas livres
mRNA
Peptídeo-sinal 
clivado
Peptidase
-sinal
674 PARTE IV Organização interna da célula
hidrolases secretadas e lisossômicas que poderiam causar danos ao citosol; entretanto 
as células que secretam grandes quantidades de hidrolases tomam a precaução extra de 
possuir altas concentrações de inibidores de hidrolases no seu citosol. A pausa também 
assegura que grandes porções de proteína, que poderiam enovelar-se em uma estrutura 
compacta, não sejam originadas antes de chegarem ao translocador na membrana do 
RE. Então, ao contrário da importação pós-traducional de proteínas em mitocôndrias 
e cloroplastos, proteínas chaperonas não são necessárias para capturar proteínas não 
enoveladas.
Quando uma sequência-sinal se liga, a SRP expõe um sítio de ligação para o recep-
tor SRP (ver Figura 12-36B, C), que é um complexo proteico transmembrana na mem-
brana do RE rugoso. A ligação de SRP ao seu receptor traz o complexo ribossomo-SRP 
a um translocador proteico não ocupado na mesma membrana. A SRP e o receptor SRP 
são então liberados, e o translocador transfere a cadeia polipeptídica crescente através 
da membrana (Figura 12-37).
Subunidade ribossômica 
menor
Subunidade ribossômica menor
Subunidade ribossômica 
maior Subunidade 
ribossômica 
maior
DobradiçaSequência-sinal 
ligada à SRP
Receptor de SRP
Partícula de 
reconhecimento 
de sinal (SRP)
(A) (B)
(C)
Sequência-sinal 
da cadeia 
polipetídica 
crescente
Sítio de 
ligação do 
fator de 
alongamento
Dobradiça
Domínio da 
pausa traducional
Bolsão de 
ligação da 
sequência-sinal
Molécula de RNA da SRP
SRP
LÚMEN DO RE
Figura 12-36 Partícula de reconhecimento de sinal (SRP). (A) A SRP de mamíferos é um complexo 
ribonucleoproteico do tipo haste contendo seis subunidades proteicas (marrom) e uma molécula de RNA 
(azul). O RNA da SRP forma uma cadeia principal que acopla o domínio proteico, contendo o bolsão de 
ligação à sequência-sinal ao domínio responsável pela pausa de tradução. As estruturas cristalinas de 
diversas partes de SRPs de espécies diferentes são montadas aqui em um modelo composto para se apro-
ximar da estrutura de uma SRP completa. (B) O esboço tridimensional da SRP ligado a um ribossomo foi 
determinado por microscopia crioeletrônica. A SRP liga-se à subunidade maior do ribossomo, de modo que 
sua sequência-sinal de ligação está posicionada perto do sítio de saída da cadeia polipeptídica crescente 
e seu domínio de pausa traducional está posicionado na interface entre as subunidades ribossômicas, 
onde interfere na ligação do fator de alongamento. (C) Quando a sequência-sinal surge do ribossomo e 
se liga na SRP, uma modificação conformacional na SRP expõe um sítio de ligação para o receptor de SRP. 
(B, adaptada de M. Halic et al., Nature 427:808–814, 2004. Com permissão de Macmillan Publishers Ltd.)
Figura 12-37 Como a sequência-sinal 
do RE e a SRP direcionam os ribosso-
mos à membrana do RE. A SRP e seu 
receptor agem em conjunto. A SRP liga-se 
à sequência-sinal do RE exposta e ao ribos-
somo, induzindo, portanto, uma pausa na 
tradução. O receptor SRP na membrana do 
RE, que, nas células animais, é composto 
de duas cadeias polipeptídicas diferentes, 
liga-se ao complexo SRP-ribossomoe di-
reciona-o ao translocador. Em uma reação 
pouco conhecida, a SRP e seu receptor são 
então liberados, deixando o ribossomo 
ligado ao translocador na membrana do 
RE. O translocador insere a cadeia polipep-
tídica na membrana e a transfere através 
da bicamada lipídica. Uma vez que uma 
das proteínas SRP e ambas as cadeias do 
receptor SRP contêm domínios de ligação 
a GTP, supõe-se que as mudanças confor-
macionais que ocorrem durante os ciclos 
de ligação e hidrólise do GTP (discutido no 
Capítulo 15) garantam que a liberação de 
SRP ocorra somente após o ribossomo es-
tar adequadamente associado ao translo-
cador na membrana do RE. O translocador 
permanece fechado até que o ribossomo 
tenha se ligado, mantendo a barreira de 
permeabilidade da membrana do RE em 
todos os momentos.
RECONHECIMENTO
CITOSOL
LÚMEN DO RE
ALVO
RECICLAGEM
LIBERAÇÃO
Sequência-
-sinal do 
peptídeo 
crescente
SRP
A ligação da SRP ao peptídeo-sinal 
provoca uma pausa na tradução
Receptor de SRP na 
membrana do RE rugoso
Proteína translocadora
N
A tradução 
continua e 
começa a 
translocação
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 675
Esse processo de transferência cotraducional cria duas populações espacialmente 
separadas de ribossomos no citosol. Os ribossomos ligados à membrana, ligados ao 
lado citosólico da membrana do RE, estão empenhados na síntese de proteínas que es-
tão sendo simultaneamente translocadas para o RE. Os ribossomos livres, não ligados 
a membranas, sintetizam todas as outras proteínas codificadas pelo genoma nuclear. Os 
ribossomos ligados à membrana e os livres são estrutural e funcionalmente idênticos. 
Eles diferem apenas quanto às proteínas que estão sendo produzidas por eles em um 
dado momento.
Uma vez que muitos ribossomos podem se ligar a uma única molécula de mRNA, 
um polirribossomo costuma ser formado. Se o mRNA codifica uma proteína com uma 
sequência-sinal, o polirribossomo torna-se anexado à membrana do RE, dirigindo-a pe-
las sequências-sinal em múltiplas cadeias polipeptídicas crescentes. Ribossomos indivi-
duais associados a tais moléculas de mRNA podem retornar ao citosol quando acabam 
a tradução e misturam-se com a população de ribossomos livres. O mRNA, no entanto, 
permanece ligado à membrana do RE por uma troca de populações ribossômicas, cada 
um mantido transitoriamente na membrana por translocadores (Figura 12-38).
A cadeia polipeptídica atravessa um canal aquoso no 
translocador
Debateu-se longamente se as cadeias polipeptídicas são transferidas através da mem-
brana do RE em contato direto com a bicamada lipídica, ou através de um canal em uma 
proteína translocadora. O debate se encerrou com a identificação da proteína transpor-
tadora, que se mostrou capaz de formar um canal preenchido por água na membrana, 
pelo qual a cadeia polipeptídica cruza a membrana. O centro do translocador, deno-
5�
5�
5�
5�
3�
3�
3�
3�
População comum de subunidades 
ribossômicas no citosol
O mRNA codificando uma proteína 
citosólica permanece livre no citosol Polirribossomo 
livre no citosol
O mRNA codificando uma 
proteína direcionada para o RE 
permanece ligado à membrana
Polirribossomo ligado à membrana do RE por 
múltiplas cadeias polipeptídicas nascentes
Sequência-
-sinal do RE
Membrana do RE
CICLO DA SRP
CICLO DO RIBOSSOMO LIVRE
CICLO DO RIBOSSOMO LIGADO À MEMBRANA
(B)
400 nm
PolirribossomoMembrana do RE
(A)
5�
3�
LÚMEN DO RE
Roseta do polirribossomo
Figura 12-38 Polirribossomos livres e ligados à membrana. (A) Uma população comum de ribossomos sintetiza proteínas que permanecem no citosol e 
aquelas que são transportadas para o RE. A sequência-sinal do RE em uma cadeia polipeptídica recém-formada liga-se à SRP, que direciona ribossomos que 
iniciaram a tradução à membrana do RE. A molécula de mRNA se mantém permanentemente ligada ao RE como parte de um polirribossomo, enquanto os 
ribossomos que se movimentam ao longo do polirribossomo são reciclados; no fim de cada ciclo de síntese proteica, as subunidades ribossômicas são liberadas 
e reunidas na população comum no citosol. (B) Uma fina secção em micrografia eletrônica de polirribossomos ligados à membrana do RE. O plano da secção em 
alguns pontos corta o RE rugoso paralelamente à membrana, criando um padrão de roseta dos polirribossomos. (B, cortesia de George Palade.)
676 PARTE IV Organização interna da célula
minado complexo Sec61, consiste em três subunidades que são altamente conserva-
das desde bactérias até células eucarióticas. A estrutura do complexo Sec61 sugere que 
a-hélices da subunidade maior cercam um canal central através do qual uma cadeia po-
lipeptídica atravessa a membrana (Figura 12-39). O canal é bloqueado por uma a-hélice 
pequena que parece manter o translocador fechado quando está inerte e se move para 
o lado quando está ocupado passando uma cadeia polipeptídica. Por essa razão, o poro 
é um canal dinâmico que se abre apenas brevemente quando uma cadeia polipeptídica 
atravessa a membrana. Em um translocador inerte, é importante manter o canal fecha-
do, desse modo permanecendo a membrana impermeável a íons, como Ca2+, que, por 
outro lado, poderiam escapar do RE. Quando uma cadeia polipeptídica está se translo-
cando, um anel de aminoácidos hidrofóbicos da cadeia lateral fornece um lacre flexível 
para evitar perda de íons.
A estrutura do complexo Sec61 sugere que o poro também possa abrir uma fenda 
do seu lado. De fato, algumas estruturas do translocador mostraram-se bloqueadas na 
conformação da linha de junção aberta. Essa abertura permite a translocação por um 
acesso lateral à cadeia polipeptídica ao centro hidrofóbico da membrana, um processo 
que é importante tanto para a liberação do peptídeo-sinal clivado da membrana (ver 
Figura 12-35) quanto para a integração de proteínas na bicamada, como discutiremos a 
seguir.
Em células eucarióticas, quatro complexos Sec61 formam um grande conjun-
to de translocadores que podem ser visualizados nos ribossomos ligados ao RE após a 
solubilização da membrana do RE com detergente (Figura 12-40). É provável que esse 
FECHADO
Fresta lateral Plugue
ABERTO
Plugue deslocado
Peptídeo-
-sinal
Cadeia polipeptídica 
crescente
Bicamada lipídica
Fresta 
lateral
Subunidade �
Subunidade �
Subunidade � Dobradiça
Dobradiça
(A)
(B)
Plugue
Plugue deslocado
Plugue deslocado
Abertura do poro
Subunidade �
Figura 12-39 Estrutura do complexo Sec61. (A) Uma visão lateral (esquerda) e uma visão de cima (direita, a 
partir do citosol) da estrutura do complexo Sec61 da arqueia Methanococcus jannaschii. A subunidade a de Sec61 
tem uma estrutura invertida repetida (ver Figura 11-10) e é mostrada em azul e marrom para indicar sua pseudos-
simetria; as duas pequenas subunidades b e  são mostradas em cinza. Na vista lateral, algumas hélices da frente 
foram omitidas para deixar o interior do poro visível. A pequena hélice amarela parece formar um plugue que 
tampa o poro quando o transportador está fechado. Para abri-lo, o complexo rearranja-se para deslocar o plugue, 
como indicado pela seta vermelha. Acredita-se que um anel de aminoácidos hidrofóbicos da cadeia lateral forme 
um estreito diafragma em torno da translocação da cadeia polipeptídica para evitar escapes de outras moléculas 
através da membrana. O poro do complexo Sec61 também pode abrir para o lado da fresta lateral. (B) Modelos 
de estados abertos e fechados do translocador são mostrados no topo, ilustrando como a sequência-sinal (ou um 
segmento transmembrana) poderia ser liberado na bicamada lipídica, após a abertura da fenda. (Códigos PDB: 
1RH5 e 1RHZ.)
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 677
conjunto inclua outros complexos de membrana que se associam com o translocador, 
como enzimas que modificam a cadeia polipeptídica crescente, incluindo a transferase 
de oligossacarídeos e a peptidase-sinal. O conjunto de um translocador com esses com-
ponentes acessórios é chamadode translócon.
A translocação através da membrana do RE nem sempre 
necessita do alongamento da cadeia polipeptídica em andamento
Como vimos, a translocação de proteínas para as mitocôndrias, os cloroplastos e os pe-
roxissomos ocorre de modo pós-traducional depois que a proteína foi sintetizada e libe-
rada no citosol, enquanto a translocação através da membrana do RE em geral ocorre 
durante a tradução (cotraducionalmente). Esse fato explica por que os ribossomos são 
ligados ao RE, mas não são ligados a outras organelas.
Algumas proteínas, no entanto, são importadas para o RE depois de completada 
sua síntese, demonstrando que o transporte nem sempre requer tradução em anda-
mento. A translocação pós-traducional de proteínas é especialmente comum através da 
membrana do RE em células de levedura e através da membrana plasmática bacteriana 
(a qual se acredita ser evolutivamente relacionada ao RE). Para atuar na translocação 
pós-traducional, o translocador do RE necessita de proteínas acessórias que coloquem 
a cadeia polipeptídica no poro e sustentem o transporte (Figura 12-41). Em bactérias, 
uma proteína motriz de translocação, a ATPase SecA, liga-se ao lado citosólico do trans-
locador, onde desencadeia mudanças conformacionais cíclicas sustentadas por hidróli-
se de ATP. Cada vez que um ATP é hidrolisado, uma porção da proteína SecA insere-se no 
poro do translocador, impelindo um curto segmento da proteína transportada com ela. 
Como resultado desse mecanismo de catraca, a ATPase SecA empurra a cadeia polipep-
tídica da proteína transportada através da membrana.
As células eucarióticas utilizam um conjunto diferente de proteínas acessórias 
que se associam ao complexo Sec61. Essas proteínas atravessam a membrana do RE 
e usam um pequeno domínio localizado no lado do lúmen da membrana do RE para 
depositar uma proteína chaperona do tipo hsp70 (denominada BiP, de binding protein) 
na cadeia polipeptídica, à medida que esta emerge do poro para o lúmen do RE. Ciclos 
ATP-dependentes de ligação e liberação de BiP dirigem a translocação unidirecional, 
como já descrito para proteínas hsp70 mitocondriais que puxam proteínas através de 
membranas mitocondriais.
As proteínas que são transportadas para o RE por um mecanismo pós-traducional 
são primeiramente liberadas no citosol, onde se ligam a proteínas chaperonas, evitando 
o seu enovelamento por ligação, como discutido antes para as proteínas cujo destino são 
as mitocôndrias e os cloroplastos.
Em proteínas transmembrana de passagem única, somente uma 
sequência-sinal interna do RE permanece na bicamada lipídica 
como uma a-hélice que atravessa a membrana
A sequência-sinal RE da cadeia polipeptídica crescente parece disparar a abertura do 
poro na proteína translocadora Sec61: depois que a sequência-sinal é liberada da SRP 
e a cadeia crescente tenha alcançado um tamanho suficiente, a sequência-sinal liga-se 
a um sítio específico dentro do poro, abrindo dessa maneira o poro. Uma sequência-
-sinal do RE é portanto reconhecida duas vezes: primeiro por uma SRP no citosol e 
Figura 12-40 Um ribossomo (verde) ligado a um translocador proteico do RE 
(azul). (A) Reconstrução da vista lateral do complexo a partir de imagens de microscopia 
eletrônica. (B) Uma visão do translocador observada do lúmen do RE. O translocador 
contém Sec61, proteínas acessórias e o detergente usado na preparação. Domínios de 
proteínas acessórias se estendem através da membrana e formam uma saliência. (C) Uma 
representação esquemática de um ribossomo aderido à membrana, ligado ao translo-
cador, indicando a localização do túnel na subunidade ribossômica maior, pelo qual a 
cadeia polipeptídica crescente sai do ribossomo. O mRNA (não mostrado) poderia estar 
localizado entre as subunidades pequena e grande do ribossomo. (Adaptada de J.F. Mé-
nétret et al., J. Mol. Biol. 348:445–457, 2005. Com permissão de Academic Press.)
Subunidade 
ribossômica menor
Subunidade 
ribossômica 
maior
Proteína translocadora 
na membrana do RE
(A)
(C)
Canal condutor de 
proteína na 
subunidade 
ribossômica maior
(B)
LÚMEN DO RE
LÚMEN DO RE
678 PARTE IV Organização interna da célula
então por um sítio de ligação no poro da proteína translocadora, onde serve como um 
sinal de início de transferência (ou peptídeo de início de transferência) que abre o 
poro (p. ex., ver na Figura 12-35 como funciona para uma proteína solúvel). O reconhe-
cimento duplo pode auxiliar assegurando que apenas proteínas apropriadas entrem 
no lúmen do RE.
Enquanto ligada no poro de translocação, a sequência-sinal está em contato não 
apenas com o complexo Sec61, que forma as paredes do poro, mas também ao longo 
da linha de junção lateral com o centro hidrofóbico da bicamada lipídica. Isso foi mos-
trado em experimentos de ligação química, nos quais a sequência-sinal e cadeias de 
hidrocarbonetos de lipídeos foram covalentemente unidas. Quando a cadeia polipep-
tídica nascente tiver crescido o suficiente, a peptidase-sinal do RE cliva a sequência-
-sinal e a libera do poro na membrana, onde é rapidamente degradada a aminoácidos 
por outras proteases na membrana do RE. Para liberar a sequência-sinal na membra-
na, o translocador abre lateralmente ao longo da junção (ver Figuras 12-35 e 12-39). O 
translocador pode então tomar duas direções: abrir-se para formar um poro através 
da membrana a fim de deixar porções hidrofílicas de proteínas na bicamada lipídi-
ca, e abrir-se lateralmente dentro da membrana para deixar porções hidrofóbicas de 
proteínas na bicamada lipídica. A saída lateral do poro é um passo essencial durante a 
integração de proteínas transmembrana.
A integração de proteínas de membrana exige que algumas partes da cadeia poli-
peptídica sejam transportadas através da bicamada lipídica, enquanto outras não. Ape-
sar dessa complexidade adicional, todos os modos de inserção de proteínas de membra-
na podem ser considerados como simples variantes da sequência de eventos descrita 
antes para transferir uma proteína solúvel no lúmen do RE. Começaremos descrevendo 
as três maneiras pelas quais as proteínas transmembrana de passagem única (ver Fi-
gura 10-17) são inseridas na membrana do RE.
CITOSOL
LÚMEN DO RE
CITOSOL
ESPAÇO EXTRACELULAR
CITOSOL
LÚMEN DO RE
TRANSLOCAÇÃO 
COTRADUCIONAL TRANSLOCAÇÃO PÓS-TRADUCIONAL
ATPase
SecA
Complexo 
SecY
Complexo Sec62, 
63, 71, 72
BiP
SRP
Receptor 
de SRP
BACTÉRIAS
ARQUEIAS
EUCARIOTOS EUCARIOTOS BACTÉRIAS
(A) (B) (C)
Complexo Sec61
ATP ADP
ATP
ADP
Sequência-sinal 
do RE
Pi+
Pi+
Membrana (plasmática)
interna bacteriana
mRNA
Figura 12-41 Três maneiras pelas quais a translocação de proteínas pode ser dirigida através de translocadores estruturalmente 
semelhantes. (A) Translocação cotraducional. O ribossomo é conduzido à membrana pela SRP e pelo receptor SRP e então estabelece uma forte 
associação com a proteína translocadora Sec61. A cadeia polipeptídica crescente é conduzida através da membrana assim que é sintetizada. Não é 
necessário energia adicional, uma vez que o único caminho disponível para a cadeia crescente é cruzar a membrana. (B) A translocação pós-tradu-
cional em células eucarióticas necessita de um complexo adicional, composto das proteínas Sec62, Sec63, Sec71 e Sec72, que são ligadas ao trans-
locador Sec61 e depositam moléculas BiP na cadeia translocada assim que ela surge do translocador no lúmen do RE. Os ciclos de ligação de BiP 
e de liberação movidos por ATP puxam a proteína para o lúmen, um mecanismo que se assemelha ao modelo de catraca térmica para importação 
mitocondrial na Figura 12-23. (C) Translocação pós-traducional em bactérias. A cadeia polipeptídica completa é dirigida do lado citosólico para o 
homólogo bacteriano do complexo Sec61 (chamado complexo SecY na bactéria) na membrana plasmática pela ATPase SecA. As mudanças confor-
macionais possibilitadas pela hidrólise de ATP são responsáveis pelo movimento tipo pistão na SecA, cada ciclo impelindo cerca de 20 aminoácidos 
da cadeia proteicapelo poro do translocador. A via Sec usada para transporte de proteínas através da membrana tilacoide em cloroplastos utiliza 
um mecanismo semelhante (ver Figura 12-26B).
Enquanto o translocador Sec61, SRP e receptor de SRP são encontrados em todos os organismos, SecA é encontrado exclusivamente em 
bactérias, e o complexo Sec62, 63, 71 e 72 é encontrado exclusivamente em células eucarióticas. (Adaptada de P. Walter e A.E. Johnson, Annu. Rev. 
Cell Biol. 10:87–119, 1994. Com permissão de Annual Reviews.)
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 679
No caso mais simples, uma sequência-sinal N-terminal inicia a translocação, como 
para uma proteína solúvel, mas um segmento hidrofóbico adicional na cadeia polipeptí-
dica interrompe o processo de transferência antes que a cadeia inteira seja transportada. 
Esse sinal de parada da transferência ancora a proteína na membrana depois que a 
sequência-sinal do RE (o sinal de início da transferência) tenha sido clivada e liberada 
do translocador (Figura 12-42). A sequência de parada da transferência é transferida 
para a bicamada pelo mecanismo de controle lateral, onde permanece como um único 
segmento a-hélice atravessando a membrana, com a região N-terminal da proteína no 
lado do lúmen da membrana e a região C-terminal no lado citosólico.
Nos outros dois casos, a sequência-sinal é interna, em vez de ser na extremidade 
N-terminal da proteína. Como uma sequência-sinal N-terminal do RE, a SRP liga-se a 
uma sequência-sinal interna mediante reconhecimento hidrofóbico de características 
da a-hélice. A SRP leva o ribossomo que está sintetizando a proteína para a membrana 
do RE, e a sequência-sinal do RE serve então como um sinal de início da transferência 
que inicia a translocação da proteína. Após a liberação do translocador, a sequência in-
terna de início da transferência permanece na bicamada lipídica como uma a-hélice que 
atravessa a membrana uma única vez.
As sequências internas de início da transferência podem ligar-se ao aparato de 
transporte em uma de duas orientações; por sua vez, essa orientação da sequência de 
início de transferência determina qual segmento da proteína (aquele que precede ou o 
que segue a sequência de início da transferência) é movido através da membrana para o 
lúmen do RE. Em um caso, a proteína de membrana resultante tem sua região C-termi-
nal no lado do lúmen (via A na Figura 12-43), enquanto, no outro, a região N-terminal 
está situada no lado do lúmen (via B na Figura 12-43). A orientação da sequência de 
início da transferência depende da distribuição dos aminoácidos carregados adjacentes, 
como descrito na legenda da figura.
As combinações de sinais de início e de parada da transferência 
determinam a topologia das proteínas transmembrana de 
passagem múltipla
Nas proteínas transmembrana de passagem múltipla, a cadeia polipeptídica passa 
para frente e para trás repetidamente ao longo da bicamada lipídica como uma a-hé-
lice hidrofóbica (ver Figura 10-17). Acredita-se que uma sequência-sinal interna sirva 
como um sinal de início de transferência nessas proteínas para iniciar a translocação, 
Figura 12-42 Como uma proteína 
transmembrana de passagem única, 
com a sequência-sinal do RE clivada, é 
integrada na membrana do RE. Nessa 
proteína, o processo de translocação co-
traducional é iniciado pela sequência-sinal 
N-terminal do RE (vermelho) que funciona 
como um sinal de início de transferência, 
abrindo o translocador como na Figura 
12-35. Além dessa sequência de início de 
transferência, contudo, a proteína tam-
bém contém uma sequência de parada 
de transferência (laranja); quando essa 
sequência entra no translocador e interage 
com o sítio de ligação dentro do poro, o 
translocador abre na fenda e descarrega 
a proteína lateralmente na bicamada 
lipídica, onde a sequência de parada de 
transferência permanece para ancorar a 
proteína na membrana. (Nesta figura e nas 
duas figuras que seguem, os ribossomos 
foram omitidos para maior clareza.)
NH2
LÚMEN DO RE
COOH
Proteína transmembrana 
de passagem única madura 
na membrana do RE
NH2
Sequência 
de parada 
de transferência
Peptidase-
-sinal
Sequência de início 
de transferência
CITOSOL
680 PARTE IV Organização interna da célula
que continua até o translocador encontrar uma sequência de parada da transferência; 
em proteínas transmembrana de duas passagens, por exemplo, o polipeptídeo pode, em 
seguida, ser liberado na bicamada (Figura 12-44). Em proteínas de passagem múltipla 
mais complexas, nas quais muitas a-hélices hidrofóbicas atravessam a bicamada, uma 
segunda sequência de início da transferência reinicia a translocação mais adiante na ca-
deia polipeptídica, até a próxima sequência de parada do transporte induzir a liberação 
do polipeptídeo, e assim por diante, para posteriores sequências de início e de parada da 
transferência (Figura 12-45 e Animação 12.5).
Sequências-sinal hidrofóbicas de início e de parada de transferência agem para 
corrigir a topologia da proteína na membrana, trancando-as como a-hélices que atra-
vessam membrana; e elas podem fazê-lo em qualquer orientação. Sabe-se que uma 
dada sequência-sinal hidrofóbica atuará como uma sequência de início ou de parada 
da transferência, dependendo da sua localização na cadeia polipeptídica, uma vez que 
sua função pode ser trocada pela mudança da sua localização na proteína, utilizando 
técnicas de DNA recombinante. Assim, a distinção entre sequências de início e de pa-
rada da transferência resulta, principalmente, da sua ordem relativa na cadeia polipep-
tídica crescente. Parece que a SRP inicia procurando por segmentos hidrofóbicos na 
região N-terminal de uma cadeia polipeptídica desenovelada e prossegue em direção 
à região C-terminal, na direção em que a proteína é sintetizada. Reconhecendo o primei-
ro segmento hidrofóbico apropriado para emergir do ribossomo, a SRP ajusta a “matriz 
de leitura”: se a translocação é iniciada, o próximo segmento hidrofóbico apropriado é 
reconhecido como uma sequência de parada da transferência, induzindo a região inter-
mediária da cadeia polipeptídica a passar pela membrana. Um processo de varredura 
Figura 12-43 Integração de uma 
proteína de membrana de passagem 
única com uma sequência-sinal interna 
na membrana do RE. Uma sequência-
-sinal do RE interna que atua como um 
sinal de início da transferência pode ligar-
-se ao translocador em uma das duas vias, 
levando a uma proteína de membrana 
que possui tanto seu C-terminal (via A) 
quanto seu N-terminal (via B) no lúmen do 
RE. Proteínas são direcionadas às duas vias 
pelas características na cadeia polipeptí-
dica que flanqueia a sequência interna de 
início da transferência: se existirem mais 
aminoácidos carregados positivamente 
logo antes do núcleo hidrofóbico da 
sequência de início da transferência do 
que após essa região, a proteína de mem-
brana será inserida no translocador na 
orientação mostrada na via A; enquanto, 
se existirem mais aminoácidos carregados 
positivamente imediatamente após o nú-
cleo hidrofóbico da sequência de início da 
transferência do que antes dessa região, 
a proteína de membrana será inserida no 
translocador na orientação mostrada na 
via B. Devido ao fato de o transporte não 
poder iniciar antes que uma sequência de 
início da transferência apareça na superfí-
cie do ribossomo, o transporte da porção 
N-terminal da proteína mostrada em (B) 
somente poderá ocorrer após ela ter sido 
completamente sintetizada.
Note que existem duas formas para 
inserir uma proteína transmembrana de 
passagem única cuja região N-terminal 
esteja localizada no lúmen do RE: aquela 
mostrada na Figura 12-42 e esta mostrada 
aqui em (B).
Proteína transmembrana madura de 
passagem única na membrana do RE
NH2
CITOSOL
LÚMEN 
DO RE
COOH
NH2
NH2
NH2
+
(A)
Proteína transmembrana madura de 
passagem única na membrana do RE
CITOSOL
LÚMEN 
DO RE
COOH
NH2
NH2
NH2
+
(B)
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelularese endereçamento de proteínas 681
similar continua até que todas as regiões hidrofóbicas na proteína tenham sido inseridas 
na membrana como a-hélices transmembrana.
Uma vez que as proteínas de membrana sempre estão inseridas no lado citosólico 
do RE dessa maneira programada, todas as cópias da mesma cadeia polipeptídica terão a 
mesma orientação na bicamada lipídica. Esse mecanismo gera uma assimetria na mem-
brana do RE, na qual os domínios proteicos expostos em um dos lados são diferentes dos 
domínios expostos do outro. Essa assimetria é mantida durante os muitos eventos de 
brotamento e de fusão que transportam as proteínas sintetizadas no RE a outras mem-
branas celulares (discutido no Capítulo 13). Assim, a maneira que uma proteína recém-
-sintetizada é inserida na membrana do RE determina a orientação da proteína em todas 
as outras membranas.
Quando as proteínas são extraídas de uma membrana com detergente e, então, 
reconstituídas em vesículas lipídicas artificiais, costuma ocorrer uma mistura aleatória 
de proteínas com orientações com o lado correto para fora e com o lado interno para 
fora. Assim, a assimetria proteica observada em membranas celulares parece não ser 
uma propriedade inerente às proteínas, mas resulta somente do processo pelo qual as 
proteínas passam do citosol à membrana do RE.
Figura 12-44 Integração de uma 
proteína de membrana de dupla pas-
sagem com uma sequência-sinal inter-
na na membrana do RE. Nessa proteína, 
uma sequência-sinal interna do RE atua 
como um sinal de início da transferência 
(como na Figura 12-43) e inicia a transfe-
rência da porção C-terminal da proteína. 
No mesmo ponto, após uma sequência de 
parada da transferência ter penetrado o 
translocador, este libera a sequência late-
ralmente na membrana.
NH2
COOH
Proteína transmembrana madura de dupla 
passagem na membrana do RE
NH2Sequência 
de parada 
de transferência
LÚMEN 
DO RE
CITOSOL
Sítio de 
ligação ao
peptídeo
hidrofóbico de
início de
transferência
Sítio de ligação
ao peptídeo
hidrofóbico de
parada de
transferência
Proteína translocadora 
NH2
NH2
Sequência 
de início 
de transferência
Figura 12-45 Inserção da proteína de 
membrana de passagem múltipla ro-
dopsina na membrana do RE. 
As rodopsinas são proteínas sensíveis à luz 
nos bastonetes fotorreceptores na retina 
dos mamíferos (discutido no Capítulo 15). 
(A) Um gráfico de hidropatia (ver Figura 
10-20) identifica sete pequenas regiões 
hidrofóbicas na rodopsina. (B) A região 
hidrofóbica mais próxima da região N-
-terminal serve como uma sequência de 
início da transferência que induz a porção 
anterior à região N-terminal da proteína 
a passar através da membrana do RE. As 
sequências hidrofóbicas subsequentes fun-
cionam alternadamente como sequências 
de início e de parada da transferência. 
As setas verdes indicam as porções da 
proteína que são inseridas no translocador. 
(C) A rodopsina integrada final tem sua 
região N-terminal localizada no lúmen do 
RE e sua região C-terminal localizada no 
citosol. Os hexágonos azuis representam 
oligossacarídeos ligados covalentemente.
1 2 3 4 5 7
Número de aminoácidos
0 100 200
(A) (C)
(B)
NH2
COOH
CITOSOL
H2N
+
Início Início Parada Início Parada Início Parada
COOH
 
 H
id
ro
fí
lic
o
 
 
 
 H
id
ro
fó
b
ic
o
6
LÚMEN
682 PARTE IV Organização interna da célula
Proteínas ancoradas pela cauda são integradas na membrana do 
RE por um mecanismo especial
Muitas proteínas de membrana importantes são ancoradas na membrana por uma 
a-hélice hidrofóbica transmembrana C-terminal. Essas proteínas ancoradas pela cauda 
no RE incluem um grande número de subunidades proteicas SNARE que dirigem o trá-
fego vesicular (discutido no Capítulo 13). Quando tais proteínas ancoradas pela cauda se 
inserem na membrana do RE a partir do citosol, apenas poucos aminoácidos que seguem 
a a-hélice transmembrana na extremidade C-terminal são translocados para o lúmen do 
RE, enquanto a maior parte da proteína permanece no citosol. Devido à posição única da 
a-hélice transmembrana na sequência proteica, a tradução termina enquanto os aminoá-
cidos da porção C-terminal que irão formar a a-hélice transmembrana ainda não emergi-
ram do túnel de saída do ribossomo. O reconhecimento de SRP não é, portanto, possível. 
Por muito tempo acreditou-se que essas proteínas fossem liberadas do ribossomo e que a 
porção C-terminal hidrofóbica fosse espontaneamente incorporada na membrana do RE. 
Tal mecanismo não poderia explicar, entretanto, por que as proteínas da cauda, ancoradas 
no RE, se inserem na membrana do RE seletivamente e não em todas as outras membranas 
da célula. Está claro agora que uma maquinaria de direcionamento especializada está en-
volvida e que é abastecida pela hidrólise de ATP (Figura 12-46). Embora os componentes 
e detalhes difiram, esse mecanismo de direcionamento pós-traducional é conceitualmen-
te semelhante ao do direcionamento de proteínas dependente de SRP (ver Figura 12-37).
Nem todas as proteínas ancoradas com cauda são inseridas no RE. Algumas pro-
teínas contêm uma âncora de membrana C-terminal que possui uma informação adi-
cional de endereçamento que direciona a proteína para mitocôndrias ou peroxissomos. 
