RELATÓRIO DO GRUPO 7 - DPPC

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Faculdade de Ciência e Tecnologia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Determinação da Temperatura de Transição de fase sólido-
líquido em: 
Bicamadas de Glicerofosfatidilcolinas – efeito do comprimento 
da cadeia acilo e da presença de Colesterol. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Laboratório de Química III 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Aline Gomes 
Edilzo Andrade Filho 
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Faculdade de Ciência e Tecnologia 
 
 
 
 
Determinação da Temperatura de Transição de fase sólido-
líquido em: 
Bicamadas de Glicerofosfatidilcolinas – efeito do comprimento 
da cadeia acilo e da presença de Colesterol. 
 
 
Alunos: 
 
Aline Gomes 
 
_________________________________________ 
 
Edilzo Andrade Silva Filho 
 
_________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Experimento realizado dia 13 de novembro de 2012. 
 
Coimbra, 17 de novembro de 2012. 
 
 
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Sumário 
 
 
 
 
INTRODUÇÃO ................................................................................................................. 4 
OBJETIVO ........................................................................................................................ 4 
PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL ...................................................................................... 6 
RESULTADOS E DISCUSSÕES ...................................................................................... 7 
Conclusão ..................................................................................................................20 
Referências Bibliográficas ................................................................................................20 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Objetivo 
 
Determinação da temperatura de transição de fase sólido-líquido em lipossomas 
preparados a partir de glicerofosfatidilcolinas (1,2-dimiristoil 3-fosfocolina (DMPC) e 1,2-
dipalmitoil 3-fosfocolina (DPPC) puras e com 50% colesterol. Interpretação de resultados 
obtidos e conseqüências relativamente às propriedades das membranas biológicas. 
 
Introdução Teórica 
 
 As membranas biológicas são essenciais para a vida da célula. Membranas naturais 
consistem essencialmente em proteínas e lípidos. A estrutura em bicamadas das membranas 
biológicas é composta por uma variedade de lípidos que diferem significativamente em 
tamanho e estrutura devido as suas diferentes propriedades químicas. 
Os lípidos são biomoléculas insolúveis em água e altamente solúveis em solventes 
orgânicos. Suas funções biológicas incluem armazenamento de energia e permeabilidade 
entre o meio extracelular e intracelular. Existem cerca de 5×106moléculas lipídicas em uma 
área de 1 µm2 de bicamada lipídica. 
As três principais classes de lipídeos de membrana são os fosfolipídeos, os 
glicolipídeos e o colesterol. Todos os lipídeos de membrana têm um comportamento 
estrutural em comum: são anfipáticas (ou anfifílicas) – isto é, elas possuem uma 
extremidade hidrofóbica (não-polar) e uma extremidade hidrofílica (polar). O grau de 
anfifilicidade depende dos detalhes estruturais das moléculas de lipídeos. 
As moléculas de fosfolipídeos e glicolipídeos das membranas celulares apresentam 
cadeias de ácidos gordos que contém normalmente de 14 a 24 átomos de carbono. 
As bicamadas fosfolipídicas sofrem mudanças de estado físico em temperaturas 
específicas, chamadas temperatura de transição. Abaixo desta temperatura, as cadeias são 
mais ordenadas e interagem fortemente, apresentando consistência sólida; acima desta 
temperatura, elas são mais desordenadas e menos compactas, apresentando um estado 
líquido. A temperatura de transição varia conforme a composição da membrana: aumenta, 
quanto maior for o teor de ácidos graxos com cadeias longas e saturadas (aumenta a 
interação), e diminui quanto maior for o teor de ácidos graxos com cadeias curtas e 
insaturadas. 
O colesterol é importante porque, no organismo vivo, a membrana biológica é fluída, 
e o colesterol é o responsável por (1) um aumento na rigidez na porção periférica da 
membrana, (2) quando presente em concentrações muito altas impede que as cadeias 
carbônicas interajam fortemente, aumentando a fluidez da membrana. 
Os lipossomas (figura 1) são vesículas esféricas, constituídas de uma ou várias 
bicamadas concêntricas de lípidos, que isolam um ou vários compartimentos aquosos 
internos do meio externo. Uma grande vantagem dos lipossomas, com relação a outros 
sistemas transportadores de medicamento, é a sua elevada biocompatibilidade, 
especialmente quando estes são formados de lípidos pertencentes às famílias de lípidos 
naturais. Além disso, são sistemas altamente versáteis, cujo tamanho, lamelaridade, 
superfície, composição lipídica, volume e composição do meio aquoso interno podem ser 
manipulados em função dos requisitos farmacêuticos e farmacológicos. 
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Figura 1: Características estruturais dos lipossomas. 
Os lipossomas, classicamente, são preparados a partir do glicerofosfolipídeo, 
fosfatidilcolina. De uma forma mais geral, lipossomas podem ser obtidos a partir de 
qualquer substância anfifílica formadora de fase lamelar. Tipicamente, o diâmetro médio 
dos lipossomas varia de 20 a 5000 nm. Quando formada de lipídeo de temperatura de 
transição de fase menor que a temperatura do meio estudado, a membrana dos lipossomas 
se encontra na fase cristal-líquido ou "fluida" e os lípidos e suas cadeias de hidrocarboneto 
têm grande liberdade de movimento. Quando formada de lipídeo de temperatura de 
transição maior que a temperatura do meio estudado, a membrana dos lipossomas se 
encontra na fase gel ou "rígida" e os lípidos têm movimento restrito e suas cadeias de 
hidrocarboneto apresentam conformação "toda-trans". Um componente lipídico 
importante, que entra muitas vezes na composição dos lipossomas, é o colesterol. Este 
aumenta a rigidez das membranas no estado "cristal-líquido" e reduz a rigidez e os defeitos 
estruturais das membranas no estado "gel" (figura 2). Lípidos apresentando carga efetiva 
negativa ou positiva podem também ser incluídos na composição da membrana o que pode 
influenciar a taxa de incorporação de substâncias, impedir a agregação/fusão das vesículas 
lipídicas e modular o seu destino no organismo. 
 
