TCC CARACTERIZAÇÃO DOS MICRORGANISMOS GRAM-NEGATIVOS ISOLADOS DE HEMOCULTURAS DE PACIENTES EM TRATAMENTO HEMODIALÍTICO

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO ESPÍRITO SANTO 
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE 
DEPARTAMENTO DE CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS 
CURSO DE GRADUAÇÃO EM FARMÁCIA 
 
 
 
 
 
LOUISE MODENESI CORTI 
MARIANA ABOU MOURAD FERREIRA 
 
 
 
 
 
CARACTERIZAÇÃO DOS MICRORGANISMOS GRAM-NEGATIVOS 
ISOLADOS DE HEMOCULTURAS DE PACIENTES EM TRATAMENTO 
HEMODIALÍTICO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
VITÓRIA 
2016 
LOUISE MODENESI CORTI 
MARIANA ABOU MOURAD FERREIRA 
 
 
 
 
 
 
 
 
CARACTERIZAÇÃO DOS MICRORGANISMOS GRAM-NEGATIVOS 
ISOLADOS DE HEMOCULTURAS DE PACIENTES EM TRATAMENTO 
HEMODIALÍTICO 
 
 
 
 
 
 
 
 
Trabalho de Conclusão de Curso 
apresentado à disciplina de TCC II do 
Curso de Farmácia do Centro de Ciências 
da Saúde da Universidade Federal do 
Espírito Santo como requisito avaliativo. 
 
Orientadora: Prof.ª. Drª. Kênia Valéria dos 
Santos 
 
 
 
 
VITÓRIA 
2016 
AGRADECIMENTOS 
 
À nossa orientadora Profª. Drª. Kênia Valéria dos Santos, pela paciência e pelos 
ensinamentos. 
Aos nossos companheiros de laboratório, Pâmella, Rodrigo e Cristiana pela 
convivência e auxílio durante as pesquisas. 
Aos funcionários dos laboratórios do Departamento de Patologia, Liamara, Célia, 
Érika, Simone, Steveen, essenciais durante a realização dos experimentos. 
À Fundação de Amparo à Pesquisa do Espírito Santo (FAPES) e à Pró-Reitoria de 
Pesquisa e Pós-Graduação da UFES (PRPPG) pelo apoio financeiro necessário 
para a execução deste trabalho. 
À Profª. Drª Sarah Gonçalves Tavares, à Profª. Drª Ana Cristina Nascimento 
Chiaradia e à Profª. Drª Rita de Cássia Ribeiro Gonçalves por aceitarem compor 
nossa banca de avaliação deste trabalho de conclusão de curso. 
 
AGRADECIMENTOS - LOUISE 
 
Agradeço, primeiramente, a Deus, que está todos os dia iluminando minha vida, me 
mostrando quais são os melhores caminhos a seguir e me dando forças pra 
continuar em busca dos meus sonhos. 
Aos meus pais, Marta e Alexandre, e ainda à minha irmã Mayara, pelo incentivo e 
apoio constante durante toda a graduação. Por todo carinho e amor, e por me 
aguentarem nos momentos de angustia e reclamação. Obrigada por nunca me 
deixarem desanimar e serem meu porto seguro. 
Ao Fernando, que esteve presente na reta final da minha graduação e que soube 
dar apoio e ouvir todas as minhas reclamações. 
À Bia, que sempre me apoiou, incentivou e aconselhou durante os momentos tristes. 
Às minhas amigas Carol, Isadora, Larissa, Sabrina, Gézilla, presentes que a UFES 
me deu, e que tornaram meus dias mais leves durante toda a graduação. Obrigada 
por todos os momentos de descontração e risada e ainda por toda a força. 
À Mariana, minha dupla, por aguentar junto comigo todos os sufocos que 
apareceram durante a realização do projeto de TCC. 
Aos meus familiares que mesmo longe nunca deixaram de me apoiar e incentivar. 
 
AGRADECIMENTOS - MARIANA 
 
Agradeço a Deus por me guiar, me dar forças e me abençoar com pessoas 
maravilhosas ao longo desta caminhada. 
Aos meus familiares que, de longe ou perto, contribuíram para a realização dos 
meus sonhos, me incentivando a seguir o caminho dos estudos. 
À minha mãe e irmãs por compreenderem minha ausência e por torcerem pelo meu 
sucesso. 
Ao meu pai, por toda paciência, incentivo e amor durante esses anos de graduação. 
Você é minha inspiração para seguir sempre em frente, dedico a você este trabalho. 
Ao Dyogo, pelo companheirismo, apoio, motivação e carinho. Sem você, esse 
caminho seria muito mais difícil. 
Aos meus professores e coordenadores de estágio pelos valiosos ensinamentos e 
conselhos. 
Aos meus amigos e colegas de turma, por tornarem essa etapa mais alegre e por 
estarem comigo nos momentos em que mais precisei. 
À minha companheira de TCC, Louise, pela parceria e amizade durante todo o 
período de estudos. 
 
 
RESUMO 
 
Em decorrência do envelhecimento populacional e do aumento da expectativa de 
vida, as doenças renais crônicas estão cada vez mais presentes no mundo inteiro. 
No Brasil, a terapia renal substitutiva mais utilizada é a hemodiálise, porém é um 
procedimento que apresenta, dentre outros, o risco de bacteremias. Estas infecções 
são causadas por bactérias Gram-positivas ou Gram-negativas em proporções 
semelhantes, de forma que a terapia antimicrobiana é empírica, com o uso de um 
agente anti-estafilocócico, notadamente a vancomicina, mais um aminoglicosídeo 
(gentamicina) ou cefalosporina de terceira geração contra os Gram-negativos. Neste 
sentido, propomos com este estudo, caracterizar os microrganismos Gram-negativos 
isolados de bacteremias de pacientes em tratamento hemodialítico quanto ao perfil 
de susceptibilidade aos antimicrobianos. No período de novembro de 2013 a 
novembro de 2014, um total de 117 amostras bacterianas provenientes de 
bacteremias verdadeiras foram recebidas no Laboratório de Biologia de 
Microrganismos e Antimicrobianos (BioMA-Lab), sendo que destas, 55 (47%) foram 
de bacilos Gram-negativos (BGN). Dentre os BGN isolados, 39 (71%) foram bacilos 
Gram-negativos fermentadores (BGN-F) e 16 (29%) foram bacilos Gram-negativos 
não fermentadores (BGN-NF). As amostras de enterobactérias foram as que 
apresentaram a maior resistência ou perfil intermediário aos antimicrobianos 
testados quando comparadas aos BGN-NF. A terapia antimicrobiana empírica para o 
controle de BGN adotada nas unidades que fizeram parte deste estudo não parece 
adequada, pois Stenotrophomonas maltophilia, responsável por 20% das 
bacteremias por BGN, não é coberta por gentamicina. Portanto, é essencial o 
conhecimento do perfil microbiológico e de susceptibilidade destes microrganismos 
para a resolução completa da infecção. 
 
Palavras-chave: hemodiálise; bacteremia; bactérias Gram-negativas; 
antimicrobianos. 
 
 
ABSTRACT 
 
Due to the population ageing and increased life expectancy, chronic kidney diseases 
are increasingly present throughout the world. In Brazil, the most widely used renal 
replacement therapy is hemodialysis, but it is a procedure that has, among others, 
the risk of bacteremia. These infections are caused by Gram-positive or Gram-
negative bacteria in similar proportions, so that the antimicrobial therapy is empirical, 
using an anti-staphylococcal agent, notedly vancomycin, plus an aminoglycoside 
(gentamicin) or third-generation cephalosporin against Gram-negative. In this regard, 
we propose with this study, to characterize Gram-negative microorganisms isolated 
from bacteremia of patients undergoing hemodialysis as their microbiological profile 
and antimicrobial susceptibility. From November 2013 to November 2014, a total of 
117 bacterial samples from true bacteremia were received in Laboratório de Biologia 
de Microrganismos e Antimicrobianos (BioMA-Lab), and of these, 55 (47%) were 
caused by Gram-negative bacilli (GNB). Among BGN isolates, 39 (71%) were 
fermenters Gram-negative bacilli (FGNB) and 16 (29%) were nonfermenters Gram-
negative bacilli (NFGNB). The enterobacteria strains showed the highest resistance 
or intermediate profile to antimicrobials tested when compared to NFGNB. The 
empiric antimicrobial therapy for BGN’s control adopted in the units who participated 
in this study, does not seem appropriate since Stenotrophomonas maltophilia, 
responsible for 20% of bacteremia by BGN, is not covered by gentamicin. Therefore, 
knowledge of the microbiological profile and susceptibility of these microorganisms is 
essential for the complete resolution of the infection. 
 
Keywords: hemodialysis; bacteremia; Gram-negative bacteria;antimicrobials. 
 
 
LISTA DE SIGLAS 
 
ANVISA – Agência Nacional de Vigilância Sanitária 
ATCC – American Type Culture Collection 
BGN – Bacilos Gram-negativos 
BGN-F – Bacilos Gram-negativos Fermentadores 
BGN-NF – Bacilos Gram-negativos Não Fermentadores 
BHI – Brain Heart Infusion (Infusão de Cérebro e Coração) 
CC – Controle de Crescimento 
CE – Controle de Esterilidade 
CIM – Concentração Inibitória Mínima 
CLSI – Clinical and Laboratory Standards Institute 
CVC – Cateter Venoso Central 
DRC – Doença Renal Crônica 
ESBL – Extended-spectrum Beta-lactamase (β-lactamase de Espectro Estendido) 
FAV – Fistula Arteriovenosa 
HD – Hemodiálise 
ICS – Infecção de Corrente Sanguínea 
IRC – Insuficiência Renal Crônica 
IRCT – Insuficiência Renal Crônica Terminal 
MDR – Multidrug-Resistant (Resistente a Múltiplas Drogas) 
ONPG – o-nitrofenol-beta-d-galacto-piranosídeo 
PDR – Pandrug Resistant 
TFG – Taxa de Filtração Glomerular 
TRS – Terapia Renal Substitutiva 
TSA – Teste de Sensibilidade aos Antimicrobianos 
UAACN – Unidade de Assistência de Alta Complexidade em Nefrologia 
UFC – Unidade Formadora de Colônia 
XDR – Extreme Drug Resistant 
 
SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO ........................................................................................................ 9 
1.1 DOENÇA RENAL CRÔNICA E TERAPIA RENAL SUBSTITUTIVA .................. 9 
1.2 DIÁLISE: DEFINIÇÃO, CLASSIFICAÇÃO E CARACTERÍSTICAS ................. 10 
1.3 DIÁLISE NO BRASIL ...................................................................................... 12 
1.4 BACTEREMIAS ASSOCIADAS AO PROCESSO DE DIÁLISE ...................... 13 
1.5 ÁGUA DE DIÁLISE ......................................................................................... 14 
1.5.1 QUALIDADE DA ÁGUA DE DIÁLISE .......................................................... 15 
1.5.2 SISTEMAS DE TRATAMENTO DA ÁGUA PARA HEMODIÁLISE .............. 15 
1.5.3 MONITORAMENTO DA ÁGUA DE DIÁLISE ............................................... 16 
1.6 TERAPIA ANTIMICROBIANA EMPÍRICA ....................................................... 18 
1.7 BACILOS GRAM NEGATIVOS RESISTENTES A MÚLTIPLAS DROGAS ..... 19 
2 JUSTIFICATIVA .................................................................................................... 21 
3 OBJETIVOS .......................................................................................................... 22 
3.1 OBJETIVO GERAL ......................................................................................... 22 
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ........................................................................... 22 
4 METODOLOGIA .................................................................................................... 23 
4.1 CLASSIFICAÇÃO E LOCAL DO ESTUDO ..................................................... 23 
4.2 ORIGEM DAS AMOSTRAS BACTERIANAS .................................................. 23 
4.3 IDENTIFICAÇÃO DOS BACILOS GRAM-NEGATIVOS .................................. 24 
4.3.1 TESTE DE OXIDASE: TRIAGEM DOS BACILOS GRAM-NEGATIVOS ..... 24 
4.3.2 IDENTIFICAÇÃO BIOQUÍMICA .................................................................. 25 
4.4 TESTE DE SUSCEPTIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS (TSA) .............. 26 
4.4.1 MÉTODO DE DISCO-DIFUSÃO ................................................................. 27 
4.4.1.1 Preparação do meio ................................................................................... 27 
4.4.1.2 Preparo do inoculo ..................................................................................... 27 
4.4.2. MÉTODO DE MICRODILUIÇÃO .................................................................. 30 
4.4.2.1 Preparação da solução estoque de antimicrobiano .................................... 30 
4.4.2.2 Microdiluição .............................................................................................. 31 
5 RESULTADOS ...................................................................................................... 33 
5.1 DISTRIBUIÇÃO DOS BACILOS GRAM-NEGATIVOS .................................... 33 
5.2 IDENTIFICAÇÃO DOS ISOLADOS ................................................................ 33 
5.3 ANÁLISE DO PERFIL DE SUSCEPTIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS .. 35 
5.3.1 MÉTODO DE DISCO DE DIFUSÃO............................................................ 35 
5.3.2 MÉTODO DE MICRODILUIÇÃO ................................................................. 41 
6 DISCUSSÃO ......................................................................................................... 45 
7 CONCLUSÃO ........................................................................................................ 50 
8 REFERÊNCIAS ..................................................................................................... 51 
ANEXO I ....................................................................................................................... 58 
ANEXO II....................................................................................................................... 59 
ANEXO III...................................................................................................................... 61 
ANEXO IV ..................................................................................................................... 62 
9 
 
 
1 INTRODUÇÃO 
 
1.1 DOENÇA RENAL CRÔNICA E TERAPIA RENAL SUBSTITUTIVA 
 
A doença renal crônica (DRC) ou insuficiência renal crônica (IRC) caracteriza-se por 
alterações heterogêneas funcionais ou estruturais nos rins (MINISTÉRIO DA 
SAÚDE, 2014), impedindo-os de eliminarem as substâncias tóxicas do corpo. Estas 
alterações ocorrem de maneira demorada, crescente e irreversível. Os sintomas são 
silenciosos, normalmente só aparecem após a função renal cair pela metade 
(SOCIEDADE BRASILEIRA DE NEFROLOGIA, acesso em 30 out. 2015). 
Dentre as causas para o desenvolvimento da DRC, a diabetes e a hipertensão são 
consideradas os dois principais fatores. Entretanto, outras condições também podem 
ser consideradas como, por exemplo, glomerulonefrite, causas genéticas, 
malformações que ocorrem no desenvolvimento do feto, lúpus e outras doenças que 
afetam o sistema imunológico, obstruções ou infecções urinárias recorrentes 
(NATIONAL KIDNEY FOUNDATION, 2007). 
Segundo a National Kidney Foundation, os estágios da DRC estariam baseados na 
presença de afecções renais e na taxa de filtração glomerular (TFG), que seria uma 
medida do nível da função renal. Com base na Tabela 1 é possível visualizar a 
classificação dos estágios. 
Tabela 1: Estágios da insuficiência renal 
Estágios da insuficiência renal 
Estágio Descrição Taxa de Filtração Glomerular 
(TFG)* (mL/min) 
1 Afecções renais (por exemplo, 
proteína na urina) com TFG normal 
90 ou acima 
2 Afecções renais com leve redução na 
TFG 
60 a 89 
3 Redução moderada da TFG 30 a 59 
4 Redução grave da TFG 15 a 29 
5 Falência renal Menos de 15 
* O número da TFG (mL/min) informa ao médico o nível da função renal. À medida que a 
insuficiência renal progride, o número da TFG diminui. 
Fonte: National Kidney Foundation (2007). Adaptado. 
10 
 
No estágio final da DRC, chamado de insuficiência renal crônica terminal (IRCT), a 
sobrevivência do paciente depende de uma terapia renal substitutiva (TRS), que 
pode ser por diálise, subdividida em hemodiálise (HD) e diálise peritoneal, ou por 
transplante renal (CHERCHIGLIA et al., 2010). 
O número de pacientes tratados com terapias renais substitutivas no mundo todo 
cresce a uma taxa anual de aproximadamente 7%, sendo esta maior que a taxa de 
crescimentopopulacional. Este crescimento pode ser justificado pelos seguintes 
fatores: envelhecimento populacional, morbidade múltipla, maior expectativa de vida 
de pacientes tratados para DRC e aumento do acesso a tratamentos em países cujo 
acesso antes era limitado (GRASSMANN et al., 2005). 
 
1.2 DIÁLISE: DEFINIÇÃO, CLASSIFICAÇÃO E CARACTERÍSTICAS 
 
A diálise é definida como um método de restabelecimento do equilíbrio 
hidroeletrolítico, atuando por meio da remoção do excesso de água e sais minerais e 
da eliminação de substâncias tóxicas do organismo do paciente (NEFROCOR, 
acesso em 14 nov. 2015). 
Existem dois tipos de diálise: a hemodiálise (HD) e a diálise peritoneal. Segundo a 
Sociedade Brasileira de Nefrologia, a hemodiálise é definida como um processo de 
filtragem e limpeza do sangue a partir de uma máquina, substituindo o trabalho do 
rim doente. A hemodiálise (Figura 1) pode ser feita por uma das duas vias de acesso 
vascular: pela fístula arteriovenosa ou pelo cateter venoso central (NEFROCOR, 
acesso em 14 nov. 2015). 
 
11 
 
 
Figura 1: Exemplificação do processo de hemodiálise através de fístula arteriovenosa. 
Fonte: Manual Merck (acesso em 19 nov. 2015). Adaptado. 
 
Um dos melhores tipos de acesso vascular quando necessário o processo de 
hemodiálise é a fístula arteriovenosa (FAV), entretanto, em alguns casos é 
necessária à inserção de um cateter venoso central (CVC), por ser uma opção 
rápida, enquanto ocorre a maturação da FAV (CARVALHO; BORGES, 2010). 
A FAV é feita através da junção de uma veia e uma artéria do braço, em geral, 
utiliza-se a veia cefálica e a artéria radial. Deve-se considerar a FAV como primeira 
escolha porque, geralmente, apresenta maior durabilidade e menor risco de infecção 
e coagulação (NATIONAL KIDNEY FOUNDATION, acesso em 30 maio 2016). 
Na grande maioria dos casos, o CVC é inserido nas veias jugular e subclávia. 
Entretanto, a permanência desse acesso por longos períodos de tempo é 
normalmente associada a tromboses venosas, infecções, ou até mesmo, outras 
complicações (ANDRADE et al., 2005). 
A diálise peritoneal, ilustrada pela Figura 2, consiste na infusão de um líquido 
chamado banho de diálise, através de cateter, na cavidade abdominal do paciente. 
Após a saturação do líquido, este é retirado e substituído por um novo banho de 
diálise (NEFROCOR, acesso em 14 nov. 2015). O líquido introduzido deve 
permanecer no abdômen durante tempo suficiente para que os materiais residuais 
provenientes da circulação passem lentamente da circulação sanguínea para ele. 
Após isso, retira-se o líquido e se substitui por outro. O líquido é introduzido num 
espaço de 10 minutos e permanece no indivíduo por um período de 60 a 90 minutos, 
12 
 
sendo extraído durante 10 a 20 minutos. O tratamento completo pode demorar 12 h 
(VASCONCELOS, 2012). 
 
Figura 2: Exemplificação do processo de diálise peritoneal. 
Fonte: Manual Merck (acesso em 19 nov. 2015). Adaptado. 
 
1.3 DIÁLISE NO BRASIL 
 
De acordo com a Agência Nacional de Vigilância Sanitária, 94% dos tratamentos 
para IRCT são financiados pelo Sistema Único de Saúde (SUS). Em 2004, a TRS 
representou 13,2% dos gastos ambulatoriais do SUS, dentre estes, 86% 
correspondem à hemodiálise (ANVISA, 2005). 
Segundo o último censo elaborado pela Sociedade Brasileira de Nefrologia (2013), o 
número de paciente em tratamento dialítico é crescente, chegando a mais de 
100.000 pacientes no ano de 2013. De acordo com a Figura 3, tem-se a estimativa 
de 34.161 pacientes novos em diálise no ano de 2013, sendo que a região sudeste é 
a que abrange o maior número deles. 
 
13 
 
 
Figura 3: Estimativa do número de pacientes novos em diálise por ano e região no Brasil. 
Fonte: Sociedade Brasileira de Nefrologia (2013). Adaptado. 
 
Em estudo realizado por Menezes e colaboradores (2015) com o intuito de avaliar o 
panorama da hemodiálise no Brasil, foi constatado, através de uma projeção linear, 
que a estimativa de pacientes que utilizam esse serviço de saúde tenha um aumento 
de 24,8% no período de 2012 – 2017, sendo que no ultimo ano seja alcançado um 
número de 148.315 pacientes. 
 