Ainda não se sabe como essas proteínas são endereçadas.
As cadeias polipeptídicas transportadas enovelam-se e são 
montadas no lúmen do RE rugoso
Muitas das proteínas no lúmen do RE estão em trânsito, en route a outros destinos; ou-
tras, contudo, residem lá normalmente e estão presentes em altas concentrações. Essas 
proteínas residentes no RE contêm um sinal de retenção no RE de quatro aminoácidos 
na sua região C-terminal que são responsáveis pela retenção da proteína no RE (ver Ta-
bela 12-3, p. 648; discutido no Capítulo 13). Algumas dessas proteínas atuam cataliti-
camente para auxiliar as muitas proteínas que são transportadas para o lúmen do RE a 
enovelar-se e montar-se corretamente.
Uma importante proteína residente no RE é a proteína dissulfeto isomerase (PDI), 
que catalisa a oxidação de grupos sulfidrila (SH) livres nas cisteínas para formar ligações 
dissulfeto (S-S). Quase todas as cisteínas nos domínios proteicos expostos no espaço ex-
tracelular ou no lúmen das organelas em vias secretoras e endocíticas são ligadas por liga-
ções dissulfeto. Ao contrário, as ligações dissulfeto são raramente formadas em domínios 
expostos ao citosol, em função da existência de um ambiente redutor no local.
Figura 12-46 Mecanismo de inserção 
de proteínas ancoradas pela cauda. 
Nessa via pós-traducional para a in-
serção de proteínas do RE ancoradas 
pela cauda, um complexo solúvel 
de pré-endereçamento captura a 
a-hélice C-terminal hidrofóbica depois que 
ela emerge do túnel de saída ribossômico 
e a carrega na ATPase Get3. O complexo 
resultante é direcionado para a membrana 
do RE pela interação do receptor de Get1-
-Get2, que funciona como uma maquina-
ria de inserção de proteínas na membrana. 
Depois que Get3 hidrolisa o ATP ligado, a 
proteína ancorada pela cauda é liberada do 
receptor e inserida na membrana do RE. A 
liberação de ADP e renovação do ATP liga-
do recicla Get3 de volta para o citosol.
RECONHECIMENTO
ENDEREÇAMENTO
RECICLAGEM
LIBERAÇÃO
ATP
ATP
ATP
ADP
Complexo 
pré-endereçamento
N
N
N
N
C
Proteína ancorada 
pela cauda
ATPase Get3
Get1-Get2
LÚMEN DO RE
CITOSOL
ATP
Pi+
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 683
Outra proteína residente no RE é a proteína chaperona BiP. Já discutimos como a 
BiP atua para puxar proteínas de modo pós-traducional para o RE por meio do transloca-
dor do RE Sec61. Como outras chaperonas (discutidas no Capítulo 13), a BiP reconhece 
proteínas enoveladas incorretamente, bem como subunidades proteicas que ainda não 
se agregaram aos seus complexos oligoméricos finais. Para isso, ela liga-se à sequência 
de aminoácidos exposta, que estaria, de modo normal, oculta no interior das cadeias 
polipeptídicas corretamente enoveladasou agregadas. Um exemplo de sítio de ligação a 
BiP é uma faixa de aminoácidos hidrofílicos e hidrofóbicos alternados que normalmen-
te estariam embaixo de uma folha b com seu lado hidrofóbico orientado na direção do 
centro hidrofóbico da proteína enovelada. A BiP ligada impede a agregação da proteína 
e auxilia na manutenção da proteína no RE (e, assim, fora do aparelho de Golgi e das eta-
pas posteriores da via secretora). Como alguns outros membros da família de proteínas 
chaperonas hsp70, que se ligam a proteínas não dobradas e facilitam sua importação 
para mitocôndrias e cloroplastos, a BiP hidrolisa ATP para alternar entre estados de alta e 
baixa afinidade de ligação, que lhe permitem segurar e soltar suas proteínas de substrato 
em um ciclo dinâmico.
A maioria das proteínas sintetizadas no RE rugoso é glicosilada 
pela adição de um oligossacarídeo comum ligado ao N
A adição covalente de oligossacarídeos às proteínas é uma das principais funções bios-
sintéticas do RE. Cerca de metade das proteínas solúveis e ligadas à membrana que são 
processadas no RE – incluindo aquelas destinadas ao transporte para o aparelho de Gol-
gi, lisossomos, membrana plasmática ou espaço extracelular – são glicoproteínas que 
sofrem modificações nesse caminho. Muitas proteínas no citosol e núcleo são também 
glicosiladas, mas não com oligossacarídeos; elas carregam uma modificação com açúcar 
muito mais simples, na qual um único grupo N-acetilglicosamina é adicionado a uma 
serina ou treonina da proteína.
Durante a forma mais comum de glicosilação da proteína no RE, um oligossa-
carídeo precursor pré-formado (composto de N-acetilglicosamina, manose e glico-
se e contendo um total de 14 açúcares) é transferido em bloco para proteínas. Esse 
oligossacarídeo é transferido ao grupo NH2 da cadeia lateral de um aminoácido aspa-
ragina na proteína, sendo, por isso, considerado ligado ao N ou ligado à asparagina 
(Figura 12-47A). A transferência é catalisada por uma enzima ligada à membrana, 
uma oligossacaril transferase, que tem seu sítio ativo exposto no lado do lúmen da 
Proteína com sítio 
para N-glicosilação
Oligossacarídeo 
ligado a lipídeo 
ancorado na 
membrana do RE
Asn
P
P
Oligossacaril
transferase
LÚMEN 
DO RE
CITOSOL
(B)(A)
N-acetilglicosamina
Manose
Glicose
Ser
Thr[ ]
Cadeia lateral
da asparagina
C CN [X]
H O
H CH2
C O
NH
NH2 COOH
Figura 12-47 Glicosilação de proteínas 
ligadas ao N no RE rugoso. (A) Quase 
tão logo a cadeia polipeptídica penetre o 
lúmen do RE, ela é glicosilada em resíduos 
de asparagina-alvo. O oligossacarídeo 
precursor (mostrado em cor) está ligado 
apenas a asparaginas nas sequências 
Asn-X-Ser e Asn-X-Thr (onde X é qual-
quer aminoácido exceto prolina). Essas 
sequências ocorrem em uma frequência 
muito menor em glicoproteínas do que 
em proteínas citosólicas não glicosiladas. 
Evidentemente essas sequências foram 
selecionadas durante a evolução de 
proteínas, presumivelmente porque a 
glicosilação em muitos sítios poderia in-
terferir com o dobramento das proteínas. 
Os cinco açúcares na caixa cinza formam 
a “região central” desse oligossacarídeo. 
Para muitas glicoproteínas, somente 
os açúcares centrais sobrevivem ao 
extenso processo de acabamento com 
oligossacarídeos que ocorre no aparelho 
de Golgi. (B) O oligossacarídeo precursor é 
transferido de um lipídeo dolicol para uma 
aspargina como uma unidade intacta em 
uma reação catalisada por uma enzima 
transmembrana oligossacaril transferase. 
Uma cópia dessa enzima encontra-se 
associada a cada proteína translocadora 
na membrana do RE. (O translocador não 
é mostrado.) A oligossacaril transferase 
contém 13 a-hélices transmembrana e 
um enorme domínio luminal do RE que 
contém seus sítios de ligação ao substrato. 
A asparagina liga-se ao túnel que penetra 
o interior da enzima. Ali, o grupo amino 
da asparagina é torcido para fora do plano 
que estabiliza as ligações amida pobre-
mente reativas, ativando-o para a reação 
com o oligossacarídeo dolicol. A estrutura 
mostrada é de um homólogo procarioto 
que se assemelha à subunidade catalítica 
da oligossacaril transferase de eucariotos. 
(Código PDB: 3RCE.)
684 PARTE IV Organização interna da célula
membrana do RE; esse fato explica por que as proteínas citosólicas não são glico-
siladas dessa forma. Uma molécula lipídica especial denominada dolicol abriga o 
oligossacarídeo precursor na membrana do RE. O oligossacarídeo precursor é trans-
ferido para a asparagina-alvo em um único passo enzimático imediatamente de-
pois de o aminoácido ter alcançado o lúmen durante a translocação da proteína. O 
oligossacarídeo precursor é ligado ao lipídeo dolicol por uma ligação pirofosfato de 
alta energia, que providencia a energia de ativação para conduzir a reação de glico-
silação (Figura 12-47B). Uma cópia da oligossacaril transferase é associada a cada 
proteína translocadora, permitindo a ela procurar e glicosilar as cadeias polipeptídi-
cas que entram de maneira eficiente.
O oligossacarídeo precursor é construído açúcar por açúcar no lipídeo dolicol li-
gado à membrana e então transferido para uma proteína. Os açúcares são primeiro ati-
vados no citosol pela formação de um intermediário açúcar-nucleotídeo (UDP ou GDP), 
que, então, doa seu açúcar (direta ou indiretamente) ao lipídeo em uma sequência or-
denada. Ao longo desse processo, o oligossacarídeo ligado ao lipídeo é movido do lado 
citosólico para o lado do lúmen da membrana do RE (Figura 12-48).
Toda a diversidade de estruturas de oligossacarídeos ligados ao N em glicopro-
teínas maduras resulta da modificação tardia do oligossacarídeo precursor original. 
Enquanto ainda no RE, três glicoses (ver Figura 12-47) e uma manose são rapidamente 
removidas dos oligossacarídeos da maioria das glicoproteínas. Retornaremos à impor-
tância da retirada rápida de glicoses. Essa “poda” ou “processamento” do oligossacarídeo 
continua no aparelho de Golgi, como discutido no Capítulo 13.
Os oligossacarídeos ligados ao N são de longe os mais comuns encontrados em 
90% das glicoproteínas. Com menos frequência, os oligossacarídeos são ligados ao grupo 
hidroxila na cadeia lateral dos aminoácidos serina, treonina ou hidroxilisina. Um primei-
ro açúcar desses oligossacarídeos O-ligados é adicionado no RE e o oligossacarídeo é, 
então, mais estendido no aparelho de Golgi (ver Figura 13-32).
Figura 12-48 Síntese do oligossa-
carídeo precursor ligado a lipídeo na 
membrana do RE rugoso. O oligossa-
carídeo é montado açúcar por açúcar no 
carregador lipídico dolicol (um poli-isopre-
noide; ver Painel 2-5, p. 98-99). O dolicol 
é longo e muito hidrofóbico: suas 22 uni-
dades de cinco carbonos podem atravessar 
mais de três vezes a espessura de uma 
bicamada lipídica. Assim, o oligossacarídeo 
aderido é firmemente ancorado na mem-
brana. O primeiro açúcar é ligado ao doli-
col por uma ponte pirofosfato. Essa ponte 
de alta energia ativa o oligossacarídeo 
para sua eventual transferência do lipídeo 
para uma cadeia lateral da asparagina 
de um polipeptídeo crescente no lado 
do lúmen do RE rugoso. Como indicado, 
a síntese do oligossacarídeo inicia-se no 
lado citosólico da membrana do RE e 
continua na face do lúmen após o lipídeo 
intermediário (Man)5(GlcNAc)2 ser inverti-
do através da bicamada por uma proteína 
translocadora (que não é mostrada). Todas 
as reações subsequentes de transferência 
de glicosil no lado do lúmen do RE envol-
vem transferência de dolicol-P-glicose e 
dolicol-P-manose; esses monossacarídeos 
ativados ligados a lipídeo são sintetizados 
a partir de dolicol fosfato e de UDP-glicose 
ou de GDP-manose (quando apropriado) 
no lado citosólico do RE e, então, são 
invertidos através da membrana do RE. 
GlcNAc, N-acetilglicosamina; Man, mano-
se; Glc, glicose.
LÚMEN DO RE CITOSOL
2 GlcNAc
(GlcNAc)2
(GlcNAc)2(Man)5
Man
+
5
5
“GIRANDO” 
NA MEMBRANA
Glc
(Man)9(GlcNAc)2
Man
(Man)5(GlcNAc)2
4 X
3 X
(Glc)3(Man)9(GlcNAc)2
Doador de manose produzido 
a partir de dolicol fosfatoe 
GDP-manose
Doador de glicose produzido 
a partir de dolicol fosfato e 
UDP-glicose
Bicamada lipídica 
da membrana do RE
Dolicol
Dolicol
Dolicol
Dolicol
Dolicol
Dolicol
Dolicol
Dolicol
Dolicol
Dolicol
Dolicol
CTP
CDP
GDP
GDP
UDP
UDP UMP
P
P P
P P
P P
P P
P PP P
P
P
P
P
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 685
Os oligossacarídeos são utilizados como “rótulos” para marcar o 
estado de enovelamento da proteína
Tem sido longamente debatido por que a glicosilação é uma modificação comum das 
proteínas que entram no RE. Uma observação particularmente intrigante reside no fato 
de que algumas proteínas necessitam de glicosilação ligada ao N para o enovelamento 
adequado no RE, ainda que a localização precisa dos oligossacarídeos aderidos na su-
perfície da proteína não pareça ser importante. Um indício para o papel da glicosilação 
no enovelamento da proteína deriva de estudos de duas proteínas chaperonas do RE 
denominadas calnexina e calreticulina, pois necessitam de Ca2+ para suas atividades. 
Essas chaperonas são proteínas de ligação de carboidratos, ou lectinas, que se ligam a 
oligossacarídeos nas proteínas que não estão completamente enoveladas e as retêm no 
RE. Como outras chaperonas, elas impedem que as proteínas enoveladas incompleta-
mente sofram agregação irreversível. Tanto a calnexina quanto a calreticulina também 
promovem a associação de proteínas incompletamente enoveladas com outra chapero-
na do RE, que se liga a cisteínas que ainda não formaram ligações dissulfeto.
Calnexina e calreticulina reconhecem oligossacarídeos ligados ao N que contêm 
uma única glicose terminal e, portanto, elas se ligam a proteínas apenas depois que duas 
das três glicoses do oligossacarídeo precursor tenham sido removidas durante o corte 
de glicose por glicosidases do RE. Quando a terceira glicose é removida, a glicoproteína 
dissocia-se da sua chaperona e pode deixar o RE.
Como, então, a calnexina e a calreticulina distinguem proteínas enoveladas das 
incompletamente enoveladas? A resposta está, ainda, em outra enzima do RE, a glicosil 
transferase, que continua adicionando uma glicose àqueles oligossacarídeos que per-
deram sua última glicose. Ela adiciona a glicose, entretanto, somente a oligossacarídeos 
que estão associados a proteínas desenoveladas. Assim, uma proteína desenovelada 
sofre ciclos contínuos de retirada de glicose (por glicosidase) e de adição (pela glicosil 
transferase) e mantém uma afinidade por calnexina e calreticulina, até alcançar seu es-
tado de completo enovelamento (Figura 12-49).
As proteínas enoveladas inadequadamente são exportadas do RE 
e degradadas no citosol
Apesar de todo o auxílio das chaperonas, muitas moléculas proteicas (mais de 80% em 
algumas proteínas) transportadas para o RE falham na tentativa de alcançar seu enove-
lamento adequado ou seu estado oligomérico. Tais proteínas são exportadas de volta do 
RE para o citosol, onde são degradadas em proteassomos (discutido no Capítulo 6). Em 
muitas vias, o mecanismo de retrotranslocação é similar a outros modos de translocação 
Figura 12-49 Papel da glicosilação 
ligada ao N no enovelamento da 
proteína do RE. A proteína chaperona 
ligada à membrana do RE, calnexina, 
liga-se a proteínas incompletamente 
enoveladas contendo uma glicose ter-
minal nos oligossacarídeos ligados ao N, 
mantendo a proteína no RE. A remoção 
da glicose terminal por uma glicosidase 
libera a proteína da calnexina. Uma glicosil 
transferase é a enzima fundamental que 
determina se a proteína está enovelada 
de forma adequada ou não: se a proteína 
ainda está incompletamente enovelada, 
a enzima transfere uma nova glicose da 
UDP-glicose para o oligossacarídeo ligado 
ao N, renovando a afinidade da proteína 
pela calnexina e retendo-a no RE. O ciclo 
se repete até a proteína ter se enovelado 
completamente. A calreticulina atua de 
modo semelhante, exceto pelo fato de 
que é uma proteína solúvel residente no 
RE. Outra chaperona do RE, a ERp57 (não 
mostrada), colabora com a calnexina e a 
calreticulina na retenção de proteínas eno-
veladas incompletamente no RE. A ERp57 
reconhece grupos sulfidrila livres, que são 
um sinal de formação de pontes dissulfeto 
incompletas.
INCOMPLETAMENTE 
ENOVELADAS NORMALMENTE ENOVELADAS
NÃO 
ENOVELADAS
UDP-
-glicose
UDP
Glicosil
transferase
SAÍDA 
DO 
RE
Oligossacarídeo 
ligado ao N
Oligossacarídeo 
precursor 
Calnexina
LÚMEN DO RE
CITOSOLMembrana do RE
Glicosidase
Glicose
RECORTE 
DE GLICOSES
686 PARTE IV Organização interna da célula
pós-traducional. Por exemplo, assim como a translocação para mitocôndrias ou cloro-
plastos, proteínas chaperonas são necessárias para manter a cadeia polipeptídica em um 
estado desenovelado antes e durante a translocação. De maneira semelhante, a fonte de 
energia é necessária para dar direcionalidade ao transporte e para puxar a proteína para 
o citosol. Enfim, um translocador é necessário.
A seleção de proteínas do RE para degradação é um processo desafiador: proteínas 
mal enoveladas ou subunidades proteicas não montadas devem ser degradadas, mas 
intermediários de dobramento de proteínas recém-formadas não. Os oligossacarídeos 
ligados ao N ajudam a fazer essa distinção, o que serve como cronômetro da medida de 
quanto tempo uma proteína deve permanecer no RE. O recorte de uma manose lenta, 
em particular no núcleo do oligossacarídeo, por uma enzima (uma manosidase) no RE 
cria uma nova estrutura de oligossacarídeos que as lectinas do RE luminal do aparelho 
de retrotranslocação reconhecem. As proteínas que se dobram e saem do RE mais rá-
pido do que a manosidase podem remover sua manose-alvo, escapando, portanto, da 
degradação.
Além das lectinas no RE que reconhecem os oligossacarídeos, chaperonas e pro-
teínas dissulfeto isomerase (enzimas mencionadas antes, que catalisam a formação e 
a quebra de ligações S-S) se associam a proteínas que devem ser degradadas. As cha-
peronas impedem a agregação de proteínas mal enoveladas, e as dissulfeto isomerases 
quebram ligações dissulfeto que podem ter sido formadas incorretamente, e assim uma 
cadeia polipeptídica linear pode ser translocada de volta para o citosol.
Múltiplos complexos translocadores movimentam diferentes proteínas da mem-
brana ou lúmen do RE para o citosol. Uma característica comum é que eles contêm uma 
enzima E3 ubiquitina-ligase, que anexa etiquetas de poliubiquitina nas proteínas dese-
noveladas assim que elas emergem para o citosol, marcando-as para destruição. Alimen-
tada pela energia derivada da hidrólise de ATP, uma ATPase hexamérica da família de 
AAA-ATPases (ver Figura 6-85) puxa a proteína mal enovelada através do translocador 
para o citosol. Uma N-glicanase remove as cadeias de oligossacarídeos em bloco. Guiado 
pela sua etiqueta de ubiquitina, o polipeptídeo deglicosilado é rapidamente direcionado 
aos proteassomos, onde é degradado (Figura 12-50).
As proteínas mal enoveladas no RE ativam uma resposta à 
proteína desenovelada
As células monitoram cuidadosamente a quantidade de proteínas mal enoveladas con-
tidas em vários compartimentos. Um acúmulo dessas proteínas no citosol, por exemplo, 
desencadeia uma resposta ao choque térmico (heat-shock response, discutido no Capítulo 
6), que estimula a transcrição de genes que codificam chaperonas citosólicas que auxi-
liam no reenovelamento das proteínas. De maneira similar, um acúmulo de proteínas 
mal enoveladas no RE dispara uma resposta à proteína desenovelada, o que inclui um 
aumento na transcrição de genes que codificam proteínas envolvidas na retrotransloca-
ção e degradação de proteínas no citosol, chaperonas do RE e muitas outras proteínas 
que ajudam a aumentar a capacidade de dobramento de proteínas no RE.
Figura 12-50 Exportação e degrada-
ção de proteínas do RE mal enovela-
das. Proteínas solúveis mal enoveladas no 
lúmen do RE são reconhecidas e marcadas 
para um complexo translocador na mem-
brana do RE. Elas primeiro interagem comchaperonas no lúmen do RE, dissulfeto iso-
merases e lectinas. Elas são então exporta-
das para o citosol através do translocador. 
No citosol elas são ubiquitinadas, deglico-
siladas e degradadas nos proteoassomos. 
Proteínas de membrana mal enoveladas 
seguem uma via similar, mas usam um 
translocador diferente.
AAA-ATPase
S
S
ATP
ADP
N-glicanase
Ubiquitina
E3 ubiquitina-ligase
Cadeia poliubiquitina
Lectina
Proteína 
mal enovelada
Chaperona
Dissulfeto isomerase
Complexo 
translocador 
de proteínas
Proteassomo
CITOSOL
LÚMEN DO RE
Pi+
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 687
Como as proteínas mal enoveladas no RE sinalizam ao núcleo? Existem três 
vias paralelas que executam a resposta à proteína desenovelada (Figura 12-51A). A 
primeira via, inicialmente descoberta em células de levedura, é notável. Uma pro-
teína-cinase transmembrana no RE, chamada de IRE1, é ativada por proteínas mal 
enoveladas, que induzem a sua oligomerização e autofosforilação. (Alguns recepto-
res-cinase de superfície na membrana plasmática são ativados de forma semelhante, 
como discutido no Capítulo 15.) A oligomerização e autofosforilação de IRE1 ativa 
um domínio da endorribonuclease na porção citosólica da mesma molécula, que 
cliva uma molécula de mRNA citosólica específica em duas posições, excisando um 
LÚMEN DO RE
Membrana do RE
Três sensores de proteínas mal enoveladas
CITOSOL
O SPLICING
REGULADO
DE mRNA INICIA
A TRADUÇÃO DA
A FOSFORILAÇÃO INATIVA O 
FATOR DE INÍCIO DA TRADUÇÃO
PROTEÍNA REGULADORA
DA TRANSCRIÇÃO 1
ATIVAÇÃO DE GENES PARA AUMENTAR A 
CAPACIDADE DE ENOVELAMENTO DE PROTEÍNAS NO RE
A PROTEÓLISE REGULADA 
NO APARELHO DE 
GOLGI LIBERA A
PROTEÍNA REGULADORA
DA TRANSCRIÇÃO 3
TRADUÇÃO 
SELETIVA DA
PROTEÍNA REGULADORA
DA TRANSCRIÇÃO 2
REDUÇÃO DE 
PROTEÍNAS 
ENTRANDO NO RE
(A)
(B)
IRE1 PERK ATF6
P P P P
NÚCLEO
CITOSOL
4
6
7
1
Chaperona do RE
Poro nuclear
Regulador da 
transcrição
Proteínas mal enoveladas Proteínas mal enoveladas 
ligadas à chaperona1 AS PROTEÍNAS MAL ENOVELADAS NO 
RE SINALIZAM A NECESSIDADE DE MAIS 
CHAPERONAS NO RE. ELAS SE LIGAM E 
ATIVAM UMA CINASE TRANSMEMBRANA
2 A CINASE ATIVADA REVELA UMA 
ATIVIDADE ENDORRIBONUCLEASE
3 A ENDORRIBONUCLEASE CORTA 
MOLÉCULAS ESPECÍFICAS DE RNA EM 
DUAS POSIÇÕES, REMOVENDO UM ÍNTRON
6 O REGULADOR DA TRANSCRIÇÃO ENTRA 
NO NÚCLEO E ATIVA GENES 
CODIFICANDO CHAPERONAS DO RE
7 CHAPERONAS SÃO PRODUZIDAS NO RE, 
ONDE AJUDAM NO ENOVELAMENTO DE 
PROTEÍNAS
4 DOIS ÉXONS SÃO LIGADOS PARA 
FORMAR UM mRNA ATIVO
5 O mRNA É TRADUZIDO PARA PRODUZIR 
UM REGULADOR DA TRANSCRIÇÃO
Proteína-cinase 
transmembrana 
(sensor)
LÚMEN DO RE
3
Pré-mRNA
Íntron
mRNA chaperona
Gene da 
chaperona
2
Domínio ribonuclease
P P
5
mRNA
Éxon Éxon
Domínio 
ribonuclease
Domínio cinase
Domínio 
cinase
Figura 12-51 A resposta à proteína 
desenovelada. (A) Por três vias de sinali-
zação intracelular, o acúmulo de proteínas 
mal enoveladas no lúmen do RE sinaliza ao 
núcleo para ativar a transcrição de genes 
que codificam proteínas que auxiliam a cé-
lula a conter as proteínas mal enoveladas 
no RE. (B) O splicing regulado de RNA é o 
controle-chave de regulação na via 1 de 
resposta à proteína desenovelada 
(Animação 12.6).
688 PARTE IV Organização interna da célula
íntron. (Essa é a única exceção à regra de que os íntrons sofrem splicing enquanto o 
RNA ainda está no núcleo). Os éxons separados são então unidos por uma RNA-ligase, 
gerando um mRNA processado, que é traduzido nos ribossomos para produzir uma 
proteína reguladora de transcrição. A proteína migra ao núcleo e ativa a transcrição de 
genes codificadores de proteínas que ajudam a mediar a resposta à proteína deseno-
velada (Figura 12-51B).
Proteínas mal enoveladas também ativam uma segunda cinase transmembrana 
no RE, PERK, que inibe um fator de início da tradução pela sua fosforilação e redução 
da síntese de novas proteínas na célula. Uma consequência da redução da síntese de 
proteínas é a redução do fluxo de proteínas no RE, reduzindo então o carregamento 
de proteínas que precisam ser enoveladas lá. Algumas proteínas, entretanto, são pre-
ferencialmente traduzidas quando os fatores de início da tradução são escassos (dis-
cutido no Capítulo 7, p. 424), e uma dessas é um regulador de transcrição que auxilia a 
ativação da transcrição de genes que codificam proteínas ativas na resposta à proteína 
desenovelada.
Por fim, o terceiro regulador transcricional, ATF6, é inicialmente sintetizado como 
uma proteína transmembrana do RE. Uma vez que está incorporada na membrana do 
RE, ela não pode ativar a transcrição de genes no núcleo. Quando proteínas mal enove-
ladas acumulam-se no RE, contudo, a proteína ATF6 é transportada para o aparelho de 
Golgi, onde encontra proteases que clivam seus domínios citosólicos, que podem agora 
migrar para o núcleo e ajudar a ativar a transcrição de genes que codificam proteínas en-
volvidas na resposta à proteína desenovelada. (Esse mecanismo é similar àquele descrito 
na Figura 12-16 para ativação do regulador da transcrição que controla a biossíntese do 
colesterol.) A importância relativa de cada uma dessas três vias na resposta à proteína 
desenovelada difere em tipos celulares distintos, permitindo que cada tipo celular possa 
adequar a resposta à proteína desenovelada.
Algumas proteínas de membrana adquirem uma âncora de 
glicosilfosfatidilinositol (GPI) ligada covalentemente
Como discutido no Capítulo 10, várias enzimas citosólicas catalisam a adição cova-
lente de uma única cadeia de ácido graxo ou grupo prenila a proteínas selecionadas. 
Os lipídeos anexados ajudam a direcionar e ancorar essas proteínas à membrana ce-
lular. Um processo relacionado é catalisado por enzimas do RE, que ligam covalente-
mente uma âncora de glicosilfosfatidilinositol (GPI, glycosylphosphatidylinositol) 
à região C-terminal de algumas proteínas de membrana com destino à membrana 
plasmática. Essa ligação é formada no lúmen do RE, onde, ao mesmo tempo, o seg-
mento transmembrana da proteína é clivado (Figura 12-52). Um grande número de 
proteínas da membrana plasmática é modificado dessa forma. Uma vez que são ade-
ridas ao exterior da membrana plasmática somente pelas suas âncoras de GPI, elas 
podem, em princípio, ser liberadas das células na forma solúvel, em resposta a sinais 
que ativam uma fosfolipase específica na membrana plasmática. Os tripanossomos 
Figura 12-52 Adesão de uma âncora 
de GPI a uma proteína no RE. Proteínas 
ancoradas a GPI são direcionadas à mem-
brana do RE por uma sequência-sinal 
N-terminal (não mostrado), que é removida 
(ver Figura 12-42). Imediatamente após o 
término da síntese da proteína, a proteína 
precursora permanece ancorada na mem-
brana do RE por uma sequência hidrofóbi-
ca C-terminal de 15 a 20 aminoácidos; o 
restante da proteína está no lúmen do RE. 
Em um intervalo de menos de 1 minuto, 
uma enzima no RE excisa a proteína da sua 
região C-terminal ligada à membrana e, 
simultaneamente, adere a sua nova região 
C-terminal a um grupo amino em uma 
GPI intermediária pré-sintetizada. A cadeia 
de açúcar contém um inositol aderido ao 
lipídeo do qual a âncora de GPI deriva seu 
nome. Ela é seguida por uma glicosamina 
e três manoses. A manose terminal liga-se 
a uma fosfoetanolamina que fornece o 
grupo amino para a ligação da proteína. O 
sinal que especifica essa modificação está 
contido na sequência hidrofóbica C-termi-
nal e em uns poucos aminoácidos adjacen-
tes a ela no lado do lúmen da membrana 
do RE; se esse sinal é adicionado a outras 
proteínas, elas também se modificam 
dessa forma. Devido ao fato de a âncora 
de lipídeo estar covalentemente ligada, a 
proteína permanece aderida à membrana, 
com todos os seus aminoácidos expostos 
inicialmente no lúmen do RE e, por fim, no 
exterior da membrana plasmática.
H2N
COOH Glicosilfosfatidilinositol COOH
Peptídeo C-terminal clivado
Proteína ligada à 
membrana pela 
âncora de GPI
NH2
NH2
NH2
CITOSOLLÚMEN DO RE
Inositol
P
P P
P
Etanolamina
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 689
parasitas, por exemplo, caso sejam atacados pelo sistema imune, utilizam esse meca-
nismo para liberar seu revestimento de proteínas de superfície GPI-ancoradas. As ân-
coras de GPI também são usadas para direcionar proteínas de membrana plasmática 
para balsas lipídicas e, assim, segregar as proteínas de outras proteínas de membrana 
(ver Figura 10-13).
A maioria das bicamadas lipídicas é montada no RE
A membrana do RE é o local de síntese de quase todas as principais classes de lipí-
deos da célula, incluindo fosfolipídeos e colesterol necessários à produção de novas 
membranas celulares. O principal fosfolipídeo sintetizado é a fosfatidilcolina (também 
chamada de lecitina), que pode ser formada em três etapas a partir de colina, de dois 
ácidos graxos e de glicerol fosfato (Figura 12-53). Cada etapa é catalisada por enzimas 
na membrana do RE que têm seus sítios ativos voltados para o citosol, onde são en-
contrados todos os metabólitos necessários. Assim, a síntese de fosfolipídeos ocorre 
exclusivamente no folheto citosólico da membrana do RE. Devido ao fato de os ácidos 
graxos não serem solúveis em água, eles são conduzidos dos seus sítios de síntese ao 
RE por proteínas de ligação a ácidos graxos no citosol. Depois de chegarem na mem-
brana do RE e serem ativados com coenzima A (CoA), aciltransferases adicionam dois 
ácidos graxos sucessivamente ao glicerol fosfato para produzir ácido fosfatídico. O 
ácido fosfatídico é suficientemente insolúvel em água para permanecer na bicamada 
lipídica, e não pode ser extraído dela por proteínas de ligação a ácidos graxos. Esse é, 
então, o primeiro passo para que a bicamada lipídica seja aumentada. As etapas pos-
teriores determinam o grupo da cabeça de uma molécula de lipídeo recém-formada e, 
portanto, a natureza química da bicamada, mas não resultam em crescimento líquido 
da membrana. Os outros dois principais fosfolipídeos – fosfatidilserina e fosfatidileta-
nolamina (ver Figura 10-3) –, assim como o menor fosfolipídeo fosfatidilinositol (PI), 
são todos sintetizados nessa via.
Como a síntese de fosfolipídeo ocorre no folheto citosólico da bicamada lipídica 
do RE, é necessário que exista um mecanismo que transfira algumas das moléculas de 
fosfolipídeos recém-formados para o folheto do lado do lúmen da bicamada. Em bica-
madas lipídicas sintéticas, lipídeos não se movem da forma flip-flop (ver Figura 10-10). 
No RE, todavia, os fosfolipídeos equilibram-se através da membrana em minutos, o que é 
quase cem mil vezes mais rápido do que o flip-flop (retorno) espontâneo. Esse movimen-
to transbicamada rápido é mediado por um translocador de fosfolipídeos pobremente 
C O
Á
ci
do
 g
ra
xo
C O
Á
ci
do
 g
ra
xo
CH2 CH2CH
Colina
Colina
5
4
CoA
CoACoA
2
CoA2
Aciltrans-
ferase
Fosfatase Colina 
fosfotransferase
Glicerol 3-fosfato
LÚMEN DO RE
Ácido 
fosfatídico
Diacilglicerol Fosfatidilcolina
O O
C O
Á
ci
do
 g
ra
xo
C O
Á
ci
do
 g
ra
xo
CH2 CH2
OH
CH
O O
CH2 CH2CH
OH OH
OHOH
C O
Á
ci
do
 g
ra
xo
C O
Á
ci
do
 g
ra
xo
C O
Á
ci
do
 g
ra
xo
C O
CH2 CH2CH
O O
Á
ci
do
 g
ra
xo
C O
Á
ci
do
 g
ra
xo
C O
Á
ci
do
 g
ra
xo
O
HC
O
Ácido graxo
C
C
CMP
3
2
1
Acil-CoA-ligase
Proteína ligada 
ao ácido graxo
Bicamada 
lipídica 
do RE
CDP-colina
P
P
P P
P
P
Pi
CITOSOL
Figura 12-53 Síntese de fosfatidilco-
lina. Como ilustrado, este fosfolipídeo é 
sintetizado a partir de glicerol-3-fosfato, 
citidina-difosfocolina (CDP-colina) e ácidos 
graxos entregues ao RE por proteínas cito-
sólicas ligadas a ácidos graxos.
