Apostila 25 - ABA

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AUTORA: Profª Dra Lourdes Isabel Velho do Amaral 2011 
ÁCIDO ABSCÍSICO 
 
Desde da década de 40 muitos pesquisadores notavam que uma substância inibitória induzia 
dormência em árvores, abscisão de frutos e flores de algumas espécies. Mas só na década de 60 
o ABA foi realmente descoberto. A descoberta envolveu pesquisas sobre a abscisão de frutos de 
algodão (Carns & Addicot 1961), o que levou à identificação de substâncias que indutoras de 
abscisão, denominadas de abscisina I e abscisina II (Ohkuma 1963, Rothwel & Wain 1964) e 
pesquisas sobre dormência de gemas com o isolamento da dormina (Wareing et al. 1964 
Ohkuma (1965). Durante a 6ª Conferência de Internacional de Crescimento Vegetal, chegou-se 
à conclusão que as substâncias abscisina I, abscisina II e dormina eram na verdade a mesma 
substância, sendo então denominada de ácido abscísico (ABA) (ver Addicot et al. (1967): 
 
Estrutura: 
O ABA é uma substância isoprenóide, pertence à classe dos sesquiterpenos. Embora o 
ABA contenha 15 átomos de carbono, nas plantas ele não deriva diretamente do precursor 
sesquiterpeno C15, farnesil difosfato (FDP), mas é formado por via indireta, a partir da 
clivagem dos carotenóides (tetraterpenos originados da via MEP). Nos fungos fitopatogênicos, a 
biossíntese ocorre por via direta de farnesil pirofosfato a ABA. 
Este hormônio ocorre em duas formas, dependendo da posição da carboxila da cadeia 
lateral: a forma cis e a trans. Além disso, o átomo anomérico do anel (C1) do ABA pode ocorrer 
na posição S (sentido dextrógiro) ou R (sentido levógiro). O (S)-cis-ABA é a forma ativa, 
naturalmente encontrada nas plantas. As formas (S)-trans-ABA (R)-cis-ABA são encontradas 
nos produtos comerciais. A (S)-trans-ABA é inativa, mas pode ser rapidamente convertida à 
forma (S)-cis ativa, mas a forma S e R não são interconversíveis. 
 
 
 
 
 
Os requerimentos estruturais para sua atividade biológica incluem o grupo carboxila, o 
grupo hidroxila terciário, a cadeia lateral 2-cis,4-trans-pentadiona, uma 4’cetona e dupla ligação 
no anel ciclohexano. A forma cis é ativa, mas a trans (inativa) pode ser rapidamente convertida 
à forma cis. 
 
Biossíntese: A biossíntese do ABA ocorre a partir da clivagem de carotenóides. A clivagem 
oxidativa da violaxantina, cuja síntese é catalisada pela zeaxantina epoxidase, dá origem à cis-
neoxantina. Após clivagem oxidativa forma-se o xantoxal (inicialmente denominado de 
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xantoxina). Este composto possui atividade de inibidor de crescimento análoga àquela do 
próprio ABA. Finalmente o xantoxal é oxidado a ABA-aldeído e posteriormente a ABA. Ou 
ainda o ABA aldeído pode ser transformado primeiramente em ABA-álcool e finalmente a 
ABA. Outra via pode envolver a conversão do xantoxal a ácido xantóico e por fim a ABA. Mas 
essas vias alternativas ainda não estão completamente elucidadas. 
A via indireta ocorre em plantas superiores. Mas a via direta de farnesil pirofosfato a 
ABA que ocorre apenas em fungos fitopatogênicos. 
O ABA ocorre em angiospermas, gimnospermas, algas, em algumas pteridófitas e 
alguns musgos. Muitos fungos possuem ABA como metabólito secundário. Em hepáticas ocorre 
ácido lunulárico semelhante ao ABA. 
 