1.4 BACTEREMIAS ASSOCIADAS AO PROCESSO DE DIÁLISE 
 
Dentre os microrganismos, as bactérias contribuem com aproximadamente 95% das 
infecções nos pacientes em HD (ESMANHOTO et al., 2013) e, de acordo com Pop-
Vicas e colaboradores (2008), as bacteremias causadas por bacilos Gram-negativos 
em pacientes submetidos a processos de hemodiálise estão entre as mais 
prevalentes, correspondendo a aproximadamente 25% do total de infecções. Como 
descrito por Calfee (2013), os principais patógenos que frequentemente afetam 
pacientes em hemodiálise são Staphylococcus aureus, espécies de Enterococcus e 
as enterobactérias como Escherichia coli e Klebsiella spp. 
Como analisado por Calfee (2013), os pacientes em diálise são constantemente 
colonizados por microrganismos e a forma como realizam a diálise pode aumentar a 
14 
 
taxa de infecção. Além disso, os pacientes com IRC sofrem de anormalidades do 
sistema imune, como resultado direto da uremia e suas consequências metabólicas, 
o que os torna mais susceptíveis a infecções (MONTANARI et al., 2009). 
Em seu estudo, Arvanitidou e colaboradores (2003) descrevem que outros motivos 
também podem estar relacionados ao risco de infecção nestes pacientes. Poderia 
ser porque os pacientes que requerem hemodiálise necessitam de um acesso 
vascular por períodos prolongados e, também, porque há possibilidade da 
transmissão pessoa-a-pessoa dos agentes infecciosos, direta ou indiretamente, 
através dos dispositivos médicos, dos equipamentos e/ou dos suprimentos, das 
superfícies ambientais ou ainda das mãos dos profissionais de saúde. 
Apesar do cateter ser um método essencial para o acesso imediato à circulação 
(OLIVER, 2000), pacientes que utilizam CVC permanente ou temporário apresentam 
taxas de infecção associada ao acesso vascular de 12 e 57 vezes maior, 
respectivamente, do que os que utilizam fístula (CALFEE, 2013). Além disso, Böhlke 
e colaboradores descrevem que o risco de hospitalização por infecção e morte 
quando se utiliza CVC seria 2-3 vezes maior quando comparado com pacientes que 
utilizam FAV. 
Embora seja reconhecido que a utilização de uma FAV está associada a um menor 
risco de infecção de corrente sanguínea (ICS) (LATA et al., 2016). Um estudo de 
revisão realizado no Canadá apontou que os pacientes utilizam mais CVC (49,1%) 
do que FAV (45%), o que pode ser justificado pelos seguintes fatores: alta 
prevalência da IRCT, idade avançada da população hemodialítica canadense e 
desafios para obtenção de uma FAV funcional, por exemplo, gênero feminino, 
diabetes e doença vascular periférica, fatores que são comuns na população 
hemodialítica (LATA et al., 2016). 
Segundo um estudo realizado por Grothe e colaboradores (2009), dos 156 pacientes 
que estavam sendo submetidos à hemodiálise através de cateter venoso central, 94 
(60,26%) pacientes apresentaram infecções de corrente sanguínea. 
 
1.5 ÁGUA DE DIÁLISE 
 
15 
 
1.5.1 QUALIDADE DA ÁGUA DE DIÁLISE 
 
Por semana, o paciente em tratamento hemodialítico é exposto a, aproximadamente, 
360L de água, e por ser o principal componente do fluido de diálise, sua qualidade 
deve ser alta para não gerar efeitos adversos e garantir a eficácia da terapia (AL-
NASERI et al., 2013). 
Na hemodiálise, a água é separada do sangue do paciente por uma fina membrana 
do dialisador, portanto, a limitação da transferência de contaminantes para o sangue 
do paciente é equivalente ao tamanho dos poros dessa membrana (BRAIMOH et al., 
2014). 
Os contaminantes microbianosmais comumente encontrados na água de diálise são 
as bactérias e seus produtos de degradação, tais como endotoxinas e 
peptideoglicanos (PONTORIERO et al., 2003). 
 
1.5.2 SISTEMAS DE TRATAMENTO DA ÁGUA PARA HEMODIÁLISE 
 
Por um sistema de distribuição dentro do centro de diálise, a água potável é tratada, 
purificada e transportada, sendo posteriormente utilizada na preparação dos 
concentrados de dialisato. Qualquer uma desses passos oferece oportunidade para 
contaminação microbiana (COULLIETTE; ARDUINO, 2013). 
Em geral, o tratamento da água se inicia com um pré-tratamento, que conta com 
processos de filtração, abrandamento e adsorção através de carvão ativado e o 
tratamento propriamente dito (Figura 4). Os filtros mecânicos devem retirar 
corpúsculos ou resíduos presentes na água através de filtros com pequena 
porosidade (5 a 25 microns). Os abrandadores devem remover íons de cálcio e 
magnésio e outros cátions polivalentes. Os filtros de carvão ativado são 
responsáveis por remover a matéria orgânica presente na água (RAMIREZ, 2009). 
No Brasil, a purificação da água ocorre através de método de deionização ou por 
osmose reversa. Os deionizadores são capazes de eliminar minerais, matéria 
orgânica e partículas orgânicas, pois apresentam em sua constituição resinas 
catiônicas e aniônicas que realizam esse processo. No processo de osmose 
16 
 
reversa, a água pura pode ser extraída através de uma solução salina por meio de 
uma membrana semipermeável. É um processo capaz de gerar uma água 
extremamente pura, sendo capaz de reter contaminantes físicos, químicos e 
microbiológicos. O tratamento mais efetivo para água de hemodiálise é o sistema de 
osmose reversa (RAMIREZ, 2009). 
A fase final é o tratamento ultravioleta utilizando lâmpadas ultravioletas germicidas. 
Isto elimina todos os tipos de bactérias que conseguiram passar através de 
dispositivos de tratamento primário, levando ao aumento dos lipopolissacarídeos 
bacterianos e seus fragmentos, que são posteriormente removidos por ultrafiltração 
(OKUNOLA; OLAITAN, 2016). 
 
1.5.3 MONITORAMENTO DA ÁGUA DE DIÁLISE 
A qualidade da água de diálise deve ser monitorada e registrada diariamente pelo 
técnico responsável, sendo que amostras devem ser coletadas periodicamente em 
pontos específicos (Figura 4) do sistema de tratamento de água. As amostras devem 
ser coletadas, no mínimo, no ponto de retorno da alça de distribuição (loop) e em um 
dos pontos na sala de processamento (ANVISA, 2014). Para as análises 
microbiológicas, as coletas devem ser feitas mensalmente ou quando houver alguma 
intercorrência (como algum paciente apresentando sinais e sintomas de bacteremias 
durante a hemodiálise) (ANVISA, 2010). 
No Brasil, segundo a recomendação da Resolução da Diretoria Colegiada Nº 11, de 
13 de Março de 2014, na qual dispõe sobre os Requisitos de Boas Práticas de 
Funcionamento para os Serviços de Diálise, a água de abastecimento do serviço de 
diálise deve ter seu padrão de potabilidade em conformidade com a legislação 
vigente, onde deve haver um responsável técnico para exercer esse serviço. Para a 
preparação da água de diálise é importante que se siga um padrão de qualidade, 
onde se recomenda que, em 100 mL de água haja ausência de coliformes totais e 
que a contagem de bactérias heterotróficas não ultrapasse 100 UFC/mL. Para o 
dialisato, coletado após a sessão, o valor máximo de bactérias é de 200 UFC/mL. As 
análises devem ser realizadas mensalmente (ANVISA, 2014). 
17 
 
 
Figura 4: Sistema de tratamento de água de diálise e pontos de coleta (1-8) para análise da 
qualidade. 
Fonte: ANVISA, 2010. Adaptado. 
 
Segundo Borges e colaboradores (2007), sistemas inadequados de tratamento são 
os responsáveis pela grande parte das incidências de bacteremias em pacientes 
hemodialíticos. Em seu estudo foi observado que das 72 amostras de água que 
foram coletadas em diferentes pontos do sistema de tratamento, 26 delas estavam 
contaminadas com BGN-NF. Além disso, também foi constatado que das 72 
amostras de dialisato, 54 também estavam contaminadas com BGN-NF. 
Em estudo de Arvanitidou e colaboradores (2003), foram recuperados 141 isolados 
de BGN provenientes de 255 amostras de água coletadas de 85 centros de 
hemodiálise na Grécia. Em cada centro, 3 amostras foram coletadas em duplicata: 
uma da água de torneira, uma da água tratada e a terceira do dialisato. A Tabela 2 
mostra a distribuição dos BGN em cada amostra de água coletada. Os dados 
mostrados sugerem que a água tratada e o dialisato podem ser fontes de infecção 
de corrente sanguínea de pacientes em hemodiálise por várias espécies de BGN-F e 
BGN-NF. 
Tabela 2: Espécies de bactérias Gram-negativas isoladas de amostras da água de torneira, da água 
tratada e do dialisato. 
18 
 
 
Porcentagem de isolados (n) 
 
Microrganismo 
 
Água da torneira 
 
Água tratada 
 
Dialisato 
 
Total 
 
Pseudomonas aeruginosa 29,2 (7) 25,8 (8) 19,8 (17) 22,7 (32) 
Chryseobacterium meningosepticum 25 (6) 22,6 (7) 9,3 (8) 14,9 (21) 
Stenotrophomonas maltophilia 20,8 (5) 12,9 (4) 11,6 (10) 13,5 (19) 
Escherichia coli 4,2 (1) 6,5 (2) 17,4 (15) 12,8 (18) 
Enterobacter cloacae 0 (0) 9,7 (3) 9,3 (8) 7,8 (11) 
Acinetobacter baumannii 
 
4,2 (1) 3,2 (1) 5,8 (5) 5,0 (7) 
Proteus mirabilis 
 
0 (0) 3,2 (1) 5,8 (5) 4,3 (6) 
Alcaligenes xylosoxidans 
 
4,2 (1) 3,2 (1) 3,5 (3) 3,5 (5) 
Pseudomonas putida 
 
0 (0) 6,5 (2) 2,3 (2) 2,8 (4) 
Serratia liquefaciens 
 
0 (0) 0 (0) 4,7 (4) 2,8 (4) 
Moraxella osloensis 
 
4,2(1) 0 (0) 2,3 (2) 2,1 (3) 
Burkholderia cepacia 
 
0 (0) 0 (0) 2,3 (2) 1,4 (2) 
Pseudomonas stutzeri 
 
0 (0) 0 (0) 2,3 (2) 1,4 (2) 
Serratia plymuthica 
 
0 (0) 3,2 (1) 1,2 (1) 1,4 (2) 
Outras bactérias Gram-negativas 
 
8,3 (2) 3,2 (1) 2,3 (2) 3,5 (5) 
Total 100 (24) 100 (31) 100 (86) 100 (141) 
Fonte: ARVANITIDOU et al., 2003. Adaptado. 
 
