praticas gnosia 2017

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CURSO DE FARMÁCIA
CADERNO DE PRÁTICAS
FARMACOGNOSIA 
 Professora Responsável: Soraia Chafia Naback
 Coordenador do Curso: Edilene Botulari
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 SORAIA CHAFIA NABACK É FARMACÊUTICA E ESPECIALISTA EM MICROBIOLOGIA, PARASITOLOGIA E IMUNOLOGIA PELA UNIVERSIDADE FEDERAL DE JUIZ DE FORA, ESPECIALISTA EM FARMÁCIA MAGISTRAL PELA FACULDADE SUPREMA , E MESTRE PELA UNIVERSIDADE FEDERAL DE JUIZ DE FORA EM PARCERIA COM A EMBRAPA E EPAMIG.
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PREFÁCIO
 ESTE MATERIAL TEM COMO OBJETIVO MOSTRAR AO ALUNO A IMPORTÂNCIA DAS AULAS PRÁTICAS DE FARMACOGNOSIA II BEM COMO ADQUIRIR HABILIDADES E COMPETÊNCIAS PARA O DESEMPENHO DE SUAS ATIVIDADES EM FARMÁCIA, NA INDÚSTRIA E PESQUISA FARMACÊUTICA NA ÁREA DE PRODUTOS NATURAIS. CONHECER AS SUBSTÂNCIAS ATIVAS DE ORIGEM NATURAL, BEM COMO OS MÉTODOS DE EXTRAÇÃO, CARACTERIZAÇÃO, PURIFICAÇÃO, ISOLAMENTO E DOSEAMENTO.
 SUMÁRIO
REGRAS DE SEGURANÇA E NORMAS DE TRABALHO EM LABORATÓRIOS E CADERNO DE LABORATÓRIO
Aula prática 1) Conceitos gerais
Aula prática 2) Extração Sólido-Liquido
Aula prática 3)Identificação de taninos
Aula prática 4) Identificação de Flavonóides
Aula prática 5) Identificação de Carboidratos
Aula prática 6)Extração e identificação de Saponinas
Aula prática 7)Identificação de Antraquinonas
Aula prática 8) Saponificação do corpo gordo
Aula prática 9) Identificação da cafeína a partir do guaraná
Aula prática 10) Extração e identificação da aliina 
Aula prática 11) Identificação de heterosídeos cardiotônicos através de reagentes gerais
Aula prática 12) Identificação de alcalóides através de reagentes gerais
Aula prática 13) Controle de qualidade através de cromatografia em camada delgada do óleo de cravo da índia.
REGRAS DE SEGURANÇA E NORMAS DE TRABALHO EM LABORATÓRIOS (INTRODUÇÃO)
1.1 NORMAS GERAIS:
- Seja consciente do que está fazendo;
- Procure manter técnicas e procedimentos;
- Procure organizar um protocolo das atividades que serão realizadas no dia;
- Ao término das atividades, recoloque os materiais nos locais de que foram retirados;
- O acesso ao laboratório deverá se limitado ou restrito, quando houver experimentos em andamento;
- Procure desenvolver suas atividades nos laboratórios de menor fluxo de pessoas;
- É expressamente proibido pipetar com a boca qualquer tipo de produto;
- Utilize ferramentas adequadas a cada tipo de atividade;
- Nunca sopre uma pipeta para eliminar os restos de líquidos existentes;
- Jamais utilize recipientes de trabalho para uso comum.
1.2 HIGIENE:
- Lavar as mãos antes e após cada atividade;
- É imprescindível manter as unhas sempre curtas;
- Não tente coçar os olhos, o nariz, o ouvido ou a boca, com as mãos calçando luva;
- Não manipule lente de contato em seu ambiente de trabalho;
- Se você possui cabelos longos mantenha-os preso, faça uso do gorro protetor quando necessário;
- Mantenha o local limpo;
- Procure não aplicar perfumes e desodorantes fortes;
- Nunca faça refeição no ambiente de trabalho;
- Mantenha o jaleco sempre limpo;
- Não manuseie maçanetas, telefones e outros objetos comuns usando luvas durante a execução das suas atividades.
1.3 EPIs:
- Faça sempre uso do jaleco no momento em que entrou em um laboratório ou ambiente de trabalho;
- Sempre use máscara facial ao manipular produtos que possam gerar aerossóis e respingos;
- Quando necessário faça uso de óculos de proteção;
- Nunca se retire do laboratório vestindo jaleco, calçando luva e máscara;
- Nunca lave com desinfetante luvas cirúrgicas;
- Jaleco sempre fechado;
- Nunca use calçado aberto;
- Use luva adequada.
1.4 PREVENÇÃO DE ACIDENTES:
- Nunca apanhe cacos de vidro com pano ou com as mãos;
- Ao derramar qualquer sustância, providencie a limpeza imediatamente;
- Jamais corra no ambiente de trabalho;
- Concentre em suas atividades;
- Evite usar relógio de pulso durante as atividades;
- Não utilize as vidrarias trincadas ou quebradas;
- Nunca coloque material aquecido em superfícies desprotegidas;
- Nunca segure garrafas ou frascos somente pelo gargalo.
1.5 ELETRICIDADE:
- Verifique sempre as voltagens dos aparelhos antes de conectá-los à rede;
- Apague as luzes sempre que a sala não for mais utilizada;
- Não utilize equipamentos que apresente seus componentes alterados;
- Não trabalhe com condições de iluminação imprópria;
-Jamais coloque equipamentos elétricos em superfícies molhadas ou úmidas.
1.6 MANUSEIO DE PRODUTOS QUÍMICOS
- Sempre manipule produtos químicos cancerígenos e teratogênicos e substâncias que desprendem fumaça tóxica em cabine de segurança química;
- Ao derramar uma substância, providenciar a limpeza imediata;
- Evitar contato com a pele;
- Não tente cheirar nem provar qualquer produto químico utilizado ou produzido durante o experimento;
- Manter o rosto sempre afastado de um recipiente onde está ocorrendo uma reação química ou um aquecimento;
- Leia com atenção o rótulo dos reagentes antes de abri-los;
- Conservar os frascos tampados, para evitar a contaminação e a evaporação de substâncias voláteis;
- Se precisar diluir ácido, despejá-lo lentamente sobre uma quantidade da água empregada na diluição e homgeinezar;
- Não misturar substâncias ao acaso;
- Não use substâncias inflamáveis próximas à chama.
1.7 O QUE FAZER EM CASO DE ACIDENTE:
- Qualquer acidente deverá ser comunicado ao professor.
1.7.1 QUEIMADURA:
- Causada por calor: aplicar pomada de picrato;
- Causada por ácidos: lavar com bastante água, durante 5 min; em seguida lavar com solução saturada de bicarbonato de sódio e, novamente, com água;
- Causada por ácido sulfúrico concentrado: utilizar gelo ao em vez de água;
- Causada por álcalis: lavar com bastante água por 5 min; tratar com solução de ácido acético a 5%(v/v) e novamente com água;
- Causada por fenol: lavar com álcool.
1.7.2 INTOXICAÇÃO POR GAZES:
- Mover a pessoa para o ar livre ou ambiente bem arejado, deixando – a descansar.
- Substâncias nos olhos:
Ácidos – lavar com bastante água, por 15 minutos e depois aplicar solução de bicarbonato de sódio a 1%;
Álcalis - lavar com bastante água, por 15 minutos e depois aplicar solução de ácido bórico a 1%. 
Em todos os casos deve-se consultar um médico.
AULA PRÀTICA 01: CONCEITOS GERAIS
1- Introdução
Planta fresca
Droga vegetal
Pós
Fitoterápicos
2- Processos extrativos
Maceração
Infusão
Decocção
Digestão
Percolação
Hidrodestilação
3- Formas farmacêuticas usuais em fitoterapia
Sucos
Espécies
Cápsulas
Tinturas
Extratos
Alcoolaturas
Hidrolatos
Alcoolatos ou espíritos
Gliceróleos
Vinhos medicinais ou enóleos
Óleos medicinais ou oleóleos
4- Preparação de drogas vegetais
Procedimento:
a) Colheita
b) Secagem em estufa
c) Secagem ao ar livre
d) Moagem
Aula Prática 02 : Processos extrativos: Extração sólido-líquido
A extração é uma técnica para purificação e separação de sólidos. Baseia-se no fato de que a solubilidade dos sólidos varia em função do solvente.
INFUSO: Pesar 1g de folhas de camomila. Ferver 100 ml de água destilada. Quando a água começar a entrar em ebulição, acrescentar as folhas e retirar do fogo. Manter o becker tampado por 5 minutos. Esfriar e filtrar. 
• DECOCTO: Pesar 1g de casca de romã ou de folhas de hamamélis,romã acrescentar 100 ml de água destilada e colocar para ferver durante 20 minutos. Manter o becker tampado. Esfriar e filtrar. 
MACERAÇÃO: Em frascos de vidro com tampa acondicionam-se cerca de 100 g de planta seca e moída. 
• DIGESTÃO: Trata-se da maceração a quente. Uma vez acondicionado e fechado, o frasco de vidro deve ser mantido sobre placa de aquecimento a uma temperatura de 35 a 40 °C por 5 min. 
LISTE AS VANTAGENS E DESVANTAGENS DE CADA PROCESSO DE EXTRAÇÃO.
						
