Apostila 04 - Absorção de Gases

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AUTORA: Profª Dra Lourdes Isabel Velho do Amaral 2011 
 
ABSORÇÃO DE GASES 
 
Os estômatos são pequenos poros localizados na epiderme das folhas, 
mas podem ser encontrados em frutos, flores e caules jovens de angiospermas, 
gimnospermas, pteridófitas e briófitas. Sua função está relacionada com o controle 
das trocas de vapor de água e de CO2 entre as plantas e a atmosfera. O 
mecanismo de abertura e fechamento dos estômatos está diretamente ligado aos 
processos de transpiração, fotossíntese e respiração, pois a intensidade desses 
processos depende, principalmente, do grau de abertura dos estômatos. Outro 
papel importante dos estômatos é o de termo-regulação, por causa do alto calor 
latente de vaporização. O alto calor latente de vaporização capacita à planta 
resfriar-se pela evaporação da água pelas folhas. Este poderoso efeito de 
resfriamento pode ser visto mesmo em temperatura mais baixas. Para cada grama 
de água evaporada a 15oC, a folha perde 2.462 J (energia calorífica). Muitos 
autores consideram que os estômatos apresentam um papel central na fisiologia 
das plantas, na sua evolução e ecologia. 
 
Morfologia, tamanho e distribuição 
A morfologia estomática, distribuição e comportamento respondem a um 
espectro de sinais, que vão desde o nível intracelular até mudanças climáticas. 
Estruturalmente os estômatos são constituídos por 2 células-guarda que delimitam 
o ostíolo, e abaixo destas ocorre a câmara subestomática. Células anexas ou 
subsidiárias podem ou não estar presentes.. Possuem cloroplastos, mas não 
possuem cutícula e nem plasmodesmata. A parede celular das células-guarda é 
espessada em pontos estratégicos. O tamanho dos estômatos varia de 10 a 80 
µm e a densidade entre 5 e 1.000 por mm2 de epiderme. A densidade estomática 
está correlacionada com parâmetros ambientais tais como níveis de umidade, luz 
e concentrações de CO2. 
Há uma forte correlação entre tamanho e densidade, sendo que o tamanho 
do estômato e a sua densidade determinam a condutância máxima (gmax) nos 
sítios de evaporação da folha. Franks e Beerling (2009) demonstram que grandes 
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alterações no tamanho são necessariamente acompanhadas por alterações na 
densidade e nas concentrações de CO2 atmosférico, no tempo geológico (450-400 
milhões de anos). Por exemplo, são encontradas no registro fóssil, altas 
densidades estomáticas de pequenos estômatos associadas com baixas 
concentrações atmosféricas, especialmente nas glaciações dos períodos 
Permiano, Carbonífero e Cenozóico. O padrão reverso tem sido encontrado em 
experimentos de enriquecimento da atmosfera com CO2. 
 
TIPOS 
Existem dois tipos principais de estômatos: o das gramíneas (e algumas 
palmeiras), que possuem as células-guarda em forma de halteres. Nestes as 
células subsidiárias estão sempre presentes. O segundo tipo é o das outras 
espécies, que possuem as células-guarda em forma de rim. Nestes as células 
subsidiárias freqüentemente estão ausentes. 
As folhas podem apresentar estômatos na face adaxial (epiestomáticas), 
somente na face abaxial (hipoestomáticas) ou em ambas as faces em igual 
densidade (anfiestomáticas) ou com densidade diferente (anisoestomática). A 
presença de estômatos e uma cutícula impermeável são consideradas 
características chave na evolução, especiação e avanço das plantas no ambiente 
terrestre, permitindo a elas habitar ambientes diversos e flutuantes, especialmente 
no suprimento hídrico. Os estômatos surgiram nas plantas terrestres há cerca de 
400 milhões de anos atrás, na era Fanerozóica. Desde então têm mudado 
drasticamente em tamanho e densidade, acompanhando as alterações na 
concentração de CO2. Essas mudanças estão associadas também a emergência 
de novos grupos de plantas como samambaias, pteridospermas e angiospermas. 
Entre os exemplos, Hetherington e Woodward (2003) citam a especiação entre as 
Proteaceae na Austrália e o surgimento de estômatos em forma de halteres que 
apareceram nas Poaceae, durante a era Cenozóica, há 66 milhões de anos e 
resultaram das profundas mudanças climáticas globais. 
Nas Proteaceae podemos distinguir duas clades de espécies baseadas na 
distribuição dos estômatos. Nas Cryptostomata, os estômatos ocorrem em criptas 
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ou em pits, enquanto que nas Phanerostomata ocorrem na superfície, sendo esta 
a distribuição ancestral e está associada a climas mais úmidos, enquanto que a 
característica derivada (estômato em cripta) ocorre em climas mais secos e 
provavelmente divergiram da clade Phanerostomata há cerca de 55–35 m.a, 
quando o clima estava se tornando mais árido. Assim a localização dos estômatos 
permitiu a difusão e a sobrevivência das duas clades nos dois tipos de ambientes. 
Quando comparados com os estômatos de outras espécies, o das 
gramíneas apresentam maior eficiência, uma vez que pequenas alterações na 
turgescência das células-guarda e subsidiárias induzem a respostas mais rápidas 
de abertura e fechamento, além de um grau de abertura maior quando comparado 
com o outro tipo. Isto leva a um aumento na fotossíntese e na maior eficiência do 
uso de água, em relação às outras espécies. As gramíneas provavelmente 
originadas entre 55 e 70 milhões de anos nas florestas tropicais permaneceram 
relegadas, mas durante o processo de aumento de aridez global (entre 30-45 
milhões de anos), elas experimentaram uma grande diversificação. Esta 
diversificação está estreitamente relacionada com a presença de estômatos em 
forma de alteres que permitiu a elas responder rapidamente a aumentos de luz 
nos ambientes abertos, mas com a capacidade de evitar o dessecamento. Esta 
difusão precedeu à diversificação dos animais pastadores e à origem da 
fotossíntese C4. 
 