1.6 TERAPIA ANTIMICROBIANA EMPÍRICA 
 
As bacteremias associadas ao processo de diálise são causadas por um amplo 
espectro de bactérias Gram-positivas e Gram-negativas, portanto, a terapia empírica 
utilizada para pacientes em tratamento hemolítico consiste em vancomicina e um 
aminoglicosídeo ou cefalosporina de terceira geração (ALLON, 2009). A Tabela 3 
mostra os antimicrobianos usados paro o tratamento empírico destas bacteremias. 
 
19 
 
Tabela3: Dosagem de antimicrobianos no tratamento empírico de bacteremias nos pacientes em 
tratamento hemodialítico. 
Antimicrobiano Regime de dose 
Vancomicina 
 
20 mg/kg da dose de ataque administrada na última 
hora da sessão de diálise e 500 mg durante os últimos 
30 minutos de cada sessão 
Gentamicina 1 mg/kg (sem exceder 100 mg) após cada sessão de 
diálise 
Ceftazidima 1 g IV após cada sessão de diálise 
Cefazolin 20 mg/kg IV após cada sessão de diálise 
Daptomicina 6 mg/kg após cada sessão de diálise 
Fonte: HAN; LIANG; MARSCHALL (2010). Adaptado. 
A escolha da terapia antimicrobiana contra BGN deve ser baseada em dados locais 
da susceptibilidade antimicrobiana destes microrganismos (HAN; LIANG; 
MARSCHALL, 2010). Os aminoglicosídeos, como a gentamicina, são 
frequentemente escolhidos para terapia empírica devido a sua grande potência, 
porém, em razão da sua janela terapêutica estreita e do seu risco irreversível de 
ototoxicidade, prefere-se as cefalosporinas de terceira geração (FELDMAN et al., 
2007; ZHUANG et al., 2016). 
A duração do tratamento antimicrobiano deve ser prolongada de modo a minimizar a 
recorrência de bacteremias e impedir a ocorrência de complicações infecciosas. 
Para bacteremias por BGN, é recomendado um períodode três semanas de 
tratamento. A terapia antimicrobiana empírica deve ser substituída por uma droga de 
menor espectro assim que a identidade do isolado bacteriano for conhecida 
(NASSAR; AYUS, 2001). 
1.7 BACILOS GRAM NEGATIVOS RESISTENTES A MÚLTIPLAS DROGAS 
 
O aumento das bactérias resistentes aos antimicrobianos vem causando 
preocupação entre profissionais da saúde e para a comunidade. Na última década, 
em particular, vem ocorrendo o aumento de resistência em bactérias Gram-
negativas (VASUDEVAN et al., 2014). Logo, foi necessária a criação de definições 
gerais para classificar esse tipo de bactéria. Foram então definidas três 
20 
 
classificações: multidrug-resistant (MDR), extreme drug resistant (XDR) e pandrug-
resistant (PDR). MDR é definido como resistência a pelo menos um agente 
antimicrobiano pertencente a três ou mais classes. XDR é definido como resistência 
a pelo menos um agente antimicrobiano em todas as classes utilizadas 
terapeuticamente, com excessão de uma ou duas classes no qual ele ainda é 
sensível. E PDR é definido como resistência a todos os antimicrobianos em todas as 
classes utilizadas terapeuticamente (MAGIORAKOS et al., 2012). 
Segundo o estudo realizado por Pop-Vicas e D’Agata (2005), os bacilos Gram-
negativos apresentam uma maior propensão em adquirir e desenvolver resistência a 
múltiplas drogas. Foram observados três fatores independentes para que o paciente 
abrigasse BGN resistentes a múltiplas drogas quando são admitidos no hospital: 
idade avançada, exposição a antimicrobianos e residência em uma instalação de 
cuidados de longa duração. 
 A alta prevalência de microrganismos resistentes a múltiplas drogas em pacientes 
em diálise se deve ao risco aumentado de colonização persistente e subsequente 
infecção após a exposição a esse tipo de microrganismo (CALFEE, 2013). A 
transferência desses microrganismos resistentes entre pacientes possivelmente 
ocorre via mãos e ou trato respiratório dos profissionais de sáude, que podem se 
contaminar através do contato com o paciente ou superfícies (ESMANHOTO et. al., 
2013). 
 
21 
 
2 JUSTIFICATIVA 
 
As bacteremias causadas por bacilos Gram-negativos em pacientes em tratamento 
hemodialítico estão entre as mais prevalentes, correspondendo a aproximadamente 
25% do total de infecções (POP-VICAS et al., 2008). Além disso, já foi demonstrada 
uma maior prevalência e incidência de colonização por bacilos Gram-negativos 
multirresistentes em pacientes em hemodiálise quando comparados, por exemplo, a 
enterococos resistentes a vancomicina (VRE) e por Staphylococcus aureus 
resistentes a meticilina (MRSA) (POP-VICAS et al., 2008; CALFEE, 2013). 
Com o aumento crescente de pacientes em diálise, tem-se a necessidade de 
desenvolvimento de estratégias de tratamento mais eficazes contra bacteremias, 
que são tão comuns nestes pacientes. 
O presente trabalho teve como propósito caracterizar os bacilos Gram-negativos 
isolados de bacteremias de pacientes em hemodiálise quanto à distribuição das 
espécies e seu perfil de susceptibilidade aos antimicrobianos de uso clínico. Os 
resultados deste projeto poderão ajudar os centros de hemodiálise, fornecendo 
dados para o desenvolvimento de protocolos e ações voltadas para uma terapia 
antimicrobiana empírica melhor dirigida, contribuindo para o melhor manejo das 
bacteremias causadas por bacilos Gram-negativos nestes pacientes. 
 
22 
 
3 OBJETIVOS 
 
3.1 OBJETIVO GERAL 
Caracterizar os microrganismos Gram-negativos isolados de hemoculturas de 
pacientes em tratamento hemodialíticos. 
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS: 
 Identificar as espécies de bactérias Gram-negativas isoladas das 
bacteremias. 
 Determinar o perfil de susceptibilidade aos antimicrobianos das bactérias 
identificadas. 
 Determinar a concentração inibitória mínima dos antimicrobianos de uso 
clínico que inibem as referidas bactérias. 
 
23 
 
4 METODOLOGIA 
 
4.1 CLASSIFICAÇÃO E LOCAL DO ESTUDO 
 
Este é um estudo descritivo dos microrganismos Gram-negativos isolados de 
pacientes sob o tratamento hemodialítico em três Unidades de Assistência de Alta 
Complexidade em Nefrologia (UAACN), localizadas na Grande Vitória, ES, entre 
novembro de 2013 a novembro de 2014. As clínicas de hemodiálise participantes do 
estudo representam 30% (N=10) das UAACN da região metropolitana do Espírito 
Santo. Os experimentos foram realizados no Laboratório de Biologia de 
Microrganismos e Antimicrobianos (BioMA-Lab) do Centro de Ciências da Saúde, 
Departamento de Patologia, da Universidade Federal do Espírito Santo. 
 
4.2 ORIGEM DAS AMOSTRAS BACTERIANAS 
 
As amostras bacterianas foram provenientes de estudo anterior intitulado 
“Bacteremia em pacientes submetidos à hemodiálise na Grande Vitória, ES: 
aspectos microbiológicos e terapêuticos”, aprovado pelo Comitê de Ética em 
Pesquisa do Centro de Ciências da Saúde da Universidade Federal do Espírito 
Santo (ANEXO I). 
As amostras foram isoladas de bacteremias em indivíduos portadores de 
insuficiência renal crônica terminal em tratamento hemodialítico em três UAACN 
localizadas em Cariacica, Vitória e Serra. As hemoculturas foram realizadas quando 
os pacientes apresentaram sinais e sintomas clínicos de bacteremias. As coletas de 
sangue para hemocultura foram realizadas pelos enfermeiros de cada unidade 
dentro da rotina de atendimento dos pacientes, seguindo o protocolo padrão 
recomendado pela ANVISA (2013): duas amostras de sangue periférico, uma para 
cada frasco de hemocultura, coletadas antes da administração de antimicrobianos e 
com intervalo mínimo de 15 minutos entre as coletas. Os frascos foram, então, 
encaminhados ao laboratório de análises clínicas conveniadas às UAACN para a 
cultura e identificação automatizada dos microrganismos. 
A cultura bacteriana foi realizada pelo sistema automatizado BD BACTEC™, cuja 
metodologia ocorre da seguinte maneira: cada frasco contém um sensor que 
24 
 
responde a concentração de CO2 produzida pelo metabolismo de microrganismos ou 
pelo consumo de oxigênio necessário para o crescimento dos microrganismos. O 
sensor é monitorado pelo equipamento a cada 10 minutos para detectar aumento da 
fluorescência, que é proporcional ao aumento de CO2 e decréscimo de O2 (BD, 
2001). A identificação bioquímica das amostras positivas foi realizada pelo sistema 
automatizado VITEK® 2, a partir de cartão reagente com 64 poços contendo um 
substrato teste individual. Os substratos medem várias atividades metabólicas como 
acidificação, alcalinização, hidrólise enzimática e crescimento na presença de 
substâncias inibitórias. Um filme óptico presente em ambos os lados do cartão 
permite a transmissão apropriada dos níveis de oxigênio enquanto mantém o 
recipiente selado prevenindo o contato com a mistura organismo-substrato. Os 
cartões têm códigos que contém informações sobre o tipo de produto, numero de 
lote e data de expiração (PINCUS, 2006). 
Após cultura e identificação, os microrganismos isolados eram encaminhados, 
mensalmente, ao BioMA-Lab em ágar MacConkey identifiicado apenas com o código 
de ordem de serviço. A cada seis meses, as clínicas enviavam ao laboratório o 
relatório com a identificação das amostras pelo VITEK® 2. 
 
4.3 IDENTIFICAÇÃO DOS BACILOS GRAM-NEGATIVOS 
 
A partir das culturas em ágar MacConkey e ágar sangue que chegavam ao BioMA-
Lab eram realizados repiques para novas placas para confirmação da pureza e 
viabilidade dos microrganismos que, em seguida, eram congelados em meio 
preservante contendo tampão fosfato-salino e glicerol (-20ºC). Como as amostras 
chegavam ao laboratório sem informações sobre suaidentificação, procederam-se 
às etapas iniciais de triagem de bacilos gram-negativos para a identificação 
bioquímica dos isolados. 
 