Figura 2: Comportamento de fase das membranas lipídicas e o efeito do colesterol. 
 
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Procedimento experimental: 
 
Para a determinação da temperatura de transição de fase fez-se o preparo da solução 
tampão, do filme de lípido e por fim a preparação das vesículas multilamelares (MLV’s e 
Unilamelares (LUV’s)). 
A solução tampão foi preparada com hidrogenofosfato de sódio com concentração 
0,01 M e com uma solução de NaCl de concentração 0,15 M o pH dessa solução tampão foi 
acertado com solução de HCl e NaOH o que proporcionou um pH= 7,4. 
Em seguida foram preparados os filmes de DMPC, DPPC, DMPC com Colesterol 1:1 
(1mol de DMPC por mol de Colesterol) e DPPC com colesterol 1:1, contendo 1mol % de DPH. 
Foram pipetados os volumes de 0,3 ml de do lípido e 0,6 de DPH, depois deixou em repouso 
de acordo com o tempo necessário (10 minutos x n° de componentes) para garantir melhor 
a mistura de ambos. Após a mistura, realizou-se a evaporação do solvente aquecendo as 
paredes do tubo em um excicador, sob vácuo, durante 30 minutos. 
 
- Preparação das vesículas multilamelares (MLVs) 
 
Após o solvente orgânico ser evaporado até à secura do tubo de ensaio, foi possível 
observar o filme lipídico fino nas paredes, em seguida fez-se a hidratação do lípido com uma 
solução tampão previamente aquecida a uma temperatura superior a de transição de fase 
dos lípidos. A hidrataçãopossibilita o desprendimento do lípido das paredes do tubo, essa 
solução é então agitada vigorosamente no vortex, a agitação deve ser alternada com 
aquecimento da solução em banho a temperatura superior à transição de fase, sendo que 
esse processo foi repetido várias vezes até o momento em que não se via mais nenhum 
vestígio de filme nas paredes do tubo. Por fim obtêm-se uma suspensão de MLV. 
 