Mecânica estomática: 
O controle mecânico da abertura estomática ocorre pela presença de 
microfibrilas de celulose, ou micelas, organizadas nas paredes celulares formando 
um arranjo radial a partir do centro do estômato. Este tipo de arranjo é 
denominado de miscelação radial. 
Quando as células-guarda absorvem água, elas incham e as paredes 
celulares do lado externo se expandem mais do que as internas, que ao serem 
“puxadas” neste movimento permitem a abertura do poro. 
 
 
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Controle da abertura estomática: 
O controle da abertura estomática por sinais ambientais depende de 
alterações coordenadas na turgescência das células-guarda (fluxo de íons e 
açúcares), organização do citoesqueleto, transporte via membrana e expressão 
gênica. O controle dos movimentos estomáticos é muito complexo e a melhor 
maneira de entende-lo é através de redes integradas em vários níveis. O primeiro 
nível é intracelular, que se interconecta com o nível ambiental, em uma escala 
local e temporal. Veremos a seguir como cada nó da rede funciona. 
 
Variação de turgescência: 
O aumento de turgescência é causado pela entrada de água em resposta a 
um gradiente de Ψa que se estabelece entre as células-guarda e as células 
adjacentes. A diminuição do Ψa dentro das células-guarda é causada pelo influxo 
de K+ nas células-guarda, além de Cl- ou outros ânions acompanhantes. Além 
disso, o aumento da concentração de sacarose também joga um papel importante 
nesse processo. 
 
Luz: 
A abertura estomática é controlada por vários fatores ambientais, sendo a 
luz um dos mais importantes. A resposta estomática à luz envolve dois aspectos 
centrais: os mecanismos osmoreguladores e o papel da H+ATPase ativada pela 
luz nos fluxos iônicos nas células-guarda. Há dois sistemas de fotorreceptores 
envolvidos nas respostas à luz. O primeiro componente é dependente da 
fotossíntese das células-guarda, cujo efeito é parcial e o outro é o componente 
não fotossintético, mediado pelaluz azul. 
 
 
 
 
 
 
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Luz azul: 
Um componente fundamental das respostas à luz azul é a extrusão de H+ 
para o apoplasto. A perda de prótons das células-guarda ocorre pela ativação das 
H+-ATPases, via cadeia redox na membrana plasmática, modulada pela luz azul 
(ver abaixo Via de Transdução do Sinal em resposta à luz azul). 
A perda de prótons contribui para hiperpolarização da membrana 
plasmática, que se torna mais negativa do lado interno. A hiperpolarização cria um 
gradiente elétrico que fornece a força motriz para entrada de K+, via ativação de 
canais seletivos de K+. O K+ entra em troca do H+ que sai da célula. Para haver 
troca iônica os H+ precisam estar disponíveis no citoplasma. Eles são fornecidos 
pelos ácidos orgânicos que são sintetizados nas células-guarda em resposta à 
redução de CO2 nos espaços intercelulares e câmara subestomática, quando a luz 
incide (fotossíntese). O amido é quebrado em PEP (fosfoenolpiruvato) em uma 
reação promovida pela luz azul. 
PEP + CO2 → OAA → MALH (Ácido málico) 
Os H+ do ácido málico deixam a célula e os K+ podem entrar. O MAL- é 
armazenado no vacúolo, juntamente com o K+ que está entrando. 
Neste processo há uma perda líquida de substâncias inativas (amido) e um 
aumento de substâncias osmoticamente ativas (ácidos orgânicos). 
0
2
4
6
8
10
12
14
0 1 2 3 4
Tempo (h)
Ab
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es
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m
ét
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(m
)
Seqüência1
Seqüência2
Luz vermelha
Luz azul
Taiz e Zeiger 2004 
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O Cl- ou outros ânions podem entrar nas células-guarda como íons 
acompanhantes. As auxinas (importante classe de hormônios vegetais) estimulam 
a abertura de canais e transportadores de cloro, causando o seu influxo 
acompanhando o potássio. 
 