4.3.1 TESTE DE OXIDASE: TRIAGEM DOS BACILOS GRAM-NEGATIVOS 
 
O teste de oxidase foi realizado com o intuito de separar as amostras bacterianas 
entre as capazes de produzir esta enzima das que não são capazes de produzir, a 
fim de direcionar a posterior identificação da espécie através de provas bioquímicas. 
25 
 
Para a realização do teste, inicialmente as amostras bacterianas foram 
descongeladas e inoculadas em caldo infusão de cérebro e coração (BHI, Merck) e 
incubadas a 37ºC por um período de 18 - 24 h. Após este período as amostras foram 
repicadas do caldo para o meio seletivo MacConkey (Himedia) com o intuito de 
garantir a pureza, sendo incubadas a 37ºC por um período de 18 - 24 h. Passado 
este tempo, as amostras foram repicadas para o ágar BHI (Himedia), pois o 
protocolo padrão recomenda que o teste não seja feito a partir de meio seletivo, e 
incubadas a 37ºC por um período de 18 - 24 h (ANVISA, 2004). 
O teste de oxidase foi realizado em um ambiente escuro, para evitar a degradação 
das tiras reagentes (Laborclin), já que as mesmas são fotossensíveis. Para a 
realização deste teste foram utilizados dois controles, o controle positivo que era 
uma amostra de Pseudomonas aeruginosa amostra previamente isolada e 
caracterizada e o controle negativo que era uma amostra de Escherichia coli (ATCC 
25922). Com auxílio de uma alça bacteriológica de plástico, foi retirado um raspado 
de uma colônia jovem em meio BHI (Himedia) e esfregado na tira de oxidase. 
Quando a bactéria apresenta um resultado positivo para esta enzima em, no 
máximo, 15 segundos, forma-se uma coloração arroxeada na tira e em casos 
negativos a coloração da tira se mantem inalterada (Figura 5). 
 
Figura 5: Resultado positivo (esquerda) e negativo (direita) para o teste de oxidase. 
Fonte: ASM MicrobeLibrary. Adaptado. 
 
4.3.2 IDENTIFICAÇÃO BIOQUÍMICA 
 
 A partir da separação das bactérias com o teste de oxidase, procedeu-se à 
identificação dos bacilos Gram-negativos (BGN) com a realização dos testes 
bioquímicos no sistema semi-automatizado Bactray® 1, 2 e 3 (Laborclin), seguindo-
se as orientações fornecidas pelo fabricante. Os kits 1 e 2 foram utilizados para 
26 
 
bactérias oxidase negativas, dispondo dos seguintes componentes reativos: ONPG, 
arginina, lisina, ornitina, tiossulfato de sódio, uréia, glicose, L-fenilalanina, triptona, 
citrato de sódio, malonato, e a mistura dos carboidratos raminose, adonitol, salicina, 
arabinose, sorbitol, sacarose, manitol e rafinose (ANEXO II). 
O kit 3 é utilizado para bactérias oxidase positivas, e seus componentes reativos 
são: cetrimide, as fontes de carbono acetamida, malonato e citrato, maltose, 
esculina, L-arginia, controle (CTL), uréia e indol (ANEXO III). 
A inoculação no kit foi feita a partir de colônias puras com crescimento de 24h em 
ágar BHI. Foram preparadas suspensões bacterianas em água estéril, ajustadas na 
escala 0,5 McFarland (aproximadamente 1,5 x 10 8 unidades formadoras de colônias 
[UFC]/mL). Após o preparo da suspensão, foram retirados 1000 µL para a 
inoculação no kit, conforme orientação do fabricante (ANEXO II). Os kits foram 
incubados em câmara úmida a 37ºC durante um período de 18-24 h. Após este 
período, procedeu-se a leitura visual do teste observando-se a mudança de cor das 
reações seguindo as orientações contidas no ANEXO IV. A interpretação foi feita 
com auxílio do software fornecido pelo fabricante disponível on-line 
(http://www.laborclin.com.br). 
A Figura 6 ilustra o resultado visual de um dos kits Bactray® 1 após o período de 
incubação na câmara úmida. 
 
Figura 6: Kit Bactray® 1 após incubação a 37°C em câmara úmida. Bactéria identificada como 
Proteus mirabilis. 
 
4.4 TESTE DE SUSCEPTIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS (TSA) 
27 
 
4.4.1 MÉTODO DE DISCO-DIFUSÃO 
 
4.4.1.1 Preparação do meio 
 
O ágar Müeller-Hinton (Sigma) foi preparado conforme as instruções do fabricante. O 
meio foi pesado em balança semi-analítica e hidratado em água destilada. Foi 
levado à autoclave para esterilização durante um período de 15 minutos na 
temperatura de 121ºC. O pH do meio foi previamente verificado, pois o mesmo deve 
manter-se na faixa ideal (7,2 – 7,4). Imediatamente após passar pela autoclave, o 
meio foi despejado em placas de petri descartáveis (150x10mm) até altura de 
aproximadamente 4 mm. 
 
4.4.1.2 Preparo do inoculo 
 
A partir de colônias puras e recentes em meio BHI foi retirada uma quantidade de 
bactéria suficiente e adicionada em solução de salina 0,9% para o preparo da 
suspensão bacteriana na escala 0,5 McFarland (aproximadamente 1,5 x 
10 8 UFC/mL). 
 Após o ajuste na escala, um swab estéril foi embebido na suspensão, eliminando-se 
o excesso de líquido e então realizou-se a semeadura em forma de tapete na placa 
de ágar Müeller-Hinton. A escolha dos discos de antimicrobianos seguiu 
especificação do CLSI – Clinical and Laboratory Standards Institute (2016) (Tabela 
4). 
Todos os discos foram colocados nas placas com o auxílio de uma pinça estéril, a 
uma distância de 2 cm entre eles e entre as bordas das placas para que não 
houvesse interferência. As placas foram então incubadas a 37ºC por um período de 
16-18 h. Após este período de incubação, foi feita a medição do diâmetro dos halos 
de inibição de cada antimicrobiano e interpretação conforme CLSI (2016), 
demonstrado nas Tabelas 5 e 6. Como controle para os testes, foi utilizado a 
amostra padrão Escherichia coli ATCC 25922. 
 
28 
 
 
Tabela 4 – Discos Antimicrobianos selecionados para o disco difusão das enterobactérias e das espécies Acinetobacter baumanni, Pseudomonas 
aeruginosa e Stenotrophomonas maltophilia. 
Enterobactérias Acinetobacter baumannii Pseudomonas aeruginosa Stenotrophomonas 
maltophilia 
Amicacina (Bio-rad) 
 
Amicacina (Bio-rad) Amicacina (Bio-rad) Levofloxacina (Bio-rad) 
Amoxacilina/ácido 
clavulânico (Bio-rad) 
 
Ampicilina/sulbactam (Bio-rad) Aztreonam (Bio-rad) 
 
Minociclina (Sensidisc) 
 
Cefazolin (Bio-rad) Cefepime (Bio-rad) Cefepime (Bio-rad) Sulfametoxazol/trimetropim 
(Bio-rad) 
Cefepime (Bio-rad) 
 
Ceftazidima (Bio-rad) Ceftazidima (Bio-rad) 
Cefotaxime (Bio-rad) 
 
Ciprofloxacina (Bio-rad) Ciprofloxacina (Bio-rad) 
Cefoxitina (Bio-rad) 
 
Gentamicina (Laborclin) Gentamicina (Laborclin) 
Ciprofloxacina (Bio-rad) 
 
Imipenem (Bio-rad) Imipenem (Bio-rad) 
Gentamicina (Laborclin) 
 
Levofloxacina (Bio-rad) Levofloxacina (Bio-rad) 
Imipenem (Bio-rad) 
 
Meropenem (Bio-rad) Meropenem (Bio-rad) 
Meropenem (Bio-rad) Piperacilina/tazobactam (Bio-rad) Piperacilina/tazobactam (Bio-rad) 
 
 
Piperacilina/tazobactam 
(Bio-rad) 
 
Sulfametoxazol/trimetropim (Bio-rad) Tobramicina (Sensidisc) 
Tobramicina (Sensidisc) Tobramicina (Sensidisc) 
 
29 
 
Tabela 5: Pontos de corte para categorização das bactérias como sensíveis, intermediárias ou resistentes aos antimicrobianos segundo CLSI. 
 Enterobactérias Acinetobacter baumannii 
 S I R S I R 
Amicacina ≥ 17 15 - 16 ≤ 14 Amicacina ≥ 17 15 - 16 ≤ 14 
Amoxacilina/ácido clavulânico ≥ 18 14 - 17 ≤ 13 Ampicilina/sulbactam ≥ 15 12 - 14 ≤ 11 
Cefazolin ≥ 23 20 - 22 ≤ 19 Cefepime ≥ 18 15 - 17 ≤ 14 
Cefepime ≥ 25 19 - 24 ≤ 18 Ceftazidima ≥ 18 15 - 17 ≤ 14 
Cefotaxime ≥ 26 23 - 25 ≤ 22 Ciprofloxacina ≥ 21 16 - 20 ≤ 15 
Cefoxitina ≥ 18 15 - 17 ≤ 14 Gentamicina ≥ 15 13 - 14 ≤ 12 
Ciprofloxacina ≥ 21 16 - 20 ≤ 15 Imipenem ≥ 22 19 - 21 ≤ 18 
Gentamicina ≥ 15 13 - 14 ≤ 12 Levofloxacina ≥ 17 14 - 16 ≤ 13 
Imipenem ≥ 23 20 - 22 ≤ 19 Meropenem≥ 18 15 - 17 ≤ 14 
Meropenem ≥ 23 20 - 22 ≤ 19 Piperacilina/tazobactam ≥ 21 18 - 20 ≤ 17 
Piperacilina/tazobactam ≥ 21 18 - 20 ≤ 17 Sulfametoxazol/trimetropim ≥ 16 11 - 15 ≤ 10 
Tobramicina ≥ 15 13 - 14 ≤ 12 Tobramicina ≥ 15 13 - 14 ≤ 12 
 
Tabela 6: Pontos de corte para categorização das bactérias como sensíveis, intermediárias ou resistentes aos antimicrobianos segundo CLSI. 
 Pseudomonas aeruginosa Stenotrophomonas maltophilia 
 S I R S I R 
Amicacina ≥ 17 15 - 16 ≤ 14 Levofloxacina ≥ 17 14 - 16 ≤ 13 
Aztreonam ≥ 22 16 - 21 ≤ 15 Minociclina ≥ 19 15 - 18 ≤ 14 
Cefepime ≥ 18 15 - 17 ≤ 14 Sulfametoxazol/trimetropim ≥ 16 11 - 15 ≤ 10 
Ceftazidima ≥ 18 15 - 17 ≤ 14 
Ciprofloxacina ≥ 21 16 - 20 ≤ 15 
Gentamicina ≥ 15 13 - 14 ≤ 12 
Imipenem ≥ 19 16 - 18 ≤ 15 
Levofloxacina ≥ 17 14 - 16 ≤ 13 
Meropenem ≥ 19 16 - 18 ≤ 15 
Piperacilina/tazobactam ≥ 21 15 - 20 ≤ 14 
Tobramicina ≥ 15 13 - 14 ≤ 12 
30 
 
 
4.4.2. MÉTODO DE MICRODILUIÇÃO 
 
Para as amostras que foram resistentes ou intermediárias no teste de disco-difusão, 
foi determinada a concentração inibitória mínima (CIM) dos antimicrobianos cefazolin 
(Sigma), cefotaxime (Sigma), cefoxitina (Sigma), gentamicina (Sigma) e tobramicina 
(Sigma), segundo disponibilidade de antimicrobianos em pó do BioMA-Lab. A faixa 
de concentração que classifica as amostras como sensíveis, intermediárias ou 
resistentes está descrita na Tabela 7 (CLSI, 2016). 
 