Eiji Nambara and Annie 
Marion-Poll 2005
zeaxantina epoxidase violaxantina de-epoxidase
neoxantina sintase
9-cis-epoxycarotenoide 
dioxygenases
álcool-desidrogenase
ABA aldeído oxidase
Eiji Nambara and Annie 
Marion-Poll 2005
zeaxantina epoxidase violaxantina de-epoxidase
neoxantina sintase
9-cis-epoxycarotenoide 
dioxygenases
álcool-desidrogenase
ABA aldeído oxidase
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Locais de síntese: Nas plantas, o ABA é sintetizado em quase todas as células contendo 
cloroplastos, amiloplastos ou outros plastídeos, sendo que a biossíntese ocorre em duas etapas. 
A primeira nos plastídeos, pois envolve a síntese e posterior oxidação das xantofilas 
(carotenóides que contêm oxigênio na molécula) para formar xantoxina. A segunda etapa ocorre 
no citoplasma e envolve a conversão da xantoxina em ABA. Ocorre desde o ápice da raiz até o 
ápice vegetativo, incluindo folhas, gemas, frutos, sementes, xilema e floema. O ABA produzido 
nas raízes é transportado via xilema, mas a redistribuição deste hormônio é para todos os órgãos 
é geralmente realizada via floema. 
 
Bioensaio: para detectar presença de ABA, sem uma quantificação segura: 
� Teste da curvatura de coleoptile de aveia: mede inibiçaõ do crescimento. O mínimo 
detectável é 10-7M. A especificidade do bioensaio é prejudicada pela presença de 
promotores e outros inibidores. 
� Teste da inibição da germinação, inibição da síntese de α-amilase induzida por GA em 
camada de aleurona de cereais, indução da abscisão da folha e fechamento estomático. O 
fechamento estomático é altamente específico para ABA, alta sensibilidade (10-9 M). e 
resposta linear cobrindo uma ampla faixa de concentração. 
Para quantificação precisa e identificação: 
� CG. Este ensaio é muito preciso para quantificar (10-13g ou 0,1 pg), mas requer muitos 
passos de purificação, incluindo TLC. 
� Imunoensaio: reconhecimento específico por anticorpos de coelhos ou ratosPode 
quantificar (10-13g ou 0,1 pg) em extratos brutos ou parcialmente purificado, que também 
estão disponíveis para Auxinas, Gas e CKs 
 
Transporte: 
- Via xilema e floema (maior no floema). O ABA produzido nas raízes é transportado via 
xilema; 
- ABA (sem dissociação do COOH) atravessa livremente a membrana por transporte passivo, 
determinado pelo gradiente de pH; 
- Na forma dissociada ABA- (-COO-) não atravessa a membrana. 
 
Conjugação: 
O ABA é um hormônio que joga importantes papéis durante as várias fases do ciclo de 
vida das plantas. Os níveis endógenos de ABA são regulados principalmente pela taxa de 
síntese e pela degradação, embora a conjugação e a compartimentalização também estejam 
presentes. A inativação temporária ocorre por glicosilação da forma ativa. Enquanto a 
conjugação ocorre na cadeia lateral, a degradação irreversível, ocorre via hidroxilação da cadeia 
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principal, seguida de ciclização para formação do ácido faséico (PA), que sofre redução para 
formar ácido diidrofaséico (DPA). O intermediário 8’hidroxi-ABA apresenta alta atividade 
biológica, que diminui consideravelmente após ciclização para PA. A inativação do ABA por 
conversão a PA é um passo crucial na liberação da dormência em muitas espécies. Além disso, 
em algumas espécies o PA causa o fechamento estomático e inibe a síntese de α-amilase 
mediada por GA na camada de aleurona. Mas o DPA praticamente não apresenta nenhuma 
atividade biológica. 
 
-ABA-glicose-ester 
- Conjugação facilmente reversível. 
Acumula-se no vacúolo. 
 
 
 
Degradação: a degradação ocorre via 
hidroxilação do anel ciclohexano, na posição 
3´produzindo um intermediário instável, o 
hidroximetil-ABA. Este é rapidamente 
convertido a ácido faséico (PA). A seguir a 
ligação cetona do PA (posição 4´) é reduzida 
para formar ácido diidrofaséico (DPA) 
 
Pool de ABA: 
- ABA livre acumula-se no citoplasma 
- ABA-GE (conjugado) acumula-se nos 
vacúolos. Aparentemente o conjugado não é 
quebrado durante o estresse. 
 