- Preparação das vesículas unilamelares (LUVs) 
 
Para a preparação dessas vesículas realizou-se sonicação – ultrassons com potência 
de 3 W em dois ciclos de três minutos (usualmente com sonificadores são com ponta de 
titânio, após a sonicação a suspensão lipídica deverá estar praticamente límpida, esse 
processo foi repetido até se obter uma “pseudo-absorvância” de 0,5 ao comprimento de 
onda máximo de absorção do DPH. No entanto, fez-se uma diluição acrescentando um 
volume de 5,340 ml de solução tampão para se ter uma melhor “pseudo-absorvância” de 
0,2. Após esse processo a solução foi colocada em banho numa temperatura de 15°C, para o 
processo de recozimento, destinado a eliminar defeitos nas bicamadas resultantes da 
sonicação. 
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Figura 3: Formação das vesículas MLVs e LUVs. 
 
 
Medição do espectro de Fluorescência do DPH inserido nas LUVs. 
 
O espectro de emissão de fluorescência foi medido excitando a solução num 
comprimento de onda, no qual a absorvância do DPH é máximo. 
 
Resultados e Discussão: 
 
Absorção e emissão da Radiação eletromagnética: 
 
 
A técnica utilizada para determinar a fluidez da membrana foi a de anisotropia de 
fluorescência, para tal é necessário à utilização de uma sonda fluorescente, que nesse caso 
foi o DPH. A anisotropia de fluorescência é feita através do grau de rotação da sonda 
durante o tempo de vida no estado excitado, o que permite verificar viscosidade do lípido, 
pois caso apresente alguma rigidez do lípido que envolve a sonda, têm-se alterações nos 
movimentos rotacionais das sondas o que provocam alterações na anisotropia. 
As medições de anisotropia de fluorescência implicam necessariamente a utilização 
de moléculas lipossolúveis cuja estrutura química permita a sua integração membranar, 
sendo o movimento destes fluoróforos condicionado pelo microambiente que os envolve 
(Slavic, J., 1994). 
No presente trabalho, a molécula utilizada como sonda de fluidez ou de anisotropia 
de fluorescência foi o DPH (1,6-difenil-1,3,5-hexatrieno). 
O DPH só emite fluorescência em ambientes hidrofóbicos e particiona com as 
membranas fosfolipídicas, tanto no estado de gel como de cristal líquido (Ikeda, T. et al., 
1983). 
 
Figura 4: Fórmula Estrutural do DPH. 
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O DPH possui uma estrutura alongada e propriedades apolares fazendo com que a 
molécula em seu eixo maior se alinhe paralelamente às cadeias fosfolipídicas (Shinitzky e 
Barenholz, 1974; Trotter e Storch, 1989). 
O DPH inserido nas vesículas é excitado por luz pulsada no comprimento de onda em 
torno de 350 - 370 nm, a simetria do estado fundamental S0 e o primeiro estado excitado S1 
são caracterizados por simetria Ag, enquanto que o segundo estado excitado S2 tem 
simetria Bu. Portanto, a transição S0 → S1 envolveria estados de mesmas simetrias, ou seja, 
é uma transição proibida por simetria (Allen e Whitten, 1989). Assim, a absorção de fótons 
dá-se para o segundo estado excitado (ou seja, S0 → S2). Por sua vez, do S2, relaxa 
rapidamente para o S1, de modo que a emissão fluorescente que ocorreria é S1 → S0. 
Porém esta transição é igualmente proibida por simetria. Entretanto, a diferença energética 
entre os estados S1 e S2 é muito pequena (~1000 cm-1) (Allen e Whitten, 1989), o que leva a 
um o que leva a um acoplamento entre estes dois níveis eletrônicos. Dessa forma, quebra-se 
a simetria do orbital tornando o orbital S1 “impuro” e, portanto, a transição emissiva S1 → 
S0 permissível (Figura 5). 
 
Figura 5: Energia dos estados fundamental e excitados DPH 
 
 Uma das vantagens do DPH é possuir um coeficiente de extinção molar (81000 L mol-1 cm-1), 
o que permite a análise de soluções diluídas; a constância do grau de polarização entre 320 a 
380 nm, o que permite a escolha dos comprimentos de onda de excitação; as suas rotações 
serem provavelmente isotrópicas; as rotações à volta do maior eixo da molécula serem 
rápidas sem deslocarem o momento de transição e portanto, sem alterarem a 
despolarização e,finalmente, as fases de transição das membranas serem muito nítidas com 
o DPH (Lakowicz, J.R., 1999). 
A molécula de DPH dentro da molécula do lípido é orientada paralelamente ao eixo 
da cadeia carbonada, como mostra a figura 6. 
 