Tabela 7: Concentrações inibitórias de antimicrobianos e os respectivos perfis de sensibilidade. 
Classificação 
Antimicrobiano 
Sensível 
(µg/mL) 
Intermediário 
(µg/mL) 
Resistente 
(µg/mL) 
Cefazolin ≤2 4 ≥8 
Cefotaxime ≤1 2 ≥4 
Cefoxitina ≤8 16 ≥32 
Gentamicina ≤4 8 ≥16 
Tobramicina ≤4 8 ≥16 
 
4.4.2.1 Preparação da solução estoque de antimicrobiano 
 
Para o cálculo do peso do antimicrobiano a ser utilizado no preparo da solução, 
aplicou-se a Equação 1, descrita abaixo: 
 
𝑃𝑒𝑠𝑜 (µg) =
Volume (mL)×𝐶𝑜𝑛𝑐𝑒𝑛𝑡𝑟𝑎çã𝑜 (μg mL⁄ )
𝑃𝑜𝑡ê𝑛𝑐𝑖𝑎
 (1) 
Considerando a potência de cada antimicrobiano, fornecida pelo fabricante, foi feita 
a pesagem do pó e sua solubilização em água estéril. Todas as soluções estoque 
foram preparadas em concentrações de 1000 µg/mL com volume total de 10 mL, 
uma vez que a balança tem um limite mínimo de pesagem de 0,01g. As soluções 
estoque foram aliquotadas, congeladas (-20ºC) e utilizadas nos ensaios dentro de 
duas semanas. 
31 
 
Para a definição das concentrações dos antimicrobianos a serem testadas foram 
considerados os perfis de susceptibilidade descritos no método de disco difusão 
(Tabela 8). 
 
Tabela 8: Diluições seriadas utilizadas para o teste da CIM. 
 
Antimicrobiano Faixas de diluições das amostras 
teste (µg/mL) 
Faixas de diluições da 
ATCC 25922 (µg/mL) 
Cefazolin 1 – 32 0,125 - 4 
Cefotaxime 1 – 32 0,015 - 0,48 
Cefoxitina 8 – 256 1 - 32 
Gentamicina 4 - 128 0,125 - 4 
Tobramicina 4 - 128 0,125 - 4 
 
4.4.2.2 Microdiluição 
 
Os testes foram realizados em microplacas estéreis de poliestireno de 96 poços 
(Cralplast) em caldo Müeller-Hinton II - ajustado com cátions (Difco). O meio foi 
preparado com a dissolução em água destilada, sendo posteriormente autoclavado 
durante 15 minutos a uma temperatura de 121ºC. Inicialmente foram adicionados 50 
µL de caldo em cada poço da placa, com exceção da linha A, onde foram 
adicionados 100 µL da solução de antimicrobiano (diluído no meio) na concentração 
máxima a ser testada. A partir da linha A, foi feita a diluição seriada, transferindo-se 
50 µL para a linha seguinte, até a linha F. A penúltima linha (linha G) foi destinada 
ao controle de crescimento (CC) da bactéria, contendo apenas o meio de cultura e a 
solução bacteriana. Na última linha foi feito o controle de esterilidade (CE) do meio 
(Figura 7). 
 
32 
 
 
Figura 7: Esquema de preparação das microplacas para o teste da CIM de antimicrobianos. 
 
A suspensão bacteriana foi preparada conforme descrito no item 4.4.1.2. Foram 
retirados 100 µL da suspensão bacteriana ajustada na escala 0,5 McFarland e 
diluídos em 9,9 mL de caldo Müeller-Hinton II - ajustado com cátions (diluição 
1:100). Após a diluição seriada do antimicrobiano, 50 µL das suspensões 
bacterianas foram adicionadas nos poços das linhas A até G. Para controle de 
qualidade do teste foi usada a amostra ATCC 25922 Escherichia coli. Ao final, as 
placas foram incubadas em estufa, a 37ºC durante o período de 18 – 24 h, conforme 
indicação do CLSI (2016). Passado o tempo de incubação, a leitura foi realizada 
através da observação de turbidez. 
 
 
33 
 
5 RESULTADOS 
 
5.1 DISTRIBUIÇÃO DOS BACILOS GRAM-NEGATIVOS 
 
Entre novembro de 2013 e novembro de 2014, foram recebidas no laboratório 117 
amostras de bacteremias verdadeiras. Deste total, 55 (47%) eram Gram-negativas e 
foram submetidos aos testes de identificação da espécie e perfil de susceptibilidade 
aos antimicrobianos. 
 
5.2 IDENTIFICAÇÃO DOS ISOLADOS 
 
Após a identificação de todos os isolados clínicos utilizando as séries bioquímicas, 
foi possível perceber predomínio de bacilos Gram-negativos fermentadores (BGN-F) 
de glicose em 71% das amostras (n=39) em relação aos bacilos Gram-negativos não 
fermentadores (BGN-NF) de glicose (29%, n=16). 
Observando o Gráfico 1, é possível ver a distribuição de todas as 55 amostras 
bacterianas identificadas no estudo. 
 
Gráfico 1: Distribuição dos isolados por gênero e espécie das bactérias Gram-negativas estudadas 
(n=55). 
20%
20%
16%
11%
7%
7%
5%
4%
4%
2% 2% 2% Klebsiella spp. (n=11)
Stenotrophomonas maltophilia (n=11)
Enterobacter spp. (n=9)
Hafnia alvei (n=6)
Acinetobacter baumanni (n=4)
Proteus mirabilis (n=4)
Citrobacter spp. (n=3)
Escherichia coli (n=2)
Serratia marcescens (n=2)
Kluyvera cryocrescens (n=1)
Morganella morganii (n=1)
Pseudomonas aeruginosa (n=1)
34 
 
Analisando de forma individualizada as classes BGN-F e BGN-NF, é possível 
observar, dentre os BGN-F (n=39), uma distinção de nove espécies, distribuídas 
conforme ilustrado no Gráfico 2. As mais prevalentes foram Klebsiella spp. (28%) e 
Enterobacter spp. (23%). 
 
 
Gráfico 2: Distribuição das bactérias Gram-negativas fermentadoras de glicose (n=39). 
Dentre os BGN-NF (Gráfico 3) observou-se a ocorrência de: Stenotrophomonas 
maltophilia (69%), Acinetobacter baumanni (25%) e Pseudomonas aeruginosa (6%). 
28%
23%
15%
10%
8%
5%
5%
3% 3%
Klebsiella spp. (n=11)
Enterobacter spp. (n=9)
Hafnia alvei (n=6)
Proteus mirabilis (n=4)
Citrobacter spp. (n=3)
Escherichia coli (n=2)
Serratia marcescens (n=2)
Morganella morganii (n=1)
Kluyvera cryocrescens (n=1)
35 
 
 
Gráfico 3: Distribuição das bactérias Gram-negativas não fermentadoras de glicose (n=16). 
 
5.3 ANÁLISE DO PERFIL DE SUSCEPTIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS 
 
5.3.1 MÉTODO DE DISCO DE DIFUSÃO 
 
A Figura 8 ilustra o resultado de um teste de susceptibilidade aos antimicrobianos de 
disco difusão onde é possível observar os tamanhos dos halos de inibição ao redor 
de cada disco. 
 
Figura 8: Placas de ágar Müeller-Hinton representativas da técnica de susceptibilidade aos 
antimicrobianos por disco-difusão. 231 - Klebsiella pneumoniae e 227 - Hafnia alvei. 
69%
25%
6%
Stenotrophomonas maltophilia
(n=11)
Acinetobacter baumanni (n=4)
Pseudomonas aeruginosa (n=1)
36 
 
A partir da identificação bioquímica, as amostras bacterianas foram separadas em 4 
grupos conforme descrito na tabela 4 do item 4.4.1.2. 
De todasas 55 amostras testadas, 22 (40%) foram sensíveis a todos os 
antimicrobianos testados no disco difusão e 33 (60%) foram resistentes e/ou 
intermediárias a pelo menos um antimicrobiano. 
O primeiro grupo avaliado foi o de BGN-F, o de maior prevalência em nosso estudo. 
Das 39 amostras, 9 foram 100% sensíveis e as 30 amostras restantes apresentaram 
perfil intermediário de resistência e/ou resistência a um ou mais dos antimicrobianos 
testados. Conforme mostrado no Gráfico 4, todas as 39 amostras mostraram 
sensibilidade aos antimicrobianos imipenem e meropenem. Dentre os 
antimicrobianos testados, o cefazolin destaca-se pela alta taxa de amostras 
intermediárias e resistentes (66,67%). Quanto à gentamicina e tobramicina, 
pertencentes à classe dos aminoglicosídeos, a soma das amostras resistentes e 
intermediárias foi igual a 20,51% para cada. 
 
Gráfico 4: Perfil de resistência dos BGN-F (n=39) frente aos 12 antimicrobianos testados no disco 
difusão. 
O Gráfico 5 mostra as 39 amostras de BGN-F divididas quanto ao gênero/espécie, 
indicando o número de amostras que apresentaram perfil intermediário ou 
0%
5%
10%
15%
20%
25%
30%
35%
40%
45%
RESISTENTE INTERMEDIÁRIO
37 
 
resistência a pelo menos um antimicrobiano. Sendo importante ressaltar que as 
espécies Hafnia alvei, Proteus mirabilis, Escherichia coli e Kluyvera cryocrescens 
apresentaram todas as amostras sendo intermediárias ou resistentes a pelo menos 
um antimicrobiano testado. E as espécies Citrobacter spp. e Morganella morganii 
não apresentaram nenhum amostra com perfil resistente ou intermediário. 
 
Gráfico 5: Distribuição dos BGN-F (n=39) que apresentaram perfil intermediário ou resistência a pelo 
menos um antimicrobiano testado no disco difusão. 
 
