Manual de Coleta de Amostras

Prévia do material em texto

Manual de Coleta de Amostras 
INTRODUÇÃO 
A padronização da coleta por parte do médico veterinário através de um manual que contenha todos os passos a 
serem seguidos, é uma forma de garantir a qualidade do resultado dos exames. A confiabilidade dos testes 
laboratoriais realizados e a interpretação dos resultados dependem, primariamente, da qualidade da amostra 
recebida. Para cada exame há uma forma correta de coleta, conservação e envio. Tem que se pensar em todas 
as variáveis que possam vir a interferir nos exames: 
 Coleta inadequada; 
 Tempo entre a coleta e a realização do exame; 
 Relativo ao paciente: idade, raça, sexo, gestação; 
 Stress (animal bravio); 
 Volume inadequado; 
 Conservantes (físico e químicos) inadequados; 
 Contaminação da amostra; 
 Tempo de jejum; 
 Garroteamento prolongado; 
 Temperatura ideal de armazenamento da amostra; 
 
ACONDICIONAMENTO E ENVIO DE MATERIAL BIOLÓGICO 
O acondicionamento do material biológico é uma etapa de suma importância para manutenção da qualidade, no 
processo de realização de exames. Cada material biológico é acondicionado conforme o exame solicitado. Para a 
maioria dos exames laboratoriais o acondicionamento ideal sobre refrigeração entre 2o e 8oC. 
 
Para clínicas no Município do Rio de Janeiro as amostras colhidas deve ser acondicionada de forma adequada 
para cada exame até que o funcionário do laboratório as recolha. 
 
Quando a clínica estiver localizada fora do município, o material deve ser enviado em caixas de isopor, contendo 
quantidade suficiente de gelo reciclável ou cubos de gelo embalados em plástico ou jornal. O material não deve 
ter contato direto com o gelo. Esta caixa deve ser vedada corretamente. 
 
Existem alguns exames que exigem o congelamento da amostra até o momento da execução. Para esses 
exames é ideal utilizar gelo seco, para melhor conservação. Caso não tenha gelo seco, deve-se fazer um 
"sanduíche", ou seja, colocar a amostra entre dois gelos recicláveis e congelá-los juntamente. 
 
Alguns exames devem ser mantidos à temperatura ambiente, já que a refrigeração ou congelamento pode 
alterar a amostra e consequentemente impedir a realização do exame. 
 
É importante lembrar, também, que para a realização de alguns exames necessitamos que o material biológico 
venha protegido da luz (frasco âmbar, papel alumínio ou carbono). 
CONSEQUÊNCIAS DE UM MATERIAL MAL ACONDICIONADO 
Um acondicionamento mal feito pode resultar em deterioração do material biológico (impedindo a realização do 
exame), resultados alterados, quebra ou vazamento do material, rótulos molhados e ilegíveis, requisições 
ilegíveis e molhadas (quando enviadas junto com o material). 
EXAMES DE CURTO PRAZO DE CONSERVAÇÃO 
É preciso ter um cuidado todo especial com materiais biológicos considerados urgentes e/ou aqueles com curto 
prazo de conservação. 
 
Estes materiais devem ser colhidos e enviados imediatamente. Quando chegam ao Laborlife Análises Clínicas, 
têm um tratamento diferenciado para garantir a execução do exame no prazo adequado. 
Estes materiais exigem todo cuidado por vários motivos: 
 São nobres (líquidos biológicos em geral, líquor, líquido pleural, etc.) 
 São materiais de coleta difícil. 
 Requerem até 8 horas para serem realizados (ex. EAS, glicose, fatores de coagulação, etc.) 
 