690 PARTE IV Organização interna da célula
caracterizado, denominado embaralhador (scramblase) que, de maneira não seletiva, 
equilibra fosfolipídeos entre os dois folhetos da bicamada lipídica (Figura 12-54). Assim, 
os diferentes tipos de fosfolipídeos parecem ser igualmente distribuídos entre os dois 
folhetos da membrana do RE.
A membrana plasmática contém um tipo diferente de translocador fosfolipí-
dico que pertence à família de transportadores de absorção do tipo P (discutido no 
Capítulo 11). Essas flipases reconhecem especificamente fosfolipídeos que contêm gru-
pos amino livres nos seus grupos da cabeça (fosfatidilserina e fosfatidiletanolamina – ver 
Figura 10-3) e os transfere a partir do meio extracelular para o folheto citosólico, utili-
zando a energia da hidrólise do ATP. A membrana plasmática, portanto, apresenta uma 
composição fosfolipídica altamente assimétrica, que é ativamente mantida por flipases 
(ver Figura 10-15). A membrana plasmática também contém um misturador, mas, ao 
contrário do misturador do RE, que é sempre ativo, a enzima da membrana plasmática é 
regulada e ativada apenas em algumas situações, como em apoptose e em plaquetas ati-
vadas, onde age para cancelar a assimetria da bicamada lipídica; a exposição resultante 
de fosfatidilserina na superfície de células apoptóticas serve como um sinal para células 
fagocíticas ingerirem e degradarem a célula morta.
O RE também produz colesterol e ceramida (Figura 12-55). A ceramida é sin-
tetizada pela condensação do aminoácido serina com um ácido graxo para formar o 
aminoálcool esfingosina (ver Figura 10-3); um segundo ácido graxo é então adicionado 
covalentemente para formar a ceramida. A ceramida é exportada ao aparelho de Gol-
gi, onde serve como um precursor para a síntese de dois tipos de lipídeos: as cadeias 
oligossacarídicas são adicionadas para formar glicoesfingolipídeos (glicolipídeos; ver 
Figura 10-16), e os grupos da cabeça de fosfocolina são transferidos da fosfatidilcolina 
a outras moléculas de ceramida para formar esfingomielina (discutido no Capítulo 10). 
Assim, tanto os glicolipídeos quanto a esfingomielina são produzidos tardiamente no 
processo de síntese de membrana. Pelo fato de serem produzidos por enzimas que têm 
seus sítios ativos expostos ao lúmen do Golgi e não serem substratos para transportado-
res de lipídeos, são encontrados exclusivamente no folheto não citosólico da bicamada 
lipídica que os contém.
Figura 12-54 Papel dos translocadores 
de fosfolipídeos na síntese da bicama-
da lipídica. (A) Uma vez que novas molé-
culas de lipídeos são adicionadas somente 
à metade citosólica da bicamada da mem-
brana do RE e que as moléculas de lipídeos 
não se movem de maneira espontânea 
de uma monocamada à outra, o trans-
locador de fosfolipídeo transmembrana 
(chamado de “misturador”) é necessário 
para transferir moléculas de lipídeo da 
metade citosólica à metade do lúmen, 
de modo que a membrana desenvolva-se 
como uma bicamada. O “misturador” 
não é específico para grupos da cabeça 
de fosfolipídeo em particular e, portanto, 
equilibra os diferentes fosfolipídeos entre 
as duas monocamadas. (B) Alimentada 
pela hidrólise de ATP, uma flipase grupo 
da cabeça-específica na membrana plas-
mática move ativamente fosfatidilserina e 
fosfatidiletanolamina direcionalmente do 
folheto extracelular ao citosólico, criando 
a assimetria característica da bicamada li-
pídica da membrana plasmática de células 
animais (ver Figura 10-15).
CITOSOL
LÚMEN DO RE
Bicamada lipídica 
do retículo 
endoplasmático
Crescimento 
assimétrico 
da bicamada
Crescimento simétrico 
de ambas as metades da 
bicamada
A SÍNTESE DE FOSFOLIPÍDEOS 
SOMA-SE À METADE CITOSÓLICA 
DA BICAMADA
A SCRAMBLASE CATALISA A 
TRANSFERÊNCIA DE MOLÉCULAS 
FOSFOLIPÍDICAS DO FOLHETO
CITOSÓLICA PARA O FOLHETO
DO LADO DO LÚMEN
(A) MEMBRANA DO RE (B) MEMBRANA PLASMÁTICA
EXTERIOR DA CÉLULA
CITOSOL
Bicamada lipídica 
assimétrica da membrana 
plasmática
DISTRIBUIÇÃO DA NOVA 
MEMBRANA POR EXOCITOSE
A FLIPASE CATALISA A 
LIBERAÇÃO DE FOSFOLIPÍDEOS 
ESPECÍFICOS PARA A MONOCAMADA 
CITOSÓLICA
CH3
OH
CH
OH
CH2
(CH2)12
CH
CH
CH
O
NH
(CH2)16
CH3
C
CERAMIDA
Figura 12-55 A estrutura da ceramida.
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 691Como discutido no Capítulo 13, a membrana plasmática e as membranas do apa-
relho de Golgi, os lisossomos e os endossomos fazem parte de um sistema de membra-
nas que se comunica com o RE por meio do transporte de vesículas que transferem pro-
teínas e lipídeos. As mitocôndrias e os plastídios, todavia, não pertencem a esse sistema 
e requerem, portanto, mecanismos diferentes para a importação de proteínas e lipídeos 
para o crescimento. Já vimos que a maioria das proteínas nessas organelas é importada 
do citosol. Embora as mitocôndrias modifiquem alguns dos lipídeos que importam, não 
sintetizam lipídeos de novo; antes, seus lipídeos devem ser importados do RE, direta ou 
indiretamente, por meio de outras membranas celulares. Em ambos os casos, são neces-
sários mecanismos especiais para a transferência.
Os detalhes de como a distribuição dos lipídeos entre diferentes membranas é ca-
talisada e regulada não são conhecidos. Proteínas carreadoras solúveis em água chama-
das de proteínas de troca de fosfolipídeos (ou proteínas de transferência de fosfolipídeos) 
transferem moléculas individuais de fosfolipídeos entre as membranas, funcionando 
como proteínas de ligação a ácidos graxos que guiam os ácidos graxos através do citosol 
(ver Figura 12-54). Além disso, as mitocôndrias são frequentemente vistas em estreita 
justaposição a membranas do RE em micrografias eletrônicas, e complexas junções es-
pecíficas têm sido identificadas, as quais mantêm o RE e as membranas mitocondriais 
externas em forte proximidade. Acredita-se que esses complexos juncionais forneçam 
mecanismos específicos de transferência de lipídeos dependentes de contato que ope-
ram entre essas membranas adjacentes.
Resumo
A extensa rede do RE serve como uma fábrica para a produção de quase todos os lipídeos 
das células. Além disso, a maior porção da síntese de proteínas celulares ocorre na super-
fície citosólica do RE rugoso: quase todas as proteínas destinadas à secreção ou ao próprio 
RE, o aparelho de Golgi, os lisossomos, os endossomos e a membrana plasmática são im-
portadas, primeiramente, do citosol para o RE. No lúmen do RE, as proteínas enovelam-se 
e se oligomerizam; ligações dissulfeto são formadas, e oligossacarídeos ligados ao N são 
adicionados. A glicosilação ligada ao N é utilizada para indicar o grau do enovelamento 
proteico, de tal modo que as proteínas deixam o RE apenas quando estão adequadamente 
enoveladas. As proteínas que não se enovelam ou oligomerizam corretamente são trans-
portadas de volta ao citosol, onde são desglicosiladas, poliubiquitinadas e degradadas 
em proteassomos. Se as proteínas mal enoveladas acumularem-se extensivamente no RE, 
elas desencadeiam uma resposta à proteína desenovelada, que ativa genes apropriados 
no núcleo para auxiliar o RE a contornar o problema.
Apenas as proteínas que portam uma sequência-sinal especial do RE são impor-
tadas para ele. A sequência-sinal é reconhecida por uma partícula de reconhecimento 
de sinal (SRP), que se liga à cadeia polipeptídica crescente e ao ribossomo e os direciona 
a uma proteína receptora na superfície citosólica da membrana do RE rugoso. Essa li-
gação à membrana do RE inicia o processo de translocação que força uma alça da ca-
deia polipeptídica através da membrana do RE, pelo poro hidrofílico de uma proteína 
translocadora.
As proteínas solúveis – destinadas ao lúmen do RE para secreção ou transferência 
ao lúmen de outras organelas – passam completamente para o lúmen do RE. As proteínas 
transmembrana destinadas ao RE ou a outras membranas celulares são transportadas 
parcialmente através da membrana do RE e permanecem lá ancoradas por um ou mais 
segmentos de a-hélice em sua cadeia polipeptídica que atravessam a membrana. Essas 
porções hidrofóbicas da proteína podem atuar como sinais de início ou de parada da 
transferência durante o processo de translocação. Quando um polipeptídeo contém múl-
tiplos sinais alternantes de início e de parada da transferência, ele passará múltiplas ve-
zes para trás e para a frente através da bicamada como uma proteína transmembrana 
de passagem múltipla.
A assimetria da inserção da proteína e da glicosilação no RE estabelece a assi-
metria das membranas de todas as outras organelas que o RE supre com proteínas de 
membrana.
O QUE NÃO SABEMOS
 • Como os receptores de importa-
ção nuclear lidam com o interior 
emaranhado semelhante a um gel 
do complexo de poro nuclear de 
maneira tão eficiente?
 • O complexo de poro nuclear é 
uma estrutura rígida ou ela pode 
ser expandida e contraída depen-
dendo da carga transportada?
 • Comparações de sequências mos-
tram que as sequências-sinal para 
uma proteína individual como a 
insulina são extremamente con-
servadas entre as espécies, muito 
mais do que seria esperado a par-
tir do nosso entendimento atual 
de que tudo o que importa para a 
sua função são características es-
truturais gerais, como hidrofobici-
dade. Que outras funções podem 
sinalizar sequências que poderiam 
contribuir para a conservação evo-
lutiva da sequência?
 • Como são arranjados os polirri-
bossomos na membrana do retí-
culo endoplasmático para que o 
próximo ribossomo inicial possa 
encontrar um translocador deso-
cupado?
 • Por que a partícula de reconheci-
mento do sinal possui uma subu-
nidade de RNA indispensável?
692 PARTE IV Organização interna da célula
TESTE SEU CONHECIMENTO
Quais afirmativas estão corretas? Justifique.
12-1 Assim como o lúmen do RE, o interior do núcleo é to-
pologicamente equivalente ao exterior da célula.
12-2 Os ribossomos ligados ao RE e livres, que são estru-
tural e funcionalmente idênticos, diferem apenas quanto às 
proteínas sintetizadas em um determinado momento.
12-3 Para evitar as colisões inevitáveis que poderiam ocorrer 
se um tráfego de duas vias passasse em um único poro, com-
plexos do poro nuclear especializados fazem a mediação da 
importação, enquanto outros fazem a mediação da exportação.
12-4 Os peroxissomos são encontrados em apenas poucos 
tipos especializados de células eucarióticas.
Discuta as questões a seguir.
12-5 Qual o destino de uma proteína sem sinal de endere-
çamento?
12-6 O RE rugoso é o local de síntese de muitas classes de 
proteínas de membrana. Algumas dessas proteínas perma-
necem no RE, enquanto outras são distribuídas para com-
partimentos como o aparelho de Golgi, os lisossomos e a 
membrana plasmática. Uma medida da dificuldade do pro-
blema da distribuição é o grau de “purificação” que deve ser 
alcançado durante o transporte do RE. As proteínas a serem 
enviadas à membrana plasmática são comuns ou raras entre 
todas as proteínas de membrana do RE?
Algumas considerações permitem responder a essa 
questão. Em uma célula em crescimento típica, que está se 
dividindo uma vez a cada 24 horas, o equivalente a 1 nova 
membrana plasmática deve transitar no RE a cada dia. Se a 
membrana do RE é 20 vezes a área de uma membrana plas-
mática, qual é a razão das proteínas da membrana plasmá-
tica com relação a outras proteínas de membrana no RE? 
(Suponha que todas as proteínas nas suas vias da membrana 
plasmática permanecem no RE por 30 minutos em média 
antes de saírem e que a razão entre proteínas e lipídeos no 
RE e membranas do plasma é a mesma.)
12-7 Antes de os complexos do poro nuclear serem bem 
entendidos, não estava claro se as proteínas nucleares di-
fundiam-se passivamente para o núcleo e acumulavam-se lá 
pela ligação a “residentes” do núcleo, como cromossomos, 
ou se eram ativamente importadas e acumuladas apesar da 
sua afinidade pelos componentes nucleares.
Um experimento clássico que se voltou a esse proble-
ma usou muitas formas de nucleoplasmina radioativa, que é 
uma proteína pentamérica grande, envolvida na agregação 
da cromatina. Nesse experimento, tanto a proteína intacta 
quanto cabeças, caudas ou cabeças com uma única cauda de 
nucleoplasmina foram injetadas no citoplasma de um oóci-
to ou núcleo de uma rã (Figura Q12-1). Todas as formas de 
nucleoplasmina, exceto cabeças,acumularam-se no núcleo 
quando injetadas no citoplasma, e todas as formas foram re-
tidas no núcleo quando injetadas nele.
A. Que porção da molécula de nucleoplasmina é responsá-
vel pela localização no núcleo?
B. Como esses experimentos distinguem entre transpor-
te ativo, no qual um sinal de localização nuclear dispara o 
transporte pelo complexo do poro nuclear, e difusão passiva, 
na qual o sítio de ligação para um componente nuclear per-
mite o acúmulo no núcleo?
12-8 Supondo que 32 milhões de octâmeros de histonas são 
necessários para empacotar o genoma humano, quantas mo-
léculas de histonas devem ser transportadas, a cada segundo, 
por complexo do poro nuclear, em células cujo núcleo contém 
3 mil poros nucleares e estão se dividindo uma vez por dia?
12-9 O complexo do poro nuclear (NPC) cria uma barreira 
para a troca livre de moléculas entre o núcleo e o citosol, mas 
de uma forma que permanece misteriosa. Em leveduras, por 
exemplo, o poro central de NPC tem 35 nm de diâmetro e 30 
nm de comprimento, que é, de certa forma, menor que seu 
homólogo vertebrado. Mesmo assim, é grande o suficiente 
para acomodar praticamente todos os componentes do ci-
tosol. Além disso, o poro permite a difusão passiva de molé-
culas até 40 kD; a entrada de alguma molécula maior precisa 
da ajuda de um receptor de importação nuclear. A permea-
bilidade seletiva é controlada pelos componentes proteicos 
do NPC que têm a cauda polar não estruturada se estenden-
do para o poro central. Essas caudas são caracterizadas por 
repetições dos aminoácidos hidrofóbicos fenilalanina (F) e 
glicina (G) periodicamente.
Em altas concentrações (cerca de 50 mM), domínios de 
repetições FG (FG-repeats) dessas proteínas podem formar um 
gel, com uma malha de interações entre repetições de FG hi-
drofóbicas (Figura Q12-2A). Essas malhas permitem a lenta di-
fusão passiva de pequenas moléculas, mas impedem a entrada 
de proteínas grandes, como a proteína fluorescente mCherry 
fusionada com a proteína de ligação à maltose (MBP) (Figura 
Q12-2B). (A fusão com MBP torna a proteína mCherry muito 
grande para entrar no núcleo por difusão passiva.) Contudo, se 
o receptor de importação nuclear, importina, é fusionado com 
uma proteína similar, MBP-GFP, a proteína fusionada importi-
na-MBP-GFP facilmente entra no gel (Figura Q12-2B).
Preparação de 
nucleoplasmina
Intacta
Apenas cauda
Uma cauda
Apenas cabeça
Injeção 
nuclear
Injeção 
citoplásmática
Figura Q12-1 Localização celular de nucleoplasmina e componentes de nu-
cleoplasmina injetados. Diagramas esquemáticos de autorradiografias mos-
tram o citoplasma e o núcleo com a localização da nucleoplasmina indicada 
pelas áreas vermelhas.
CAPÍTULO 12 Compartimentos intracelulares e endereçamento de proteínas 693
A. As repetições FG formam malhas in vitro apenas em 
concentrações relativamente altas (50 mM). Seria essa a con-
centração razoável para as repetições FG no centro do NPC? 
Em leveduras, existem ao redor de 5 mil repetições FG em 
cada NPC. Dadas as dimensões do poro nuclear de levedu-
ra (35 nm de diâmetro e 30 nm de comprimento), calcule a 
concentração de repetições de FG no volume cilíndrico do 
poro. Essa concentração é comparável àquela usada in vitro?
B. Uma segunda questão é se a difusão de importina-MBP-
-GFP por meio da malha de repetições FG é rápida o bastan-
te para a estimativa da eficiência do fluxo de materiais entre 
o núcleo e o citosol. A partir de experimentos do tipo mos-
trado na Figura Q12-2B, determinou-se que o coeficiente de 
difusão (D) de importina-MBP-GFP através do gel de repeti-
ções FG teria cerca de 0,1 m2/s. A equação para difusão é t = 
x2/2D, onde t é o tempo e x, a distância. Calcule o tempo que 
a difusão de importina-MBP-GFP levaria para se difundir 
através do poro nuclear de levedura (30 nm) se o poro con-
sistisse de um gel de repetições FG. Será rápido o suficiente 
para as necessidades de uma célula eucariótica?
12-10 Os componentes dos complexos TIM, proteínas 
translocadoras de múltiplas subunidades na membrana in-
terna da mitocôndria, são muito menos abundantes do que 
aqueles do complexo TOM. Eles foram inicialmente identifi-
cados pelo uso de “truques” genéticos.
O gene Ura3 de levedura, cujo produto é uma enzima 
que normalmente está localizada no citosol, onde é essen-
cial para a síntese da uracila, foi modificado, de modo que a 
proteína carrega um sinal de importação para a matriz mito-
condrial. Uma população de células carregando o gene Ura3 
modificado em vez do gene normal foi então cultivada na 
ausência de uracila. Muitas células morreram, mas as raras 
células que cresceram mostraram um defeito para a impor-
tação mitocondrial. Explique como essa seleção identifica 
células com defeitos nos componentes necessários para a 
importação da matriz mitocondrial. Por que células normais 
com o gene Ura3 modificado não cresceram na ausência de 
uracila? Por que células que são defectivas para a importa-
ção mitocondrial crescem na ausência de uracila?
12-11 Se a enzima di-hidrofolato redutase (DHFR), que 
normalmente está localizada no citosol, foi modificada ge-
neticamente para carregar uma sequência-alvo mitocon-
drial na sua porção N-terminal, ela é importada de maneira 
eficiente para a mitocôndria. Se a DHFR modificada é pri-
meiro incubada com metotrexato, que se liga fortemente 
ao sítio ativo, a enzima permanece no citosol. Como você 
supõe que a ligação do metotrexato interfere na importação 
mitocondrial?
12-12 Por que as mitocôndrias necessitam de um trans-
locador especial para importar proteínas através da mem-
brana externa quando a membrana já possui grandes poros 
formados por porinas?
12-13 Examine a proteína transmembrana de passagem 
múltipla mostrada na Figura Q12-3. Qual seria o efeito se o 
primeiro segmento hidrofóbico transmembrana fosse con-
vertido em um segmento hidrofílico? Esboce a disposição da 
proteína modificada na membrana do RE.
NH2
COOH
CITOSOL
LÚMEN DO RE
1 3 5
2 4 6
Figura Q12-3 Disposição de uma proteína transmembrana de passagem 
múltipla na membrana do RE. Os hexágonos azuis representam oligossa-
carídeos ligados covalentemente. As posições dos aminoácidos carregados 
positiva e negativamente flanqueiam o segundo segmento transmembrana, 
como mostrado.
12-14 Todos os novos fosfolipídeos são adicionados ao fo-
lheto citosólico da membrana do RE, ainda que essa mem-
brana tenha uma distribuição simétrica de diferentes fosfoli-
pídeos em seus dois folhetos. Em contrapartida, a membrana 
plásmatica, que recebe todos os seus componentes de mem-
brana do RE, tem uma distribuição muito assimétrica dos 
fosfolipídeos nos dois folhetos da bicamada lipídica. Como 
essa simetria é gerada na membrana do RE, e como a assi-
metria é gerada e mantida na membrana plasmática?
(A) 
(B) Solução
MBP-mCherry 
Importina-MBP-GFP
Gel
30 s
30 s
10 min
10 min
30 min
30 min
Figura Q12-2 Gel de repetições FG e a entrada de proteínas no núcleo. (A) 
Desenhe a malha (gel) formada por interações emparelhadas entre as repe-
tições FG hidrofóbicas. Para repetições FG separadas por 17 aminoácidos, 
como é típico, a rede formada pelas cadeias laterais de aminoácidos estendi-
dos poderia corresponder a cerca de 4 nm de um lado, que poderia ser largo 
o suficiente para explicar a difusão passiva característica de proteínas através 
de poros nucleares. (B) Difusão de MBP-mCherry e importina-MBP-GFP para 
o gel de repetições FG. Em cada grupo, a solução é mostrada à esquerda e o 
gel à direita. As áreas mais claras indicam as regiões que contêm as proteínas 
fluorescentes.
694 PARTE IV Organização interna da célula
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NESTE CAPÍTULO
MECANISMOS 
MOLECULARES DO 
TRANSPORTE DE MEMBRANA 
E MANUTENÇÃO 
DA DIVERSIDADE DE 
COMPARTIMENTOS
TRANSPORTE DO RE ATRAVÉS 
DO APARELHO DE GOLGI
TRANSPORTE DA REDE 
TRANS DE GOLGI PARA OS 
LISOSSOMOS
TRANSPORTE DA 
MEMBRANA PLASMÁTICA 
PARA DENTRO DA CÉLULA: 
ENDOCITOSE
TRANSPORTE DA REDE 
TRANS DE GOLGI PARA 
O EXTERIOR DA CÉLULA: 
EXOCITOSE
CAPÍTULO 
13Tráfego intracelular de 
vesículas
Toda célula deve alimentar-se, comunicar-se com o mundo que a circunda e responder 
rapidamente às mudanças em seu ambiente. Para auxiliar na realização dessas tarefas, 
as células ajustam continuamente a composição da sua membrana plasmática e de seus 
compartimentos internos mediante respostas rápidas à necessidade. Elas utilizam um 
elaborado sistema interno de membranas para adicionar e remover proteínas da superfí-
cie celular, como receptores, canais iônicos e transportadores (Figura 13-1). Por meio do 
processo de exocitose, a via secretora distribui proteínas recém-sintetizadas, carboidra-
tos e lipídeos para a membrana plasmática ou para o espaço extracelular. Pelo processo 
inverso de endocitose, as células removem componentes da membrana plasmática e os 
largam em compartimentos internos denominados endossomos, de onde eles podem ser 
reciclados para as mesmas regiões ou para regiões diferentes da membrana plasmática, 
ou podem ser entregues aos lisossomos para degradação. As células também usam a en-
docitose para capturar nutrientes importantes, como vitaminas, colesterol e ferro; estes 
são recolhidos junto com as macromoléculas às quais se ligam e são, então, movidospara os endossomos e lisossomos, de onde podem ser transportados para dentro do ci-
toplasma para uso em vários processos biossintéticos.
O espaço interior, ou lúmen, de cada compartimento envolto por membrana ao 
longo das vias secretora e endocítica é equivalente ao lúmen da maioria dos outros com-
partimentos envolvidos por membranas e ao exterior da célula, no sentido de que as 
proteínas podem transitar nesse espaço sem ter de atravessar uma membrana quando 
elas são passadas de um compartimento ao outro por meio de numerosos pacotes envol-
tos por membranas. Esses pacotes são formados pelo compartimento do doador e são 
vesículas pequenas e esféricas, vesículas maiores e irregulares ou túbulos. Utilizaremos o 
termo vesícula transportadora para todas as formas desses pacotes.
Dentro de uma célula eucariótica, as vesículas transportadoras brotam continua-
mente de uma membrana e se fundem com outra, carregando componentes de mem-
brana e moléculas solúveis do lúmen, que são referidos como carga (Figura 13-2). Esse 
tráfego de vesículas flui ao longo de vias altamente organizadas e direcionadas, que per-
mitem que a célula secrete, alimente-se e remodele sua membrana plasmática e orga-
nelas. A via secretora direciona-se para fora, a partir do retículo endoplasmático (RE) 
na direção do aparelho de Golgi e da superfície celular, com uma via lateral levando aos 
lisossomos, enquanto a via endocítica direciona-se para dentro, a partir da membrana 
plasmática. Em cada caso, vias de recuperação fazem o balanço do fluxo de membranas 
entre os compartimentos na direção oposta, trazendo membranas e proteínas seleciona-
das de volta ao compartimento de origem (Figura 13-3).
Figura 13-1 Exocitose e endocitose. 
(A) Na exocitose, uma vesícula transpor-
tadora se funde à membrana plasmática. 
Seu conteúdo é liberado no espaço 
extracelular, enquanto a membrana da 
vesícula (vermelho) torna-se contínua à 
membrana plasmática. (B) Na endocitose, 
um fragmento da membrana plasmática 
(vermelho) é internalizado, formando uma 
vesícula transportadora. Seu conteúdo é 
derivado do espaço extracelular.
(A) Exocitose
(B) Endocitose
Membrana plasmática
CITOSOL
CITOSOL
696 PARTE IV Organização interna da célula
Para executar a sua função, cada vesícula transportadora que brota de um com-
partimento deve ser seletiva. Ela deve captar apenas as moléculas apropriadas e deve 
se fundir somente com a membrana-alvo apropriada. Uma vesícula carregando carga 
do RE para o aparelho de Golgi, por exemplo, deve excluir a maioria das proteínas que 
devem ficar no RE, e deve se fundir apenas com o aparelho de Golgi e não com qualquer 
outra organela.
Iniciamos este capítulo considerando os mecanismos moleculares de brotamento 
e de fusão que fundamentam todo o transporte de vesículas. Discutimos, então, o pro-
blema fundamental de como, no âmbito desse transporte, a célula mantém as diferenças 
moleculares e funcionais entre seus compartimentos. Finalmente, consideramos a fun-
ção do aparelho de Golgi, dos lisossomos, das vesículas secretoras e dos endossomos, à 
medida que traçamos as vias que conectam essas organelas.
Figura 13-2 Transporte por vesícula. 
Vesículas transportadoras brotam de um 
compartimento e se fundem a outro. À 
medida que fazem isso, elas carregam 
materiais como carga a partir do lúmen 
(espaço dentro de um compartimento 
envolto por membrana) e membrana do 
compartimento doador para o lúmen e 
membrana do compartimento-alvo, como 
mostrado.
FUSÃO
LÚMEN
CITOSOL
COMPARTIMENTO 
DOADOR
COMPARTIMENTO-
-ALVO
BROTAMENTO
Moléculas-carga
LISOSSOMO
Vesícula 
secretora
Endossomo 
primário
Endossomo 
de reciclagem
Endossomo 
tardio
Membrana 
plasmática
Membrana 
plasmática
Cisternas
 Aparelho de Golgi
Envelope nuclear
Retículo endoplasmático
Lisossomo
(A) (B)
ENDOSSOMO DE 
RECICLAGEM
ENDOSSOMO PRIMÁRIO
RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO
GOLGI
ENDOSSOMO 
TARDIO
VESÍCULAS 
SECRETORAS
CITOSOL
CITOSOL
EXTERIOR DA CÉLULA
ESPAÇO 
EXTRACELULAR
Vesícula 
endocítica
Figura 13-3 Roteiro das vias secretora e endocítica. (A) No roteiro esquematizado, que foi introduzido no Capítulo 12, as vias endocítica e secretora estão 
ilustradas com setas verdes e vermelhas, respectivamente. Além disso, as setas azuis indicam vias de recuperação para o fluxo retrógrado de componentes sele-
cionados. (B) Os compartimentos da célula eucariótica envolvidos no transporte vesicular. O lúmen de cada compartimento envolto por membrana é topologi-
camente equivalente ao lado externo da célula. Todos os compartimentos mostrados comunicam-se uns com os outros e com o lado externo da célula por meio 
de vesículas transportadoras. Na via secretora (setas vermelhas), as moléculas proteicas são transportadas do RE para a membrana plasmática ou (via endosso-
mos) para os lisossomos. Na via endocítica (setas verdes), as moléculas são ingeridas em vesículas endocíticas derivadas da membrana plasmática e entregues 
para endossomos primários, e então (via endossomos tardios) para os lisossomos. Muitas moléculas endocitadas são recuperadas de endossomos primários e 
devolvidas (algumas via endossomos de reciclagem) para a superfície celular para reúso; semelhantemente, algumas moléculas são recuperadas dos endossomos 
primário e tardio e devolvidas ao aparelho de Golgi, e algumas são recuperadas do aparelho de Golgi e devolvidas ao RE. Todas essas vias de recuperação estão 
mostradas com setas azuis, como em (A).
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 697
MECANISMOS MOLECULARES DO TRANSPORTE DE 
MEMBRANA E MANUTENÇÃO DA DIVERSIDADE DE 
COMPARTIMENTOS
O transporte vesicular medeia uma troca contínua de componentes entre os dez ou 
mais compartimentos envoltos por membranas quimicamente distintos que, coletiva-
mente, constituem as vias secretora e endocítica. Com essa troca massiva, como cada 
compartimento pode manter o seu caráter especializado? Para responder a essa questão, 
devemos considerar primeiro o que define o caráter de um compartimento. Acima de 
tudo, é a composição da membrana circundante: marcadores moleculares dispostos na 
superfície citosólica da membrana servem como sinais de orientação para o tráfego de 
entrada para garantir que as vesículas transportadoras se fundam somente ao compar-
timento correto. Muitos desses marcadores de membrana, entretanto, são encontrados 
em mais de um compartimento, e é a combinação específica de moléculas marcadoras 
que atribui a cada compartimento o seu endereço molecular.
Como esses marcadores de membrana são mantidos em altas concentrações em 
um compartimento e em baixas concentrações em outro? Para responder a essa ques-
tão, precisamos considerar como porções de membrana, enriquecidas ou destituídas 
de componentes específicos de membrana, desprendem-se de um compartimento e se 
transferem para outro.
Começamos discutindo como as células segregam proteínas em domínios de 
membrana separados pela montagem de um revestimento proteico especial na face cito-
sólica da membrana. Consideramos como os revestimentos se formam, de que são feitos 
e como são usados para extrair componentes específicos da carga de uma membrana e 
um compartimento luminal para entregar em outro compartimento. Por fim, discutimos 
como as vesículas transportadoras se ancoram na membrana-alvo apropriada e então se 
fundem a ela para entregar suas cargas.
Existem vários tipos de vesículas revestidas
A maioria das vesículas transportadoras se forma a partir de regiões revestidas especializa-
das das membranas. Elas brotam como vesículas revestidas que possuem grades distintas 
de proteínas cobrindo as suas superfícies citosólicas. Antes de as vesículas se fusionarem 
com uma membrana-alvo, elas descartam seu revestimento, conforme é requerido para 
que as duas superfícies citosólicas das membranas interajam diretamente e se fundam.
O revestimento desempenha duas funções principais que são refletidas em uma 
estrutura comum de duas camadas. Primeiro, uma camada interna dorevestimento 
concentra proteínas específicas de membrana em uma porção, que então dá origem 
à membrana da vesícula. Dessa maneira, a camada interna seleciona as moléculas de 
membrana apropriadas para o transporte. Segundo, uma camada externa do revesti-
mento se arranja como uma treliça curva, com formato de cesta, que deforma a porção 
da membrana, e assim dá forma à vesícula.
Há três tipos bem caracterizados de vesículas revestidas, distinguidos pelas suas prin-
cipais proteínas de revestimento: vesículas revestidas por clatrina, revestidas por COPI e re-
vestidas por COPII (Figura 13-4). Cada tipo é utilizado para diferentes etapas de transporte. 
As vesículas revestidas por clatrina, por exemplo, medeiam o transporte a partir do apare-
lho de Golgi e da membrana plasmática, ao passo que as vesículas revestidas por COPI e 
COPII medeiam, com mais frequência, o transporte a partir do RE e das cisternas de Golgi 
(Figura 13-5). Há, no entanto, muito mais variedade de vesículas revestidas e de funções do 
que esta pequena lista sugere. Como discutiremos a seguir, há vários tipos de vesículas re-
vestidas por clatrina, cada uma delas especializada para uma etapa diferente de transporte, 
e as vesículas revestidas por COPI e COPII podem ser semelhantemente diversas.
A montagem do revestimento de clatrina direciona a formação 
de vesículas
As vesículas revestidas por clatrina, as primeiras vesículas revestidas a serem desco-
bertas, transportam material originado na membrana plasmática e entre os compar-
698 PARTE IV Organização interna da célula
timentos endossômicos e de Golgi. As vesículas revestidas por COPI e COPII trans-
portam material no início da via secretora: as vesículas revestidas por COPI brotam dos 
compartimentos de Golgi, e as vesículas revestidas por COPII brotam do RE (ver Figura 
13-5). Discutiremos as vesículas revestidas por clatrina primeiro, já que fornecem um 
bom exemplo de como as vesículas se formam.