 
Figura 6: Localização do DPH no lípido. 
 
Para a obtenção dos gráficos de absorvância, a análise foi realizada na faixa de 
comprimento de onda de 300 a 600nm sendo está à região do visível, no entanto sabe-se 
que a sonda utilizada no experimento DPH tem um máximo de absorção na região de 320 a 
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380nm. É possível observar que a máxima absorção obtida nas condições em que o 
experimento foi realizado foi no comprimento de onda de 360nm. 
As representações gráficas da absorvância das suspensões de vesículas antes e após a 
sonicação podem ser vistas no gráfico 1. 
 
 
Gráfico 1: Absorvância antes e após as sonicações em DPPC. 
 
De acordo com as absorvâncias obtidas, observa-se que há uma maior absorção 
antes da suspensão ser sonicada tendo uma absorvância de 1,01μm isso é devido ao número 
de bicamadas que apresentam essas soluções, ou seja, antes da sonicação as vesículas 
formadas são multilamelares – MLV (multilamellar vesicles) maiores que 1μm e após a 
sonicação a absorvância foi de 0,625μm (1° sonicação) e 0,556μm (2° sonicação) pois nesse 
caso elas passaram a ser unilamelares LUV (large unilamellar vesicles) maiores que 100 nm, 
sendo esse o fator que influencia diretamente na absorção como mostra a figura 7. 
 
Figura 7: Representação esquemática de vários tipos de lípidos de acordo com a classificação 
em termos de tamanhos. 
 
Cálculo da Concentração do DPH no Lípido DPPC: 
 
Para o cálculo da concentração do DPH, utiliza-se a equação de Beer-Lambert A=bc, 
onde A é a absorbância, ε é a absortividade molar em unidades de L mol-1 cm-1, b é o 
comprimento do caminho da amostra e c é a concentração do elemento que absorve, na 
solução, em mol.L-1. 
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Conforme mostra o gráfico 1, o máximo de absorvância após as sonicações foi de 
1,01μm, sabendo que a absortividade molar do DPH é de 81000 L.mol-1.cm-1 e que o 
caminho óptico b é de 1 cm pode-se calcular a concentração. 
 
A=bc, 
 
Antes da sonicação: 
 = A / bc 
81000 L mol-1 cm-1 = 1,001 / 1 cm x C 
C= 1,24 x10-5 mol/L 
 
Após a 1° da sonicação: 
 = A / bc 
81000 L mol-1 cm-1 = 0,625 / 1 cm x C 
C= 7,72 x10-6 mol/L 
 
Após a 2° da sonicação: 
 = A / bc 
81000 L mol-1 cm-1 = 0,556 / 1 cm x C 
C= 6,86 x10-6 mol/L 
 