EXAMES HEMATOLÓGICOS 
A hematologia é uma especialidade médica que tem uma grande dependência dos métodos de laboratório sem 
geral e das técnicas citológicas em particular, lembrando que a última resolve 80% das patologias sangüíneas. 
As células do sangue são de fácil obtenção em geral e seu estudo é de grande utilidade diagnóstica em 
processos patológicos. Por essa razão o hemograma é uma das análises mais solicitadas pelo clínico. Em 
Medicina Veterinária os estudos hematológicos têm como finalidade: 
 
Confirmar a presença ou ausência de anormalidades sangüíneas, delimitar a extensão, o local do processo, 
estabelecer as causas de uma alteração sangüínea, servir de guia no prognóstico de casos clínicos. Temos 
exames quantitativos (números de hemácias, leucócitos, plaquetas) e qualitativos (características morfológicas). 
Para realizar uma correta análise hematológica, o sangue tem que seguir conservando suas características físico-
químicas, para que não existam alterações ou artefatos na amostra extraída que possam levar a resultados 
errôneos. Por isso se tem desenvolvido produtos químicos denominados anticoagulantes que mantém o sangue 
coletado em seu estado líquido. 
 
1 - A primeira premissa a respeitar para realizar uma análise é que o sangue obtido e transferido para um tubo 
com anticoagulante não tenha coágulo. 
2 - A segunda premissa é conservar sempre a proporção entre sangue e anticoagulante. 
 
O excesso de anticoagulante pode acarretar em: 
 Destruição das plaquetas com resultados falsos de plaquetopenia 
 Degeneração citoplasmática dos neutrófilos, com presença de corpúsculos intracitoplasmáticos que não 
se pode reconhecer se são bacterianos ou de outra etiologia 
 Vacuolização de monócitos 
 Destruição e hemólise das hemácias com resultados falsos de hemoglobina e hematócrito 
Não deve ser utilizado material reciclado. Os produtos utilizados para limpeza podem levar a uma destruição 
generalizada das hemácias e degeneração de todas a s formas sangüíneas. Todas as amostras obtidas sob estas 
condições deveriam ser descartadas já que se perde confiabilidade diagnóstica, tempo e dinheiro. 
A - ESFREGAÇO SANGUÍNEO: 
Usado para pesquisa de hemoparasitos (Anaplasma, Babesia, Filaria, Ehrlichia e Trypanosoma), deve-se colher 
sangue periférico. Realizados ainda para verificar as características morfológicas dos eritrócitos, para contagem 
diferencial de leucócitos, contagem de plaquetas, eritroblastos. 
Como fazer um Esfregaço: 
1. Manter a lâmina horizontalmente entre o polegar e o indicador. 
2. Colocar uma pequena gota de sangue na extremidade da lâmina. 
3. Com uma segunda lâmina (extensora) colocar o seu rebordo livre contra a superfície da primeira, em frente à 
gota de sangue, formando um ângulo de 45 . 
4. Realizar um movimento para trás de modo que entre em contato com a gota de sangue, pressionando-a até 
que a gota se espalhe por toda a borda da lâmina. 
5. Impelir a lâmina, guardando sempre o mesmo ângulo, em um só movimento, firme e uniforme, sem separar 
uma lâmina da outra. Forma-se então uma delgada camada de sangue. 
6. Secar rapidamente ao ar, e enviar em porta-lâminas fornecidos pelo Laborlife. 
*** Esta mesma técnica pode ser utilizada para remessa de material citológico. 
 
Observações: 
- É conveniente fazer, pelo menos, três esfregaços ao mesmo tempo. 
- O esfregaço deve ser feito com sangue recém colhido sem anticoagulante. 
- A lâmina tem que estar limpa e desengordurada. 
- A gota de sangue não deve ser muito grande e proporcional a 5 microlitros de sangue. Quanto maior for a 
gota, tanto mais espesso será o esfregaço. 
- A distensão deve ser feita rapidamente, antes que comece a coagulação. 
- Com uma gota de tamanho adequado à distensão medirá mais ou menos 3 cm. 
- A espessura da distensão está na dependência do ângulo formado pelas duas lâminas, da pressão exercida e 
da velocidade da mesma. 
- O esfregaço não deve cobrir toda a lâmina, devendo apresentar cauda ou franja. 
- O aspecto da distensão deve ser liso e nivelado, sem ondulações, poros ou saliências. 
- A identificação pode ser feita diretamente na lâmina a lápis ou em etiquetas de papel. 
- Os esfregaços em camada delgada permanecem em ótimas condições técnicas por algumas semanas. 
Os esfregaços não devem ser deixados expostos sem proteção, evitando o contato dos mesmos com poeira, 
insetos e impressões digitais. 
 