O principal componente proteico das vesículas revestidas por clatrina é a própria 
clatrina, que forma a camada externa do revestimento. Cada subunidade de clatrina 
consiste em três cadeias polipeptídicas grandes e três pequenas que, juntas, formam 
uma estrutura de três pernas chamada de tríscele (Figura 13-6A,B). Os trísceles de cla-
trina se arranjam como uma rede de hexágonos e pentágonos em formato de cesta para 
formar fossas (brotos) revestidas na superfície citosólica das membranas (Figura 13-7). 
Sob condições apropriadas, os trísceles isolados se auto-organizam de maneira espontâ-
nea em gaiolas poliédricas características em tubo de ensaio, mesmo na ausência das ve-
sículas de membrana que tais cestas normalmente envolvem (Figura 13-6C,D). Portan-
to, os trísceles de clatrina determinam a geometria da grade de clatrina (Figura 13-6E).
Proteínas adaptadoras selecionam a carga para as vesículas 
revestidas por clatrina
As proteínas adaptadoras, outro componente principal do revestimento das vesículas 
revestidas por clatrina, formam uma discreta camada interna no revestimento, posi-
cionada entre a grade de clatrina e a membrana. Elas ligam o revestimento de clatrina 
à membrana e aprisionam várias proteínas transmembrana, incluindo os receptores 
transmembrana que capturam moléculas-carga solúveis para dentro das vesículas – os 
Figura 13-4 Micrografias eletrônicas 
de vesículas revestidas por clatrina, 
COPI e COPII. Todas são apresentadas 
como micrografias eletrônicas na mesma 
escala. (A) Vesículas revestidas por cla-
trina. (B) Vesículas revestidas por COPI e 
cisternas de Golgi (setas vermelhas) de um 
sistema sem células em que as vesículas 
revestidas por COPI se formam em tubo de 
ensaio. (C) Vesículas revestidas por COPII. 
(A e B, de L. Orci, B. Glick e J. Rothman, 
Cell 46:171–184, 1986. Com permissão 
de Elsevier; C, cortesia de Charles Barlowe 
e Lelio Orci.)
Clatrina(A) (B) COPI (C) COPII
100 nm
Figura 13-5 Uso de diferentes reves-
timentos para etapas diferentes do 
transporte de vesículas. Diferentes 
proteínas de revestimento selecionam dife-
rentes cargas e dão forma às vesículas de 
transporte que medeiam as várias etapas 
das vias biossintética secretora e endocíti-
ca. Quando os mesmos revestimentos fun-
cionam em diferentes locais da célula, eles 
normalmente incorporam diferentes subu-
nidades proteicas que modificam as suas 
propriedades (não mostrado). Muitas cé-
lulas diferenciadas possuem vias adicionais 
além das mostradas aqui, incluindo uma 
via de classificação/distribuição a partir da 
rede trans de Golgi até a superfície apical 
das células epiteliais, e uma via especiali-
zada na reciclagem das proteínas das vesí-
culas sinápticas nas terminações nervosas 
de neurônios (ver Figura 11-36). As setas 
estão coloridas como na Figura 13-3.
Membrana 
plasmática
Clatrina
COPI
COPII
LEGENDA:
Aparelho de Golgi
Cisterna de Golgi Vesícula 
secretora
Endossomo tardio
Endossomo 
primário
RE
Rede trans 
de Golgi
ESPAÇO 
EXTRA-
CELULAR
CITOSOL
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 699
chamados receptores de carga. Desse modo, as proteínas adaptadoras selecionam um 
conjunto específico de proteínas transmembrana, junto com as proteínas solúveis que 
interagem com elas, e as empacotam dentro de cada vesícula de transporte revestida por 
clatrina recém-formada (Figura 13-8).
Existem vários tipos de proteínas adaptadoras. A mais bem caracterizada possui 
quatro subunidades proteicas diferentes; outras são proteínas de cadeia única. Cada tipo 
de proteína adaptadora é específico para um diferente conjunto de receptores de carga. As 
vesículas revestidas por clatrina que brotam de diferentes membranas utilizam diferentes 
proteínas adaptadoras e, portanto, empacotam diferentes receptores e moléculas-carga.
A montagem das proteínas adaptadoras sobre a membrana é controlada rigida-
mente, em parte pela interação cooperativa das proteínas adaptadoras com outros com-
ponentes do revestimento. A proteína adaptadora AP2 serve como um exemplo bem 
conhecido. Quando ela se liga a um lipídeo fosfatidilinositol fosforilado (um fosfoinosití-
deo), ela altera a sua conformação expondo os sítios de ligação para os receptores de car-
ga na membrana. A ligação simultânea aos receptores de carga e aos grupos de cabeça 
lipídica estimula bastante a ligação da AP2 à membrana (Figura 13-9).
Dado que vários requisitos devem ser cumpridos simultaneamente para ligar as 
proteínas AP2 de forma estável na membrana, as proteínas agem como detectores de 
coincidência que se arranjam somente no momento e no local certos. Com a ligação, elas 
induzem a curvatura da membrana, o que torna a ligação de proteínas AP2 adicionais 
mais provável nas proximidades. A montagem cooperativa da camada de revestimento 
de AP2 é, então, amplificada adicionalmente pela ligação da clatrina, que leva à forma-
ção e ao brotamento da vesícula de transporte.
As proteínas adaptadoras encontradas em outros revestimentos também se ligam 
a fosfoinositídeos, que não apenas possuem uma função principal em direcionar quan-
(A)
(B) (C) (D) (E)
Cadeias 
pesadas
Cadeia leve
25 nm
50 nm
Figura 13-6 Estrutura de um revestimento de clatrina. (A) Micrografia eletrônica de um tríscele de clatrina contrastada com platina. (B) Cada trís-
cele é composto de três cadeias pesadas e três cadeias leves de clatrina, como mostrado no diagrama. (C e D) Uma criomicrografia eletrônica obtida 
de um revestimento de clatrina composto de 36 trísceles organizados em uma rede de 12 pentágonos e 6 hexágonos, com algumas cadeias pesadas 
(C) e cadeias leves (D) destacadas (Animação 13.1). As cadeias leves se ligam ao citoesqueleto de actina, que ajuda a gerar força para o brotamento 
da membrana e movimento da vesícula, e a sua fosforilação regula a montagem do revestimento de clatrina. As pernas entrelaçadas dos trísceles de 
clatrina formam uma casca externa a partir da qual os domínios N-terminais dos trísceles se projetam para dentro. Esses domínios se ligam às proteí-
nasadaptadoras mostradas na Figura 13-8. O revestimento mostrado foi bioquimicamente arranjado a partir de trísceles de clatrina pura e é muito 
pequeno para conter uma vesícula de membrana. (E) Imagens de vesículas revestidas por clatrina isoladas de cérebro bovino. Os revestimentos de cla-
trina estão construídos de forma semelhante, porém menos regular, a partir de pentágonos, um número maior de hexágonos e, às vezes, heptágonos, 
lembrando o formato de bolas de futebol deformadas. As estruturas foram determinadas por criomicroscopia eletrônica e reconstrução tomográfica. 
(A, de E. Ungewickell e D. Branton, Nature 289:420–422, 1981; C e D, de A. Fotin et al., Nature 432:573–579, 2004. Todos com permissão de Mac-
millan Publishers Ltd; E, de Y. Cheng et al., J. Mol. Biol. 365:892–899, 2007. Com permissão de Elsevier.)
Figura 13-7 Fossas e vesículas revestidas por clatrina. Esta micrografia eletrônica 
criorrelevo por congelamento rápido mostra numerosas fossas e vesículas revestidas por 
clatrina na superfície interna da membrana plasmática de fibroblastos cultivados. As cé-
lulas foram rapidamente congeladas em hélio líquido, fraturadas e reveladas para expor a 
superfície citoplasmática da membrana plasmática. (Cortesia de John Heuser.) 0,2 �m
700 PARTE IV Organização interna da célula
do e onde os revestimentos se arranjam na célula, mas também são utilizados muito 
mais amplamente como marcadores moleculares para a identificação de compartimen-
tos. Isso ajuda a controlar o tráfego vesicular, como discutiremos agora.
Os fosfoinositídeos marcam organelas e domínios de membrana
Embora os fosfolipídeos de inositol em geral compreendam menos de 10% do total de fos-
folipídeos de uma membrana, eles possuem funções reguladoras importantes. Eles podem 
sofrer ciclos rápidos de fosforilação e desfosforilação nas posições 3, 4 e 5 dos seus gru-
pos com cabeças de açúcar inositol para produzir vários tipos de fosfoinositídeos (fosfa-
tidilinositol fosfatos, ou PIPs – do inglês phosphatidylinositol phosphates). A interconversão 
de fosfatidilinositol (PI) e PIPs é altamente compartimentalizada: diferentes organelas das 
vias endocítica e secretora possuem conjuntos distintos de PI, PIP-cinases e PIP-fosfatases 
(Figura 13-10). A distribuição, a regulação e o balanço local dessas enzimas determinam a 
distribuição basal de cada espécie de PIP. Como consequência, a distribuição dos PIPs varia 
de organela para organela e, frequentemente, dentro de uma membrana contínua de uma 
região para outra, definindo, desse modo, domínios de membrana especializados.
Muitas proteínas envolvidas em diferentes etapas do transporte vesicular contêm 
domínios que se ligam com alta especificidade aos grupos de cabeça de determinados 
PIPs, distinguindo uma forma fosforilada de outra (ver Figura 13-10E e F). O controle lo-
cal de PI, PIP-cinases e PIP-fosfatases pode, então, ser usado para controlar rapidamente 
a ligação de proteínas a uma membrana ou domínio de membrana. A produção de um 
tipo particular de PIP recruta proteínas portadoras de domínios de ligação a PIP. As pro-
teínas ligadoras de PIP ajudam, então, a regular a formação da vesícula e outras etapas 
no controle do tráfego vesicular (Figura 13-11). A mesma estratégia é amplamente uti-
MONTAGEM DO REVESTIMENTO
 E SELEÇÃO DE CARGA
PERDA DO 
REVESTIMENTO
FORMAÇÃO DO 
BROTO
FORMAÇÃO DA 
VESÍCULA
Tríscele de clatrina
Moléculas-carga
Proteínas de curvatura da 
membrana e de fissão 
Receptor de 
carga
Membrana 
doadora
Proteína adaptadora
Proteína 
adaptadora
Membrana de 
vesícula revestida
Vesícula de 
transporte nua
CITOSOL
Figura 13-8 Montagem e desmonta-
gem do revestimento de clatrina. A 
montagem do revestimento introduz uma 
curvatura para dentro da membrana, 
que leva, por sua vez, à formação de um 
broto revestido (chamado de fossa reves-
tida se estiver na membrana plasmática). 
As proteínas adaptadoras se ligam nos 
trísceles de clatrina e nos receptores de 
carga ligados à membrana, mediando, 
assim, o recrutamento seletivo tanto de 
moléculas-carga de membrana quanto de 
moléculas solúveis para dentro da vesícula. 
Outras proteínas de curvatura e de fissão 
da membrana são recrutadas para o pes-
coço da vesícula em brotamento, onde a 
curvatura acentuada da membrana é in-
troduzida. O revestimento é rapidamente 
perdido logo após a separação dos brotos 
de vesículas.
Figura 13-9 Alteração de conformação 
de AP2 induzida por lipídeo. 
O complexo de proteína adaptadora AP2 
tem quatro subunidades (a, b2, 2 e 
2). Em interação com o fosfoinositídeo 
PI(4,5)P2 (ver Figura 13-10) no folheto cito-
sólico da membrana plasmática, a AP2 se 
rearranja para que os sítios de ligação para 
os receptores de carga fiquem expostos. 
Cada complexo AP2 liga quatro moléculas 
PI(4,5)P2 (para simplificar, somente um está 
mostrado). No complexo AP2 aberto, as 
subunidades 2 e 2 se ligam às caudas 
citosólica dos receptores de carga que 
apresentam os sinais apropriados para 
endocitose. Esses sinais consistem em mo-
tivos de sequências de aminoácidos curtas. 
Quando a AP2 se liga fortemente à mem-
brana, ela induz a curvatura, que favorece 
a ligação de complexos adicionais de AP2 
na vizinhança.
Fosfoinositídeo
PI(4,5)P2
Sinais para
endocitose
Receptores
de carga
AP2 aberto
AP2 bloqueado
�2 �2
�2
�
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 701
lizada para recrutar proteínas de sinalização intracelular específicas para a membrana 
plasmática em resposta aos sinais extracelulares (discutido no Capítulo 15).
Proteínas de curvatura da membrana ajudam a deformar a 
membrana durante a formação da vesícula
As forças geradas somente pela montagem do revestimento de clatrina não são suficien-
tes para formar e destacar a vesícula da membrana. Outras proteínas de curvatura da 
membrana e geradoras de força participam de cada estágio do processo. As proteínas 
de curvatura da membrana que contêm os domínios na forma de crescente, chamados 
domínios BAR, ligam-se e impõem sua forma sobre a membrana subjacente via intera-
ções eletrostáticas com os grupos de cabeça lipídica (Figura 13-12; ver também Figura 
10-40). Acredita-se que tais proteínas com domínio BAR ajudem a AP2 a formar o núcleo 
da endocitose mediada por clatrina dando forma à membrana para permitir a formação 
do broto revestido por clatrina. Algumas dessas proteínas também contêm hélices anfifí-
licas que induzem a curvatura da membrana depois de serem inseridas como cunhas no 
folheto citoplasmático da membrana. Outras proteínas com domínio BAR são importan-
tes para formar o pescoço de uma vesícula em brotamento, onde a estabilização de cur-
vaturas acentuadas na membrana é essencial. Por fim, a maquinaria de clatrina agrupa 
o arranjo local de filamentos de actina que introduzem tensão para ajudar a destacar e 
propelir a vesícula em formação para longe da membrana.
Proteínas citoplasmáticas regulam a liberação e a remoção do 
revestimento das vesículas
À medida que um broto revestido por clatrina cresce, proteínas citoplasmáticas solúveis, 
incluindo a dinamina, arranjam-se no pescoço de cada broto (Figura 13-13). A dinamina 
contém um domínio de ligação ao PI(4,5)P2 que ancora a proteína à membrana, e um do-
Figura 13-10 Fosfatidilinositol (PI) e 
fosfoinositídeos (PIPs). (A, B) A estrutura 
do PI mostra os grupos hidroxila livres no 
açúcar inositol, que podem, em princípio, 
ser modificados. (C) A fosforilação de um, 
dois ou três dos grupos hidroxila do PI, por 
PI ou PIP-cinases, produz uma variedade 
de espécies de PIP. Elas são designadas 
de acordo com a posição do anel (entre 
parênteses) e o número de grupos fosfato 
(subscrito) adicionados ao PI. O PI(3,4)P2 
está representado. (D) As células animais 
possuem várias PI e PIP-cinases e um nú-
mero semelhante de PIP-fosfatases, que 
estão localizadas em diferentes organelas, 
onde são reguladas para catalisar a produ-
ção de determinados PIPs. As setas verme-
lhas e verdes representam as reações da 
cinasee da fosfatase, respectivamente. (E, 
F) Os grupos de cabeça de fosfoinositídeos 
são reconhecidos por domínios proteicos 
que discriminam as diferentes formas. Des-
sa maneira, grupos selecionados de proteí-
nas portando tais domínios são recrutados 
às regiões da membrana nas quais esses 
fosfoinositídeos estejam presentes. PI(3)P e 
PI(4,5)P2 estão mostrados. (D, modificada 
de M.A. de Matteis e A. Godi, Nat. Cell 
Biol. 6:487–492, 2004. Com permissão de 
Macmillan Publishers Ltd.)
OH
OH
HO
HO
HO
P
O
O
O O
OO
CC
O
O
_
CH2CH2 CH
1
23
4
5 6
1
23
4
5 6
PI
PI(3,4)P2
PI(3,5)P2
PI(3)P
PI(3,4)P2
PI
PI(4)P
PI(5)P
PI(4,5)P2
PI(3,4,5)P3
(A) (C) (E) (F)
(B) (D)
P
P
P
P
Figura 13-11 Localização intracelular dos fosfoinositídeos. Diferentes tipos de PIPs 
estão localizados em diferentes membranas e domínios de membrana, onde eles estão 
frequentemente associados a eventos de transporte vesicular específicos. A membrana 
das vesículas secretoras, por exemplo, contém PI(4)P. Quando as vesículas fusionam-se 
à membrana plasmática, uma PI 5-cinase ali localizada converte o PI(4)P em PI(4,5)P2. 
O PI(4,5)P2, por sua vez, auxilia no recrutamento de proteínas adaptadoras, que iniciam 
a formação de uma fossa revestida por clatrina, como na primeira etapa da endocitose 
mediada por clatrina. Uma vez que a vesícula revestida por clatrina destaca-se da mem-
brana plasmática, uma PI(5)P-fosfatase hidrolisa PI(4,5)P2, o que enfraquece a ligação das 
proteínas adaptadoras, promovendo a remoção do revestimento da vesícula. Discutire-
mos fagocitose e a diferença entre exocitose regulada e constitutiva mais adiante neste 
capítulo. (Modificada de M.A. de Matteis e A. Godi, Nat. Cell Biol. 6:487–492, 2004. 
Com permissão de Macmillan Publishers Ltd.)
Exocitose constitutiva
Exocitose regulada
Endocitose
Fagocitose
LEGENDA: PI(3)P PI(4)P
PI(4,5)P2 PI(3,5)P2 PI(3,4,5)P3
702 PARTE IV Organização interna da célula
mínio de GTPase que regula a frequência na qual as vesículas se liberam da membrana. 
O processo de liberação aproxima os dois folhetos não citoplasmáticos da membrana in-
timamente e os fusiona, isolando a vesícula em formação para fora (ver Figura 13-2). Para 
realizar essa tarefa, a dinamina recruta outras proteínas para o pescoço do broto. Junto 
com a dinamina, elas ajudam a curvar a porção da membrana – pela distorção direta da 
estrutura bicamada, ou pela mudança da sua composição lipídica mediante recrutamen-
to de enzimas modificadoras de lipídeos, ou por meio de ambos os mecanismos.
Uma vez liberada da membrana, a vesícula rapidamente perde seu revestimento 
de clatrina. Uma PIP-fosfatase que é coempacotada nas vesículas revestidas por clatrina 
esgota os PI(4,5)P2 da membrana, o que enfraquece a ligação das proteínas adaptadoras. 
Além disso, uma proteína chaperona hsp70 (ver Figura 6-80) funciona como uma ATPase 
de remoção do revestimento, utilizando a energia da hidrólise de ATP para remover o 
revestimento de clatrina. Acredita-se que a auxilina, outra proteína de vesícula, ative a 
ATPase. A liberação do revestimento, entretanto, não pode acontecer prematuramente, 
de modo que mecanismos adicionais de controle devem impedir, de alguma forma, que 
a clatrina seja removida antes que uma vesícula completa tenha se formado (discutido 
adiante).
Figura 13-12 Estrutura dos domínios 
BAR. As proteínas de domínio BAR são 
diversas e permitem muitos processos 
de curvatura de membrana na célula. Os 
domínios BAR são construídos a partir 
de super-hélices que se dimerizam em 
moléculas com uma superfície interna 
carregada positivamente que interage de 
preferência com os grupos de cabeças lipí-
dicas negativamente carregados para cur-
var as membranas. As deformações locais 
da membrana causadas pelas proteínas 
de domínio BAR facilitam a ligação de 
proteínas de domínio BAR adicionais, ge-
rando, assim, um ciclo de retroalimentação 
positiva para a propagação da curvatura. 
Proteínas de domínio BAR individuais con-
têm uma curvatura distinta e muitas vezes 
têm características adicionais que as adap-
tam às suas tarefas específicas: algumas 
têm hélices anfifílicas curtas que causam 
deformação adicional na membrana por 
inserção de cunhas; outras são flanque-
adas por domínios PIP que as direcionam 
para as membranas enriquecidas de fosfoi-
nositídeos cognatos.
Dímero de domínio BAR
Membrana
+
Pescoço de 
membrana 
apertado
Domínio 
GTPase
(C)
(D)
Domínio 
GTPase de 
dinamina
Hidrólise de GTP
(B)
200 nm
Hélice de dinamina e 
proteínas associadas(A)
Figura 13-13 O papel da dinamina na liberação das vesículas revestidas por clatrina. (A) Múltiplas moléculas de dinamina se arranjam em uma espiral 
ao redor do pescoço do broto em formação. Acredita-se que a espiral recrute outras proteínas para o pescoço do broto, que, junto com a dinamina, desestabi-
lizam a interação das bicamadas lipídicas de forma que os folhetos não citoplasmáticos se unam. A vesícula recém-formada se libera então da membrana. Mu-
tações específicas na dinamina podem aumentar ou bloquear o processo de liberação. (B) A dinamina foi descoberta como a proteína defeituosa dos mutantes 
shibire de Drosophila. Essas moscas mutantes ficam paralisadas porque a endocitose mediada por clatrina cessa e a membrana da vesícula sináptica falha em se 
reciclar, bloqueando a liberação de neurotransmissor. Fossas revestidas por clatrina profundamente invaginadas formam-se nas terminações nervosas das células 
nervosas das moscas, com um cinto de dinamina mutante estruturado ao redor do pescoço, como mostrado nesta micrografia eletrônica de secção fina. O pro-
cesso de destacamento falha, pois a fusão de membranas necessária não ocorre. (C, D) Um modelo de como mudanças conformacionais nos domínios GTPase 
de arranjo de dinamina na membrana podem gerar uma mudança conformacional que constringe o pescoço do broto. Uma única molécula de dinamina está 
mostrada em laranja em D. (B, de J.H. Koenig e K. Ikeda, J. Neurosci. 9:3844–3860, 1989. Com permissão de Society of Neuroscience; C e D, adaptada de 
M.G.J. Ford, S. Jenni e J. Nunnari, Nature 477:561–566, 2011. Com permissão de Macmillan Publishers.)
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 703
GTPases monoméricas controlam a montagem do revestimento
Para equilibrar o tráfego de vesículas de um compartimento para outro, as proteínas de 
revestimento devem se arranjar somente onde e quando elas forem necessárias. Enquan-
to a produção local de PIPs desempenha um papel principal em regular a montagem dos 
revestimentos de clatrina na membrana plasmática e no aparelho de Golgi, as células so-
brepõem maneiras adicionais de regular a formação do revestimento. As GTPases recruta-
doras de revestimento, por exemplo, controlam a montagem dos revestimentos de clatrina 
nos endossomos e dos revestimentos de COPI e COPII nas membranas de Golgi e RE.
Muitas etapas do transporte de vesículas dependem de uma variedade de proteí-
nas de ligação ao GTP que controlam tanto os aspectos espaciais quanto temporais da 
formação e fusão de vesículas. Como discutido no Capítulo 3, as proteínas de ligação ao 
GTP regulam a maioria dos processos nas células. Elas atuam como interruptores mo-
leculares que alternam entre um estado ativo ligado a GTP e um estado inativo ligado a 
GDP. Duas classes de proteínas regulam a alternância: os fatores de troca do nucleotídeo 
guanina (GEFs – do inglês guanine nucleotide exchange factors) ativam as proteínas cata-
lisando a troca de GDP por GTP, e as proteínas ativadoras de GTPases (GAPs – do inglês 
GTPase-activating proteins) inativam as proteínas por ativar a hidrólise do GTP ligado ao 
GDP (ver Figuras 3-68 e 15-7). Embora tanto as proteínas de ligação ao GTP monoméri-
cas (GTPases monoméricas) quanto as proteínas de ligação ao GTP triméricas (proteínas 
G) tenham papéis importantes no transporte de vesículas, os papéis das GTPases mono-
méricas são mais bem entendidos, e nos concentraremos neles aqui.
As GTPases recrutadorasde revestimento são membros de uma família de 
GTPases monoméricas. Elas incluem as proteínas ARF, que são responsáveis pela 
montagem dos revestimentos de COPI e clatrina nas membranas de Golgi, e a proteína 
Sar1, que é responsável pela montagem dos revestimentos COPII na membrana do RE. 
As GTPases recrutadoras de revestimento normalmente são encontradas em altas con-
centrações no citosol em estado inativo, ligado a GDP. Quando uma vesícula revestida 
por COPII está para brotar da membrana do RE, por exemplo, uma GEF específica para 
Sar1, incorporada na membrana do RE, liga-se à Sar1 citosólica levando a Sar1 a liberar 
o GDP e ligar GTP em seu lugar. (Lembre que o GTP está presente em uma concentração 
muito maior no citosol do que o GDP e, portanto, se ligará espontaneamente depois de o 
GDP ser liberado.) No seu estado ligado a GTP, a Sar1 expõe uma hélice anfifílica que se 
insere no folheto citoplasmático da bicamada lipídica da membrana do RE. A Sar1 forte-
mente ligada agora recruta subunidades de proteínas de revestimento adaptadoras para 
a membrana do RE, para iniciar o brotamento (Figura 13-14). Outras GEFs e GTPases 
recrutadoras do revestimento funcionam de forma semelhante em outras membranas.
As GTPases recrutadoras de revestimento também exercem um papel na desmon-
tagem do revestimento. A hidrólise do GTP ligado em GDP leva a GTPase a modificar sua 
conformação de modo que a sua cauda hidrofóbica se solte da membrana, fazendo o re-
vestimento da vesícula se desmontar. Embora não se saiba o que desencadeia a hidrólise 
do GTP, foi proposto que as GTPases funcionem como cronômetros, que hidrolisam o 
GTP a taxas lentas, mas previsíveis, para garantir que a formação da vesícula seja sincro-
nizada com as necessidades do momento. Os revestimentos de COPII aceleram a hidró-
lise do GTP pela Sar1, e uma vesícula completamente formada será produzida somente 
quando a formação do broto ocorrer mais rápido do que o processo cronometrado de 
desmontagem; caso contrário, a desmontagem será desencadeada antes que a vesícula 
se solte e o processo terá de ser iniciado mais uma vez, talvez em um momento ou local 
mais apropriado. Uma vez que a vesícula se destaca, a hidrólise do GTP libera Sar1, mas o 
revestimento selado é suficientemente estabilizado por diversas interações cooperativas, 
incluindo a ligação a receptores de carga na membrana, que ela pode ficar na vesícula até 
a vesícula se ancorar na membrana-alvo. Ali, uma cinase fosforila as proteínas do revesti-
mento, o que completa a desmontagem do revestimento e prepara a vesícula para fusão.
As vesículas revestidas por clatrina e COPI, ao contrário, perdem seu revestimento 
logo depois de se desligarem. Para as vesículas COPI, a curvatura da membrana da vesí-
cula serve como gatilho para iniciar a retirada do revestimento. Uma ARF-GAP é recru-
tada para o revestimento de COPI quando este se forma. Ela interage com a membrana e 
detecta a densidade de empacotamento lipídico. Ela se torna ativada quando a curvatura 
da membrana se equipara à da vesícula de transporte. Ela então desativa a ARF, causan-
do a desmontagem do revestimento.
704 PARTE IV Organização interna da célula
Nem todas as vesículas de transporte são esféricas
Embora o brotamento vesicular seja semelhante em vários locais na célula, cada mem-
brana celular enfrenta seus próprios desafios especiais. A membrana plasmática, por 
exemplo, é comparativamente achatada e rígida devido à sua composição lipídica rica em 
colesterol e ao córtex subjacente rico em actina. Assim, a ação coordenada do revestimen-
to de clatrina e das proteínas de curvatura da membrana deve produzir força suficiente 
para introduzir a curvatura, sobretudo no pescoço do broto onde curvaturas acentuadas 
são necessárias para os processos de destacamento. Ao contrário, o brotamento de ve-
sículas de muitas membranas intracelulares ocorre preferencialmente em regiões onde 
as membranas já estão curvadas, como nas bordas das cisternas de Golgi ou nas termi-
nações dos túbulos da membrana. Nesses locais, a função primária dos revestimentos é 
mais de capturar as proteínas-carga apropriadas do que deformar a membrana.
As vesículas de transporte também ocorrem em vários tamanhos e formas. Diver-
sas vesículas COPII são necessárias para o transporte de moléculas-carga grandes. O co-
lágeno, por exemplo, é montado no RE como bastões rígidos de procolágeno de 300 nm 
de comprimento que são, então, secretados da célula onde são clivados por proteases a 
colágeno, que é incorporado na matriz extracelular (discutido no Capítulo 19). Os bas-
tões de procolágeno não cabem dentro das vesículas de COPII normalmente observadas 
com 60 a 80 nm. Para contornar tal problema, as moléculas-carga do procolágeno se 
ligam a proteínas empacotadoras transmembrana no RE, que controlam a montagem 
dos componentes do revestimento de COPII (Figura 13-15). Esses eventos direcionam a 
montagem local de vesículas de COPII muito maiores para acomodar a carga grande de-
mais. Mutações em humanos nos genes codificadores de tais proteínas empacotadoras 
resultam em defeitos no colágeno com consequências graves, como anormalidades es-
queléticas e outros defeitos do desenvolvimento. Mecanismos semelhantes devem regu-
lar o tamanho das vesículas necessárias para secretar outros complexos macromolecu-
lares, incluindo partículas lipoproteicas que transportam lipídeos para fora das células.
Figura 13-14 Formação de vesículas 
revestidas por COPII. (A) A Sar1-GDP 
inativa solúvel liga-se a uma Sar1-GEF 
na membrana do RE, levando a Sar1 a 
liberar o GDP e ligar o GTP. Uma mudança 
conformacional ativada por GTP na Sar1 
expõe uma hélice anfifílica que se insere 
dentro do folheto citoplasmático da 
membrana do RE iniciando a curvatura da 
membrana (que não está mostrada). (B) A 
Sar1 ligada a GTP se liga ao complexo de 
duas proteínas de revestimento de COPII 
adaptadoras chamadas Sec23 e Sec24, 
que formam o revestimento interno. 
A Sec24 possui vários sítios de ligação 
diferentes para as caudas citosólicas dos 
receptores de carga. Toda a superfície 
do complexo que se fixa à membrana é 
suavemente curvada, coincidindo com 
o diâmetro das vesículas revestidas por 
COPII. (C) Um complexo de duas proteínas 
de revestimento COPII adicionais, deno-
minado Sec13 e Sec31, forma a camada 
externa do revestimento. À semelhança da 
clatrina, elas podem montar-se sozinhas 
em gaiolas simétricas com dimensões 
apropriadas para abrigar uma vesícula re-
vestida por COPII. (D) Ligada à membrana, 
a Sar1-GTP ativa recruta proteínas adap-
tadoras de COPII para a membrana. Elas 
selecionam certas proteínas transmembra-
na e levam a membrana a se deformar. As 
proteínas adaptadoras recrutam, então, 
as proteínas de revestimento externo que 
ajudam a formar o broto. Um evento sub-
sequente de fusão de membrana libera a 
vesícula revestida. Acredita-se que outras 
vesículas revestidas formem-se de maneira 
semelhante. (C, modificada de S.M. Stagg 
et al., Nature 439:234–238, 2006. Com 
permissão de Macmillan Publishers Ltd.)
25 nm
Revestimento interno
Revestimento externo
Membrana doadoraProteínas de 
membrana 
selecionadas
Sar1-GTP
Sec23/24
Sec13/31
(D)(C)
Vesícula revestida por COPII
Carga
Membrana 
do RE
Sec24 Sec23
Sar1-GTP
Receptor de carga
(A)
(B)
Hélice 
anfifílica
Sar1-GDP inativa 
e solúvel
Sar1-GTP ativa e 
ligada à 
membrana
Membrana 
doadora (RE)
Sar1-GEF
GTP
GTP GTP
GDP
GDP
CITOSOL
LÚMEN DO RE
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 705
Muitos outros eventos de brotamento de vesículas envolvem, da mesma forma, va-
riações dos mecanismos comuns. Quando células vivas são modificadas por engenharia 
genética para expressar componentes de membrana fluorescentes, os endossomos e a 
rede trans de Golgi são vistos, ao microscópio de fluorescência, continuamente extrava-
sando longos túbulos. As proteínas de revestimento estruturam-se sobre os túbulos da 
membrana e auxiliam a recrutar cargas específicas.Os túbulos, então, recolhem-se ou 
destacam-se com o auxílio de proteínas semelhantes à dinamina para formar vesículas 
de transporte de diferentes tamanhos e formas.
Os túbulos têm uma razão superfície/volume maior do que as organelas maio-
res a partir das quais eles se formam. Portanto, eles são relativamente enriquecidos em 
proteínas de membrana comparados às proteínas-carga solúveis. Como discutimos mais 
adiante, tal propriedade dos túbulos é uma característica importante para classificar as 
proteínas nos endossomos.
As proteínas Rab guiam as vesículas de transporte para suas 
membranas-alvo
Para assegurar um fluxo ordenado no tráfego de vesículas, as vesículas de transporte de-
vem ser altamente precisas no reconhecimento da membrana-alvo correta com a qual se 
fundirão. Devido à diversidade e à população de sistemas de membranas no citoplasma, 
uma vesícula irá, provavelmente, encontrar muitas membranas-alvo potenciais antes de 
encontrar a correta. A especificidade para o alvo é assegurada porque todas as vesículas 
de transporte exibem marcadores de superfície que as identificam de acordo com sua 
origem e o seu tipo de carga, e as membranas-alvo exibem receptores complementares 
que reconhecem os marcadores apropriados. Esse processo crucial ocorre em duas eta-
pas. Primeiro as proteínas Rab e efetoras de Rab direcionam a vesícula a locais específicos 
na membrana-alvo correta. Segundo, proteínas SNARE e reguladores SNARE intercedem 
na fusão das bicamadas lipídicas.