 
De acordo com os dados obtidos acima, pode-se observar que a concentração de 
DPH antes da sonicação é C= 1,24 x10-5 mol/L e após as sonicações ocorrem diminuições nas 
concentrações, sendo na 1° sonicação obtêm-se uma concentração de DPH C= 7,72 x10-6 
mol/L e na 2° sonicação uma concentração de DPH C= 6,86 x10-6 mol/L. Essa diminuição da 
concentração é observada devido a degradação do DPH pelas ondas do ultrassom utilizado, 
bem como da potência do ultrassom e do intervalo de tempo de sonicação, ou seja, quanto 
maiores potências e sonicações, maiores as degradações sofridas pelo DPH e menor a sua 
concentração no lípido. 
Na emissão de fluorescência, os estados de excitação envolvidos são mais internos, 
sendo o estado (S1 → S0) e ambos de simetria Ag, caso ocorra à redução dos acoplamentos 
entre os estados S1 e S2 ocorrerá à redução da emissão de luz pelo DPH (Cehelnik e col., 
1975). No espectrode emissão de fluorescência o comprimento de onda são maiores 
(energia mais baixa) que o espectro de absorção por causa da perda de energia do estado 
excitado devido a relaxação vibracional, como se observa nos gráficos 2. 
Para uma melhor comparação das intensidades de emissão de cada lípido, foi 
efetuado a normalização no qual dividiu a intensidade de emissão pela maior intensidade 
observada. 
 Sendo assim observa-se que a emissão de fluorescência dos lípidos, ocorrem nos 
comprimentos de onda λ entre 400 e 450 nm. As intensidades de emissão do DPPC 0,070; 
DPPC com colesterol 0,055; DPMC 0,076 e DMPC com colesterol 0,060. 
De acordo com os gráficos 2.a e 2.b, observa-se que o DPPC com colesterol tem uma 
intensidade de fluorescência maior logo também apresenta um rendimento quântico maior, 
pois a intensidade e tempo de vida são proporcionais ao rendimento quântico. Já as outras 
misturas lipídicas apresentam rendimentos menores, ou seja, uma menor intensidade de 
emissão de fluorescência,o que se pode afirmar que a emissão de fluorescência depende da 
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mistura lipídica. Isso ocorre, pois a camada lipídica que rodeia e o DPH interagem através de 
atrações dipolares (dipolo permanente e induzido), e esses dipolos são diferentes no estado 
fundamental e excitado, ou seja, os dipolos geralmente são maiores no estado excitado. 
 Sendo assim, as interações sonda e lípido se alteram imediatamente após a excitação 
o que faz com que ocorra um rearranjo molecular, quando as moléculas do DPH retornam 
para o estado fundamental as moléculas que o rodeiam tentam entrar em equilíbrio com ele 
novamente e durante esse processo parte da energia é perdida e quanto maior é a interação 
da sonda com as moléculas que o rodeiam, maior é a perda de energia. Diante disto, quanto 
maior a perda de energia menor será a fluorescência. 
 Podemos inferir observando os gráficos abaixo que, as camadas lípidas de DMPC 
possuem uma emissão menor que as de DPPC, isso provavelmente se deve ao fato ao 
tamanho das cadeias carbônicas, pois, o DMPC (14 carbonos) consegue interagir mais com o 
DPH do que as cadeias de DPPC (16 carbonos). 
 De acordo com (Lacowics, J.R. 1999), o rendimento quântico e o tempo de vida de 
fluorescência diminuem com o aumento de polaridade do meio, o que nos indica que as 
membranas fosfolipídicas tem características de polaridade distintas. (Slavik, J., 1994). 
 
 
Gráfico 2.a: emissão de fluorescência antes da rampa 
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0
350 400 450 500 550
In
te
ns
id
ad
e
λ(nm)
Ajuste do DPPC com
colesterol
Ajuste do DMPC com
colesterol
Ajuste do DPPC
Ajuste do DMPC
 
Gráfico 2.a.1: Representação do ajuste da emissão de fluorescêsncia antes da rampa para os 
diferentes lípidos. 
 
 
 
Gráfico 2.b: emissão de fluorescência após a rampa 
 
 Os valores determinados na literatura para absorção e emissão são 350-360 nm e 430 
nm respectivamente, pode se observar que os resultados obtidos na experência estão 
próximos do que se espera, essas pequenas diferenças são oriundas de variações 
experimentais (equipamentos e condições em que se realizou a análise). 
 
 
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Anisotropia em função da Temperatura. 
 
Para a determinação da anisotropia de fluorescência realizou-se o experimento num 
intervalo de temperaturas compreendidas entre 15°C e 55°C, sendo o DPH excitado no 
comprimento de onda de 360nm. 
A anisotropia de fluorescência é determinada através do grau de polarização da luz 
emitida pela sonda DPH, após excitação por um feixe de luz também polarizada, ou seja, é 
possível medir a anisotropia devido o grau de difusão rotacional do DPH durante o tempo de 
vida do estado excitado o qual, por seu lado, depende das características do meio onde está 
situado. As amostras foram excitadas com luz polarizada verticalmente. As intensidade de 
fluorescência polarizadas verticalmente e horizontalmente são medidas e com a equação 1, 
pode-se determinar a anisotropia do sistema , onde esse fator G permite corrigir a diferente 
sensibilidade do detector à radiação com polarização vertical e horizontal IHV/IHH, que nesse 
caso foi de 1,62. 
 