B - SANGUE TOTAL: 
Indicado para hemograma completo (contagem global de hemácias, leucócitos, plaquetas, determinação do 
hematócrito,VCM; HCM; CHCM, e dosagem de hemoglobina), dosagem de PH e de metabólitos sangüíneos 
(glicose, corpos cetônicos, ácido láctico, amônia), presença quantitativa de algum metal (chumbo, zinco, 
manganês, molibdênio e cádmio), pesquisa de células LE, dosagem de hemoglobina glicosilada para controle do 
diabetes, etc. 
 
SANGUE COM EDTA (frasco com tampa roxa) 
Colher por punção venosa utilizando o frasco a vácuo ou puncionar a veia com seringa e colher de 1,5 a 3 ml de 
sangue. Este procedimento deve demorar no máximo 2 minutos. Para contagem de plaquetas utilizar frasco 
plástico com EDTA. Tampar e homogeneizar por movimento pendular por no mínimo 30 segundos. 
Para hemograma, leucograma, avaliação de plaquetas e pesquisa de hematozoários, realizar extensão fina em 
lâmina nova e secá-la ao ar. Acondicionar as extensões em porta- lâminas bem fechados na temperatura 
ambiente. 
Manter a amostra de sangue com EDTA refrigerada (2 e 8 C). 
 
ANTICOAGULANTES: 
 
 
EDTA: 
comercializado em forma de sal di-potássio, di-sódico e tri-potássico sendo os dois últimos os mais utilizados. É o 
anticoagulante de eleição para hematologia, se utiliza 1mg para 1ml de sangue ou 0,5 ml de solução a 1% para 
5 ml de sangue ou 0,1 ml de solução a 1% para 1 ml de sangue. A coagulação se evita pela eliminação do cálcio 
do sangue. Podem ser feitas contagens 24 a 36 horas após a coleta se a amostra estiver mantida em uma 
temperatura de refrigeração de 4 C, nunca deve ser congelado, nem sofrer temperaturas superiores a 37 C, 
nestes casos a amostra é totalmente inviável. Um tempo excessivo da amostra com anticoagulante leva a 
vacuolização dos monócitos, seguido do inchamento dos linfócitos, presença de vacúolos nos neutrófilos que são 
confundidos com as inclusões tóxicas. Pode ocorrer ainda destruição das hemácias. Consequentemente 
recomenda-se esfregaço sangüíneo se o prazo entre a coleta e o exame for maior que 24 horas. É também o 
anticoagulante de eleição para o teste de imunohematologia: teste de Coombs. 
 
HEPARINA: 
É um anticoagulante natural. Não é o anticoagulante de eleição para hematologia. Atua interferindo na 
conversão de protombina em trombina. É usada uma concentração de 0,2 ml de heparina saturada por cada ml 
de sangue. Embora as contagens 12 a 24 horas após a coleta possam ser feitas, produzem sérios danos nos 
esfregaços o que faz totalmente inviável. O esfregaço deve ser feito imediatamente. As alterações que ocorrem 
são: degeneração nuclear dos neutrófilos, degeneração citoplasmática dos neutrófilos e monócitos. Os leucócitos 
não têm uma forma tão clara em comparação com outros anticoagulantes. Se tiver um excesso de heparina 
ocorre formação de corpúsculos de Heinz, alteração na coloração vital para reticulócitos, formação de agregados 
plaquetários. Se o esfregaço for realizado 24 a 36 horas após a coleta, não se distingiram os possíveis corpos de 
inclusão vírica, parasitas hemáticos, corpos de inclusão de erlichias em monócitos e neutrófilos. Não é um 
anticoagulante utilizado para estudos imunohematológicos: Teste de Coombs. Uma das vantagens da heparina é 
que é excelente para determinações de perfis bioquímicos. Como desvantagens assina-se seu custo mais 
elevado que os outros anticoagulantes. 
 