 
 
 
EFEITOS FISIOLÓGICOS 
A maturação e dormência de sementes e respostas adaptativas a estresses (déficit 
hídrico, frio e alta salinidade) são os dois mais importantes processos envolvendo a sinalização 
por ABA. Nas sementes em desenvolvimento, o ABA é necessário para induzir a síntese de 
proteínas de reserva e lipídios, bem como para o estabelecimento da dormência e aquisição da 
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tolerância à dessecação.Durante estresses abióticos recorrentes, o ABA regula o 
desenvolvimento, capacitando a planta sobreviver durante a exposição ao estresse. O estresse 
hídrico causa fechamento estomático. Seus efeitos são amplamente antagônicos aos de outros 
hormônios, mas em alguns processos, como diferenciação de células, o ABA apresenta 
interação positiva. 
 
Efeitos fisiológicos: 
- adaptação ao estresse de seca, inundação, injúria e resfriamento; 
- Com relação à seca: 
- Os níveis de ABA aumentam 50 vezes entre 4 a 8 horas sob condições de estresse. Se houver 
hidratação os níveis de ABA declinam em um período equivalente; 
- o ABA aumenta a condutividade hidráulica nas células da raiz: maior fluxo de água para 
dentro das raízes, maior fluxo de íons = maior Ψa (potencial de água); 
- Induz ao crescimento das raízes e inibição do crescimento nas folhas; 
- Durante o estresse hídrico o pH do xilema aumenta de 6,3 para 7,2. A alcalinização do 
apoplasto favorece a formação de ABA dissociado (ABA-), o qual não atravessa as membranas. 
Assim menos ABA chega nas células do mesófilo e mais entra nos estômatos pela corrente 
transpiratória. O aumento de pH no xilema seria um sinal da raiz para promover o fechamento 
estomático inicial. O ABA nas células-guarda induz a saída de K+, aumentando o potencial 
osmótico das células-guarda e diminuindo o das subsidiárias ou de células epidérmicas 
adjacentes. Ocorre o fluxo de água para as células subsidiárias ou adjacentes, e como resultado 
os estômatos fecham. A resposta ao ABA ocorre por duas vias: 
A) Via dependente de Ca+2: o efeito do cálcio no fechamento estomático induzido por ABA, 
pode ocorrer de duas maneiras: 
1) Formação de espécies oxigênio reativas (ROS). Nesta via o ABA ao se ligar com seu receptor 
de membrana induz a formação de espécies reativas de oxigênio, tais como H2O2 (peróxido de 
hidrogênio) ou O2• (Superóxido) que ativam canais de Ca+2 da membrana plasmática. O 
aumento das concentrações de Ca+2 no citoplasma inibem o funcionamento de canais de influxo 
de K+ ; promovem o efluxo de Cl-, K+ e Ca+2 do vacúolo. Altas concentrações de Ca+2 
promovem a abertura de canais de efluxo de Cl-, causando a despolarização da membrana 
plasmática. Como resultado da despolarização os canais de efluxo de K+ são ativado; 
2) Aumento dos níveis dos mensageiros secundários inositol-1,4,5-trifosfato (IP3) e ADP ribose 
cíclico (ADPRc). Nesta via o ABA ao se ligar com seu receptor de membrana ativa a 
subunidade α da proteína hetrotrimérica G que ativa uma enzima efetora de membrana, a 
fosfolipase “c” (PCL). A PCL hidrolisa um lipídio de membrana, o fosfatidil inositol-4,5-
bisfosfato (PIP2), que libera o inositol-1,4,5-trifosfato (IP3). O IP3 que é altamente solúvel em 
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água, move-se para o tonoplasto, onde se combinam com um receptor que ativa um canal de 
Ca+2 ou um carregador que transporta Ca+2 para o citoplasma, com gasto de ATP. O aumento de 
Ca+2 citosólico leva à inibição da bomba de prótons, despolarizando a membrana. O resultado é 
idêntico ao exposto no item a, com a saída de K+. O papel do ADP ribose cíclico (ADPRc) é 
semelhante ao descrito para IP3. O complexo ABA-receptor de membrana induz a síntese de 
ADPRc a partir de reações de ciclização do NAD+. 
 