As proteínas Rab desempenham um papel central na especificidade do trans-
porte vesicular. Como as GTPases de recrutamento de revestimento discutidas antes 
(ver Figura 13-14), as proteínas Rab também são GTPases monoméricas. Com mais de 
60 membros conhecidos, a subfamília Rab é a maior das subfamílias de GTPases mo-
noméricas. Cada proteína Rab está associada a uma ou mais organelas envoltas por 
membrana das vias secretora ou endocítica, e cada uma dessas organelas possui, pelo 
menos, uma proteína Rab em sua superfície citosólica (Tabela 13-1). Sua distribuição 
altamente seletiva nesses sistemas de membrana torna as proteínas Rab marcadores 
moleculares ideais para identificar cada tipo de membrana e guiar o tráfego de vesículas 
entre elas. As proteínas Rab podem atuar nas vesículas de transporte, nas membranas-
-alvo ou em ambas.
Figura 13-15 Empacotamento de pro-
colágeno em grandes vesículas tubula-
res revestidas por COPII. As ilustrações 
mostram modelos para dois modos de 
montagem do revestimento de COPII. 
Os modelos são baseados em imagens 
de tomografia crioeletrônica de vesículas 
COPII reconstituídas. Em uma membrana 
esférica (esquerda), as proteínas de reves-
timento interno Sec23/24 se arranjam em 
porções que ancoram a gaiola de proteína 
de revestimento externo Sec13/31. Os 
bastões de Sec13/31 montam uma gaiola 
de triângulos, quadrados e pentágonos. 
Quando o procolágeno precisa ser empa-
cotado (direita), proteínas empacotadoras 
especiais detectam a carga e modificam o 
processo de montagem do revestimento. 
Essa interação recruta a proteína Sec24 do 
revestimento interno de COPII e melhora 
localmente a taxa com a qual a Sar1 alter-
na entre liga e desliga da membrana (não 
mostrado). Além disso, a monoubiquitina 
é adicionada à proteína Sec31, mudando 
as propriedades do arranjo da gaiola exter-
na. As proteínas Sec23/24 se montam em 
arranjos maiores, e as Sec13/31 se arran-
jam em uma grade regular em formato de 
diamante. Como resultado, uma vesícula 
tubular grande que pode acomodar as 
moléculas-carga maiores é formada. As 
proteínas de empacotamento não fazem 
parte da vesícula em brotamento e perma-
necem no RE. (Modificada de G. Zanetti et 
al., eLife 2:e00951, 2013.)
Sec13/31
Sec23
Sec24
Proteínas 
empacotadoras
Procolágeno
CITOSOL
LÚMEN DO RE
706 PARTE IV Organização interna da célula
À semelhança das GTPases de recrutamento de revestimento, as proteínas Rab alter-
nam entre a membrana e o citosol e regulam a montagem reversível dos complexos protei-
cos da membrana. Em seu estado ligado a GDP, elas são inativas e ligadas a outra proteína 
(inibidor de dissociação Rab-GDP, ou GDI) que as mantêm solúveis no citosol; em seu es-
tado ligado a GTP, elas são ativas e intimamente associadas à membrana de uma organela 
ou vesícula de transporte. As Rab-GEFs ligadas à membrana ativam as proteínas Rab tanto 
nas membranas de vesícula de transporte quanto nas membranas-alvo; para alguns even-
tos de fusão de membrana, as moléculas Rab ativadas são necessárias em ambos os lados 
da reação. Uma vez no estado ligado a GTP e ligado a membrana por uma âncora lipídica, 
agora exposta, as proteínas Rab se ligam a outras proteínas, chamadas de efetoras de Rab, 
que são mediadores a jusante do transporte vesicular, entrelaçamento da membrana e fu-
são da membrana (Figura 13-16). A taxa de hidrólise de GTP determina a concentração de 
Rab ativa e, como consequência, a concentração de suas efetoras na membrana.
Ao contrário da estrutura altamente conservada das proteínas Rab, as estruturas e 
funções das efetoras de Rab variam bastante, e as mesmas proteínas Rab muitas vezes po-
dem se ligar a vários efetores diferentes. Algumas efetoras de Rab são proteínas motoras 
que propulsionam as vesículas ao longo de filamentos de actina ou de microtúbulos para 
as suas membranas-alvo. Outros são proteínas de aprisionamento, algumas das quais têm 
longos domínios filamentosos que servem como “linhas de pesca” que podem se estender 
para ligar duas membranas que estão separadas por mais de 200 nm; outras proteínas de 
aprisionamento são complexos proteicos grandes que unem duas membranas que estão 
mais próximas e interagem com uma ampla variedade de outras proteínas que facilitam a 
etapa de fusão da membrana. O complexo de aprisionamento que ancora as vesículas re-
vestidas por COPII, por exemplo, contém uma proteína-cinase que fosforila as proteínas do 
revestimento para completar o processo de retirada do revestimento. Acoplar a retirada do 
TABELA 13-1 Localizações subcelulares de algumas proteínas Rab
Proteína Organela
Rab1 RE e aparelho de Golgi
Rab2 Rede cis de Golgi
Rab3A Vesículas sinápticas, vesículas de secreção
Rab4/Rab11 Endossomos de reciclagem
Rab5 Endossomos primários, membrana plasmática, vesículas revestidas por clatrina
Rab6 Golgi médio e trans
Rab7 Endossomos tardios
Rab8 Cílios
Rab9 Endossomos tardios, trans Golgi 
Figura 13-16 Aprisionamento de 
uma vesícula de transporte a uma 
membrana-alvo. As proteínas efetoras de 
Rab interagem com proteínas Rab ativas 
(Rab-GTPs, amarelo), localizadas na mem-
brana-alvo, na membrana da vesícula ou 
em ambas, para estabelecer a primeira co-
nexão entre duas membranas que irão se 
fundir. No exemplo mostrado aqui, o efe-
tor de Rab é uma proteína filamentosa de 
aprisionamento (verde-escuro). A seguir, 
proteínas SNARE nas duas membranas 
(vermelho e azul) se pareiam, ancorando a 
vesícula à membrana-alvo e catalisando a 
fusão das duas bicamadas lipídicas sobre-
postas. Durante a ancoragem e fusão, um 
Rab-GAP (não mostrado) induz a proteína 
Rab a hidrolisar seu GTP ligado a GDP, 
levando a Rab a se dissociar da membrana 
e retornar ao citosol como Rab-GDP, onde 
é ligado a uma proteína GDI que mantém 
a Rab solúvel e inativa.
APRISIONAMENTO
ANCORAGEM
FUSÃO
v-SNARE
Rab-GTP
Rab-GDP
GDI
Efetor de Rab
(Proteína de aprisionamento)
t-SNARE
Membrana-alvo
Complexo
trans-SNARE
Receptor de carga
Carga
CITOSOL
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 707
revestimento com a entrega da vesícula ajuda a garantir a direcionalidade do processo de 
transporte e fusão com a membrana apropriada. As efetoras de Rab também podem inte-
ragir com SNAREs para acoplar o aprisionamento da membrana à fusão (ver Figura 13-16).
A montagem das proteínas Rab e de suas efetoras sobre uma membrana é coope-
rativa e resulta na formação de fragmentos de membrana grandes e especializados. A 
Rab5, por exemplo, agrega-se a endossomose intercede na captura de vesículas endocí-
ticas oriundas da membrana plasmática. A depleção experimental de Rab5 causa o desa-
parecimento do sistema inteiro de membranas endossômica e lisossômica, destacando 
o papel crucial das proteínas Rab na biogênese e manutenção de organelas.
Um domínio Rab5 concentra proteínas de aprisionamento que pegam as vesículas 
que estão chegando. Sua montagem nas membranas endossômicas começa quando o 
complexo Rab5-GDP/GDI encontra um Rab-GEF. O GDI é liberado e o Rab5-GDP é con-
vertido a Rab5-GTP. O Rab5-GTP ativo se ancora à membrana e recruta mais Rab5-GEF 
ao endossomo, estimulando, dessa forma, o recrutamento de mais Rab5 para o mesmo 
lugar. Além disso, a Rab5 ativada ativa uma PI3-cinase, que converte, localmente, PI em 
PI(3)P, que, por sua vez, se liga a algumas das efetoras de Rab, incluindo proteínas de 
aprisionamento, e estabiliza sua ligação local à membrana (Figura 13-17). Esse tipo de 
retroalimentação positiva amplifica o processo de montagem e ajuda a estabelecer do-
mínios de membrana funcionalmente distintos dentro de uma membrana contínua.
A membrana endossômica é um ótimo exemplo de como diferentes proteínas Rab 
e suas efetoras ajudam a criar múltiplos domínios de membrana especializados, cada um 
preenchendo um conjunto particular de funções. Assim, enquanto o domínio de mem-
brana Rab5 recebe as vesículas endocíticas que chegam da membrana plasmática, os 
domínios distintos Rab11 e Rab4 na mesma membrana organizam o brotamento de vesí-
culas recicladoras que devolvem proteínas do endossomo para a membrana plasmática.
Cascatas de Rab podem alterar a identidade de uma organela
Um domínio Rab pode ser desmontado e substituído por um domínio Rab diferente, 
mudando a identidade de uma organela. Tal recrutamento ordenado de proteínas Rab 
atuando de forma sequencial é chamado de cascata de Rab. Com o tempo, por exemplo, 
os domínios Rab5 são substituídos por domínios Rab7 nas membranas endossômicas. 
Isso converte um endossomo primário, marcado por Rab5, em um endossomo tardio, 
marcado por Rab7. Uma vez que o conjunto de efetoras de Rab recrutado pela Rab7 é 
diferente do recrutado pela Rab5, essa mudança reprograma o compartimento: como dis-
cutimos adiante, ela altera a dinâmica da membrana, incluindo o tráfego de chegada e de 
partida, e reposiciona a organela longe da membrana plasmática em direção ao interior 
celular. Toda a carga contida no endossomo primário que não foi reciclada para a mem-
brana plasmática agora faz parte do endossomo tardio. Esse processo também é referido 
como maturação do endossomo. A natureza autoamplificadora dos domínios Rab torna o 
processo de maturação do endossomo unidirecional e irreversível (Figura 13-18).
SNAREs são mediadoras da fusão de membranas
Uma vez que uma vesícula de transporte tenha sido amarrada à sua membrana-alvo, 
ela descarrega a sua carga pela fusão de membranas. A fusão de membranas requer a 
Rab5-GDP
Rab5-GEF
GDI
Recrutamento
de Rab5-GEFHélice
anfifílica
CITOSOL
LÚMEN DO
ENDOSSOMO
Rab5-GTP
ativa
P P P P P
PI 3-cinase
+
PI PI(3)P
Lipídeos ligados
covalentemente
Domínio de membrana Rab5
Proteínas de aprisionamento
filamentosas Proteínas efetoras 
de Rab
Figura 13-17 Formação de um domí-
nio Rab5 na membrana do endosso-
mo. Uma Rab5-GEF na membrana do 
endossomo se liga a uma proteína Rab5 
e a induz a trocar GDP por GTP. O GDI é 
perdido e a ligação do GTP altera a con-
formação da proteína Rab, expondo uma 
hélice anfifílica e um grupo lipídico ligado 
covalentemente, que, juntos, ancoram o 
Rab5-GTP à membrana. A Rab5 ativada 
ativa a PI 3-cinase, que converte PI em 
PI(3)P. Em conjunto, o PI(3)P e a Rab5 ativa 
se ligam a uma variedade de proteínas efe-
toras de Rab que contêm sítios de ligação 
a PI(3)P, incluindo proteínas de aprisiona-
mento filamentosas que capturam vesícu-
las endocíticas revestidas por clatrina que 
chegam da membrana plasmática. Com a 
ajuda de outro efetor, a Rab5 ativa tam-
bém recruta mais Rab5-GEF, aumentando 
ainda mais a montagem do domínio Rab5 
na membrana.
Ciclos controlados de hidrólise de 
GTP e trocas de GDP-GTP regulam dina-
micamente o tamanho e a atividade de 
tais domínios Rab. Diferentemente das 
SNAREs, que são proteínas integrais de 
membrana, o ciclo GDP/GTP, acoplado ao 
ciclo de translocação membrana/citosol, 
confere à maquinaria Rab a capacidade 
de sofrer montagem e desmontagem na 
membrana. (Adaptada de M. Zerial e H. 
McBride, Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2:107–
117, 2001. Com permissão de Macmillan 
Publishers Ltd.)
708 PARTE IV Organização interna da célula
aproximação das bicamadas lipídicas de duas membranas a 1,5 nm uma da outra para 
que possam se juntar. Quando as membranas estão com tal proximidade, os lipídeos 
podem fluir de uma bicamada para a outra. Para tal aproximação estreita, a água deve ser 
deslocada da superfície hidrofílica da membrana – um processo que é energeticamente 
muito desfavorável e requer proteínas de fusão especializadas que superam essa barreira 
energética. Já discutimos o papel da dinamina em uma tarefa relacionada durante o des-
tacamento de vesículas revestidas por clatrina (ver Figura 13-13).
As proteínas SNARE (também chamadas de SNAREs, para abreviar) catalisam as 
reações de fusão das membranas no transporte vesicular. Existem, pelo menos, 35 SNAREs 
diferentes em uma célula animal, cada uma associada a uma organela particular nas vias 
secretora ou endocítica. Essas proteínas transmembrana existem como conjuntos com-
plementares, sendo que as v-SNAREs em geral são encontradas nas membranas das vesí-
culas, e as t-SNAREs costumam ser encontradas nas membranas-alvo (ver Figura 13-16). 
Uma v-SNARE é uma cadeia polipeptídica única, enquanto uma t-SNARE geralmente é 
composta de três proteínas. As v-SNAREs e as t-SNAREs possuem domínios helicoidais ca-
racterísticos, e, quando uma v-SNARE interage com uma t-SNARE, os domínios helicoidais 
de uma envolvem os domínios da outra para formar um feixe estável de quatro hélices. Os 
complexos trans-SNARE resultantes prendem as duas membranas juntas. Ensaios bioquí-
micos de fusão de membranas com todas as diferentes combinações de SNARE mostram 
que o pareamento das v e t-SNAREs é altamente específico. Assim, as SNAREs proporcio-
nam uma etapa adicional de especificidade no processo de transporte, ajudando a garantir 
que as vesículas se fusionem somente com a membrana-alvo correta.
Os complexos trans-SNARE catalisam a fusão de membranas ao utilizar a energia 
que é liberada quando as hélices participantes se enrolam uma na outra para juntar as 
faces das membranas, enquanto expelem as moléculas de água para fora da interface 
(Figura 13-19). Quando os lipossomos contendo v-SNAREs purificadas são misturados 
a lipossomos contendo as t-SNAREs complementares, as suas membranas fundem-se, 
embora lentamente. Na célula, outras proteínas recrutadas para o sítio de fusão, presu-
mivelmente efetoras de Rab, cooperam com as SNAREs para acelerar a fusão. A fusão 
nem sempre ocorre logo após o pareamento de v-SNAREs e t-SNAREs. Conforme discuti-
remos adiante, no processo de exocitose regulada, a fusão é retardada até que a secreção 
seja desencadeada por um sinal extracelular específico.
As proteínas Rab, que podem regular a disponibilidade das proteínas SNARE, 
exercem uma barreira adicional de controle. As t-SNAREs em membranas-alvo estão 
frequentemente associadas a proteínas inibitórias que devem ser liberadas antes que a 
t-SNARE possa funcionar. As proteínas Rab e suas efetoras desencadeiam a liberação de 
tais proteínas inibidoras de SNARE. Dessa forma, as proteínas SNARE são concentradas 
e ativadas no local correto da membrana, onde as proteínas de aprisionamento captu-
ram as vesículas que entram. As proteínas Rab, então, aceleram o processo pelo qual as 
proteínas SNARE apropriadas de duas membranas se encontram.
Figura 13-18 Modelo de uma cascata 
de Rab genérica. A ativação local de um 
RabA-GEF leva à montagem de umdo-
mínio de membrana RabA. A RabA ativa 
recruta suas proteínas efetoras, uma das 
quais é a GEF para a RabB. O RabB-GEF 
então recruta RabB para a membrana, 
que por sua vez começa a recrutar suas 
efetoras, entre elas uma GAP para RabA. 
O RabA-GAP ativa a hidrólise do RabA-
-GTP levando à inativação de RabA e à 
desmontagem do domínio RabA à medida 
que o domínio RabB cresce. Dessa forma, 
o domínio RabA é irreversivelmente subs-
tituído pelo domínio RabB. A princípio, 
tal sequência pode ser continuada pelo 
recrutamento de um próximo GEF pela 
RabB. (Adaptada de A.H. Hutagalung e P.J. 
Novick, Physiol. Rev. 91:119–149, 2011. 
Com permissão de The American Physiolo-
gical Society.)
GEF
GEF GEF
GAP
GTP
Efetores
Funções da organela A
GTP
Efetores
Funções da organela B
RabA RabB
Figura 13-19 Modelo de como as proteínas SNARE podem catalisar fusões de 
membrana. A fusão de bicamadas ocorre em múltiplas etapas. Um pareamento aperta-
do de v-SNAREs e t-SNAREs força as bicamadas lipídicas à justaposição estreita e expele 
as moléculas de água da interface. Moléculas lipídicas dos dois folhetos (citosólicos) par-
ticipantes da bicamada então fluem entre as membranas para formar uma haste conec-
tora. Os lipídeos dos dois folhetos não citosólicos então entram em contato uns com os 
outros, formando uma nova bicamada, que alarga a zona de fusão (hemifusão, ou meia 
fusão). A ruptura da nova bicamada completa a reação de fusão.
H2O
10 nm
FUSÃO
H2O
H2O
H2O
H2OH2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
H2O
HEMIFUSÃO
FORMAÇÃO 
DA HASTE
v-SNARE
t-SNARE
Folhetos 
citosólicos
Folhetos não 
citosólicos
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 709
Para que o transporte vesicular funcione normalmente, as vesículas de transporte 
devem incorporar as proteínas SNARE e Rab apropriadas. Não é surpresa, portanto, que 
muitas vesículas de transporte serão formadas somente se incorporarem o complemento 
apropriado de proteínas SNARE e Rab em suas membranas. De que forma esse processo 
de controle crucial opera durante o brotamento da vesícula ainda permanece um mistério.
SNAREs atuantes precisam ser afastadas antes que possam 
funcionar novamente
A maioria das proteínas SNARE nas células já participou de turnos múltiplos de trans-
porte vesicular e, algumas vezes, estão presentes em uma membrana como complexos 
estáveis com SNAREs parceiras. Os complexos devem ser desmontados antes que as 
SNAREs possam mediar novos turnos de transporte. Uma proteína crucial, chamada de 
NSF, alterna-se entre as membranas e o citosol e catalisa o processo de desmontagem. A 
NSF é uma ATPase hexamérica da família das AAA-ATPases (ver Figura 6-85) que usa a 
energia da hidrólise do ATP para resolver as interações estreitas entre os domínios heli-
coidais das proteínas SNAREs (Figura 13-20). A necessidade da reativação das SNAREs 
mediada por NSF pela desmontagem dos complexos de SNAREs ajuda a evitar que as 
membranas se fundam indiscriminadamente: se as t-SNAREs de uma membrana-alvo 
estivessem sempre ativas, qualquer membrana contendo uma v-SNAREs apropriada po-
deria se fusionar sempre que as duas membranas fizessem contato. Não se sabe como 
a atividade da NSF é controlada de forma que a maquinaria da SNARE seja ativada no 
momento e local corretos. Também não se sabe como as v-SNAREs são seletivamente 
recuperadas e devolvidas ao seu compartimento de origem para que possam ser reutili-
zadas em vesículas transportadoras recém-formadas.
A fusão da membrana é importante em outros processos além do transporte ve-
sicular. As membranas plasmáticas de um espermatozoide e de um óvulo se fusionam 
durante a fertilização, e os mioblastos se fusionam um com o outro durante o desen-
volvimento de fibras musculares multinucleadas (discutido no Capítulo 22). Da mesma 
forma, a rede do RE e as mitocôndrias se fundem e se fragmentam de forma dinâmica 
(discutido nos Capítulos 12 e 14). Todas as fusões de membranas celulares demandam 
proteínas especiais e são reguladas rigidamente para garantir que somente as membra-
nas apropriadas se fusionem. Os controles são cruciais para a manutenção da identidade 
das células e da individualidade de cada tipo de compartimento intracelular.
As fusões de membranas catalisadas por proteínas de fusão virais são bem conhe-
cidas. Tais proteínas têm papel crucial ao permitir a entrada de vírus envelopados (que 
possuem um revestimento de membrana baseado em bicamada lipídica) nas células que 
eles infectam (discutido nos Capítulos 5 e 23). Por exemplo, os vírus como o vírus da 
imunodeficiência humana (HIV), que causa a Aids, ligam-se a receptores da superfície 
celular e, então, fundem-se com a membrana plasmática da célula-alvo (Figura 13-21). 
Esse evento de fusão permite que o ácido nucleico viral dentro do nucleocapsídeo entre 
no citosol, onde se replica. Outros vírus, como o vírus da gripe (influenzavírus), primeiro 
entram na célula por endocitose mediada por receptores (discutido adiante) e são entre-
gues aos endossomos; o baixo pH dos endossomos ativa uma proteína de fusão do en-
velope viral que catalisa a fusão das membranas viral e endossômica, liberando o ácido 
nucleico viral no citosol. As proteínas de fusão virais e as SNAREs promovem a fusão de 
bicamadas lipídicas de maneiras semelhantes.
Figura 13-20 Dissociação de pares de 
SNARE por NSF após um ciclo de fusão 
da membrana. Após uma v-SNARE e uma 
t-SNARE terem mediado a fusão de uma 
vesícula de transporte com uma membra-
na-alvo, a NSF se liga ao complexo SNARE 
e, com a ajuda de proteínas acessórias, 
hidrolisa ATP para dissociar as SNAREs.
+
Ancoragem Fusão Dissociação de SNARE
NSF
Proteínas 
acessórias
Complexo 
trans-SNARE
ATP ADP
Pi
v-SNARE t-SNARE
710 PARTE IV Organização interna da célula
Resumo
O transporte direto e seletivo de componentes particulares de membrana de um compar-
timento enclausurado por membrana a outro em uma célula eucariótica mantém as di-
ferenças entre esses compartimentos. As vesículas de transporte, que podem ser esféricas, 
tubulares ou de formatos irregulares, brotam de regiões revestidas especializadas da mem-
brana doadora. A montagem do revestimento ajuda a coletar membranas específicas e 
moléculas-carga solúveis para o transporte e para a formação da vesícula.
Existem vários tipos de vesículas revestidas. As mais bem caracterizadas são as re-
vestidas por clatrina, que medeiam o transporte a partir da membrana plasmática e da 
rede trans de Golgi, e as revestidas por COPI e COPII, que medeiam o transporte entre as 
cisternas de Golgi e entre o RE e o aparelho de Golgi. Os revestimentos têm uma estrutura 
comum de duas camadas: uma camada interna formada de proteínas adaptadoras une 
a camada externa (ou gaiola) à membrana da vesícula e também aprisiona moléculas-
-carga específicas para empacotá-las na vesícula. O revestimento é desfeito antes que a 
vesícula se fusione com a membrana-alvo apropriada.
A síntese local de fosfoinositídeos específicos cria sítios de ligação que desenca-
deiam a montagem do revestimento de clatrina e o brotamento da vesícula. Além disso, as 
GTPases monoméricas ajudam a regular várias etapas do transporte vesicular, incluindo 
o brotamento e a ancoragem de vesículas. As GTPases de recrutamento de revestimento, 
incluindo Sar1 e as proteínas ARF, regulam a montagem e a desmontagem do revestimen-
to. Uma grande família de proteínas Rab funciona como GTPases de direcionamento de 
vesículas. As proteínas Rab são recrutadas tanto nas vesículas de transporte em forma-
ção quanto nas membranas-alvo. A montagem e desmontagem das proteínas Rab e suas 
efetoras em domínios de membrana especializados são controladas dinamicamente pela 
ligação e hidrólise de GTP. As proteínas Rab ativas recrutam as efetoras de Rab, como 
proteínas motoras, que transportam as vesículas ao longo de filamentos de actina ou mi-
crotúbulos, e proteínas de aprisionamento filamentosas, que ajudam a garantir que as 
vesículasentreguem seu conteúdo somente à membrana-alvo apropriada. As proteínas 
complementares v-SNARE das vesículas de transporte e as t-SNARE da membrana-alvo 
formam complexos trans-SNAREs estáveis que forçam as duas membranas em justaposi-
ção estreita para que suas bicamadas lipídicas possam fusionar-se.
TRANSPORTE DO RE ATRAVÉS DO APARELHO DE GOLGI
Conforme discutido no Capítulo 12, as proteínas recém-sintetizadas atravessam a mem-
brana do RE, a partir do citosol, para entrar na via secretora. Durante o seu transporte sub-
sequente, do RE para o aparelho de Golgi e do aparelho de Golgi para a superfície celular 
ou outro local, essas proteínas são sucessivamente modificadas à medida que passam 
através de uma série de compartimentos. A transferência de um compartimento para o 
próximo envolve um equilíbrio delicado entre as vias de progressão e de retrocesso (recu-
peração). Algumas vesículas de transporte selecionam moléculas-carga e as movem para 
o próximo compartimento da via, enquanto outras recolhem proteínas perdidas e as retor-
nam ao compartimento prévio onde elas normalmente funcionam. Assim, a via a partir do 
RE para a superfície celular envolve muitas etapas de classificação que selecionam conti-
nuamente proteínas de membrana e luminais solúveis para empacotamento e transporte.
Nesta seção, nos concentraremos sobretudo no aparelho de Golgi (também cha-
mado de complexo de Golgi). É um local principal de síntese de carboidratos, bem como 
Figura 13-21 Entrada de vírus envelo-
pados nas células. Micrografias eletrôni-
cas mostrando como o HIV entra em uma 
célula pela fusão de sua membrana com a 
membrana plasmática da célula. (De B.S. 
Stein et al., Cell 49:659–668, 1987. Com 
permissão de Elsevier.)
200 nm
EXTERIOR DA CÉLULA
LISOSSOMO
ENDOSSOMO
DE RECICLAGEM
ENDOSSOMO PRIMÁRIO 
RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO
GOLGI
ENDOSSOMO TARDIO
VESÍCULAS
SECRETORAS
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 711
uma estação de classificação e de destinação de produtos do RE. A célula produz muitos 
polissacarídeos no aparelho de Golgi, incluindo a pectina e a hemicelulose da parede ce-
lular de vegetais, e a maioria dos glicosaminoglicanos da matriz extracelular de animais 
(discutido no Capítulo 19). O aparelho de Golgi também se posiciona na rota de saída 
do RE, e uma grande proporção dos carboidratos que ele produz é conectada como ca-
deias laterais de oligossacarídeos em muitas proteínas e lipídeos que o RE envia para ele. 
Um subconjunto desses oligossacarídeos serve como rótulo para direcionar proteínas 
específicas a vesículas que, então, as transportam para os lisossomos. Mas a maioria das 
proteínas e lipídeos, uma vez que tenham adquirido os seus oligossacarídeos apropria-
dos no aparelho de Golgi, são reconhecidos em outras vias e direcionados para dentro de 
vesículas de transporte que vão para outros destinos.
Proteínas deixam o RE em vesículas de transporte revestidas por 
COPII
Para iniciar a sua jornada ao longo da via secretora, as proteínas que entraram no RE e 
que são destinadas ao aparelho de Golgi ou além são primeiramente empacotadas em ve-
sículas de transporte revestidas por COPII. Essas vesículas brotam de regiões especializa-
das do RE chamadas de sítios de saída do RE, cujas membranas não possuem ribossomos 
ligados. A maioria das células animais possui sítios de saída dispersos pela rede do RE.
A entrada em vesículas que saem do RE pode ser um processo seletivo ou pode acon-
tecer por padrão. Muitas proteínas de membrana são recrutadas ativamente para dentro de 
tais vesículas, onde elas ficam concentradas. Essas proteínas-carga de membrana apresen-
tam sinais de saída (transporte) na sua superfície citosólica que as proteínas adaptadoras 
do revestimento interno de COPII reconhecem (Figura 13-22); alguns desses componentes 
agem como receptores de carga e são reciclados de volta para o RE depois que entregarem 
sua carga no aparelho de Golgi. As proteínas-carga solúveis no lúmen do RE, ao contrário, 
possuem sinais de saída que as ligam aos receptores de carga transmembrana. Proteínas 
sem sinais de saída também podem entrar nas vesículas de transporte, incluindo molécu-
las proteicas que em geral funcionam no RE (assim chamadas proteínas residentes no RE), 
algumas das quais vazam lentamente para fora do RE e são entregues no aparelho de Golgi. 
Proteínas-carga diferentes entram nas vesículas de transporte a velocidades e eficiências 
substancialmente diferentes, que podem resultar de diferenças em sua eficiência de enove-
lamento e oligomerização e cinética, assim como os fatores já discutidos. A etapa de saída 
do RE é o principal ponto de verificação no qual o controle de qualidade é exercido sobre as 
proteínas que a célula secreta ou dispõe na sua superfície, como discutido no Capítulo 12.
Os sinais de saída que direcionam as proteínas solúveis para fora do RE para serem 
transportadas para o aparelho de Golgi e além dele não são bem conhecidos. Algumas 
proteínas transmembrana que servem como receptores de carga para empacotar algu-
mas proteínas de secreção dentro de vesículas revestidas por COPII são lectinas que se 
ligam a oligossacarídeos nas proteínas secretadas. Uma dessas lectinas, por exemplo, se 
Figura 13-22 Recrutamento de molé-
culas-carga de membrana e solúveis 
para dentro de vesículas de transporte 
do RE. As proteínas de membrana são 
empacotadas em vesículas de transporte 
em brotamento por interações dos sinais 
de saída nas suas caudas citosólicas com 
as proteínas adaptadoras no revestimen-
to interno de COPII. Algumas dessas 
proteínas de membrana funcionam como 
receptores de carga, ligando-se a proteínas 
solúveis no lúmen do RE e ajudando 
a empacotá-las em vesículas. Outras 
proteínas podem entrar na vesícula por 
fluxo em massa. Uma vesícula de transpor-
te de 50 nm típica contém cerca de 200 
proteínas de membrana, que podem ser 
de muitos tipos diferentes. Como indica-
do, proteínas não enoveladas ou enove-
ladas de forma incompleta são ligadas a 
chaperonas e retidas transitoriamente no 
compartimento do RE.
LÚMEN DO RE
CITOSOL
Vesícula de transporte em formação
Sar1-GTP
Proteínas COPII
adaptadoras de
revestimento interno
Proteínas COPII de 
revestimento externo
Sinal de saída em
receptor de carga
Proteína
residente no RE
Sinal de saída
em proteína-
-carga solúvel
Proteínas chaperonas ligadas a proteínas
não enoveladas ou mal enoveladas
712 PARTE IV Organização interna da célula
liga à manose em dois fatores de coagulação sanguíneos (fator V e fator VIII), empaco-
tando, dessa forma, as proteínas em vesículas de transporte no RE; seu papel no trans-
porte de proteínas foi identificado porque os humanos que não a possuem em função de 
uma mutação hereditária têm níveis reduzidos de fatores V e VIII no soro, e eles, como 
consequência, sangram excessivamente.
Apenas as proteínas que são enoveladas e montadas 
adequadamente podem deixar o RE
Para sair do RE, as proteínas devem ser enoveladas de forma adequada e, se forem su-
bunidades de complexos multiproteínas, elas precisam ser completamente montadas. 
Aquelas que forem enoveladas incorretamente ou montadas de forma incompleta per-
manecem temporariamente no RE, onde são ligadas a proteínas chaperonas (discutido 
no Capítulo 6), como BiP ou calnexina. As chaperonas podem encobrir os sinais de saída 
ou, de alguma forma, ancorar as proteínas no RE. Tais proteínas deficientes são por fim 
transportadas de volta ao citosol, onde são degradadas por proteassomos (discutidos nos 
Capítulos 6 e 12). Essa etapa de controle de qualidade evita o transporte subsequente de 
proteínas inadequadamente enoveladas ou montadas, que poderiam potencialmente in-
terferir com as funções das proteínas. Tais falhas são surpreendentemente comuns. Mais 
de 90% das subunidades de receptores de células T recém-sintetizadas (discutidas no 
Capítulo 24) e do receptor de acetilcolina (discutido no Capítulo 11), por exemplo, costu-
mam ser degradadas sem sequer alcançar a superfíciecelular onde funcionam. Portanto, 
as células devem produzir um grande excesso de algumas moléculas proteicas para sele-
cionar as poucas que se conformam, montam e funcionam de modo apropriado.
Algumas vezes, entretanto, existem desvantagens para o mecanismo de controle 
preciso. As mutações predominantes que causam a fibrose cística, uma doença hereditá-
ria comum, resultam na produção de uma forma levemente mal enovelada de uma pro-
teína da membrana plasmática importante para o transporte de Cl–. Embora a proteína 
mutante funcionasse normalmente se chegasse à membrana plasmática, ela é retida no 
RE, sendo então degradada pelos proteassomos. A doença devastadora resulta, então, 
não porque a mutação inativa a proteína, mas porque a proteína ativa é descartada antes 
que ela alcance a membrana plasmática.
Agrupamentos tubulares de vesículas são mediadores do 
transporte do RE para o aparelho de Golgi
Depois de as vesículas de transporte terem brotado dos sítios de saída do RE e terem 
perdido seu revestimento, elas começam a se fundir uma com a outra. A fusão de mem-
branas do mesmo compartimento é chamada de fusão homotípica, para distingui-la da 
fusão heterotípica, na qual uma membrana de um compartimento fusiona-se à mem-
brana de um compartimento diferente. Assim como a fusão heterotípica, a homotípica 
requer um conjunto de SNAREs pareáveis. Nesse caso, entretanto, a interação é simétri-
ca, com ambas as membranas contribuindo com v-SNAREs e t-SNAREs (Figura 13-23).