CITRATO DE SÓDIO: 
É o anticoagulante ideal para estudos de coagulação. Se utiliza a concentração de uma parte de citrato de sódio 
para 9 partes de sangue total. É imprescindível manter a relação anticoagulante/sangue para realizar as provas 
de coagulação. Os valores obtidos sem esta relação não têm nenhum valor diagnóstico. Atuam quebrando o 
cálcio, formando um complexo com o mesmo e impedindo o processo de coagulação. 
 
FLUORETO: 
Similar ao citrato, recomendado especificamente para a dosagem de glicose, pois inibe o processo de glicólise 
que ocorre nas hemácias, mantendo os níveis in vitro deste metabólito por mais tempo. Colher por punção 
venosa utilizando o frasco a vácuo ou puncionar a veia com seringa e colher no mínimo 2 ml de sangue. 
Este procedimento deve demorar no máximo 2 minutos. Tampar e homogeneizar por movimento pendular por 
no mínimo 30 segundos. caso haja disponibilidade de centrífuga, o sangue também poderá ser colhido em tubo 
de tampa vermelha ou em tubo de tampa roxa, contanto que a amostra seja imediatamente centrifugada e o 
coágulo/sangue separado da amostra evitando o consumo de glicose e produção de ácido láctico. A dosagem 
deverá ser feita em até 6 horas após a coleta quando não se tem condições de separar o plasma antes de 
chegar ao laboratório, pois o processo de glicólise continua, mesmo com a presença de fluoreto de sódio que 
retarda este processo. 
 
OXALATO DE POTÁSSIO, DE CÁLCIO OU DE AMÔNIA: 
Interferem com o hematócrito e alteram a distribuição eletrolítica, razão pela qual não são recomendados para 
testes de minerais. Atuam por interferência com o cálcio. 
 
Observação: 
Quando utilizar seringa, abrir a tampa e aspirar o anticoagulante do tubo e, então, realizar a coleta, retirar a 
agulha e transferir o sangue para o tubo deixando-o escorrer pela parede do frasco. 
 
C - SORO SANGUÍNEO: 
É a porção do sangue após a separação do coágulo. O soro puro, é preferível para exames. Cuidados devem ser 
tomados com seringas, agulhas ou tubos que, molhados, são causas de hemólise. Colher de 2 a 5 ml de sangue 
de cada animal (a quantidade dependerá da espécie e do porte do animal). 
 
SORO (tubo com tampa vermelha ou amarela): 
Colher por punção venosa utilizando o frasco a vácuo ou puncionar a veia com seringa e colher no mínimo 2 ml 
de sangue. Este procedimento deve demorar no máximo 2 minutos. Colocar na geladeira (2 - 8 C). É 
aconselhável colher em tubo de 5 ml quando a amostra for menor que 4 ml, para evitar hemólise em tubo 
maior. 
 