É possível observar no Gráfico 6 a quantidade de amostras resistentes e 
intermediárias para cada antimicrobiano das enterobactérias que apresentaram 
maior prevalência no estudo: Klebsiella spp. (28%, n=11), Enterobacter spp. (23%, 
n=9) e Hafnia alvei (15%, n=6). Apenas 2 amostras de Klebsiella spp. e 2 amostras 
de Enterobacter spp. foram sensíveis a todos os antimicrobianos descritos. O 
restante das amostras destes três gêneros (n=22) foram resistentes e/ou 
intermediárias a pelo menos um antimicrobiano. Todas as amostras (100%) da 
espécie Hafnia alvei foram resistentes ou intermediárias ao cefazolin, enquanto que 
as amostras de Klebsiella spp. e Enterobacter spp. foram, respectivamente, 63,64% 
e 66,67% resistentes ou intermediárias a este agente antimicrobiano. 
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
Resistentes ou intermediárias
38 
 
 
Gráfico 6: Perfil intermediário ou de resistência das amostras de Klebsiella spp., Enterobacter spp. e 
Hafnia alvei. 
 
Para a gentamicina, antimicrobiano utilizado como terapia empírica, foram testadas 
as amostras de Enterobactérias, Acinetobacter baumannii e Pseudomonas 
aeruginosa¸ totalizando 44 amostras. No Gráfico 7, é possível observar que desse 
total de amostras, apenas 8 (18,18%) foram resistentes ou intermediárias. Dentre 
estas, a Klebsiella spp. correspondeu a 50% do total. 
 
 
Gráfico 7: Distribuição das 8 amostras com perfil intermediário ou resistente à gentamicina testadas 
no disco difusão. 
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
Klebsiella spp. (n=11)
Enterobacter spp. (n=9)
Hafnia alvei (n=6)
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
Intermediário (n=2) Resistente (n=6)
Klebsiella spp. (n=4)
Hafnia alvei (n=1)
Escherichia coli (n=1)
Enterobacter spp. (n=2)
39 
 
 
O Gráfico 8 mostra os resultados do disco difusão do grupo de BGN-NF quanto ao 
perfil intermediário ou resistente aos antimicrobianos testados. Stenotrophomonas 
maltophilia foi a espécie mais prevalente neste grupo, do total de 11 amostras 
bacterianas, apenas uma mostrou-se resistente a minociclina e ao sulfametoxazol + 
trimetropim. Os antimicrobianos testados para esta espécie foram: levofloxacina, 
minociclina e sulfametoxazol/trimetropim. 
Para a espécie Acinetobacter baumanni, foram testados os antimicrobianos 
amicacina, ampicilina/sulbactam, cefepime, ceftazidima, ciprofloxacina, gentamicina, 
imipenem, levofloxacina, meropenem, piperacilina/tazobactam, 
sulfametoxazol/trimetropim e tobramicina. Dentre as quatro amostras, uma 
apresentou resistência a ampicilina + sulbactam e ao imipenem e um perfil 
intermediário para tobramicina, enquanto outra amostra apresentou perfil 
intermediário para ceftazidima. 
A única amostra de Pseudomonas aeruginosa mostrou sensibilidade a todos os 
antimicrobianos testados: amicacina, aztreonam, cefepime, ceftazidima, 
ciprofloxacina, gentamicina, imipenem, levofloxacina, meropenem, piperacilina + 
tazobactam e tobramicina. 
40 
 
 
Gráfico 8: Perfil de resistência dos BGN-NF (n=16) frente aos antimicrobianos testados no disco 
difusão. 
 
Como demonstrado no Gráfico 9, apenas 3 amostras de um total de 16 
apresentaram perfil intermediário e/ou resistência a um ou mais antimicrobianos. 
 
Gráfico 9: Distribuição dos BGN-NF (n=16) que apresentaram perfil intermediário ou resistência a 
pelo menos um antimicrobiano testado no disco difusão. 
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
Stenotrophomonas
maltophilia (1/11)
Acinetobacter
baumanni (2/4)
Pseudomonas
aeruginosa (0/1)
Resistentes ou intermediárias
41 
 
5.3.2 MÉTODO DE MICRODILUIÇÃO 
 
Para a análise da concentração inibitória mínima (CIM) foram utilizados os seguintes 
antimicrobianos: Cefazolin, Cefotaxime, Cefoxitina, Gentamicina e Tobramicina, 
testados apenas para as 29 amostras que foram resistentes ou intermediárias a eles 
no método de disco difusão. 
O número de amostras testadas para cada antimicrobiano foi: 26 para o cefazolin, 7 
para o cefotaxime, 7 para a cefoxitina, 8 para a gentamicina e 9 para a tobramicina. 
O Gráfico 9 mostra a porcentagem de amostras resistentes, intermediárias e 
sensíveis para cada antimicrobiano testado utilizando o método de microdiluição em 
caldo. Embora tenham sido selecionadas apenas as bactérias intermediárias e 
resistentes no teste de disco difusão, algumas amostras demonstraram sensibilidade 
no teste da CIM. 
 
Gráfico 10: Perfil de resistência aos antimicrobianos quanto à análise da CIM. 
 
Quanto ao cefazolin, dentre as bactérias resistentes, observou-se um predomínio do 
gênero Klebsiella spp. (27,27%) e Enterobacter spp. (18,18%), seguidos de Hafnia 
alvei (22,73%). Quanto ao cefotaxime, a Klebsiella spp. representou 80% do total 
das resistentes. Oitenta e três inteiros trinta e três centésimos por cento (83,33%) 
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
92,3
71,4
85,7
37,5
55,6
7,7
25
22,2
28,6
14,3
37,5
22,2
Resistentes Intermediárias Sensíveis
42 
 
das bactérias resistentes à cefoxitina foram do gênero Enterobacter spp. Quanto à 
Gentamicina e Tobramicina, 66,67% e 60% respectivamente, dos isolados 
resistentes pertenciam ao gênero Klebsiella spp. 
A Tabela 9 mostra as faixas da CIM e o número de resistentes dentre as bactérias já 
selecionadas como intermediárias ou resistentes no disco difusão. 
Tabela 9: CIM das 29 amostras previamente categorizadas como resistentes ou intermediárias no 
disco difusão. 
Amostra (n total) Antimicrobianos 
(nº de amostras 
testadas) 
Variação da CIM 
(µg/mL) 
N⁰ de amostras 
resistentes (%) 
 
Klebsiella spp. (7) Cefazolin (7) 
Cefotaxime (4) 
Cefoxitina (1) 
Gentamicina (4) 
Tobramicina (4) 
 
4–(>32) 
>32 
≤8 
8-1288-32 
6 (85,7) 
4 (100) 
0 (0) 
2 (50) 
3 (75) 
Enterobacter spp. (7) Cefazolin (6) 
Cefotaxime (1) 
Cefoxitina (5) 
Gentamicina (2) 
Tobramicina (1) 
 
8–(>32) 
≤1 
128-(>256) 
≤4 
≤4 
 
4 (66,7) 
0 (0) 
5 (100) 
0 (0) 
0 (0) 
Hafnia alvei (6) Cefazolin (6) 
Cefotaxime (1) 
Cefoxitina (1) 
Gentamicina (1) 
Tobramicina (1) 
 
4–(>32) 
≤1 
128 
≤4 
≤4 
 
5 (83,3) 
0 (0) 
1 (100) 
0 (0) 
0 (0) 
Proteus mirabilis (4) Cefazolin (4) 
 
8-16 4 (100) 
Escherichia coli (2) Cefazolin (1) 
Cefotaxime (1) 
Gentamicina (1) 
Tobramicina (2) 
>32 
>32 
64 
16-32 
1 (100) 
1 (100) 
1 (100) 
2 (100) 
 
Acinetobacter baumanni (1) Tobramicina (1) 
 
8 0 (0) 
Kluyvera cryocrescens (1) Cefazolin (1) 
 
>32 
 
1 (1) 
Serratia marcescens(1) Cefazolin (1) >32 
 
1 (1) 
 
Legenda: Os pontos de corte para resistência de cada antimicrobiano são: cefazolin (≥8), cefotaxime 
(≥4), cefoxitina (≥32), gentamicina (≥16), tobramicina (≥16). 
43 
 
O Gráfico 11 apresenta a comparação das bactérias testadas no método de disco 
difusão e no teste da microdiluição quanto ao perfil resistentes e intermediárias, 
visando confirmar reprodutibilidade dos testes. Um total de 86% dos resultados do 
disco difusão foram coerentes com o teste da microdiluição. 
 
44 
 
 
 
Gráfico 11: Comparação dos perfis intermediário ou resistente de todos os BGN (n=29) obtidos pelos métodos de disco difusão e CIM. 
 
45 
 
 
6 DISCUSSÃO 
 
No nosso estudo, as espécies bacterianas recuperadas a partir de pacientes 
hemodialíticos são condizentes a estudos posteriores em que é possível observar o 
mesmo perfil de espécies causando infecção neste tipo de paciente (BEVILACQUA 
et al., 2011; ESMANHOTO et al., 2013; VITÓRIA, 2015). Entretanto, Lata e 
colaboradores (2016), em uma revisão de bacteremias relacionadas a cateter em 
pacientes renais crônicos terminais, destacam que as bactérias Gram-positivas 
estão entre as mais prevalentes, principalmente pelo fato de serem microrganismos 
colonizadores da pele. Em um estudo de corte realizado por Dalgaard e 
colaboradores (2015), em que se analisou 461 bacteremias em pacientes em 
hemodiálise ocorridas entre os anos de 1995-2010, constatou-se que o 
Staphylococcus aureus (bactéria Gram-positiva) foi isolado em 43,8% (n=202) 
destas infecções. Todavia, o segundo microrganismo mais isolado foi a bactéria 
Gram-negativa Escherichia coli (12,6%, n=58). Observou-se, também, uma maior 
taxa de fatalidade em indivíduos com infecção sanguínea causada por este 
microrganismo (DALGAARD et al., 2015). 
No estudo de Bevilacqua e colaboradores (2011) em que se analisaram 65 
pacientes em hemodiálise de uma unidade em Sorocaba, SP, observou-se 18 
episódios de bacteremia, sendo 72,2% (n=13) causadas por bacilos Gram-negativos. 
No estudo realizado por Esmanhoto e colaboradores (2013), em que analisaram 128 
amostras de ICS de pacientes em hemodiálise do Hospital da Universidade Federal 
de São Paulo, observou-se que 45% (n=58) das infecções foram causadas por 
bacilos Gram-negativos. Dados compilados de um estudo anterior realizado no 
BioMA-Lab com amostras de bacteremias verdadeiras (n=217) de pacientes em HD 
no período de novembro de 2012 a novembro de 2014, mostraram que 45,5% 
(n=98) dos isolados eram bactérias Gram-positivas e 54% (n=118) eram bactérias 
Gram-negativas (VITÓRIA, 2015). 
Assim, percebe-se que, no Brasil, os Gram-negativos são tão importantes quanto os 
Gram-positivos como agentes etiológicos das ICS nos pacientes em tratamento 
hemodialítico. 
46 
 