As estruturas formadas quando as vesículas derivadas do RE se fundem umas às 
outras são chamadas de agrupamentos tubulares de vesículas, de acordo com sua apa-
Figura 13-23 Fusão homotípica de 
membranas. Na etapa 1, a NSF afasta os 
pares idênticos de v-SNAREs e t-SNAREs 
de ambas as membranas (ver Figura 13-
20). Nas etapas 2 e 3, o par separado 
de SNAREs de membranas adjacentes e 
idênticas interage, o que leva à fusão de 
membranas e à formação de um compar-
timento contínuo. Subsequentemente, o 
compartimento cresce por fusão homotípi-
ca posterior com vesículas do mesmo tipo 
de membrana, exibindo SNAREs pareáveis. 
A fusão homotípica ocorre quando as 
vesículas de transporte derivadas do RE se 
fundem umas com as outras, mas também 
quando os endossomos se fundem para 
gerar endossomos maiores. As proteínas 
Rab ajudam a regular a extensão da 
fusão homotípica e, assim, o tamanho 
dos compartimentos em uma célula (não 
mostrado).
ETAPA 1 ETAPA 2 ETAPA 3
v-SNARE t-SNARE
NSF
Fusão 
homotípica 
de membranas
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 713
rência ondulada observada ao microscópio eletrônico (Figura 13-24A). Esses agrupa-
mentos constituem um compartimento separado do RE e que não possui muitas das 
proteínas que funcionam no RE. Eles são gerados continuamente e funcionam como 
pacotes de transporte que trazem material do RE para o aparelho de Golgi. Os agrupa-
mentos se movem rapidamente ao longo dos microtúbulos para o aparelho de Golgi com 
o qual se fundem (Figura 13-24B e Animação 13.2).
Logo que os agrupamentos tubulares de vesículas se formam, eles começam a brotar 
suas próprias vesículas. Diferentemente das vesículas revestidas por COPII que brotam 
do RE, essas vesículas são revestidas por COPI (ver Figura 13-24A). As vesículas revesti-
das por COPI são únicas no sentido de que os componentes que formam as camadas de 
revestimento interna e externa são recrutados como um complexo pré-montado chama-
do coatômero. Eles funcionam como uma via de recuperação, trazendo de volta proteínas 
residentes no RE que tenham escapado, assim como proteínas como receptores de carga e 
SNAREs que participaram no brotamento do RE e nas reações de fusão de vesículas. Esse 
processo de recuperação demonstra os mecanismos de controle peculiares que regulam as 
reações de montagem de revestimento. A montagem do revestimento COPI começa ape-
nas segundos depois que os revestimentos de COPII tenham sido desprendidos, e perma-
nece sendo um mistério como tal alternância na montagem do revestimento é controlada.
O transporte de recuperação (ou retrógrado) continua à medida que os agrupa-
mentos tubulares de vesículas se movem em direção ao aparelho de Golgi. Assim, os 
agrupamentos amadurecem de maneira contínua, mudando gradualmente as suas com-
posições conforme as proteínas selecionadas são devolvidas para o RE. A recuperação 
continua a partir do aparelho de Golgi depois que os agrupamentos tubulares de vesícu-
las tenham entregado as suas cargas.
A via de recuperação para o RE utiliza sinais de seleção
A via de recuperação para trazer de volta ao RE as proteínas que escaparam depende dos 
sinais de recuperação do RE. As proteínas de membrana residentes no RE, por exemplo, 
contêm sinais que se ligam diretamente aos revestimentos de COPI e são, assim, empa-
cotadas nas vesículas de transporte revestidas por COPI para a entrega retrógrada ao RE. 
O sinal de recuperação deste tipo mais bem caracterizado consiste em duas lisinas, se-
guidas por quaisquer outros dois aminoácidos, na extremidade C-terminal das proteínas 
de membrana do RE. Esse sinal é chamado de sequência KKXX, baseado no código de 
aminoácidos de uma letra.
As proteínas solúveis residentes no RE, como BiP, também contêm um curto sinal de 
recuperação do RE nas suas extremidades C-terminais, mas este é diferente: ele consiste em 
uma sequência de Lys-Asp-Glu-Leu ou uma sequência semelhante. Se esse sinal (chamado 
Agrupamento tubular de vesícula
RE
0,2 �m(A)
Microtúbulo
Rede cis 
de Golgi
Revestimento 
de COPI 
Agrupamento 
tubular de 
vesícula
Revestimento 
de COPII
RE
Proteína 
motora
Transporte de recuperação(B)
Figura 13-24 Agrupamentos tubulares de vesículas. (A) Uma micrografia eletrônica de agrupamentos 
tubulares de vesículas se formando ao redor de um sítio de saída. Muitas das estruturas semelhantes a vesí-
culas vistas na micrografia são cortes transversais de túbulos que se estendem acima e abaixo do plano deste 
corte fino e estão interconectados. (B) Os agrupamentos tubulares de vesículas movem-se ao longo de mi-
crotúbulos para carregar proteínas do RE para o aparelho de Golgi. Vesículas revestidas por COPI medeiam o 
brotamento de vesículas que retornam para o RE desses agrupamentos (e do aparelho de Golgi). (A, cortesia 
de William Balch.)
714 PARTE IV Organização interna da célula
de sequência KDEL) for removido da BiP por engenharia genética, a proteína é secretada 
lentamente da célula. Se o sinal for transferido para uma proteína que normalmente seria 
secretada, a proteína passa a ser devolvida de maneira eficiente para o RE, onde se acumula.
Diferentemente dos sinais de recuperação das proteínas de membrana do RE, que 
podem interagir diretamente com o revestimento de COPI, as proteínas residentes no RE 
solúveis devem se ligar a proteínas receptoras especializadas, como o receptor de KDEL 
– uma proteína transmembrana de passagem múltipla que se liga à sequência KDEL e 
empacota qualquer proteína que apresente tal sequência nas vesículas de transporte 
retrógrado revestidas por COPI (Figura 13-25). Para executar essa tarefa, o próprio re-
ceptor de KDEL deve alternar entre o RE e o aparelho de Golgi, e a sua afinidade por 
sequências KDEL deve ser diferente nesses dois compartimentos. O receptor deve ter 
uma alta afinidade pela sequência KDEL nos agrupamentos tubulares de vesículas e no 
aparelho de Golgi, de forma a capturar proteínas solúveis residentes no RE que escapa-
ram e que estejam presentes em baixas concentrações nesses locais. Ele deve ter uma 
baixa afinidade pela sequência KDEL no RE, entretanto, para descarregar a carga apesar 
da concentração muito alta de proteínas solúveis residentes no RE que contêm KDEL.
Como a afinidade do receptor de KDEL muda dependendo do compartimento 
onde ele reside? A resposta provavelmente está relacionada ao baixo pH nos compar-
timentos do Golgi, que é regulado por bombas de H+. Como discutiremos adiante, as 
interações proteína-proteína sensíveisa pH formam a base para muitas das etapas de 
seleção de proteínas na célula.
A maioria das proteínas de membrana que funcionam na interface entre o RE e o 
aparelho de Golgi, incluindo as v e as t-SNAREs e alguns receptores de carga, também 
entra na via de recuperação para o RE.
Muitas proteínas são seletivamente retidas nos compartimentos 
onde atuam
A via de recuperação de KDEL explica apenas parcialmente como as proteínas residen-
tes no RE são mantidas no RE. Como mencionado, as células que expressam proteínas 
residentes no RE geneticamente modificadas, das quais a sequência KDEL foi experi-
mentalmente removida, secretam essas proteínas. Contudo, a taxa de secreção é muito 
mais lenta do que para uma proteína secretora normal. Parece que um mecanismo que 
é independente do sinal KDEL retém normalmente as proteínas residentes no RE e que 
apenas aquelas proteínas que escaparam dessa retenção são capturadas e devolvidas 
via receptores de KDEL. Um mecanismo de retenção sugerido é que as proteínas resi-
dentes no RE se ligam umas às outras, formando, assim, complexos que são grandes de-
mais para entrarem nas vesículas de transporte de maneira eficiente. Como as proteínas 
residentes no RE estão presentes no RE em concentrações muito altas (estimadas em 
milimolar), interações de afinidades relativamente baixas seriam suficientes para reter a 
maioria das proteínas presas em tais complexos.
Proteína solúvel 
residente no RE
Agrupamento tubular de vesícula
ou aparelho de Golgi
KDEL
Receptor 
de KDEL 
vazio
Revestimento 
de COPI
VIA 
PROGRESSIVA
VIA DE 
RECUPERAÇÃO
Proteína
secretora
Revestimento 
de COPII
Revestimento 
de COPI
Proteína
receptora de KDEL
Proteína
solúvel
residente no RE
RE
Agrupamento 
tubular de
vesícula
Rede cis
de Golgi
Cisternas cis, 
média e trans 
de Golgi
Rede trans 
de Golgi
(A)
(B)
Figura 13-25 Recuperação de pro-
teínas solúveis residentes no RE. As 
proteínas residentes que escapam do RE 
são devolvidas pelo transporte vesicular. 
(A) O receptor de KDEL presente em 
agrupamentos tubulares de vesículas e no 
aparelho de Golgi captura as proteínas 
solúveis residentes no RE e as carrega 
em vesículas transportadoras revestidas 
por COPI de volta ao RE. (Lembre que as 
vesículas revestidas por COPI perdem seu 
revestimento logo que são formadas.) 
Após a ligação dos seus ligantes no agru-
pamento tubular ou Golgi, o receptor 
de KDEL pode mudar a conformação, de 
forma a facilitar seu recrutamento para 
dentro das vesículas COPI em brotamento. 
(B) A recuperação das proteínas do RE 
começa em agrupamentos tubulares de 
vesículas e continua a partir das últimas 
partes do aparelho de Golgi. No ambiente 
do RE, as proteínas do RE dissociam-se do 
receptor de KDEL, que é, então, devolvido 
ao aparelho de Golgi para reutilização. Os 
diferentes compartimentos do aparelho 
de Golgi estão sendo discutidos abrevia-
damente.
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 715
A agregação de proteínas que funcionam no mesmo compartimento é um meca-
nismo geral que os compartimentos usam para organizar e reter as suas proteínas resi-
dentes. As enzimas do Golgi que funcionam juntas, por exemplo, também se ligam umas 
às outras e são, como resultado, impedidas de entrar em vesículas de transporte que dei-
xam o aparelho de Golgi.
O aparelho de Golgi consiste em uma série ordenada de 
compartimentos
Por ser seletivamente visualizado com marcação com prata, o aparelho de Golgi foi uma 
das primeiras organelas descritas pelos primeiros microscopistas ópticos. Ele consiste 
em uma coleção de compartimentos achatados definidos por membranas, chamados 
de cisternas, que se assemelham um pouco a uma pilha de panquecas. Cada uma dessas 
pilhas de Golgi consiste normalmente em 4 a 6 cisternas (Figura 13-26), embora alguns 
flagelados unicelulares possam ter mais de 20. Em células animais, conexões tubulares 
entre cisternas correspondentes ligam muitas pilhas, formando, assim, um único com-
plexo que costuma estar localizado próximo ao núcleo celular e junto ao centrossomo 
(Figura 13-27A). Essa localização depende dos microtúbulos. Se os microtúbulos forem 
experimentalmente despolimerizados, o aparelho de Golgi reorganiza-se em pilhas in-
dividuais que são encontradas espalhadas pelo citoplasma, adjacentes aos sítios de saída 
Rede cis 
de Golgi 
(CGN)
Cisterna cis
Cisterna média
Cisterna trans
Rede 
trans de 
Golgi 
(TGN)
Vesícula secretora
(A)
FACE cis
Vesícula de Golgi
FACE trans
Envelope 
nuclear
RE rugoso
Agrupamentos 
tubulares de
vesículas
(B)
1 �m
Figura 13-26 Aparelho de Golgi. (A) Re-
construção tridimensional a partir de mi-
crografias eletrônicas do aparelho de Golgi 
em uma célula secretora animal. A face cis 
das pilhas de Golgi é aquela mais próxima 
ao RE. (B) Uma micrografia eletrônica de 
secção fina de uma célula animal. Em célu-
las vegetais, o aparelho de Golgi costuma 
ser mais distinto e mais claramente separa-
do das outras membranas intracelulares do 
que nas células animais. (A, redesenhado 
de A. Rambourg e Y. Clermont, Eur. J. Cell 
Biol. 51:189–200, 1990. Com permissão 
de Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft; 
B, cortesia de Brij J. Gupta.)
Figura 13-27 Localização do apare-
lho de Golgi em células animais e 
vegetais. (A) Aparelho de Golgi em um 
fibroblasto cultivado, marcado com um 
anticorpo fluorescente que reconhece 
uma proteína residente no Golgi (laranja 
brilhante). O aparelho de Golgi está po-
larizado, voltado para a direção na qual a 
célula estava se movendo antes da fixação. 
(B) O aparelho de Golgi de uma célula ve-
getal que está expressando uma proteína 
de fusão consistente de uma enzima 
residente no Golgi fusionada à proteína de 
fluorescência verde. (A, cortesia de John 
Henley e Mark McNiven; B, cortesia de 
Chris Hawes.)(A) (B)
716 PARTE IV Organização interna da célula
do RE. Algumas células, incluindo a maioria das células vegetais, possuem centenas de 
pilhas de Golgi independentes dispersas pelo citoplasma onde elas costumam se encon-
trar adjacentes aos sítios de saída do RE (Figura 13-27B).
Durante a sua passagem pelo aparelho de Golgi, as moléculas transportadas so-
frem uma série ordenada de modificações covalentes. Cada pilha de Golgi possui duas 
faces distintas: uma face cis (ou face de entrada) e uma face trans (ou face de saída). 
Ambas as faces, cis e trans, estão intimamente associadas a compartimentos especiais, 
cada um composto de uma rede de estruturas tubulares e de cisternas interconectadas: a 
rede cis de Golgi (CGN, do inglês cis Golgi network) e a rede trans de Golgi (TGN, trans 
Golgi network), respectivamente. A CGN consiste em uma coleção de agrupamentos tu-
bulares de vesículas provenientes do RE. As proteínas e os lipídeos entram na rede cis de 
Golgi e saem da rede trans de Golgi com destino à superfície celular ou a outro compar-
timento. Ambas as redes são importantes para a distribuição de proteínas: as proteínas 
que entram na CGN podem ir adiante no aparelho de Golgi ou ser devolvidas para o RE. 
Da mesma forma, as proteínas que saem da TGN podem ir adiante e ser distribuídas de 
acordo com seus destinos: endossomos, vesículas secretoras ou superfície celular. Elas 
também podem ser devolvidas para um compartimento anterior. Algumas proteínas de 
membrana são retidas na parte do aparelho de Golgi onde atuam.
Como descrito no Capítulo 12, um único tipo de oligossacarídeo ligado ao N está 
conectado em bloco a muitas proteínas no RE e depois é aparado enquanto a proteína 
ainda está no RE. Os intermediários de oligossacarídeos gerados pelas reações de apara-
mento servem para auxiliar no enovelamento de proteínas e no transporte de proteínas 
mal enoveladas ao citosol para degradação nos proteassomos. Logo, eles desempenham 
um papel importante controlando a qualidade das proteínas que saem do RE. Uma vez 
que tais funções no RE tenham sido cumpridas, a célula reutiliza os oligossacarídeos 
para novas funções. Isso começa no aparelho de Golgi,que produz as estruturas hetero-
gêneas de oligossacarídeos vistas nas proteínas maduras. Depois da chegada na CGN, as 
proteínas entram no primeiro dos compartimentos de processamento do Golgi (cister-
nas cis de Golgi). Elas se deslocam, então, para o próximo compartimento (cisternas mé-
dias) e, finalmente, para as cisternas trans, onde a glicosilação é completada. Acredita-se 
que o lúmen das cisternas trans seja contínuo à TGN, local onde as proteínas são segre-
gadas em diferentes pacotes de transporte e expedidas para seus destinos finais.
As etapas de processamento de oligossacarídeos ocorrem em uma sequência or-
ganizada nas pilhas de Golgi, com cada cisterna contendo uma mistura característica de 
enzimas de processamento. As proteínas são modificadas em estágios sucessivos à me-
dida que se movem de cisterna a cisterna através da pilha, de maneira que a pilha forma 
uma unidade de processamento de múltiplos estágios.
Pesquisadores descobriram as diferenças funcionais entre as subdivisões cis, mé-
dia e trans do aparelho de Golgi por meio da localização das enzimas envolvidas no pro-
cessamento de oligossacarídeos ligados ao N em regiões distintas da organela, tanto por 
fracionamento físico da organela como por marcação com anticorpos em secções para 
microscopia eletrônica (Figura 13-28). A remoção da manose e a adição de N-acetilgli-
cosamina, por exemplo, ocorrem nas cisternas cis e média, enquanto a adição de ga-
lactose e ácido siálico ocorre na cisterna trans e na rede trans de Golgi. A Figura 13-29 
resume a compartimentalização funcional do aparelho de Golgi.
Cadeias de oligossacarídeos são processadas no aparelho de Golgi
Enquanto o lúmen do RE é cheio de proteínas e enzimas residentes luminais solúveis, as 
proteínas residentes no aparelho de Golgi são todas ligadas à membrana, já que as reações 
enzimáticas parecem ocorrer inteiramente sobre as superfícies de membrana. Todas as 
glicosidases e glicosiltransferases do Golgi, por exemplo, são proteínas transmembrana 
de passagem única, muitas das quais são organizadas em complexos multienzimáticos.
Figura 13-28 Compartimentalização molecular do aparelho de Golgi. Uma série de micrografias eletrônicas 
mostra o aparelho de Golgi (A) não corado, (B) corado com ósmio, que marca preferencialmente as cisternas do 
compartimento cis, e (C e D) corado para revelar a localização de enzimas específicas. A nucleosídeo difosfatase é 
encontrada nas cisternas trans de Golgi (C), enquanto a fosfatase ácida é encontrada na rede trans de Golgi (D). 
Observe que, em geral mais do que uma cisterna é corada. Acredita-se, portanto, que as enzimas estejam mais 
altamente enriquecidas do que precisamente localizadas em uma cisterna específica. (Cortesia de Daniel S. Friend.)
(A)
(B)
(C)
(D)
1 �m
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 717
Duas amplas classes de oligossacarídeos ligados ao N, os oligossacarídeos com-
plexos e os oligossacarídeos ricos em manose, são anexadas às glicoproteínas de ma-
míferos. Algumas vezes, ambos os tipos são anexados (em diferentes locais) à mesma 
cadeia polipeptídica. Os oligossacarídeos complexos são gerados quando o oligossa-
carídeo ligado ao N original adicionado no RE é aparado e açúcares complementares 
são adicionados; ao contrário, os oligossacarídeos ricos em manose são aparados mas 
não recebem adição de novos açúcares no aparelho de Golgi (Figura 13-30). Os ácidos 
siálicos dos oligossacarídeos complexos têm importância especial porque carregam uma 
carga negativa. O fato de um dado oligossacarídeo permanecer rico em manose ou ser 
Figura 13-29 Processamento de 
oligossacarídeos nos compartimentos 
de Golgi. A localização de cada etapa de 
processamento apresentada foi determi-
nada por uma combinação de técnicas, 
incluindo subfracionamento bioquímico 
das membranas do aparelho de Golgi e 
microscopia eletrônica após coloração com 
anticorpos específicos para algumas das 
enzimas de processamento. As enzimas de 
processamento não estão restritas a uma 
cisterna em particular; ao contrário, sua 
distribuição é gradual ao longo das pilhas, 
de forma que as enzimas que atuam pri-
meiro estejam presentes principalmente 
em cisternas cis de Golgi e as que atuam 
mais tarde estejam presentes sobretudo 
nas cisternas trans de Golgi. Man, mano-
se; GlcNAc, N-acetilglicosamina; Gal, ga-
lactose; NANA, ácido N-acetilneuramínico 
(ácido siálico).
Aparelho 
de Golgi
Membrana 
plasmática
Cisterna
cis
Cisterna 
média
Cisterna
trans
Pilha 
de Golgi
Rede trans 
de Golgi
Rede cis 
de Golgi
RE
Lisossomo Vesícula 
secretora
• Remoção de Man
• Remoção de Man • Adição de GlcNAc
• Adição de Gal • Adição de NANA
• Sulfatação de tirosinas e carboidratos
• Fosforilação de oligossacarídeos em proteínas lisossômicas
SELEÇÃO
SELEÇÃO
Asn
X
Ser ou Thr
NH
CO
= N-acetilglicosamina (GlcNAc)
= manose (Man)
= galactose (Gal)
= ácido N-acetilneuramínico 
(ácido siálico, ou NANA)
LEGENDA
(A)
(B) OLIGOSSACARÍDEO COMPLEXO
(C) OLIGOSSACARÍDEO RICO EM MANOSE
REGIÃO 
CENTRAL
Figura 13-30 As duas principais classes de oligossacarídeos ligados à asparagina (ligados ao N) encon-
tradas em glicoproteínas maduras de mamíferos. (A) Tanto os oligossacarídeos complexos quanto os ricos 
em manose compartilham uma região central comum derivada do oligossacarídeo ligado ao N original adicio-
nado no RE (ver Figura 12-50) e contendo em geral duas N-acetilglicosaminas (GlcNAc) e três manoses (Man). 
(B) Cada oligossacarídeo complexo consiste em uma região central, junto com uma região terminal que contém 
um número variável de cópias de uma unidade trissacarídica especial (N-acetilglicosamina-galactose-ácido si-
álico) ligada às manoses centrais. Frequentemente, a região terminal é truncada e contém somente GlcNAc e 
galactose (Gal), ou apenas GlcNAc. Além disso, uma fucose pode ser adicionada, normalmente à GlcNAc central 
anexada à asparagina (Asn). Assim, embora as etapas de processamento e subsequente adição de açúcares 
sejam rigidamente ordenadas, os oligossacarídeos complexos podem ser heterogêneos. Ademais, embora o 
oligossacarídeo complexo apresentado tenha três ramificações terminais, duas ou quatro ramificações também 
são comuns, dependendo da glicoproteína e da célula onde é produzido. (C) Os oligossacarídeos ricos em mano-
se não são aparados totalmente até a região central e contêm manoses adicionais. Os oligossacarídeos híbridos 
com uma ramificação de Man e uma ramificação de GlcNAc e Gal também são encontrados (não mostrado).
Os três aminoácidos indicados em (A) constituem a sequência reconhecida pela enzima oligossacariltrans-
ferase que adiciona o oligossacarídeo inicial à proteína. Ser, serina; Thr, treonina; X, qualquer aminoácido, exceto 
prolina.
718 PARTE IV Organização interna da célula
processado depende em grande parte de sua posição na proteína. Se o oligossacarídeo 
for acessível às proteínas processadoras no aparelho de Golgi, é provável que ele seja 
convertido a uma forma complexa; se ele estiver inacessível por seus açúcares estarem 
firmemente presos à superfície proteica, é provável que permaneça na forma rica em 
manose. O processamento que gera cadeias de oligossacarídeos complexos segue a via 
altamente ordenada apresentada na Figura 13-31.
Além dessas trivialidades no processamento de oligossacarídeos que são com-
partilhadas pela maioria das células, os produtos das modificações dos carboidratos, 
que são conduzidas no aparelho de Golgi, são altamente complexos e deram origem a 
um novo campo de estudo chamado de glicobiologia. O genoma humano, por exem-
plo, codifica centenas de glicosiltransferases e muitas glicosidases de Golgi diferen-
tes, que são expressas diferentemente de um tipo de célula para outro, resultando em 
uma variedade de formas glicosiladas de uma dada proteína ou lipídeo em diferentes 
tipos celulares e em estágios variados de diferenciação, dependendo do espectro de 
enzimas expressas pela célula. A complexidade das modificaçõesnão está limitada aos 
oligossacarídeos ligados ao N, mas também ocorre em açúcares ligados ao O, como 
discutiremos a seguir.
Os proteoglicanos são montados no aparelho de Golgi
Além das alterações de oligossacarídeos ligados ao N feitas nas proteínas à medida que 
passam pelas cisternas de Golgi em rota do RE para os seus destinos finais, muitas proteí-
nas são modificadas também no aparelho de Golgi de outras maneiras. Algumas proteí-
nas têm açúcares adicionados a grupos hidroxila de serinas e treoninas selecionadas, ou, 
em alguns casos – como os colágenos – a cadeias laterais de prolina e lisina hidroxiladas. 
Essa glicosilação ligada ao O (Figura 13-32), como a extensão das cadeias oligossaca-
rídicas ligadas ao N, é catalisada por uma série de enzimas do tipo glicosiltransferases 
que utilizam os nucleotídeos de açúcar do lúmen do aparelho de Golgi para adicionar 
Asn
Glicosidase II
Glicosidase I
Manosidase do RE
Asn
 Manosidase I 
do Golgi
Asn
UDP UDP
Asn
Manosidase II 
do Golgi
Asn Asn
1 2 3 4 5
LÚMEN DO RE
Endo H-
-sensível
Endo H-
-resistente
Próxima 
adicionada aqui
N-acetilglicosamina
transferase I
 = N-acetilglicosamina (GlcNAc) = manose (Man) = glicose (Glc) = galactose (Gal) = ácido N-acetilneuramínico (ácido siálico, ou NANA)
CMP3
UDP CMP5 + 3
UDP3
UDP2
LÚMEN DO GOLGI
Oligossacarídeo 
complexo
Oligossacarídeo 
rico em manose
LEGENDA:
Figura 13-31 Processamento de oligossacarídeos no RE e no aparelho de Golgi. A via de processamento é altamente ordenada, de forma que cada etapa apresen-
tada depende da etapa anterior. Etapa 1: o processamento começa no RE com a remoção das glicoses do oligossacarídeo inicialmente transferido à proteína. Então, uma 
manosidase da membrana do RE remove uma manose específica. As etapas remanescentes ocorrem na pilha de Golgi. Etapa 2: a Golgi manosidase I remove mais três 
manoses. Etapa 3: a N-acetilglicosamina transferase I adiciona, então, uma N-acetilglicosamina. Etapa 4: a manosidase II remove duas manoses adicionais. Isso resulta em 
um núcleo central, com três manoses, presente em um oligossacarídeo complexo. Nesse estágio, a ligação entre as duas N-acetilglicosaminas do núcleo torna-se resistente 
ao ataque de uma endoglicosidase (Endo H) altamente específica. Uma vez que todas as últimas estruturas da via também são Endo H-resistentes, o tratamento com essa 
enzima é amplamente utilizado para distinguir oligossacarídeos complexos de oligossacarídeos ricos em manoses. Etapa 5: por fim, como representado na Figura 13-30, 
as N-acetilglicosaminas, as galactoses e os ácidos siálicos adicionais são acrescentados. Essas etapas finais na síntese de um oligossacarídeo complexo ocorrem nos com-
partimentos de cisterna do aparelho de Golgi: três tipos de enzima glicosiltransferase agem sequencialmente, usando substratos de açúcar que foram ativados por ligação 
ao nucleotídeo indicado; as membranas das cisternas de Golgi contêm proteínas carreadoras específicas que permitem que cada nucleotídeo de açúcar entre em troca de 
nucleosídeos fosfatos que são liberados depois que o açúcar é ligado à proteína na face luminal.
Note que, como uma organela biossintética, o aparelho de Golgi se diferencia do RE: todos os açúcares no Golgi são montados dentro do lúmen do nucleotí-
deo de açúcar, enquanto no RE o oligossacarídeo ligado ao N precursor é montado parcialmente no citosol e parcialmente no lúmen, e a maioria das reações lumi-
nais usam açúcares ligados a dilicol como seus substratos (ver Figura 12-51).
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 719
açúcares a uma proteína, um de cada vez. Em geral, a N-acetilglicosamina é adicionada 
primeiro, seguida por um número variável de açúcares adicionais, variando de apenas 
alguns poucos até dez ou mais.
O aparelho de Golgi confere a glicosilação ligada ao O mais forte de todas às mu-
cinas, as glicoproteínas das secreções de muco, e às proteínas-núcleo de proteoglicanos, 
que ele modifica para produzir proteoglicanos. Como discutido no Capítulo 19, esse 
processo envolve a polimerização de uma ou mais cadeias de glicosaminoglicanos (lon-
gos polímeros não ramificados compostos de unidades dissacarídicas repetidas; ver Fi-
gura 19-35) sobre serinas da proteína-núcleo. Muitos proteoglicanos são secretados e se 
tornam componentes da matriz extracelular, enquanto outros permanecem ancorados 
na face extracelular da membrana plasmática. Outros, ainda, formam um componente 
principal de materiais viscosos, como o muco que é secretado para formar um revesti-
mento protetor sobre a superfície de muitos epitélios.
Os açúcares incorporados em glicosaminoglicanos são fortemente sulfatados no 
aparelho de Golgi logo após estes polímeros serem produzidos, somando-se, assim, uma 
porção significativa da sua grande carga negativa característica. Algumas tirosinas das 
proteínas também se tornam sulfatadas logo após elas saírem do aparelho de Golgi. Em 
ambos os casos, a sulfatação depende do doador de sulfato 3’-fosfoadenosina-5’-fosfos-
sulfato (PAPS, do inglês 3-phosphoadenosine-5-phosphosulfate) (Figura 13-33), que é 
transportado do citosol para dentro do lúmen da rede trans de Golgi.
Qual é o propósito da glicosilação?
Há uma diferença importante entre a construção de um oligossacarídeo e a síntese de ou-
tras macromoléculas, como DNA, RNA e proteína. Enquanto os ácidos nucleicos e as pro-
teínas são copiados a partir de um molde em uma série repetitiva de etapas idênticas usan-
do a mesma enzima ou um conjunto de enzimas, os carboidratos complexos requerem uma 
enzima diferente para cada etapa, em que cada produto é reconhecido como um substrato 
exclusivo para a próxima enzima da série. A vasta abundância de glicoproteínas e as vias 
complexas que evoluíram para sintetizá-las enfatizam que os oligossacarídeos existentes 
em glicoproteínas e em glicoesfingolipídeos possuem funções muito importantes.
A glicosilação ligada ao N , por exemplo, é prevalente em todos os eucariotos, 
incluindo as leveduras. Os oligossacarídeos ligados ao N também ocorrem de forma 
muito similar em proteínas da parede celular de arqueias, sugerindo que toda a ma-
quinaria necessária para sua síntese seja evolutivamente antiga. A glicosilação ligada 
ao N promove o enovelamento das proteínas de duas maneiras. Primeiro, ela possui 
um papel direto produzindo intermediários de enovelamento mais solúveis, impedin-
do, portanto, sua agregação. Segundo, as modificações sequenciais do oligossacarídeo 
ligado ao N estabelecem um “glicocódigo”, que marca a progressão do enovelamento 
da proteína e medeia a ligação da proteína a chaperonas (discutido no Capítulo 12) e 
lectinas – por exemplo, direcionando o transporte do RE para o Golgi. Como discuti-
remos adiante, as lectinas também participam na distribuição das proteínas na rede 
trans de Golgi.
Figura 13-32 Glicosilação ligada ao N 
e ligada ao O. Em cada caso, apenas um 
único grupo açúcar que está ligado direta-
mente à proteína é mostrado.C
H
H
H
H NHCOCH3
HOH2C
HOH
CH2
C O
O
O
NH
Cadeia principal proteica
Asparagina
N-acetilglicosamina
Remanescente da cadeia 
lateral oligossacarídica
GLICOSILAÇÃO LIGADA AO N
C
HH
H NHCOCH3
H
H
OH
CHH3C
CH2OH
OO
Cadeia principal proteica
Treonina
N-acetilgalactosamina
Remanescente 
da cadeia lateral 
oligossacarídica
GLICOSILAÇÃO LIGADA AO O
O
H H
H
H
HO O
O
H
N
N N
N
NH2
O CH2 P
P
OO
O
OO
S O–
O–
O–
–O
3�-fosfoadenosina-5�-fosfossulfato (PAPS)
Figura 13-33 Estrutura do PAPS.
720 PARTE IV Organização interna da célula
Como as cadeias de açúcares têm flexibilidade limitada, mesmo um pequeno 
oligossacarídeo ligado ao N que se sobressai da superfície de uma glicoproteína (Figura 
13-34) pode limitar a aproximação de outras macromoléculas à superfície da proteína. Des-
sa maneira, por exemplo, a presença de oligossacarídeos tende a tornar uma glicoproteína 
mais resistente à digestão por enzimas proteolíticas. Pode ser que osoligossacarídeos das 
proteínas da superfície celular tenham originalmente provido uma célula ancestral com um 
revestimento protetor; comparado à rígida parede celular bacteriana, tal revestimento de 
açúcar tem a vantagem de deixar a célula com a liberdade de mudar de forma e se mover.
Desde então, as cadeias de açúcares foram modificadas para servir a outros propó-
sitos também. O revestimento de muco das células pulmonares e intestinais, por exem-
plo, protege contra muitos patógenos. O reconhecimento das cadeias de açúcar pelas 
lectinas no espaço extracelular é importante em muitos processos de desenvolvimento e 
no reconhecimento célula-célula: as selectinas, por exemplo, são lectinas transmembra-
na que funcionam na adesão de célula-célula durante a migração de células sanguíneas, 
como discutido no Capítulo 19. A presença de oligossacarídeos pode modificar as pro-
priedades antigênicas e funcionais de uma proteína, fazendo da glicosilação um impor-
tante fator na produção de proteínas com propósitos farmacêuticos.
A glicosilação também pode ter importantes papéis de regulação. A sinalização por 
meio do receptor sinalizador de superfície celular Notch, por exemplo, é um fator impor-
tante para determinar o destino da célula no desenvolvimento (discutido no Capítulo 
21). O Notch é uma proteína transmembrana O-glicosilada pela adição de uma única 
fucose a algumas serinas, treoninas e hidroxilisinas. Alguns tipos celulares expressam 
uma glicosiltransferase adicional que adiciona uma N-acetilglicosamina em cada uma 
dessas fucoses no aparelho de Golgi. Tal adição muda a especificidade do Notch para as 
proteínas sinalizadoras na superfície celular que o ativam.