D - PLASMA SANGUÍNEO: 
É o sobrenadante do sangue após centrifugação das células do sangue animal com anticoagulante. É indicado 
para determinar os fatores de coagulação e certos metabólitos. 
COLETA DE SANGUE 
Local indicado para coleta de sangue nos animais domésticos: 
 Ruminantes: veia jugular, coccígea média. 
 Eqüinos: veia jugular 
 Caninos e felinos: veia jugular, cefálica, femoral ou safenas 
Passos básicos para uma boa coleta: 
 Verificar sempre, antes da coleta, a necessidade ou não de anticoagulante e o anticoagulante a ser 
utilizado. 
 Verificar se o exame exige um cuidado especial com o paciente ou com a coleta. 
 Exames em que a coleta deva ser feita em tempos diferentes, comunique ao proprietário e cumpra 
rigorosamente estes tempos. 
 Verifique sempre o volume recomendado de material, para realização de cada exame e procure enviar 
ema quantidade maior que a necessária, para possíveis repetições ou transtorno no transporte. 
Técnicas de punção: 
1. Sempre que necessário depilar a região 
2. Realizar assepsia local 
3. Fazer garrote ou pressionar com o dedo sobre o vaso sangüíneo que vai ser puncionado. Este garrote 
não deve demorar. 
4. Introduzir com firmeza a agulha na pele e depois no vaso sangüíneo. Deve tomar cuidado para não 
estourar a veia levando a formação de hematoma. Imediatamente após penetrar a agulha no vaso 
deve-se retirar o garrote de aspirar o sangue. 
5. Retirar a agulha e pressionar com algodão embebido em anti-séptico. 
6. A manipulação e o acondicionamento do sangue de acordo com o tipo de exame que vai ser feito. 
Técnicas para coleta de sangue a vácuo: 
Antes de iniciar uma punção certificar-se que o material abaixo será de fácil acesso: 
 Tubos necessários à coleta; 
 Etiquetas para identificação do paciente; 
 Algodão embebido em anti-séptico; 
 Agulhas múltiplas; 
 Adaptador para coleta a vácuo; 
 Garrote; 
A "ordem de coleta" recomenda segundo a NCCLS (National Committee for Clinical Laboratory Standard), 
quando há necessidade de se coletar várias amostras de um mesmopaciente, durante uma mesma punção é a 
seguinte: 
Tubo para hemocultura (quando houver); 
 Tubo sem aditivo (soro); 
 Tubo com citrato (coagulação); 
 Tubo com heparina (para plasma); 
 Tubo com EDTA (hematologia); 
 Tubo com fluoreto de sódio (glicemia). 
Após o material estar preparado, iniciar a punção: 
1. Verificar quais os exames serão realizados; 
2. Fazer antissepsia do local da punção (primeiro do centro do local de perfuração para fora em 
movimento espiral). Nunca toque o local da punção exceto com luvas estéreis. 
3. Remover a capa inferior da agulha múltipla. 
4. Conectá-la ao adaptador. Estar certo de que a agulha esteja firme para assegurar que não solte 
durante o uso. Remover a capa superior da agulha múltipla, mantendo o bisel voltado para cima. 
5. Colocar o garrote. 
6. O sistema agulha-adaptador deve ser apoiado na palma da mão e seguro firme entre o indicador e o 
polegar. 
7. No ato da punção, com o indicador ou polegar de uma das mãos esticar a pele do animal firmando a 
veia escolhida e com o sistema agulha-adaptador na outra mão puncionar a veia com precisão e 
rapidez (movimento único). 
8. O sistema agulha-adaptador deve estar em um ângulo de coleta de 15 em relação ao braço ou pescoço 
do paciente. 
9. Segurando firmemente o sistema agulha-adaptador com uma das mãos, com a outra pegar o tubo de 
coleta a ser utilizado e conectá-lo ao adaptador. Sempre possível, a mão que estiver puncionando 
deverá controlar o sistema, pois durante a coleta a mudança de mão poderá provocar alteração 
indevida na posição da agulha. 
10. Com o tubo de coleta dentro do adaptador do adaptador, pressione-o com o polegar, até que a tampa 
tenha sido penetrada. Sempre manter o tubo pressionado pelo polegar assegurando um ótimo 
preenchimento. 
11. Tão logo o sangue flua para dentro do tubo coletor, o garrote deverá ser retirado. Porém, se a veia for 
muito fina o garrote poderá ser mantido. 
12. Quando o tubo estiver cheio o fluxo sangüíneo cessar, remova-o do adaptador trocando-o pelo 
seguinte. 
13. Acoplar o tubo subsequente em ordem específica a cada um dos exames solicitados, sempre seguindo 
a seqüência correta de coleta. 
14. À medida que forem preenchidos os tubos, homogeneizá-los gentilmente por inversão (4 a 6 vezes). 
NOTA: Agitar vigorosamente pode causar espuma ou hemólise. Não homogeneizar ou homogeneizar 
insuficiente os tubos de sorologia pode resultar em uma demora na coagulação. Nos tubos com 
anticoagulante, homogeneização inadequada pode resultar em agregação plaquetária e/ou 
microcoágulos. 
15. Tão logo termine a coleta do último tubo retirar a agulha. 
16. Pressionar o local da punção com algodão embebido em anti-séptico. 
Dificuldades na coleta: 
Algumas dificuldades podem surgir pela inexperiência do uso do sistema a vácuo, sendo mais freqüente a falta 
de fluxo sangüíneo para dentro do tubo. 
 