Considerando que os BGN-F são encontrados, dentre outros ambientes, no trato 
intestinal de humanos, uma provável fonte de infecção é a autoinfecção dos 
pacientes. Além disso, é importante observar que cerca de 85% dos pacientes que 
realizam HD convencional são custeados pelo SUS (SESSO et al., 2013). Estudo 
realizado com 260 pacientes em hemodiálise no Rio Grande do Sul, observou-se 
que 83,8% (n=218) dos pacientes possuem escolaridade menor que 8 anos e 78,3% 
(n=195) possuem renda familiar menor do que 5 salários mínimos (ZAMBONATO; 
THOMÉ; GONÇALVES, 2008). Portanto, a baixa renda pode ser relacionada à 
dificuldade em se obter acesso ao saneamento básico e a baixa escolaridade pode 
ser associada à falta de medidas de higiene e prevenção de doenças, corroborando 
a hipótese de auto-infecção por bactérias entéricas. 
Ademais, a água de diálise é outro veículo de disseminação de bactérias Gram-
negativas entres esses pacientes. A incidência de contaminação de BGN na água de 
diálise pode se relacionar à qualidade da água proveniente dos reservatórios. A 
presença de enterobactérias nos ambientes aquáticos pode estar associada à 
contaminação desses ambientes por material fecal humano ou animal, uma vez que 
a família Enterobacteriaceae é normalmente identificada como parte integrante da 
microbiota intestinal humana e animal (NASCIMENTO; MAIA; ARAÚJO, 2016). 
Quanto à contaminação da água por BGN-NF, esta pode ocorrer pelo fato destes 
microrganismos terem como habitat o meio ambiente (principalmente solo e água). 
Pseudomonas aeruginosa e Stenotrophomonas maltophilia estão entre as espécies 
de BGN-NF mais presentes em amostras de água utilizadas no ambiente hospitalar 
(VINCENTI et al., 2014). 
Embora o tamanho de um bactéria seja muito grande para ultrapassar a membrana 
de diálise, cujo limite máximo é de 5 kDa, observa-se que esse fato pode ocorrer, 
especialmente se há defeitos na membrana de diálise e/ou o nível de contaminação 
bacteriana é muito alto. Ainda, mesmo a membrana impedindo a passagem de 
bactérias, sabe-se que fragmentos de lipopolissacarídeos e outros compostos 
pirogênicos presentes na membrana de BGN, podem penetrar e entrar na corrente 
sanguínea dos pacientes em diálise (SHIRTLIFF; LEID, 2009). 
Em um estudo realizado na Grécia em 2003, analisando 85 centros de diálise, 255 
amostras pareadas foram coletadas de três locais (água de torneira, água tratada e 
47 
 
dialisato) sendo que destas, 141 amostras apresentaram isolados de Gram-
negativos. Dentre os Gram-negativos, 98 (69,5%) eram BGN-NF e 43 (30,5%) eram 
BGN-F (ARVANITIDOU et al., 2003). Portanto, a água de diálise deve ser 
periodicamente monitorada a fim de identificar possíveis patógenos e com isso criar 
medidas preventivas e de limpeza mais eficazes. 
As amostras que fizeram parte de nosso estudo foram predominantemente BGN-F 
(71%), enquanto os BGN-NF corresponderam a 29%. Proporções similares foram 
encontradas em estudo realizado recentemente por Murray e colaboradores (2015), 
onde se avaliou casos de ICS causadas por bacilos Gram-negativos (n=95) em 
pacientes em HD. Foi observado que os BGN-F estavam sendo responsáveis por 
86,9% das infecções, enquanto que os BGN-NF foram responsáveis por 13,1%. 
Os BGN-F mais prevalentes encontrados em nosso estudo foram Klebsiella spp., 
Enterobacter spp. e Hafnia alvei. Murray e colaboradores (2015), em análise de 
casos de infecção de corrente sanguínea de 84 pacientes, observaram que os 
principais isolados de BGN-F foram Escherichia coli (54,7%), Enterobacter spp. 
(15,1%) e Klebsiella spp. (12,8%). Em outro estudo, onde foi analisada uma unidade 
de referência de Belém, Ferreira e colaboradores (2013) observaram que de um total 
de 76 hemoculturas, 49 foram positivas, sendo que as espécies de Enterobacter 
spp. (10,2%), Klebsiella spp. (10,2%) e Pseudomonas spp. (10,2%) foram os bacilos 
Gram-negativos mais frequentes causando infecção. 
Enterobactérias, tais como Escherichia coli e Klebsiella spp. podem ser produtoras 
de Betalactamases de Espectro Estendido (ESBL), o que confereamplo espectro de 
resistência às cefalosporinas de terceira geração, às combinações de 
betalactâmicos e inibidores de betalactamases e ao aztreonam, podendo causar, 
portanto, alta mortalidade em pacientes em hemodiálise (KARAS et al., 1996; LAGO 
et al., 2010; YANG et al., 2014). 
Como observado após a realização do método de disco difusão e confirmado no 
teste da microdiluição, as bactérias apresentaram alta taxa de resistência aos 
antibióticos testados, principalmente ao cefazolin, com concentrações de inibição 
maiores que 32 µg/mL. A gentamicina, antimicrobiano de escolha nas UAACN 
estudadas como terapia empírica de infecções por BGN em pacientes em HD, 
48 
 
apresentou em nosso estudo apenas 18,18% (n=8) de bactérias resistentes ou 
intermediárias a ele no disco difusão. Quanto à CIM, apenas 5 das 8 bactérias foram 
confirmadas como intermediárias ou resistentes. Apesar desta baixa taxa de 
resistência, estudos mostram que aminoglicosídeos, como a gentamicina, não são 
primeira escolha para a terapia empírica, por apresentarem toxicidade e baixa taxa 
de resolução de infecções por BGN (BARRETI et al., 2014; FELDMAN et al., 2007; 
ZHUANG et al., 2016). 
Já entre os BGN-NF encontrados no estudo, a espécie mais prevalente foi 
Stenotrophomonas maltophilia. Em estudo apresentado por Gauna e colaboradores 
(2013), foi observado que das 65 hemoculturas, Stenotrophomonas maltophilia foi 
responsável por 10,7% das infecções causadas nos pacientes em hemodiálise e 
Pseudomonas aeruginosa foi responsável por 3,1% das infecções. Já no trabalho de 
Murray e colaboradores (2015), foi observado que 5,1% das culturas foram positivas 
para Pseudomonas aeruginosa, 1% para Acinetobacter baumanni e 1% para 
Stenotrophomonas maltophilia. 
Como descrito na literatura, infecções causadas por BGN-NF tendem a apresentar 
uma maior dificuldade de tratamento, devido à alta capacidade de desenvolver 
resistência apresentada por essas bactérias e ainda, por estarem associadas a altas 
taxas de mortalidade (GAUNA et al, 2013). Em análise do perfil de susceptibilidade 
dos BGN-NF, foi observado que a grande maioria das nossas amostras demonstrou 
sensibilidade aos antimicrobianos testados. Entretanto, a terapia empírica para 
casos de ICS preconizada com vancomicina e, geralmente, gentamicina não cobre a 
espécie Stenotrophomonas maltophilia, o BGN-NF mais prevalente em nosso 
estudo. O tratamento de primeira linha deveria ser sulfametoxazol/trimetropim (CLSI, 
2016). Segundo descrito por Allon (2009), e de acordo com o perfil de bactérias 
apresentadas neste estudo, uma opção terapêutica para a terapia empírica em que 
seria possível cobrir a maior parte das bactérias, inclusive Stenotrophomonas 
maltophilia, seria a utilização do antimicrobiano ceftazidima. 
Em geral, a resistência bacteriana é um fator bastante preocupante em pacientes 
que necessitam fazer hemodiálise, principalmente porque são pacientes que 
necessitam ser hospitalizados com frequência, precisam ser tratados durante longos 
períodos com antimicrobianos, apresentam idades mais avançadas, são 
49 
 
imunologicamente comprometidos, além de possuírem outras comorbidades 
associadas (KLEVENS et al, 2008; GAUNA et al, 2013). Entretanto, observou-se que 
das 55 amostras de BGN, apenas 3 (5,45%) apresentaram perfil de resistência a 
múltiplas drogas. Apesar da baixa incidência de bactérias MDR, é importante 
reforçar a necessidade de criação de uma política de gerenciamento dos 
antimicrobianos a fim de evitar a seleção de bactérias resistentes, já que como 
demostrado são causas de mortalidade, principalmente, em pacientes em HD. 
 
 
50 
 
7 CONCLUSÃO 
 
• A proporção de BGN recuperados é significativa nas Unidades de Assistência 
de Alta Complexidade em Nefrologia participantes do estudo, correspondendo 
a 47% do total de amostras recebidas no período estudado. 
 
• Klebsiella spp. e Stenotrophomonas maltophilia foram os BGN mais 
frequentes. 
 
• Pouco mais da metade (60%) dos BGN estudados foram resistentes e/ou 
intermediários a pelo menos um antimicrobiano. Entretanto, a maioria se 
mostrou sensível à Gentamicina. Apesar disso, a terapia antimicrobiana 
empírica para o controle de BGN adotada nas unidades que fizeram parte 
deste estudo deveria ser reavaliada, pois Stenotrophomonas maltophilia, que 
respondeu por 20% das bacteremias por BGN, não é coberta por 
gentamicina. 
 
• A maioria das bactérias classificadas como resistentes apresentou uma 
concentração inibitória mínima muito acima do ponto de corte dos 
antimicrobianos testados, indicando elevados níveis de resistência. 
 
51 
 
8 REFERÊNCIAS 
 
AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA (ANVISA). Descrição dos 
meios de cultura empregados nos exames microbiológicos. Módulo IV. 
Disponível em: 
<http://www.anvisa.gov.br/servicosaude/microbiologia/mod_4_2004.pdf> Acesso em: 
01 jul. 2016. 
 
 
______. Sistema de Tratamento e Distribuição de Água Tratada para 
Hemodiálise – STDATH. Florianópolis, SC. Nov. 2010. 
 
 
______. Manual de microbiologia Clinica para o controle de infeccao 
relacionada a Assistencia a saúde. Módulo 4: Procedimentos Laboratoriais: da 
requisição do exame à análise microbiologgica e laudo final, maio. 2013. 
 
 
______. Gerência Geral de Regulação Econômica e Monitoramento de 
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