Via de Transdução do Sinal em Resposta à Luz Azul 
 
A zeaxantina (xantofila do grupo dos carotenóides, pertencentes aos 
terpenos) foi proposta por muitos autores como sendo o mediador da resposta 
estomática à luz azul (Taiz e Zeiger 2009). A luz azul é eficiente mesmo em baixa 
fluência de fótons, pois o espectro de ação para abertura estomática em folhas 
intactas e produção de malato em tiras de epiderme coincide com ao espectro de 
absorção da zeaxantina. O processo inicia-se com a transformação da 
violaxantina (inativa) em zeaxantina. A zeaxantina ao absorver luz azul sofre 
isomerização e uma mudança conformacional e desencadeia uma cascata de 
eventos que irão culminar na abertura estomáica. Entre os mensageiros 
secundários propostos nesta via podemos mencionar quinases, fosfatases, Ca+2, 
Calmodulina e IP3. Esta proposta é reforçada por vários experimentos que 
mostram que a sensibilidade dos estômatos à luz azul aumenta com o aumento do 
conteúdo de zeaxantina e a inibição da formação de zeaxantina inibe a abertura 
estomática, estimulada pela luz. Além disso, mutantes de Arabidopsis, npq1, para 
síntese de zeaxantina, não respondem a luz azul. A luz verde forte suprime a 
abertura estomática em Arabidopsis. 
 
 
 
 
 
 
 
 
AUTORA: Profª Dra Lourdes Isabel Velho do Amaral 2011 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Como ainda não há completa confirmação da participação da zeaxantina, 
outros autores propõem a intermediação fototropinas, que são proteínas 
hidrofílicas associadas à membrana plasmática, com várias funções associadas a 
luz azul, entre elas a organização do citoesqueleto e abertura estomática. 
As fototropinas contêm dois cromóforos (LOV1 e LOV2), semelhantes a 
outras proteínas sinalizadoras que detectam a luz, oxigênio ou voltagem na região 
do N-terminal e um domínio clássico quinase serina/treonina na sua região C-
terminal. Os cromóforos se ligam covalentemente à flavina mononucleotídeo 
(FMN). Essa mudança conformacional é ativada pela luz e ocorre na proximidade 
de uma cisteína e de um carbono (C4a) do FMN (Shimazaki et al. 2007). 
Taiz & Zeiger 2009 
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O mecanismo para a ação das fototropinas ainda não está elucidado, 
apenas que elas mediam a abertura estomática através da ativação de uma H-
ATPase da membrana plasmática por mecanismos desconhecidos. Em Vicia faba 
uma fosfatase tipo 1 (PP1) regula positivamente a sinalização entre a luz azul e a 
H-ATPase (Takemiya et al 2006). O espectro de absorção das fototropinas 
coincide com o espectro de ação da abertura estomática em folhas de trigo. Mas 
nos mutantes de Arabidopsis para as duas fototropinas, phot1 ou no mutante 
phot2, a folha continua transpirando em resposta à luz azul. Experimentos 
conduzidos com os mutantes para zeaxantina, npq1 e os mutantes para 
fototropina, phot1 e phot2 os estômatos abriram em resposta a luz azul mas 
quando o mutante duplo phot1 phot2 foi testado os estômatos não abriram em 
resposta à luz azul. Tiras de epiderme do mutante duplo não excluíram H+ em 
resposta à luz azul. Nesse mutante, as H-ATPases não sofreram alteração e a 
falha em abrir os estômatos deve-se a uma falha na cadeia de sinalização 
mediada pelas fototropinas. Além disso, o ABA inibe a fosforilação da membrana 
plasmática, suprimindo a abertura estomática. 
 
Luz vermelha: O papel da luz vermelha na abertura estomática correlaciona-se 
diretamente com a fotossíntese. Foi demonstrado que o inibidor da cadeia de 
transporte eletrônico da fotossíntese DCMU (diclorofenildimetilureia) causa uma 
inibição parcial na abertura estomática. A sacarose produzida nas células-guarda 
(além da sacarose vinda do mesofilo) torna-se um importante soluto 
osmoticamente ativo na abertura estomática especialmente no período vespertino. 
De acordo com Talbot & Zeiger (1998) este mecanismo deve estar associado com 
o acoplamento funcional da condutância estomática na epiderme a taxas de 
fotossíntese no mesofilo. 
 