B) Independente de Ca+2. Nesta via a alcalinização (pH acima de 7,0) promove a abertura de 
canais de efluxo de K+ do tonoplasto. Há extrusão de K+ para o citoplasma. O aumento de pH i 
bloqueia a atividade da bomba de prótons, despolarizando a membrana. A despolarização da 
membrana permite o funcionamento dos canais de efluxo de K+ e inibe os de influxo. Com a 
extrusão de K+ o potencial osmótico torna-se menos negativo células-guarda e assim a água sai 
das células-guarda para o apoplasto e os estômatos fecham. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
- Dormência de gemas de árvores da região temperada. Este efeito está associado ao 
comprimento do dia. Dias longos (DL) estimulam o crescimento das gemas, enquanto que dias 
curtos (DC) promovem a formação de ABA que por sua vez induz a entrada em dormência; 
As giberelinas antagonizam o efeito inibitório do ABA levando à quebra da dormência. 
Em alguns casos as citocininas também quebram a dormência. 
 
 
 
Gemas ativas Gemas dormentes 
Ácido abscísico 
Giberelinas 
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- Controle do desenvolvimento das sementes: o ABA possui uma dupla função no contexto da 
sementes: controla o seu desenvolvimento e inibe a germinação de sementes. De uma 
maneira sucinta o desenvolvimento das sementes pode ser dividido em 3 fases: 
1. Histodiferenciação e morfogênese: fase de embriogênese inicial. É caracterizada por 
divisões celulares e aumento rápido de massa fresca. Ocorre a diferenciação dos tecidos. 
Nesta fase a semente é intolerante à dessecação. 
2. Maturação: nesta fase predominam os eventos associados à expansão celular e 
deposição de reservas. Há um aumento de massa seca causada pela substituição da água 
por substâncias de reserva. Nesta fase a semente é intolerante à dessecação. 
3. Dessecação: fase final do desenvolvimento da semente. Ocorre uma diminuição gradual 
do metabolismo da semente, concomitante à perda de água e espessamento dos 
envoltórios da semente. 
 
Os níveis de ABA são altos no final da primeira fase e durante a fase de maturação. 
Altos níveis de ABA induzem ao acúmulo de proteínas inclusive as denominadas LEA (do 
inglês late embryogeneses accumulated), as quais é creditada a importante função de proteger as 
estruturas subcelulares contra dessecação. Ainda na fase de maturação, outro papel do ABA é 
impedir a germinação das sementes ainda ligadas à planta-mãe (viviparidade). Na fase de 
dessecação normalmente os níveis de ABA caem a valores baixíssimos e os tecidos da semente 
tornam-se insensíveis a este hormônio. 
 
- Dormência de sementes da região temperada. As sementes de plantas desta região são 
liberadas dos frutos no final do outono e início do inverno. Se tais sementes germinarem durante 
este período, terão poucas chances de sobreviver ao frio do inverno. Por isso, essas sementes 
possuem estratégias para impedir a sua germinação em condições desfavoráveis. Uma das 
estratégias é a dormência embrionária. Neste tipo o embrião é mantido imaturo (devido aos altos 
níveis de ABA) e necessita de um período de frio para a sua completa maturação. Outra 
estratégia é a retenção de ABA e outros inibidores, que podem impedir a germinação do 
embrião. Durante a estação fria, os teores de ABA vão decaindo gradualmente e os teores de 
GAs começam a aumentar também gradualmente. As temperaturas ideais para que este processo 
ocorra estão na faixa de 0 a 10º C. Este processo de submissão ao frio é denominado de 
estratificação. 
 
 
BIBLIOGRAFIA 
 
AUTORA: Profª Dra Lourdes Isabel Velho do Amaral 2011 
Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. (1962-2008). Annual 
Reviews, Palo Alto. 
Davies, P.J. 2007. Plant hormones biosynthesis, signal transduction, action!. Dordrecht: 
Kluwer. 
Fosket, D.E. 1994. Plant growth and development. A molecular approach. Academic Press, 
San Diego. 
Kozlowski; T.T. & Pallardy, S.G. 1997. Growth control in woody plants. Academic Press, 
San Diego. 
Mohr, H. & Schopfer, P. 1995. Plant physiology. Springer, London. 
Pharis, R.P. & Rood, S.B., eds. 1990. Plant growth substances. Springer, Berlin. 
Salisbury, F.B. & Ross, C. 1992. Plant physiology. 4a. ed. Wadsworth, Belmont. 
Taiz, L. & Zeiger, E. 1998. Plant physiology. 2 ed. Benjamin Cummings, Redwood City.