A punção foi muito profunda e transfixou a veia. 
SOLUÇÃO: retrair a agulha. 
 
A agulha se localizou ao lado da veia, sem atingir a luz do vaso. 
SOLUÇÃO: Apalpar a veia, localizar a sua trajetória e corrigir o posicionamento da agulha, aprofundando-a. 
 
Aderência do bisel na parede interna da veia. 
SOLUÇÃO: Desconectar o tubo, girar suavemente o adaptador liberando o bisel e reiniciar a coleta. 
 
Colabamento da veia. 
SOLUÇÃO: Diminuir a pressão do garrote. 
 
Outras situações podem ser criadas no momento da coleta, dificultando-a: 
 agulha de calibre incompatível com a veia; 
 estase venosa devido a garroteamento prolongado; 
 bisel voltado para baixo. 
Coleta de sangue/Conservação/Interferência/Remessa: 
O método mais indicado para conservação do sangue é em esfregaço ou com anticoagulante. O 
sangue deve ser colhido usando seringa e agulha esterilizadas e secas ou tubos de vácuo, para evitar 
hemólise, e depositado em frasco e seco, com anticoagulante (EDTA, 1mg/ml). Retirar a agulha da seringa e 
depositar o sangue escorrendo lentamente pelas paredes do frasco. Tomar cuidado ao "explorar" o local da 
punção com agulha pois pode liberar líquidos teciduais que poderão interferir nos resultados dos exames. Ao 
prolongar o garroteamento pode haver uma concentração de soluto que poderá interferir nos resultados, 
principalmente na coagulação. 
Com amostras de sangue, deve se tomar cuidado na sua coleta, conservação, tempo de 
estocagem, temperatura de acondicionamento, volume necessário e anticoagulante correto. Normalmente, 
quando não são observadas algumas normas podem ocorrer hemólise ou lipemia (principalmente para 
exames bioquímicos) ao escolher o material de coleta deve-se pensar no calibre da agulha que será utilizada 
pois se o calibre for menor que 25x07 pode ocorrer um excesso de sucção levando a hemólise. A hemólise 
causa alterações nas dosagens de enzimas (ex. AST, ALT, Fosf. Alcalina) 
A presença de lipemia também pode levar a hemólise. A lipemia é observada visualmente por sua 
coloração esbranquiçada, enquanto que a hemólise requer uma centrifugação prévia. A hemólise causa no 
plasma um aumento dos constituintes que estão contidos dentro da hemácia (ex. AST) ou diminui os 
elementos presentes no soro (ex. colesterol). A lipemia pós-prandial pode ser eliminada pelo jejum do 
animal (12 horas) antes de se colher a amostra. Homogeinizá-lo lentamente e enviar ao laboratório no prazo 
máximo de 24 horas. Utilizar gelo como conservador. Podemos encontrar hemólise em algumas doenças, 
mas normalmente é verificado que resulta de dificuldade com o manuseio da amostra por vários motivos, 
como aplicação de pressão excessiva na seringa ao se transferir o sangue para frascos, agitação excessiva, 
estocagem prolongada do sangue, principalmente se tiver sido exposto a altas temperaturas. 
 