Equação 1: fórmula da anisotropia 
 
 As sondas quando excitadas, absorvem preferencialmente fotões cujos vetores 
elétricos estão alinhados paralelamente aos seus momentos de transição, que têm uma 
orientação definida relativamente aos eixos moleculares. Em soluções isotrópicas, a sonda 
encontra-se orientado aleatoriamente. Após excitação com luz polarizada, ocorre à 
excitação seletiva das moléculas de DPH cujo dipolo de transição é paralelo ao vetor elétrico 
da excitação. Isto resulta numa população de DPH parcialmente orientados e numa emissão 
de fluorescência parcialmente polarizada. A despolarização é ocasionada devido à difusão 
rotacional. 
 As sondas permitem obter informações sobre a fluidez e a viscosidade das 
membranas, conforme pode ser observado no gráfico 3; a anisotropia para os lípidos sem 
colesterol, apresentam uma curva mais acentuada diferentemente dos outros lípidos que 
tem em sua constituição o colesterol no qual apresenta um gráfico praticamente linear. Isso 
ocorre devido o colesterol alterar a bicamada, pois ele é um modulador da fluidez devido 
grande parte da sua molécula estar intercalada entre as cadeias dos fosfolipídios, o que 
reduz consideravelmente a permeabilidade da bicamada que se apresentam fluidas à 
temperatura ambiente. Alterando a rigidez do lípido que envolve o DPH, altera-se também o 
movimento rotacional e conseqüentemente a anisotropia do sistema. 
 A anisotropia do sistema permite identificar a capacidade do DPH despolarizar o plano 
de luz polarizada da fonte de excitação. Esta despolarização ocorre entre a absorção da luz 
polarizada e a emissão de fluorescência. É o movimento do DPH, que se nos permite obter 
valores de anisotropia de fluorescência, ou seja, a rotação depende meio que o rodeia o 
DPH. 
 O gráfico abaixo apresentam valores de anisotropia elevados e baixos de acordo com a 
temperatura, os valores elevados de anisotropia são devido a uma elevada ordem estrutural 
e uma baixa fluidez de membrana, enquanto que baixos valores de anisotropia estão 
associados à elevada fluidez (Slavik, J., 1994). 
 
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Gráfico 3: Anisotropia em função da temperatura pelos diferentes lípidos, sem normalizar. 
 
Pode-se dizer que a rotação livre das ligações simples C-C resulta em movimentos 
vigorosos das caudas de fosfolípidos a temperaturas mais elevadas, o que também assegura 
a fluidez membranar. Com a diminuição da temperatura a bicamada sofre uma transição de 
fase, ou seja, passa de uma fase desordenada para uma fase mais ordenada. Com essa 
transição é formada a fase lamelar sólido-cristalina ou fase gel, isto é, a anisotropia de 
fluorescência diminui com o aumento da temperatura na transição de fase gel/ fluído, pois 
devido a baixa viscosidade a taxa da difusão rotacional é tipicamente mais rápida do que a 
taxa de emissão, logo a anisotropia é próxima de zero. 
 Para diminuir o ruído e assim melhorar os resultados obtidos com o gráfico, fez-se a 
normalização utilizando o aplicativo Sover disponível em Excel. 
 
 
Gráfico 4.a: anisotropia em função da temperatura do DPPC com colesterol da rampa 1 com 
ajuste. 
 
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Gráfico 4.b: anisotropia em função da temperatura do DMPC com colesterol da rampa 1 
com o respectivo ajuste. 
 
 
 
Gráfico 4.c: anisotropia em função da temperatura do DPPC sem colesterol da rampa 1 com 
o ajuste. 
 
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Gráfico 4.d: anisotropia em função da temperatura do DMPC da rampa 1 com o ajuste. 
 
 
Gráfico 4.e: anisotropia em função da tempertura do DPPC com colesterol da rampa 2 com o 
ajuste.17 
 
 
 
 
Gráfico 4.f: anisotropia em função da temperatura do DMPC com colesterol da rampa 2 com 
o ajuste. 
 
 
Gráfico 4.g: anisotropia em função da temperatura do DPPC da rampa 2 com ajuste. 
 