O transporte através do aparelho de Golgi pode ocorrer pela 
maturação das cisternas
Ainda não se sabe como o aparelho de Golgi alcança e mantém sua estrutura polariza-
da e como as moléculas se movem de uma cisterna para a outra, e é provável que mais 
de um mecanismo esteja envolvido em cada caso. Uma hipótese, chamada de modelo 
de maturação de cisternas, considera as cisternas de Golgi como estruturas dinâmicas 
que maturam de primária a tardia adquirindo e depois perdendo proteínas específicas 
residentes no Golgi. De acordo com essa visão, as cisternas cis se formam continua-
mente à medida que agrupamentos tubulares de vesículas chegam do RE e progressi-
vamente amadurecem para se tornar uma cisterna média e depois uma cisterna trans 
(Figura 13-35A). Uma cisterna, então, move-se através da pilha de Golgi com carga em 
seu lúmen. O transporte retrógrado das enzimas de Golgi pelo brotamento de vesícu-
las de COPI explica sua distribuição característica. Como discutiremos a seguir, quando 
uma cisterna finalmente se move adiante para se tornar parte da rede trans de Golgi, vá-
rios tipos de vesículas revestidas brotam dela até a rede desaparecer, para ser substituída 
por uma cisterna em maturação posicionada logo atrás. Ao mesmo tempo, outras vesí-
culas de transporte estão continuamente recuperando membranas de compartimentos 
posicionados após o Golgi e devolvendo-as à rede trans de Golgi.
O modelo de maturação de cisternas é sustentado por estudos utilizando enzimas de 
Golgi de diferentes cisternas que foram marcadas com diferentes colorações de fluorescên-
cia. Tais estudos realizados com células de levedura onde as cisternas de Golgi não são em-
pilhadas revelam que cisternas determinadas mudam sua cor, demonstrando, desse modo, 
que elas mudam seu suplemento de enzimas residentes à medida que elas maturam, ainda 
que não sejam empilhadas. Também sustentando tal modelo, observações de micrografias 
eletrônicas revelaram que grandes estruturas como os bastões de procolágeno em fibro-
blastos e escamas de certas algas se movem progressivamente através da pilha de Golgi.
Uma visão alternativa sustenta que as cisternas de Golgi são estruturas duradouras 
que mantêm seu conjunto característico de proteínas residentes de Golgi firmemente 
no lugar, e as proteínas-carga são transportadas de uma cisterna para a próxima pelo 
transporte de vesículas (Figura 13–35B). De acordo com esse modelo de transporte ve-
sicular, o fluxo retrógrado de vesículas recupera as proteínas que escaparam do RE e do 
Golgi e as devolve aos compartimentos anteriores no fluxo. O fluxo direcional pode ser 
Man
Man
Man
GlcNAc
GlcNAc
GlcNAc
Asparagina
(A) (B)
Figura 13-34 Estrutura tridimensional 
de um pequeno oligossacarídeo ligado 
ao N. A estrutura foi determinada pela 
análise cristalográfica de raios X de uma 
glicoproteína. Este oligossacarídeo contém 
somente seis açúcares, enquanto há 14 
açúcares no oligossacarídeo ligado ao N 
que é inicialmente transferido às proteínas 
no RE (ver Figura 12-47). (A) Um modelo 
de cadeia principal mostrando todos os 
átomos exceto os hidrogênios; apenas a 
asparagina da proteína é mostrada. (B) Um 
modelo de preenchimento de espaço, com 
a asparagina e os açúcares indicados usan-
do o mesmo esquema de cores que em 
(A). (B, cortesia de Richard Feldmann.)
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 721
alcançado porque as moléculas de carga que avançam são seletivamente empacotadas 
em vesículas que se movem adiante. Embora tanto as vesículas que avançam quanto 
as que retrocedem sejam provavelmente revestidas por COPI, os revestimentos podem 
conter diferentes proteínas adaptadoras que conferem seletividade no empacotamento 
das moléculas-carga. De maneira alternativa, o deslocamento das vesículas de trans-
porte entre as cisternas de Golgi pode não ser de todo direcional, transportando carga 
aleatoriamente para trás e para frente; o fluxo direcional ocorreria, então, por causa da 
entrada contínua na cisterna cis e saída na cisterna trans.
O modelo de transporte de vesículas é sustentado por experimentos que mostram 
que as moléculas-carga estão presentes em pequenas vesículas revestidas por COPI e que 
tais vesículas podem entregá-las às cisternas de Golgi por grandes distâncias. Além disso, 
quando proteínas de membrana agregadas experimentalmente são introduzidas dentro 
das cisternas de Golgi, elas podem ser vistas permanecendo no lugar, enquanto a carga 
solúvel, mesmo se presente em grandes agregados, atravessa o Golgi em ritmos normais.
É provável que aspectos de ambos os modelos sejam verdadeiros. Um núcleo está-
vel de cisternas duradouras pode existir no centro de cada cisterna de Golgi, enquanto as 
regiões ao redor podem sofrer contínua maturação, talvez usando as cascatas de Rab que 
mudam sua identidade. À medida que partes de cisternas maduras são formadas, elas po-
dem se partir e se fusionar com cisternas seguintes no fluxo por mecanismos de fusão ho-
motípica, carregando grandes moléculas-carga com elas. Além disso, pequenas vesículas 
revestidas por COPI poderiam transportar pequenas cargas na direção para frente e recu-
perar enzimas que escaparam do Golgi e devolvê-las à sua cisterna retrógrada apropriada.
Proteínas da matriz do Golgi ajudam a organizar a pilha
A arquitetura única do aparelho de Golgi depende tanto do citoesqueleto de microtú-
bulos, como já mencionado, como de proteínas citoplasmáticas da matriz do Golgi, que 
formam um arcabouço entre cisternas adjacentes e conferem às pilhas de Golgi a sua 
integridade estrutural. Algumas das proteínas de matriz, chamadas golginas, formam 
longas amarras compostas de domínios super-hélices rígidos com regiões articuladas 
intercaladas. As golginas formam uma floresta de tentáculos que pode se estender de 100 
a 400 nm a partir da superfície da pilha de Golgi. Acredita-se que elas ajudam a manter 
o transporte de vesículas de Golgi perto da organela mediante interações com as proteí-
nas Rab (Figura 13-36). Quando a célula se prepara para a divisão, as proteínas-cinase 
mitóticas fosforilam as proteínas da matriz do Golgi, determinando a fragmentação do 
(B) MODELO DE TRANSPORTE VESICULAR(A) MODELO DE MATURAÇÃO DE CISTERNAS
RE TGNCGN
Cisternas
cis trans
Média
Agrupamento
tubular
de vesículas
Proteínasde matriz
Figura 13-35 Dois modelos possíveis explicando a organização do aparelho de Golgi e como as proteínas se movem através 
dele. É provável que o transporte através do aparelho de Golgi na direção progressiva (setas vermelhas) envolva elementos de ambos 
os modelos. (A) De acordo com o modelo da maturação de cisternas, cada cisterna de Golgi amadurece à medida que migra através de 
uma pilha. Em cada estágio, as proteínas residentes no Golgi que são carregadas adiante em uma cisterna em maturação são levadas de 
volta para um compartimento anterior em vesículas revestidas por COPI. Quando uma cisterna recém-formada se move para uma posi-
ção média, por exemplo, as enzimas do cis Golgi “remanescentes” seriam extraídas e transportadas de volta para uma nova cisterna cis 
posicionada anteriormente. De forma semelhante, as enzimas da região média seriam recebidas pelo transporte retrógrado das cisternas 
localizadas logo à frente. Dessa forma, uma cisterna cis se amadureceria em uma cisterna média e então em uma cisterna trans à me-
dida que se move para fora. (B) No modelo do transporte vesicular, as cisternas de Golgi são compartimentos estáticos que contêm um 
suplemento característico de enzimas residentes. A passagem de moléculas de cis para trans através do Golgi é obtida pelo movimento 
progressivo de vesículas de transporte, que brotam de uma cisterna e se fundem com a próxima, em uma direção cis-para-trans.
Domínio de interação 
com Rab
Pi
lh
a 
d
e 
G
o
lg
i
Golginas
Vesícula de 
transporte
Proteína 
Rab
Domínio de 
interação 
citoesquelética
Figura 13-36 Modelo de funcionamento 
da golgina. Golginas filamentosas ancoradas 
às membranas de Golgi capturam as vesículas 
de transporte por ligação às proteínas de Rab 
sobre a superfície da vesícula.
722 PARTE IV Organização interna da célula
aparelho de Golgi e a dispersão por todo o citosol. Os fragmentos de Golgi são, então, 
distribuídos de forma parelha às duas células-filhas, onde as proteínas de matriz são 
desfosforiladas, levando à remontagem da pilha de Golgi. Semelhantemente, durante a 
apoptose, a clivagem proteolítica das golginas pelas caspases se sucede (como discutido 
no Capítulo 18), fragmentando o aparelho de Golgi à medida que a célula se autodestrói.
Resumo
As proteínas corretamente enoveladas e montadas no RE são empacotadas em vesículas 
de transporte revestidas por COPII que se destacam da membrana do RE. Logo após, as 
vesículas perdem o revestimento e se fundem umas às outras para formar agrupamentos 
tubulares de vesículas. Em células animais, os agrupamentos então se movem sobre linhas 
de microtúbulos para o aparelho de Golgi, onde se fusionam uns aos outros para formar 
a rede cis de Golgi. Qualquer proteína residente no RE que escape do RE é devolvida para 
lá pelos agrupamentos tubulares de vesículas e do aparelho de Golgi pelo transporte retró-
grado em vesículas revestidas por COPI.
O aparelho de Golgi, diferentemente do RE, contém muitos nucleotídeos de açúcares, 
que as enzimas glicosiltransferases utilizam para glicosilar moléculas de lipídeo e proteína 
à medida que passam através do aparelho de Golgi. As manoses dos oligossacarídeos li-
gados ao N que são adicionados às proteínas no RE são frequentemente removidas no 
início, e açúcares adicionais são acrescentados. Além disso, o aparelho de Golgi é o lo-
cal onde ocorre a glicosilação ligada ao O e onde as cadeias de glicosaminoglicanos são 
adicionadas a proteínas-núcleo para formar proteoglicanos. A sulfatação de açúcares em 
proteoglicanos e de tirosinas selecionadas de proteínas também ocorre em um comparti-
mento de Golgi tardio.
O aparelho de Golgi modifica as várias proteínas e lipídeos que recebe do RE e, en-
tão, os distribui para a membrana plasmática, os lisossomos e as vesículas secretoras. O 
aparelho de Golgi é uma organela polarizada, que consiste em uma ou mais pilhas de 
cisternas em forma de disco. Cada pilha é organizada como uma série de pelo menos três 
compartimentos funcionalmente distintos, chamados cisternas cis, média e trans. As cis-
ternas cis e trans são conectadas a estações especiais de seleção, chamadas de rede cis de 
Golgi e rede trans de Golgi respectivamente. As proteínas e os lipídeos movem-se através da 
pilha de Golgi em uma direção cis-para-trans. Esse movimento pode ocorrer por transpor-
te vesicular, pela maturação progressiva das cisternas cis à medida que migram de modo 
contínuo através das pilhas ou, mais provavelmente, por uma combinação dos dois me-
canismos. Acredita-se que o transporte vesicular retrógrado contínuo de cisternas de cima 
para cisternas mais abaixo mantém as enzimas concentradas onde são necessárias. As no-
vas proteínas concluídas terminam na rede trans de Golgi, que as empacota em vesículas 
de transporte para despachá-las a seus destinos específicos na célula.
TRANSPORTE DA REDE TRANS DE GOLGI PARA OS 
LISOSSOMOS
A rede trans de Golgi seleciona todas as proteínas que passam através do aparelho de 
Golgi (exceto aquelas que são retidas ali como residentes permanentes) de acordo com 
seus destinos finais. O mecanismo de classificação é especialmente bem conhecido para 
as proteínas destinadas ao lúmen dos lisossomos, e, nesta seção, consideraremos esse 
processo de transporte seletivo. Iniciamos com uma breve apresentação da estrutura e 
da função dos lisossomos.
Os lisossomos são os principais sítios de digestão intracelular
Os lisossomos são organelas envoltas por membranas preenchidas com enzimas hidro-
líticas solúveis que digerem macromoléculas. Os lisossomos contêm cerca de 40 tipos de 
enzimas hidrolíticas, incluindo proteases, nucleases, glicosidases, lipases, fosfolipases, 
fosfatases e sulfatases. Todas são hidrolases ácidas, ou seja, hidrolases que funcionam 
melhor em pH ácido. Para uma atividade ótima, elas precisam ser ativadas por clivagem 
proteolítica, que também pode exigir um ambiente ácido. O lisossomo proporciona tal 
acidez, mantendo um pH interior de cerca de 4,5 a 5,0. Com esse arranjo, os conteúdos do 
EXTERIOR DA CÉLULA
LISOSSOMO
ENDOSSOMO PRIMÁRIO 
RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO
GOLGI
ENDOSSOMO TARDIO
VESÍCULAS
SECRETORAS
ENDOSSOMO
DE RECICLAGEM
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 723
citosol são duplamente protegidos contra o ataque do sistema digestivo da própria célula: 
a membrana do lisossomo mantém as enzimas digestivas fora do citosol, mas, mesmo 
que elas escapem, elas causarão poucos danos com o pH citosólico de cerca de 7,2.
Assim como todas as outras organelas envolvidas por membranas, o lisossomo 
não apenas contém uma coleção única de enzimas, mas também uma membrana cir-
cundante única. A maioria das proteínas de membrana do lisossomo, por exemplo, são 
altamente glicosiladas, o que ajuda a protegê-las das proteases dos lisossomos no lú-
men. O transporte de proteínas na membrana do lisossomo carrega os produtos finais da 
digestão de macromoléculas – como os aminoácidos, açúcares e nucleotídeos – para o 
citosol, onde a célula pode tanto reutilizá-los quanto excretá-los.
Uma H+ ATPase vacuolar na membrana do lisossomo usa a energia da hidrólise de 
ATP para bombear H+ para dentro do lisossomo, mantendo, assim, o lúmen em seu pH 
ácido (Figura 13-37). A bomba de H+ do lisossomo pertence à família das ATPases tipo V 
e possui uma arquitetura similar à das ATP-sintases de mitocôndrias e cloroplastos 
(ATPases do tipo F), que convertem a energia armazenada em gradientes de H+ em ATP 
(ver Figura 11-12). Diferentemente dessas enzimas, no entanto, a ATPase H+ vacuolar 
trabalha exclusivamente ao contrário, bombeando H+ para dentro da organela. ATPases 
semelhantes ou idênticas às do tipo V acidificam todas as organelas endocíticas e exocí-
ticas, incluindo os lisossomos, os endossomos, alguns compartimentos do aparelho de 
Golgi e muitas vesículas de transporte e de secreção. Além de proporcionar um ambiente 
de baixo pH que é adequado para as reações que ocorrem no lúmen da organela, o gra-
diente de H+fornece a fonte de energia que conduz o transporte de pequenos metabóli-
tos através da membrana da organela.
Os lisossomos são heterogêneos
Os lisossomos são encontrados em todas as células eucarióticas. Eles foram inicialmente 
descobertos pelo fracionamento bioquímico de extratos celulares; somente mais tarde 
eles foram observados de forma clara em microscópio eletrônico. Embora extraordina-
riamente diversos em formato e tamanho, a sua coloração com anticorpos específicos 
mostra que são membros de uma única família de organelas. Eles também podem ser 
identificados por técnicas histoquímicas que revelam quais organelas contêm hidrolase 
ácida (Figura 13-38).
A morfologia heterogênea dos lisossomos contrasta com as estruturas relativa-
mente uniformes de muitas outras organelas celulares. A diversidade reflete a ampla va-
riedade de funções digestivas mediadas pelas hidrolases ácidas, incluindo a quebra de 
restos intra e extracelulares, a destruição de microrganismos fagocitados e a produção 
de nutrientes para a célula. A sua diversidade morfológica, entretanto, também reflete 
como os lisossomos se formam. Os endossomos tardios contendo material recebido da 
membrana plasmática por endocitose e hidrolases lisossômicas recém-sintetizadas se 
fundem com lisossomos preexistentes para formar estruturas que algumas vezes são re-
feridas como endolisossomos, que então se fundem um com outro (Figura 13-39). Quan-
do a maior parte do material endocitado dentro de um endolisossomo foi digerida de 
modo que somente resíduos resistentes ou de digestão lenta permanecem, essas orga-
nelas se tornam endossomos “clássicos”. Estes são relativamente densos, arredondados e 
pequenos, mas podem entrar no ciclo outra vez ao se fusionar com endossomos tardios 
ou endolisossomos. Assim, não há distinção real entre endolisossomos e lisossomos: 
eles são os mesmos, exceto pelo fato de que eles estão em diferentes estágios do ciclo de 
maturação. Por essa razão, os lisossomos são, algumas vezes, vistos como uma coleção 
pH~5,0
pH~7,2
HIDROLASES ÁCIDAS:
Nucleases
Proteases
Glicosidases
Lipases
Fosfatases
Sulfatases
Fosfolipases
0,2–0,5 �m
CITOSOL
+
Bomba de H+
ATP ADP Pi
H+
Figura 13-37 Lisossomos. As hidrolases 
ácidas são enzimas hidrolíticas que são ati-
vadas sob condições ácidas. Uma ATPase 
H+ na membrana bombeia H+ para dentro 
do lisossomo, mantendo seu lúmen em 
pH ácido.
Figura 13-38 Visualização histoquímica de lisossomos. Estas micrografias eletrônicas 
mostram dois cortes de uma célula corada para revelar a localização de fosfatase ácida, 
uma enzima marcadora dos lisossomos. As organelas envoltas por membranas maiores, 
contendo precipitados densos de fosfato de chumbo, são os lisossomos. A sua mor-
fologia diversa reflete as variações na quantidade e na natureza do material que estão 
digerindo. Os precipitados são produzidos quando o tecido fixado por glutaraldeído (para 
fixar a enzima no lugar) é incubado com um substrato para fosfatase na presença de íons 
de chumbo. As setas vermelhas no quadro superior indicam duas vesículas pequenas 
que, acredita-se, estejam carregando hidrolases ácidas do aparelho de Golgi. (Cortesia de 
Daniel S. Friend.) 200 nm
724 PARTE IV Organização interna da célula
heterogênea de organelas distintas, cuja característica em comum é um alto conteúdo 
de enzimas hidrolíticas. É especialmente difícil de aplicar uma definição mais precisa do 
que esta para as células vegetais, como discutiremos a seguir.
Os vacúolos de vegetais e de fungos são lisossomos 
surpreendentemente versáteis
A maioria das células vegetais e fúngicas (incluindo leveduras) contém uma ou mais ve-
sículas muito grandes e preenchidas de fluido, denominadas vacúolos. Eles costumam 
ocupar mais de 30% do volume celular, chegando a até 90% em alguns tipos celulares 
(Figura 13-40). Os vacúolos estão relacionados aos lisossomos das células animais, 
contendo várias enzimas hidrolíticas, mas as suas funções são nitidamente diversas. O 
vacúolo vegetal pode atuar como uma organela de armazenamento tanto para os nu-
trientes quanto para os resíduos, como um compartimento degradativo, como uma for-
ma econômica de aumentar o tamanho celular e como um controlador da pressão de 
turgescência (a pressão osmótica exercida de dentro para fora sobre a parede celular e 
que impede que a planta murche) (Figura 13-41). A mesma célula pode ter vacúolos 
diferentes com funções diferentes, como digestão e armazenamento.
O vacúolo é importante como um instrumento de homeostase, permitindo que as cé-
lulas vegetais suportem grandes variações no seu ambiente. Quando o pH do ambiente cai, 
por exemplo, o fluxo de H+ para o citosol é balanceado, pelo menos em parte, por um trans-
porte aumentado de H+ para o vacúolo, que tende a manter o pH do citosol constante. De 
forma semelhante, muitas células vegetais mantêm uma pressão de turgescência pratica-
mente constante apesar das amplas variações de tonicidade dos fluidos dos seus ambientes 
próximos. Elas fazem isso mudando a pressão osmótica do citosol e do vacúolo – em parte 
Figura 13-39 Modelo de maturação 
de lisossomos. Os endossomos tardios se 
fundem com lisossomos preexistentes (seta 
de baixo) ou endolisossomos preexistentes 
(seta de cima). Por fim, os endolisossomos 
amadurecem em lisossomos à medida que 
as hidrolases completam a digestão dos 
seus conteúdos, que pode incluir vesículas 
intraluminais. Os lisossomos também se 
fundem com fagossomos, como discutire-
mos adiante.
Compartimentos de pH baixo, hidroliticamente ativos
Endossomo tardio Endolisossomo
Lisossomo
Digestão do 
conteúdo
Hidrolase Vesícula 
intraluminal
Citosol
Parede 
celular
Vacúolo
Vacúolo
Cloroplastos
Tonoplasto
10 �m
(A) (B)
Figura 13-40 Vacúolo de célula vege-
tal. (A) Imagem confocal de células de 
um embrião de Arabidopsis que expressa 
uma proteína de fusão aquaporina-YFP 
(proteína amarela fluorescente) em seu 
tonoplasto, ou membrana do vacúolo (ver-
de); as paredes celulares foram coloridas 
falsamente de laranja. Cada célula contém 
muitos vacúolos grandes. (B) Esta micro-
grafia eletrônica de células de uma folha 
jovem de tabaco mostra o citosol como 
uma camada fina, contendo cloroplastos, 
pressionado contra a parede celular pelo 
enorme vacúolo. (A, cortesia de C. Carroll 
e L. Frigerio, baseada em S. Gattolin et al., 
Mol. Plant 4:180–189, 2011. Com permis-
são de Oxford University Press; B, cortesia 
de J. Burgess.)
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 725
pela quebra e ressíntese controladas de polímeros, como polifosfatos no vacúolo, e em par-
te pela alteração da taxa de transporte de açúcares, aminoácidos e outros metabólitos atra-
vés da membrana plasmática e da membrana vacuolar. A pressão de turgescência regula 
as atividades de distintos transportadores em cada membrana para controlar esses fluxos.
Os seres humanos frequentemente recolhem substâncias armazenadas nos vacúolos 
de plantas – da borracha ao ópio e ao aroma do alho. Muitos produtos estocados possuem 
uma função metabólica. As proteínas, por exemplo, podem ser preservadas por anos nos 
vacúolos de células de estocagem de muitas sementes, como as de ervilhas e feijões. Quan-
do as sementes germinam, essas proteínas são hidrolisadas, e os aminoácidos resultantes 
fornecem um suprimento alimentar para o embrião em desenvolvimento. Os pigmentos 
antocianinas armazenados nos vacúolos colorem as pétalas de muitas flores para atrair in-
setos polinizadores, enquanto as moléculas tóxicas liberadas dos vacúolos, quando uma 
planta é consumida ou danificada, promovem uma forma de defesa contra predadores.
Múltiplas vias entregam materiais para os lisossomos
Os lisossomos são locais de encontro para onde várias vias de tráfego intracelular con-
vergem. Uma rota que leva para fora do RE pelo aparelho de Golgi entrega a maioria das 
enzimas digestivas do lisossomo, enquanto pelo menos quatro vias de fontes diferentes 
alimentam os lisossomos de substâncias para digestão.A mais estudada dessas vias de degradação é aquela seguida pelas macromolécu-
las captadas do líquido extracelular pela endocitose. Uma via semelhante, encontrada 
nas células fagocíticas, como os macrófagos e neutrófilos em vertebrados, é dedicada 
ao engolfamento, ou fagocitose, de grandes partículas e microrganismos para formar os 
fagossomos. Uma terceira via, chamada de macropinocitose, é especializada na capta-
ção não específica de fluidos, membrana e partículas anexadas à membrana plasmática. 
Voltaremos a discutir essas vias mais adiante no capítulo. Uma quarta via chamada de 
autofagia se origina no citoplasma da própria célula e é utilizada para digerir organelas 
do citosol e deterioradas, como discutido a seguir. As quatro vias de degradação nos li-
sossomos estão ilustradas na Figura 13-42.
Figura 13-41 Papel do vacúolo no 
controle do tamanho das células ve-
getais. Uma célula vegetal pode alcançar 
um grande aumento do volume celular 
sem aumentar o volume do citosol. Enfra-
quecimentos localizados na parede celular 
orientam o alargamento celular dirigido 
pela turgescência que acompanha a cap-
tação de água para dentro do vacúolo em 
expansão. O citosol acaba sendo confina-
do a uma camada fina periférica, que é 
conectada à região nuclear por faixas de 
citosol estabilizadas por feixes de filamen-
tos de actina (não mostrados).
Núcleo Faixas de
citoplasma
Parede 
celularVacúolo
Membrana
plasmática
Figura 13-42 As quatro vias de de-
gradação nos lisossomos. Os materiais 
de cada via são derivados de uma fonte 
diferente. Observe que o autofagossomo 
possui uma membrana dupla. Em todos 
os casos, a etapa final é a fusão com os 
lisossomos.
Autofagossomo
Mitocôndria
Endossomo primário
ENDOSSOMO 
TARDIO
LISOSSOMO
Autofagia
Endocitose
Fagocitose
FagossomoBactéria
Membrana 
plasmática
CITOSOL
LÍQUIDO EXTRACELULAR
Macropinocitose
726 PARTE IV Organização interna da célula
A autofagia degrada proteínas e organelas indesejadas
Todos os tipos celulares descartam partes obsoletas por um processo dependente do 
lisossomo chamado de autofagia. O processo de degradação é importante durante o 
crescimento normal da célula e no desenvolvimento, quando ajuda a reestruturar célu-
las em diferenciação, mas também nas respostas adaptativas a estresses como privação 
alimentar e infecção. A autofagia pode remover grandes objetos – macromoléculas, gran-
des agregados proteicos e até mesmo organelas – com os quais outros mecanismos de 
descarte, como a degradação proteossômica, não conseguem lidar. Defeitos na autofagia 
podem impedir que as células se liberem de micróbios, agregados de proteínas indeseja-
das e proteínas anormais e, assim, contribuir para doenças desde distúrbios infecciosos 
a neurodegeneração e câncer.
Nos estágios iniciais de autofagia, a carga citoplasmática fica cercada por uma 
membrana dupla que se forma pela fusão de vesículas pequenas de origem desconheci-
da, formando um autofagossomo (Figura 13-43). Foram identificadas algumas dezenas 
de proteínas diferentes em células de levedura e de animais que participam no processo, 
que deve ser regulado rigorosamente: um pouco a mais ou um pouco a menos já pode 
ser deletério. Todo o processo ocorre na seguinte sequência de etapas:
 1. Indução por ativação de moléculas sinalizadoras: proteínas-cinase (incluindo o 
complexo mTOR 1, discutido no Capítulo 15) que retransmitem informação sobre 
a condição metabólica da célula se tornam ativadas e sinalizam para a maquinaria 
autofágica.
 2. Nucleação e expansão de uma membrana delimitante em forma de crescente: 
Vesículas de membrana, caracterizadas pela presença de ATG9, a única proteína 
transmembrana envolvida no processo, são recrutadas para um sítio de monta-
gem, onde elas concentram a formação do autofagossomo. A ATG9 não é incorpo-
rada no autofagossomo: uma via de recuperação deve removê-la da estrutura de 
montagem.
 3. Fechamento da membrana ao redor do alvo para formar um autofagossomo deli-
mitado por dupla membrana selado.
 4. Fusão do autofagossomo com lisossomos, catalisada pelas SNAREs.
 5. Digestão da membrana interna e dos conteúdos do lúmen do autofagossomo.
A autofagia pode ser tanto não seletiva como seletiva. Na autofagia não seleti-
va, uma porção do citoplasma é sequestrada em autofagossomos. Pode ocorrer, por 
exemplo, em condições de privação alimentar: quando os nutrientes externos são li-
mitados, os metabólitos derivados da digestão do citosol capturado podem ajudar a 
célula a sobreviver. Na autofagia seletiva, cargas específicas são empacotadas dentro 
dos autofagossomos que tendem a conter pouco citosol, e sua forma reflete a forma da 
carga. A autofagia seletiva medeia a degradação de mitocôndrias, ribossomos e RE que 
estão debilitados ou indesejados; ela também pode ser utilizada para destruir micró-
bios invasores.
(B)
(A)
Mitocôndria Peroxissomo
1 �mHidrolases 
ácidas
Lisossomo
NUCLEAÇÃO E 
EXTENSÃO
Autofagossomos
Citosol e organelas 
engolfados
FECHAMENTO FUSÃO COM 
LISOSSOMOS
DIGESTÃO
INDUÇÃO
Figura 13-43 Modelo de autofagia. 
(A) A ativação de uma via sinalizadora 
inicia o evento de nucleação no citoplas-
ma. Uma membrana autofagossômica 
na forma de crescente cresce por fusão 
de vesículas de origem desconhecida e, 
por fim, funde-se para formar um auto-
fagossomo envolto por membrana dupla, 
que sequestra uma porção do citoplasma. 
Então, o autofagossomo se fusiona a 
lisossomos portadores de hidrolases ácidas 
que digerem seu conteúdo. Durante a for-
mação da membrana do autofagossomo, 
uma proteína semelhante à ubiquitina se 
torna ativada pela ligação covalente de 
uma âncora lipídica fosfatidiletanolamina. 
Essas proteínas, então, intervêm no apri-
sionamento e fusão da vesícula, levando à 
formação de uma estrutura de membrana 
em forma de crescente que se arranja ao 
redor do seu alvo (não mostrado). (B) Uma 
micrografia eletrônica de um autofagosso-
mo contendo uma mitocôndria e um pe-
roxissomo. (B, cortesia de Daniel S. Friend, 
de D.W. Fawcett, A Textbook of Histology, 
12th ed. New York: Chapman and Hall, 
1994. Com permissão de Kluwer.)
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 727
A autofagia seletiva de mitocôndrias deterioradas ou danificadas é chamada de 
mitofagia. Como discutido nos Capítulos 12 e 14, quando as mitocôndrias funcionam 
normalmente, a membrana interna mitocondrial é energizada por um gradiente ele-
troquímico de H+ que direciona a síntese de ATP e a importação de proteínas precur-
soras mitocondriais e de metabólitos. As mitocôndrias danificadas não podem manter 
o gradiente, então a importação de proteínas é bloqueada. Como consequência, uma 
proteína-cinase chamada Pink1, que, em geral, é importada para as mitocôndrias, fica 
retida sobre a superfície mitocondrial onde recruta a ubiquitina-ligase Parkin do cito-
sol. A Parkin realiza a ubiquitinação das proteínas da membrana mitocondrial externa, o 
que marca a organela para destruição seletiva nos autofagossomos. Mutações na Pink1 
ou Parkin causam uma forma de aparecimento precoce da doença de Parkinson, uma 
doença degenerativa do sistema nervoso central. Não se sabe por que os neurônios que 
morrem prematuramente nessa doença são particularmente dependentes da mitofagia.
Um receptor de manose-6-fosfato seleciona hidrolases 
lisossômicas na rede trans de Golgi
Consideremos, agora, a via que entrega hidrolases lisossômicas da TGN para os lisos-
somos. As enzimas são primeiro entregues nos endossomos em vesículas de transporte 
que brotam da TGN, antes que eles se movam adiante para os endolisossomos e lisosso-
mos (ver Figura 13-39). As vesículas que deixam a TGN incorporam as proteínas lisossô-
micas e excluem as várias outras proteínas que são empacotadas em diferentes vesículas 
de transporte para destiná-las a outros locais.
Como as hidrolases lisossômicas são reconhecidas e selecionadas na TGN com a 
precisão necessária? Em células animais, elas carregam um marcador único na forma de 
grupos demanose-6-fosfato (M6P), que são exclusivamente adicionados aos oligossa-
carídeos ligados ao N dessas enzimas lisossômicas solúveis, à medida que elas passam 
através do lúmen da rede cis de Golgi (Figura 13-44). As proteínas receptoras de M6P 
transmembrana, que estão presentes na TGN, reconhecem os grupos M6P e se ligam às 
hidrolases lisossômicas na face luminal da membrana e a proteínas adaptadoras para 
montar os revestimentos de clatrina na face citosólica. Dessa forma, os receptores aju-
dam a empacotar as hidrolases em vesículas revestidas por clatrina que brotam da TGN 
e entregar seu conteúdo aos endossomos primários.
O receptor M6P se liga ao M6P em pH de 6,5 a 6,7 no lúmen da TGN e o libera em 
pH 6, que é o pH no lúmen dos endossomos. Assim, depois que o receptor é liberado, as 
hidrolases lisossômicas se dissociam dos receptores M6P, que são recuperados para den-
tro de vesículas de transporte que brotam dos endossomos. Essas vesículas são revestidas 
por retrômero, um complexo de proteína de revestimento especializado no transporte de 
endossomo para TGN, que devolvem os receptores para a TGN para reúso (Figura 13-45).
O transporte em qualquer das direções requer sinais na cauda citoplasmática do 
receptor de M6P que direciona essa proteína para o endossomo ou de volta à TGN. Es-
ses sinais são reconhecidos pelo complexo retrômero que recruta os receptores de M6P 
para as vesículas de transporte que brotam dos endossomos. A reciclagem do receptor 
de M6P se parece com a reciclagem do receptor de KDEL discutida antes, embora difira 
no tipo de vesículas revestidas que medeiam o transporte.
Nem todas as moléculas de hidrolase que carregam M6P chegam aos lisossomos. 