Efeito de CO2 
Os estômatos podem abrir no escuro, se for aplicado ar livre de CO2 
permitindo sua difusão para os espaços intercelulares das folhas. Por outro lado, 
os estômatos fecham parcialmente se aumentarmos as concentrações de CO2, 
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tanto em luz como no escuro. Quando os estômatos estão completamente 
fechados, o que é raro, o ar livre de CO2 não tem nenhum efeito. Em suma os 
estômatos respondem aos níveis de CO2 intercelular, mas não às concentrações 
deste gás nas superfícies externas das folhas próximas ao ostíolo. Este 
mecanismo de controle é importante apenas para fluxos de luz muito baixos ou 
muito altos. Em condições normais a concentração de CO2 é pouco relevante. De 
fato o controle da abertura estomática também está envolvido com os teores de 
CO2, pois como já foi visto, os pigmentos receptores da luz azul a violaxantina só 
se converte em zeaxantina em concentrações baixas de CO2. 
 
Efeito da temperatura: 
Temperaturas altas (30o a 35oC) os estômatos fecham devido ao estresse de água 
ou ao aumento da respiração (↑CO2). Por outro lado algumas plantas abrem os 
estômatos nesta faixa de temperatura para remover o excesso de calor através do 
processo transpiratório. 
 
Efeito do ABA (ácido abscisíco): 
Quando a planta perde mais água por transpiração do que a sua capacidade de 
absorção via raízes, desenvolve-se um estresse hídrico. O ABA (importante 
hormônio vegetal) é produzido e transportado das raízes até as folhas e liberado 
nas células-guarda induz a saída de K+, aumentando o potencial osmótico das 
células-guarda e diminuindo o das subsidiárias ou de células epidérmicas 
adjacentes. Ocorre o fluxo de água para as células subsidiárias ou adjacentes, e 
como resultado os estômatos fecham. Aresposta ao ABA ocorre por duas vias: 
a) Dependente de Ca+2. Nesta via o ABA ativa canais do tonoplasto, que retiram 
Ca+2 do vacúolo, aumentando a sua concentração no citoplasma. Concentrações 
mais altas de Ca+2 no citoplasma inibem o funcionamento de canais de influxo de 
K+ e estimulam canais para o efluxo de K+. 
b) Independente de Ca+2. Nesta via a alcalinização (pH acima de 7,0) causa 
abertura de canais de efluxo de K+ do tonoplasto. Há extrusão de K+ para o 
citoplasma. Ao nível de membrana plasmática, os canais de efluxo de K+ causam 
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a sua retirada para o meio extracelular. Ao mesmo tempo, os canais de influxo de 
K+ são inibidos. 
 
LUZ 
BAIXO TEOR DE CO2 
TEMPERATURA MODERADA 
ÁGUA SUFICIENTE 
ESTÔMATOS ESTÔMATOS 
 FECHADOS ABERTOS 
ESCURO 
ALTO TEOR DE CO2 
TEMPERATURA EXTREMA 
DEFICIÊNCIA DE ÁGUA 
 
pH 6-7: estômatos abertos 
pH 4-5: estômatos fechados 
 
Referências bibliográficas: 
Franks, P.J e Beerling, D.J. 2009. Maximum leaf conductance driven by CO2 
effects on stomatal size and density over geologic time. PNAS, 106: 10343-
10347. 
Hetherington, A.M. e Woodward, F.I. 2003. The role of stomata in sensing and 
driving environmental change. Nature, 424: 901-908. 
Nobel, P.S. 2005. Physicochemical and environmental plant physiology. 
Academic Press, New York. 
Salisbury, F.B. e Ross, C. 1992. Plant physiology. 4a. ed. Wadsworth, Belmont. 
Shimazaki, K.; Doi, M.; Assmann, S.M. e Kinoshita, T. 2007. Light regulation of 
stomatal movement. Annu. Rev. Plant Biol. 2007. 58:219–47. 
Sutcliffe, J.F. 1980. As Plantas e a água. EPU/EDUSP, São Paulo. 
Taiz, L. e Zeiger, E. 2009. Fisiologia vegetal. 4ª ed. Artmed, Porto Alegre. 
Takemiya A.; Kinoshita, T.; Asanuma, M. e Shimazaki, K. 2006. Protein 
phosphatase 1 positively regulates stomatal opening in response to blue light in 
Vicia faba. PNAS, 103: 13549–13554. 
Talbott LD, Zeiger E (1998) The role of sucrose in guard cell osmoregulation. J 
Exp Bot 49: 329-337. 
 
Sutcliffe 1980