COLETA DE MATERIAIS DIVERSOS 
ANATOMIA PATOLÓGICA APLICADA À VETERINÁRIA 
 
 
PREPARAÇÃO DO TECIDO: 
Os tecidos devem ser acondicionados, após serem lavados do sangue em frascos de boca larga, 
dependendo da quantidade do material. Envolver os tecidos que tendem a flutuar (pulmão e medula óssea) 
com gaze ou algodão. Para a histopatologia convencional o fixador mais comum é a solução aquosa de 
formalina, formol a 10% (1 parte de formol para 9 partes de água). Particularmente para o sistema nervoso, 
deve ser realizada a fixação em formol a 20% (1 parte de formol em 4 partes de água), para preservar 
melhor a integridade do órgão. O volume ideal corresponde à cerca de 20 vezes o volume da peça a ser 
fixada. Cortar o tecido em fatias finas (1 a 2 cm), incluindo a lesão e algum tecido adjacente com aspecto 
normal. Após 24 horas o fixador deve ser trocado ou pode ser escorrido para evitar que venha a ser 
derramado durante o transporte. 
IDENTIFICAÇÃO / REQUISIÇÃO DE EXAMES: 
Os frascos devem estar rotulados com a correta identificação do paciente. Anexar sempre história 
clínica, espécie, raça, sexo, idade e outras informações que julgar necessário. Enviar o material juntamente 
com o relatório de necrópsia, o que é essencial no estabelecimento do diagnóstico, especialmente porque o 
patologista que fará a leitura das lâminas não teve acesso à necrópsia. 
O relatório deve fornecer uma descrição detalhada e objetiva das lesões macroscópicas, de tal forma que 
retrate claramente o que foi visto. É necessário ainda explicitar as peças que compõem o material enviado. A 
requisição deve ir protegida por plástico do restante do material. Desta forma evitaremos derrames, borrões, 
desaparecimento da escrita e dos informes. Estes procedimentos facilitarão nosso entendimento agilizando 
portanto a entrega dos laudos. 
CÁLCULO URINÁRIO (coletor universal) 
 
Colocar os cálculos em frasco limpo e seco. Manter a temperatura ambiente. Não é necessário uso de 
conservantes. 
CULTURA ("swabs", coletor universal estéril ou tubo estéril) 
 
Colher o material o mais diretamentepossível da lesão. 
Lesões profundas: realizar rigorosa antissepsia da região externa e puncionar com seringa e agulha. 
Fístulas e abcessos abertos: realizar rigorosa antissepsia da região externa e espremer o material da 
profundidade, colhendo a secreção com "swab" ou seringa. 
Ouvidos: realizar rigorosa antissepsia da região externa e colher com "swab". 
Vagina/Útero: realizar rigorosa antissepsia da região externa e colher com "swab". 
Enviar a amostra, imediatamente, após a coleta ao laboratório ou solicitar meio de transporte apropriado, caso o 
material só pode ser entregue após 12 horas. 
EXAME CITOLÓGICO 
 
O exame citológico é uma excelente ferramenta para auxiliar o médico veterinário no diagnóstico e 
no prognóstico. O exame citológico apresenta como característica principal a rapidez no diagnóstico quando 
comparado ao exame histopatológico; necessitada de pequena quantidade de material. A sua maior 
limitação é que muitas vezes o exame citológico deve ser confirmado através de um exame histopatológico 
por não proporcionar a visualização da arquitetura do tecido alterado, como ocorre no histopatológico. É 
indicada para diferenciar processos inflamatórios agudos ou crônicos e neoplásicos benignos e malignos. 
Podemos dividir em 3 formas de obtenção do material: 
 
- Citologia Esfoliativa - 
Remove-se as células mais superficiais da lesão através de esfoliação (raspagem), sendo indicada na avaliação 
de epitélios, para caracterizar exsudatos ou para visualização de agentes infecciosos e parasitários. Esta técnica 
é usada, por exemplo, na determinação da fase do ciclo estral de cadelas, de processos inflamatórios uterinos, 
habronemoses, lesões cutâneas em geral, otites, etc. 
 
- Citologia por Decalque (imprint ou claps) - 
Colhe-se fragmento de 1-2 cm do órgão ou nódulo a ser examinado, tira-se o excesso de sangue com um papel 
toalha e faz a impressão em uma lâmina limpa. É uma técnica muito utilizada em sala de necropsia para 
confirmação diagnóstica de suspeitas levantadas à macroscopia, com resposta rápida. Também utilizada para de 
lesões cutâneas, pressionando-se a lâmina contra a lesão. Deixa-se secar e fixa-se para enviar ao laboratório. 
 
- Citologia por Esmagamento (squash) - 
Esta técnica consiste em colocar uma lâmina sobre a outra (contendo um fragmento de 2 mm do material a ser 
examinado), comprimindo-as e espalhando o material. 
 