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Gráfico 4.h: anisotropia em função da temperatura do DMPC da rampa 2 com ajuste 
 
 
Temperatura de Transição de Fase 
 
 Como se pode observar nos gráficos 4.a; 4.b; 4.c; 4.d; 4.e; 4.f; 4.g e 4.h, cada lípido 
apresenta uma temperatura na qual uma ocorre uma mudança no seu estado físico 
membranar esse fato é chamado de temperatura de transição. Os lipídios sofrem transição 
de fase gel para líquido-cristalina quando há um aumento de temperatura onde se observa 
uma temperatura de transição – essas temperaturas estão registradas nas tabelas 1 e 2. 
 A transição da fase organizada para a fase líquido-cristalino é sempre endotérmica 
(absorve calor). Abaixo da temperatura de transição, as cadeias são mais ordenadas e 
interagem fortemente, apresentando consistência sólida, ou seja, as acilas estão na forma 
gauche (baixa energia); acima desta temperatura, elas são mais desordenadas e menos 
compactas, apresentando um estado líquido (acilas cis com alta energia). Figura8. 
 
Figura 8: Representação esquemática das bicamadas dos lípidos nas fases: gel e líquido-
cristalino. 
 
Essas diferenças de temperaturas nos lípidos ocorrem devido às temperaturas de 
transições aumentarem com o comprimento da cauda, pois são maiores as interações de 
Van der Waals, ou seja, o DPPC apresenta uma cadeia saturada de 16 átomos de carbono e 
DPMC uma cadeia saturada com 14 átomos, logo a temperatura de transição de fase do 
DPPC é bem maior do que a DMPC como mostram os resultados acima. 
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 Já nos lípidos que apresentam em sua estrutura o colesterol observa-se uma curva 
muito menos acentuada do que nos lípidos sem colesterol, isso ocorre, pois o colesterol 
aumenta a rigidez das membranas no estado "cristal-líquido” o que acaba produzindo 
estados intermediários de fluidez. Essa rigidez é devida o colesterol inserir-se no interior da 
bicamada lipídica com seus grupos hidroxilas polares próximos aos grupos de cabeças 
fosfolipídicas, e o seu anel esteróide rígido interage e imobiliza as regiões das cadeias de 
hidrocarbonetos próximas aos grupos das cabeças polares. 
Se a razão colesterol-fosfolipídios for elevada, as temperaturas de transição são 
praticamente abolidas, como mostram os gráficos acima. 
As tabelas 1 e 2, abaixo, trazem as informações referentes às temperaturas de 
transição dos respectivos lípidos como também da largura da transição de fase. 
A temperatura de transição é a própria média para os lípidos que não contém 
colesterol. Nota-se que a largura da transição de fase também não tem valores, visto que o 
excel, nesse caso o ajuste feito no solver, não proporcionou valores significativos para serem 
expostos. 
 
Lípido Temperatura de transição Largura da transição de fase 
DPPC com colesterol - - 
DMPC com colesterol - - 
DPPC 44,2 ºC 2,3 
DMPC 25,2 ºC 2,2 
Tabela 1: dados referentes à primeira rampa. 
 
Lípido Temperatura de transição Largura da transição de fase 
DPPC com colesterol - - 
DMPC com colesterol - - 
DPPC 42,6 °C 2,6 
DMPC 23,7 ºC 2,3 
Tabela 2: dados referentes à segunda rampa. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Conclusão: 
 
 O DPH é um hidrocarboneto aromático quimicamente estável que não reage em água 
e etanol na temperatura ambiente. O DPH em meio homogêneo (água/solvente orgânico) 
apresenta dois fenômenos distintos que afetam suas propriedades espectrofotométricas; 
estes são dependentes do teor de água no solvente orgânico. No primeiro, os estados 
excitados do DPH são desativados por moléculas de água segundo um processo de 
supressão de fluorescência dinâmica. O segundo, envolve auto-agregação da sonda que 
afeta significativamente suas propriedades de absorção e emissão de fluorescência. 
As altas quantidades de sonda e baixas temperaturas provocam desvios na Lei de 
Beer e a elevação da temperatura favorece a monomerização. 
 
 
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