Algumas escapam do processo de empacotamento normal na rede trans de Golgi e são 
transportadas, “por padrão”, à superfície celular, onde são secretadas no líquido extrace-
lular. Alguns receptores de M6P, entretanto, também fazem um desvio para a membrana 
plasmática, onde recapturam as hidrolases lisossômicas que escaparam e as devolvem 
por endocitose mediada por receptores (discutido adiante) aos lisossomos por intermédio 
dos endossomos primários e tardios. Como as hidrolases lisossômicas necessitam de um 
ambiente ácido para funcionar, elas não podem causar muitos danos no líquido extrace-
lular, que geralmente tem pH neutro de 7,4.
Para o sistema de seleção que segrega hidrolases lisossômicas e as despacha até 
os endossomos para agir, os grupos M6P devem ser adicionados somente nas glicopro-
teínas apropriadas no aparelho de Golgi. Isso exige o reconhecimento específico das 
hidrolases por parte das enzimas do Golgi responsáveis pela adição de M6P. Uma vez 
O
O
OH HO
HO
CH2O
Manose-6-fosfato 
(M6P)
Oligossacarídeo 
ligado ao N
Hidrolase 
lisossômica
P
Figura 13-44 Estrutura da manose-6-
-fosfato em uma hidrolase lisossômica.
728 PARTE IV Organização interna da célula
que todas as glicoproteínas deixam o RE com cadeias de oligossacarídeos ligados ao N 
idênticas, o sinal para a adição das unidades de M6P aos oligossacarídeos deve residir 
em algum lugar da cadeia polipeptídica de cada hidrolase. Experimentos de engenharia 
genética revelaram que o sinal de reconhecimento é um agrupamento de aminoácidos 
vizinhos em cada superfície proteica, conhecido como região-sinal (Figura 13-46). Uma 
vez que a maioria das hidrolases lisossômicas contém múltiplos oligossacarídeos, elas 
necessitam de muitos grupos de M6P, fornecendo um sinal de alta afinidade para o re-
ceptor de M6P.
Defeitos na GlcNAc-fosfotransferase causam uma doença de 
depósito lisossômico em humanos
Os defeitos genéticos que afetam uma ou mais hidrolases lisossômicas causam diversas 
doenças de depósito lisossômico. Os defeitos resultam em um acúmulo de substratos 
não digeridos nos lisossomos, com sérias consequências patológicas, mais frequen-
temente no sistema nervoso. Na maioria dos casos, há uma mutação em um gene es-
trutural que codifica uma hidrolase lisossômica específica. Isso ocorre na síndrome de 
Hurler, por exemplo, na qual a enzima necessária para a quebra de certos tipos de glico-
saminoglicanos está defeituosa ou ausente. A forma mais grave das doenças de depósito 
lisossômico, entretanto, é um distúrbio metabólico hereditário muito raro chamado de 
doença de inclusão celular. Nessa condição, quase todas as enzimas hidrolíticas estão 
ausentes nos lisossomos de muitos tipos celulares, e os seus substratos não digeridos 
se acumulam nesses lisossomos, o que, como resultado, forma grandes inclusões nas 
células. A patologia consequente é complexa, afetando todos os sistemas de órgãos, a 
integridade esquelética e o desenvolvimento mental; os indivíduos raramente vivem 
além de 6 ou 7 anos.
A doença de inclusão celular é causada por um único defeito gênico e, como a 
maioria das deficiências enzimáticas genéticas, é recessiva – ou seja, ocorre apenas em 
indivíduos que têm duas cópias do gene defeituoso. Nos pacientes portadores da doença 
da célula I, todas as hidrolases ausentes dos lisossomos são encontradas no sangue: por 
elas não serem selecionadas apropriadamente no aparelho de Golgi, elas são secreta-
das em vez de transportadas aos lisossomos. A classificação errônea foi traçada a uma 
fosfotransferase GlcNAc ausente ou defeituosa. Como as enzimas lisossômicas não são 
fosforiladas na rede cis de Golgi, os receptores de M6P não as separam para dentro das 
vesículas de transporte apropriadas na TGN. Em vez disso, as hidrolases lisossômicas são 
carregadas para a superfície celular e secretadas.
Figura 13-45 Transporte de hidrolases 
lisossômicas recém-sintetizadas para 
os endossomos. A ação sequencial de 
duas enzimas nas redes cis e trans de Gol-
gi adiciona grupos de manose-6-fosfato 
(M6P) aos precursores das enzimas lisos-
sômicas (ver Figura 13-46). As hidrolases 
carregando os M6P então se separam 
de todos os outros tipos de proteínas na 
TGN porque as proteínas adaptadoras do 
revestimento de clatrina (não mostrado) 
se ligam aos receptores de M6P, que, por 
sua vez, se ligam às hidrolases lisossômicas 
modificadas por M6P. As vesículas reves-
tidas por clatrina brotam da TGN, soltam 
seu revestimento e se fundem com os 
endossomos tardios. Com o pH mais baixo 
do endossomo, as hidrolases se dissociam 
dos receptores M6P, e os receptores vazios 
são recuperados nas vesículas revestidas 
por retrômeros para a TGN para novas 
rodadas de transporte. Nos endossomos, 
o fosfato é removido do M6P ligado às 
hidrolases, que podem garantir ainda mais 
que as hidrolases não retornem à TGN 
com o receptor.
+
Precursor de hidrolase 
lisossômica Receptor de M6P
A partir do RE
Manose
Aparelho de Golgi
Revestimento 
de clatrina
RECUPERAÇÃO DO RECEPTOR
Receptor de M6P 
na vesícula em 
brotamento
Vesícula 
de transporte
Revestimento 
de retrômero
Precursor da 
hidrolase 
lisossômica
Endossomo primário
H+
ADIÇÃO DE 
P-GlcNAc
LIGAÇÃO AO 
RECEPTOR DE M6P
EXPOSIÇÃO DO 
SINAL DE M6P
REMOÇÃO 
DO FOSFATODISSOCIAÇÃO 
EM pH ÁCIDO
Rede cis
de Golgi
Rede trans
de Golgi
TRANSPORTE PARA O 
ENDOSSOMO
ATP ADP Pi
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 729
Na doença de inclusão celular, os lisossomos de alguns tipos celulares, como os he-
patócitos, contêm um suplemento normal de enzimas lisossômicas, significando que há 
outra via para direcionamento das hidrolases para os lisossomos que é utilizada por alguns 
tipos celulares, mas não por outros. Receptores de seleção alternativos funcionam nessas 
vias independentes de M6P. De forma semelhante, uma via independente de M6P em to-
das as células seleciona as proteínas de membrana dos lisossomos da TGN para transpor-
tar aos endossomos tardios, e tais proteínas são normais na doença da inclusão celular.
Alguns lisossomos e corpos multivesiculares sofrem exocitose
O direcionamento de materiais para os lisossomos não é, necessariamente, o fim da via. A 
secreção lisossômica do conteúdo não digerido permite que todas as células eliminem os 
restos indigeríveis.Para a maioria das células, essa parece ser uma via de menor impor-
tância, utilizada somente quando as células estão estressadas. Alguns tipos celulares, en-
tretanto, contêm lisossomos especializados que adquiriram a maquinaria necessária para 
a fusão com a membrana plasmática. Os melanócitos da pele, por exemplo, produzem e 
armazenam pigmentos em seus lisossomos. Esses melanossomos que contêm pigmentos 
liberam o seu conteúdo no espaço extracelular da epiderme por exocitose. O pigmento é, 
então, capturado por queratinócitos, levando à pigmentação normal da célula. Em alguns 
distúrbios genéticos, defeitos na exocitose dos melanossomos bloqueiam esse processo 
de transferência, levando a formas de hipopigmentação (albinismo). Em certas condi-
ções, corpos multivesiculares também podem se fundir com a membrana plasmática. Se 
isso ocorre, suas vesículas intraluminais são liberadas das células. Pequenas vesículas 
circulantes, também chamadas de exossomos, foram observadas no sangue e podem ser 
usadas para transportar componentes entre células, embora a importância de tal meca-
nismo de comunicação em potencial entre células distantes seja desconhecida. Alguns 
exossomos podem derivar direto de eventos de brotamento de vesículas na membrana 
plasmática, que é um processo topologicamente equivalente (ver Figura 13-57).
Resumo
Os lisossomos são especializados para a digestão intracelular de macromoléculas. Eles 
contêm proteínas de membrana únicas e uma ampla variedade de enzimas hidrolíticas 
que funcionam melhor em pH 5, que é o pH interno dos lisossomos. Uma bomba de H+ 
dirigida por ATP da membrana lisossômica mantém esse pH baixo. Proteínas lisossômicas 
recém-sintetizadas são transportadas a partir do lúmen do RE através do aparelho de Gol-
gi; elas são, então, carregadas da rede trans de Golgi para os endossomos por vesículas de 
transporte revestidas por clatrina antes de se moverem adiante para os lisossomos.
As hidrolases lisossômicas contêm oligossacarídeos ligados ao N que são modi-
ficados covalentemente de forma única no cis de Golgi de forma que suas manoses são 
fosforiladas. Os grupos de manose-6-fosfato (M6P) são reconhecidos por uma proteína 
receptora de M6P na rede trans de Golgi que separa as hidrolases e ajuda a empacotá-las 
em vesículas de transporte em brotamento que entregam seus conteúdos aos endossomos. 
Os receptores de M6P transitam para trás e para frente entre a rede trans de Golgi e os 
U
U
Hidrolase lisossômica
GlcNAc-fosfotransferase
UDP-GlcNAc 
LIGAÇÃO AO 
SÍTIO 
CATALÍTICO 
DA FOSFO-
TRANSFERASE
LIGAÇÃO DA REGIÃO-SINAL AO 
 SÍTIO DE RECONHECIMENTO 
 DA FOSFOTRANSFERASE
TRANSFERÊNCIA DE 
GlcNAc PARA
AS MANOSES 
NO SÍTIO 
CATALÍTICO
LIBERAÇÃO
Sítio catalítico Sítio de reconhecimento
Oligossacarídeo 
ligado ao N com 
resíduo terminal 
de manose Região-sinal
U
UMP
Remoção de
GlcNAc
P P
P
P
P
P
P
P
P
P
M6P
Hidrolase lisossômica 
com GlcNAc anexado
à manose do oligossacarídeo
Figura 13-46 Reconhecimento de uma 
hidrolase lisossômica. Uma fosfotransfe-
rase GlcNAc reconhece as hidrolases lisos-
sômicas no aparelho de Golgi. A enzima 
possui sítios catalíticos e de reconhecimen-
to diferentes. O sítio catalítico liga tanto 
os oligossacarídeos ligados ao N ricos em 
manose quanto a UDP-GlcNAc. O sítio de 
reconhecimento liga-se a uma região-sinal 
que está presente somente na superfície 
das hidrolases lisossômicas. Uma segunda 
enzima corta fora a GlcNAc, deixando a 
manose-6-fosfato exposta.
730 PARTE IV Organização interna da célula
endossomos. O baixo pH nos endossomos e a remoção do fosfato do grupo M6P levam 
as hidrolases lisossômicas a se dissociarem desses receptores, tornando o transporte das 
hidrolases unidirecional. Um sistema de transporte à parte utiliza vesículas revestidas por 
clatrina para entregar proteínas de membrana residentes nos lisossomos provenientes da 
rede trans de Golgi aos endossomos.
TRANSPORTE DA MEMBRANA PLASMÁTICA PARA DENTRO 
DA CÉLULA: ENDOCITOSE
As vias que levam para o interior da superfície celular começam com o processo de 
endocitose, pelo qual as células captam componentes de membrana plasmática, flui-
dos, solutos, macromoléculas e substâncias particuladas. A carga endocitada inclui com-
plexos de receptor-ligante, um espectro de nutrientes e seus carreadores, componen-
tes de matriz extracelular, restos celulares, bactérias, vírus e, em casos especializados, 
até mesmo outras células. Por meio da endocitose, a célula regula a composição da sua 
membrana plasmática em resposta a mudanças nas condições extracelulares.
Na endocitose, o material a ser ingerido é progressivamente circundado por uma 
pequena porção da membrana plasmática, que primeiro se invagina e, então, destaca-se 
para formar uma vesícula endocítica contendo a substância ou a partícula ingerida. A 
maioria das células eucarióticas constantemente forma vesículas endocíticas, um pro-
cesso chamado de pinocitose (“célula bebendo”); além disso, algumas células especiali-
zadas contêm vias dedicadas que captam partículas grandes sob demanda, um processo 
chamado de fagocitose (“célula comendo”). As vesículas endocíticas se formam na mem-
brana plasmática por múltiplos mecanismos que diferem tanto na maquinaria molecu-
lar utilizada quanto na maneira como a maquinaria é regulada.
Uma vez geradas na membrana plasmática, a maioria das vesículas endocíticas se 
funde com um compartimento receptor comum, o endossomo primário, onde a carga 
internalizada é selecionada: algumas moléculas-carga são devolvidas à membrana plas-
mática, seja diretamente ou via endossomo de reciclagem, e outras são designadas para 
degradação por inclusão em um endossomo tardio. Os endossomos tardios se formam 
de uma porção vacuolar bulbosa dos endossomos primários por um processo chamado 
de maturação de endossomos. Tal processo de conversão muda a composição proteica 
da membrana do endossomo, sendo que regiões dela se invaginam e se tornam incor-
poradas nas organelas como vesículas intraluminais, enquanto o próprio endossomo se 
move da periferia celular para uma localização próxima ao núcleo. À medida que um 
endossomo amadurece, ele interrompe a reciclagem de material para a membrana plas-
mática e envia irreversivelmente seus conteúdos remanescentes para degradação: os 
endossomos tardios se fundem um com o outro e com os lisossomos para formar endoli-
sossomos, que agregam seus conteúdos, como já discutido (Figura 13-47).
Cada um dos estágios de maturação do endossomo – do endossomo primário ao 
endolisossomo – é conectado por vias de transporte de vesículas bidirecionais para a 
Figura 13-47 Maturação do endos-
somo: a via endocítica da membrana 
plasmática aos endossomos. As 
vesículas endocíticas se fundem perto 
da periferia celular com um endossomo 
primário, que é a estação de seleção 
primária. De porções tubulares do en-
dossomo primário brotam vesículas que 
reciclam cargas endocitadas de volta para 
a membrana plasmática – tanto direta 
quanto indiretamente via endossomos de 
reciclagem. Os endossomos de reciclagem 
podem armazenar proteínas até que elas 
sejam necessárias. A conversão de um 
endossomo primário em endossomo tardio 
é acompanhada pela perda das projeções 
tubulares. As proteínas de membrana des-
tinadas à degradação são internalizadas 
em vesículas intraluminais. O endossomo 
tardio em desenvolvimento, ou corpo 
multivesicular, move-se sobre microtúbulos 
para o interior celular. Os endossomos 
tardios completamente maduros não 
mandam mais vesículas para a membrana 
plasmática e se fundem um com o outro e 
com os endolisossomos e lisossomos para 
degradar seus conteúdos. Cada estágio 
da maturação dos endossomos está co-
nectado via transporte de vesículas com 
a TGN, proporcionando um suprimento 
contínuo de proteínas lisossômicas recém-
-sintetizadas.
Endossomo 
de reciclagem
Corpo 
multivesicular
Vesícula intraluminal
FUSÃO
FUSÃO
TRANSPORTE MEDIADO 
POR MICROTÚBULOS
LisossomoEndolisossomo
Endossomo 
tardioEndossomo 
primário
 Rede trans de Golgi
Membrana plasmática
CITOSOL
EXTERIOR DA CÉLULA
LISOSSOMO
ENDOSSOMO
DE RECICLAGEM
RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO
GOLGI
ENDOSSOMO TARDIO
VESÍCULAS
SECRETORAS
ENDOSSOMO PRIMÁRIO 
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 731
TGN. Essas vias permitem a inserção de materiais recém-sintetizados, como enzimas 
lisossômicas que chegam do RE, e a recuperação de componentes, como o receptor de 
M6P, de volta para as partes iniciais da via secretora. A seguir discutimos como a célula 
usa e controla vários padrões do tráfego endocítico.
As vesículas pinocíticas se formam a partir de fossas revestidas na 
membrana plasmática
Quase todas as células eucarióticas ingerem continuamente porções de sua membrana 
plasmática na forma de pequenas vesículas pinocíticas (endocíticas). A velocidade com que 
a membrana plasmática é internalizada nesse processo de pinocitose varia entre os tipos 
celulares, mas em geral é surpreendentemente alta. Um macrófago, por exemplo, ingere 
25% do seu próprio volume em fluidos a cada hora. Isso significa que ele deve ingerir 3% da 
sua membrana plasmática a cada minuto, ou 100% em cerca de meia hora. Os fibroblastos 
endocitam a uma razão mais baixa (1% por minuto), enquanto algumas amebas ingerem as 
suas membranas plasmáticas ainda mais rápido. Uma vez que a área superficial e o volume 
da célula permanecem inalterados durante esse processo, fica claro que a mesma quantida-
de de membrana sendo removida por endocitose está sendo adicionada à superfície celular 
pelo processo contrário de exocitose. Nesse sentido, a endocitose e a exocitose são proces-
sos interligados, que constituem o ciclo endocítico-exocítico. O acoplamento entre exocitose 
e endocitose é particularmente preciso em estruturas especializadas caracterizadas por alto 
turnover (renovação) da membrana, como, por exemplo, uma terminação nervosa.
A parte endocítica do ciclo, de modo geral, começa com as fossas revestidas por 
clatrina. Essas regiões especializadas normalmente ocupam cerca de 2% da área total 
da membrana plasmática. O tempo de vida de uma fossa revestida por clatrina é curto: 
dentro de um minuto ou pouco mais depois ter sido formada, ela se invagina na célula 
e destaca-se para formar uma vesícula revestida por clatrina (Figura 13-48). Cerca de 
2.500 vesículas revestidas por clatrina se destacam da membrana plasmática de fibro-
blastos em cultura a cada minuto. As vesículas revestidas são ainda mais transitórias do 
que as fossas revestidas: dentro de segundos desde que foram formadas, elas perdem os 
seus revestimentos e se fundem com endossomos primários.
Nem todas as vesículas pinocíticas são revestidas por clatrina
Além das fossas e vesículas revestidas por clatrina, as células podem formar outros tipos 
de vesículas pinocíticas, como as cavéolas (do latim, “cavernas pequenas”), original-
mente reconhecidas por sua capacidade de transportar moléculas através das células 
endoteliais que formam a camada interna dos vasos sanguíneos. As cavéolas, algumas 
vezes vistas por microscopia eletrônica como frascos profundamente invaginados, estão 
presentes na membrana plasmática da maioria dos tipos celulares de vertebrados (Figu-
ra 13-49). Acredita-se que elas formem balsas lipídicas na membrana plasmática (dis-
0,1 �m
Figura 13-48 Formação de vesículas re-
vestidas por clatrina a partir da mem-
brana plasmática. Estas micrografias 
eletrônicas ilustram a sequência provável 
de eventos na formação de uma vesícula 
revestida por clatrina a partir de uma fossa 
revestida. As fossas revestidas por clatrina 
e as vesículas mostradas são maiores do 
que aquelas vistas em células de tamanho 
normal; elas pertencem a um oócito muito 
grande de ave e captam partículas lipopro-
teicas para formar a gema. As partículas 
de lipoproteína ligadas aos seus receptores 
de membrana aparecem como uma cama-
da densa de aparência felpuda na superfí-
cie extracelular da membrana plasmática 
– que é a superfície interna da fossa e da 
vesícula revestidas. (Cortesia de M.M. Per-
ry e A.B. Gilbert, J. Cell Sci. 39:257–272, 
1979. Com permissão de The Company of 
Biologists.)
732 PARTE IV Organização interna da célula
cutido no Capítulo 10), que são proteínas ancoradas na membrana especialmente ricas 
em colesterol, glicoesfingolipídeos e glicosilfosfatidilinositol (GPI) (ver Figura 10-13). As 
principais proteínas estruturais das cavéolas são as caveolinas, uma família de proteínas 
integrais de membrana incomuns em que cada uma insere uma alça hidrofóbica no lado 
citosólico da membrana, mas que não se estende através da membrana. Na sua face ci-
tosólica, as caveolinas estão ligadas a grandes complexos proteicos de proteínas cavinas, 
que supostamente estabilizam a curvatura da membrana.
Ao contrário das vesículas revestidas por clatrina e COPI ou COPII, as cavéolas cos-
tumam ser estruturas estáticas. No entanto, elas podem ser induzidas a se destacar, ser-
vindo como vesículas de transporte endocítico para transportar carga até os endossomos 
primários ou até a membrana plasmática no lado oposto de uma célula polarizada (em um 
processo chamado de transcitose, que discutiremos adiante). Alguns vírus que infectam 
animais, como o SV40 e o papilomavírus (causador das verrugas), entram nas células em 
vesículas derivadas de cavéolas. Os vírus são entregues primeiro aos endossomos primários 
e se movem de lá em vesículas de transporte para o lúmen do RE. O genoma viral sai através 
da membrana do RE para dentro do citosol, de onde é importado para dentro do núcleo 
para iniciar o ciclo de infecção. A toxina colérica (discutida nos Capítulos 15 e 19) também 
entra na célula através de cavéolas e é transportada ao RE antes de entrar no citosol.
A macropinocitose é outro mecanismo endocítico independente de clatrina que 
pode ser ativado em quase todas as células animais. Na maioria dos tipos celulares, ela 
não opera continuamente e é induzida por um tempo limitado em resposta à ativação do 
receptor de superfície celular por cargas específicas, incluindo fatores de crescimento, li-
gantes de integrinas, remanescentes de células apoptóticas e alguns vírus. Esses ligantes 
ativam uma via de sinalização complexa, resultando em uma mudança na dinâmica da 
actina e na formação de protrusões da superfície celular, chamadas de ondas (protru-
sões) (discutido no Capítulo 16). Quando as ondas colapsam de volta sobre as células, 
formam-se grandes vesículas endocíticas cheias de fluido, denominadas macropinosso-
mos (Figura 13-50), que aumentam transitoriamente a captação bruta de fluido em até 
dez vezes. A macropinocitose é uma via degradativa dedicada: os macropinossomos se 
acidificam e então se fundem aos endossomos tardios ou endolisossomos, sem reciclar 
sua carga de volta à membrana plasmática.
As células utilizam endocitose mediada por receptores para 
importar macromoléculas extracelulares selecionadas
Na maioria das células animais, as fossas e as vesículas revestidas por clatrina fornecem 
uma via eficiente de captação de macromoléculas específicas do líquido extracelular. 
Nesse processo, chamado de endocitose mediada por receptores, as macromoléculas 
Figura 13-49 Cavéolas na membrana 
plasmática de um fibroblasto. (A) Esta 
micrografia eletrônica mostra uma mem-
brana plasmática com uma densidade 
muito alta de cavéolas. (B) A imagem de 
microscopia eletrônica de criorrelevo por 
congelamento rápido demonstra a textura 
característica de “couve-flor” da face cito-
sólica da membrana caveolar. Acredita-se 
que essa textura característica resulte de 
agregados de caveolinas e cavinas. Uma 
fossa revestida por clatrina também está 
visível na região superior, à direita. (Corte-
sia de R.G.W. Anderson, de K.G. Rothberg 
et al., Cell 68:673–682, 1992. Com per-
missão de Elsevier.)
(A)
(B)
0,2 �m
CAPÍTULO 13 Tráfego intracelular de vesículas 733
ligam-se às proteínas receptoras transmembrana complementares, quese acumulam 
em fossas revestidas e, então, entram na célula como complexos receptor-macromolé-
cula em vesículas revestidas por clatrina (ver Figura 13-48). Como os ligantes são se-
letivamente capturados pelos receptores, a endocitose mediada por receptores fornece 
um mecanismo seletivo de concentração que aumenta a eficiência de internalização de 
determinados ligantes em mais de cem vezes. Dessa forma, até mesmo os componentes 
minoritários do líquido extracelular podem ser captados de maneira eficiente em gran-
des quantidades. Um exemplo fisiologicamente importante e particularmente bem co-
nhecido é o processo que as células de mamíferos usam para importar colesterol.
Muitas células animais captam o colesterol por meio da endocitose mediada por 
receptores e, dessa maneira, conseguem a maior parte do colesterol necessário para pro-
duzir novas membranas. Se a captação é bloqueada, o colesterol se acumula no sangue e 
pode contribuir para a formação, nas paredes dos vasos sanguíneos (artérias), de placas 
ateroscleróticas, depósitos de lipídeos e tecidos fibrosos que podem causar derrames e 
ataques cardíacos por bloqueio do fluxo sanguíneo arterial. De fato, foi pelo estudo em 
humanos com uma forte predisposição genética à aterosclerose que o mecanismo da en-
docitose mediada por receptores foi revelado pela primeira vez.
A maior parte do colesterol é transportada no sangue como ésteres de colesteril, na 
forma de partículas lipoproteicas conhecidas como lipoproteínas de baixa densidade 
(LDLs, em inglês, low-density lipoproteins) (Figura 13-51). Quando uma célula necessita 
de colesterol para a síntese de membranas, ela produz proteínas receptoras transmembra-
na para LDL e as insere na membrana plasmática. Uma vez na membrana plasmática, os 
receptores de LDL difundem-se até que se associem a fossas revestidas por clatrina em pro-
cesso de formação. Ali, um sinal para endocitose na cauda citoplasmática dos receptores 
de LDL se liga à proteína adaptadora ligada à membrana AP2 depois que sua conformação 
tenha sido localmente desbloqueada pela ligação ao PI(4,5)P2 na membrana plasmática. A 
detecção coincidente, como já discutido, confere, assim, eficiência e seletividade ao pro-
cesso (ver Figura 13-9). A AP2, então, recruta a clatrina para iniciar a endocitose.
Uma vez que as fossas revestidas destacam-se constantemente para formar vesí-
culas revestidas, quaisquer partículas de LDL ligadas aos receptores de LDL das fossas 
revestidas serão rapidamente internalizadas em vesículas revestidas. Depois de perder 
seus revestimentos de clatrina, as vesículas entregam seu conteúdo aos endossomos pri-
mários. Quando LDLs e seus receptores encontram o pH baixo dos endossomos primá-
rios, a LDL é liberada de seu receptor e entregue aos lisossomos pelos endossomos tar-
dios. Nos lisossomos, os ésteres de colesteril das partículas de LDL são hidrolisados em 
colesterol livre, que fica disponível na célula para a síntese de novas membranas (Ani-
mação 13.3). Se um excesso de colesterol livre se acumular na célula, esta interrompe 
tanto a sua própria produção de colesterol como a síntese das proteínas receptoras de 
LDL, de modo a cessar tanto a fabricação quanto a importação de colesterol.
Tal via regulada para a captação de colesterol está interrompida em indivíduos que 
herdam genes codificadores das proteínas receptoras de LDL defeituosos. Os altos níveis 
de colesterol sanguíneo resultantes predispõem esses indivíduos a desenvolver ateroscle-
rose prematuramente, e muitos morrem jovens por ataques cardíacos devidos à doença 
da artéria coronária se não forem tratados com fármacos como as estatinas, que baixam 
o nível de colesterol no sangue. Em alguns casos, o receptor está totalmente ausente. Em 
outros, os receptores são defeituosos – tanto no sítio de ligação à LDL extracelular como no 
Figura 13-50 Representação esque-
mática da macropinocitose. Os eventos 
de sinalização celular levam a uma repro-
gramação da dinâmica da actina, que, 
por sua vez, desencadeia a formação de 
protrusões na superfície celular. Quando as 
protrusões se colapsam sobre a superfície 
celular, elas aprisionam, de forma não 
específica, fluido e macromoléculas extra-
celulares, e as partículas neles contidas, 
formando grandes vacúolos, ou macropi-
nossomos, conforme mostrado.
ATIVAÇÃO DO
RECEPTOR
SINALIZADOR
FECHAMENTO DO VACÚOLO
REARRANJO
DE ACTINA MACROPINOCITOSE
Macropinossomo
PROTRUSÃO (ONDA) DA
MEMBRANA PLASMÁTICA
CITOSOL
Membranana
plasmática
Protrusão superficial da 
molécula proteica
Monocamada 
fosfolipídica
Molécula 
de éster 
de colesteril
Molécula de 
colesterol
22 nm
Apolipo-
proteína B
Figura 13-51 Partícula de lipoproteína de 
baixa densidade (LDL). Cada partícula esféri-
ca tem uma massa de 3 x 106 dáltons. Ela con-
tém um núcleo com cerca de 1.500 moléculas 
de colesterol esterificado em longas cadeias de 
ácidos graxos. Uma monocamada lipídica com-
posta de cerca de 800 fosfolipídeos e 500 mo-
léculas de colesterol não esterificado envolve o 
núcleo dos ésteres de colesteril. Uma única mo-
lécula de apolipoproteína B, uma proteína de 
500 mil dáltons na forma de cinturão, organiza 
a partícula e medeia a ligação específica de LDL 
aos receptores de LDL na superfície celular.
734 PARTE IV Organização interna da célula
sítio intracelular que se liga ao receptor da proteína adaptadora AP2 nas fossas revestidas 
por clatrina. No último caso, números normais de receptores de LDL estão presentes, mas 
falham em se localizar nas fossas revestidas por clatrina. Embora a LDL se ligue à superfície 
dessas células mutantes, ela não é internalizada, demonstrando diretamente a importância 
das fossas revestidas por clatrina na endocitose de colesterol mediada por receptores.
Sabe-se que mais de 25 receptores diferentes participam na endocitose mediada 
por receptores de diversos tipos de moléculas. Todos eles, aparentemente, utilizam vias 
de internalização dependentes de clatrina e são guiados para dentro das fossas revesti-
das por clatrina pelos sinais em suas caudas citoplasmáticas que se ligam às proteínas 
adaptadoras no revestimento de clatrina. Muitos desses receptores, assim como o recep-
tor de LDL, entram nas fossas revestidas independentemente de estarem ou não ligados 
aos seus ligantes específicos. Outros entram, de preferência, quando ligados a um ligante 
específico, sugerindo que uma mudança conformacional induzida pelo ligante é neces-
sária para que eles ativem a sequência-sinal que os guia para dentro das fossas. Visto 
que a maioria das proteínas da membrana plasmática não é capaz de se concentrar nas 
fossas revestidas por clatrina, as fossas servem como filtros moleculares, coletando pre-
ferencialmente certas proteínas da membrana plasmática (receptores) em vez de outras.
Estudos de microscopia eletrônica de células cultivadas expostas simultaneamente 
a ligantes marcados diferentemente demonstram que muitos tipos de receptores podem 
agrupar-se na mesma fossa revestida, enquanto alguns outros receptores agrupam-se 
em fossas revestidas por clatrina diferentes. A membrana plasmática de uma fossa reves-
tida por clatrina pode acomodar mais de cem receptores variados.
Proteínas específicas são recuperadas dos endossomos primários 
e devolvidas para a membrana plasmática
Os endossomos primários são a principal estação de sortimento da via endocítica, assim 
como as redes cis e trans de Golgi realizam essa função na via secretora. No ambiente 
levemente ácido dos endossomos primários, muitas proteínas receptoras internalizadas 
modificam as suas conformações e liberam os seus ligantes, como já discutido para os 
receptores de M6P. Esses ligantes endocitados que se dissociam dos seus receptores nos 
endossomos primários são comumente condenados à destruição nos lisossomos (ape-
sar de o colesterol ser uma exceção, como discutido antes), junto com outros conteúdos 
solúveis dos endossomos. Alguns outros ligantes endocitados, entretanto, permanecem 
ligados aosseus receptores e, assim, compartilham o destino dos receptores.
No endossomo primário, o receptor de LDL se dissocia de seu ligante, LDL, e é reci-
clado de volta à membrana plasmática para reúso, deixando que a LDL descarregada seja 
carregada para os lisossomos (Figura 13-52). As vesículas transportadoras de reciclagem 
brotam a partir de túbulos estreitos e longos que se estendem dos endossomos primários. 
É provável que a geometria desses túbulos ajude no processo de distribuição: como os tú-
bulos possuem uma grande área de membrana circundando um pequeno volume, as pro-
teínas de membrana se tornam enriquecidas em relação às proteínas solúveis. As vesículas 
de transporte devolvem o receptor de LDL diretamente para a membrana plasmática.
O receptor de transferrina segue uma via de reciclagem semelhante à do receptor 
de LDL, mas, ao contrário deste, o seu ligante também é reciclado. A transferrina é uma 
proteína solúvel que carrega o ferro no sangue. Os receptores de transferrina da superfície 
Figura 13-52 Endocitose de LDL me-
diada por receptores. Observe que a 
LDL se dissocia dos seus receptores no am-
biente ácido dos endossomos primários. 
Depois de um número de etapas, a LDL 
termina nos endolisossomos e lisossomos, 
onde é degradada e liberada como co-
lesterol livre. Ao contrário, os receptores 
de LDL são devolvidos para a membrana 
plasmática por meio de vesículas de trans-
porte que brotam da região tubular do 
endossomo primário, como representado. 
Para simplificar, somente um receptor de 
LDL entrando na célula e voltando à mem-
brana plasmática está ilustrado. Indepen-
dentemente de estar ou não ocupado, um 
receptor de LDL costuma realizar um turno 
de viagem para dentro da célula e retornar 
à membrana plasmática a cada 10 minu-
tos, totalizando várias centenas de viagens 
no seu período de vida de 20 horas.
RETORNO DOS RECEPTORES DE LDL 
PARA A MEMBRANA PLASMÁTICA
PERDA DO REVESTIMENTO
FUSÃO
LDL
CITOSOL Endossomo 
primário
Endossomo 
tardio
Endolisossomo
Lisossomo
Enzimas 
hidrolíticas
Colesterol 
livre
	Parte IV - Organização interna da célula
	Capítulo 13 - Tráfego intracelular de vesículas