- Citologia Aspirativa por Agulha Fina ou Punção Aspirativa - 
Usada para massas e órgãos superficiais como massas expansivas, linfonodos, próstata, tireóide. Usar seringa de 
5, 10 ou 20 ml com agulha de diâmetro. Aspirar material representativo, colocar na lâmina e deslizar sobre 
outra. Fixar as 2 lâminas ao ar ou em álcool por 20 a 30 minutos e enviar ao laboratório em frasco porta-lâminas 
com histórico detalhado, técnica de colheita e de fixação. 
Utilizando o Ultra-som é possível coletar amostras mais representativas de órgãos como fígado, baço, próstata, 
linfonodos, tireóide e massas expansivas com maior segurança e representatividade. Esse procedimento pode 
ser realizado no laborlife com ou sem a presença do veterinário solicitante. 
EXAME DIRETO E CULTURA PARA FUNGOS 
 
Para colheita de material de pele em animais de pêlos longos realizar tricotomia parcial, deixando pêlos com no 
máximo 0,5 a 1,0 cm de comprimento. Pode-se pesquisar ectoparasitas e fungos. 
Fazer um raspado profundo da borda da lesão colocando o material entre 2 lâminas limpas com álcool absoluto. 
Quando a suspeita é de sarna demodécica deve-se comprimir fortemente a pele com os dedos e arrancar os 
pelos com o bulbo pois este parasito se localiza profundamente na pele. O material do raspado para pesquisa de 
ectoparasito pode ser colocado em frasco limpo e seco ou com solução salina. 
Para cultura de lesões profundas enviar a secreção em seringa ou "swab" da secreção manter entre 2°e 8°C. 
FEZES RECENTES (coletor universal) 
 
Colher amostra de fezes frescas, não expostas ao sol. O ideal é coletar diretamente do reto, caso não seja 
possível, coleta-se da porção que não entrou em contato com o solo. A amostra deve ser coletada em recipiente 
apropriado. As amostras podem ser destinadas a exames parasitológicos e químicos. 
Em caso de rebanho pode-se fazer o O.P.G (ovos por gramas de fezes) que é um exame apenas quantitativo. 
Deve-se colher uma pequena amostra de alguns animais do mesmo lote e juntá-las num só recipiente ("pool"). 
Refrigerar imediatamente (2-8°C). Nunca congelar amostras de fezes. 
Quantidade: 10 a 20g ou 10 a 20 ml. 
FLUÍDOS SINOVIAL, PERITONIAL, PLEURAL E LÍQUOR 
 
Colher o fluído com uma seringa plástica e passar cerca de 2 ml para o frasco de tampa vermelha e cerca de 2ml 
em frasco de tampa roxa. Manter em geladeira (2-8°C). Realizar também um esfregaço fino (interrompido, sem 
cauda) e secá-lo ao ar, colocá-lo em porta lâmina e manter à temperatura ambiente. 
HEMOCULTURA (frasco para hemocultura) 
 
Realizar tricotomia, antissepsia de pele, deixar secar. Atenção para não palpar novamente a pele sobre a veia a 
ser puncionada. Se a coleta não for feita à vácuo proceder à desinfecção da tampa do frasco antes da inoculação 
de pelo menos 2 ml de sangue. Informar ao laboratório a suspeita diagnóstica. Os frascos para hemocultura 
deve ser solicitado ao laboratório antes da coleta. 
URINOCULTURA (tubo cônico, coletor universal) 
 
Colher amostra de urina preferencialmente com sonda ou por cistocentese (mais recomendado). Acondicionar 
em recipiente apropriado. Amostra tem que ser coletada de maneira asséptica. Refrigerar imediatamente (2°-
8°C). Obs.: Para se fazer análise bacteriologia é importante que não haja nenhuma contaminação da amostra. 
Nunca colher comswab, pois inviabiliza a contagem de colônias. 
A coleta para realização de Elementos Anormais do Sedimento (EAS) de urina não necessita de assepsia total, 
podendo ser recolhida do local onde o animal urinou com a ajuda de uma seringa sem agulha e em seguida 
deve ser transferida para o frasco adequado, limpo e seco. 
 
MANUAL DE COLETAS, Laborlife Veterinária. http://www.laborlife.com.br/coleta/man_coleta.html acesso em 04 de 
agosto de 2011.