AULA PRÁTICA 03 : Extração e identificação de taninos 
Introdução
Taninos são substâncias complexas presentes em inúmeros vegetais, os quais têm a propriedade de se combinar e precipitar proteínas de pele de animal, evitando sua putrefação e, consequentemente, transformando-a em couro.
Os taninos são classificados em hidrolisáveis e condensados. Os primeiros são constituídos por diversas moléculas de ácidos fenólicos, como o gálico e o elágico, que estão unidos a um resíduo de glucose central. São chamados de hidrolisáveis, uma vez que suas ligações ésteres são passíveis de sofrerem hidrólise por ácidos ou enzimas. Em solução desenvolvem coloração azul com cloreto férrico, assim como o ácido gálico.
Os taninos condensados incluem todos os outros taninos verdadeiros. Suas moléculas são mais resistentes à fragmentação e estão relacionadas com os pigmentos flavonoides, tendo uma estrutura "polimérica" do flavan-3-ol, como a catequina, ou do flavan-3,4-diol, da leucocianidina. Sob tratamento com ácidos ou enzimas esses compostos tendem a se polimerizar em substâncias vermelhas insolúveis, chamadas de flobafenos. Essas substâncias são responsáveis pela coloração vermelha de diversas cascas de plantas (p. ex. quina vermelha). Em solução, desenvolvem coloração verde com cloreto férrico, assim como o catecol. 
Os taninos são adstringentes e hemostáticos e, portanto, suas aplicações terapêuticas estão relacionadas com essas propriedades. São empregados principalmente na indústria de curtume e têm também aplicação na indústria de tintas. São usados em laboratórios para detecção de proteínas e alcaloides e empregados como antídotos em casos de envenenamento por plantas alcaloídicas
 
Objetivo: Verificar a presença ou ausência de taninos na matéria-prima vegetal.
Procedimento prático:
A) Extração
Preparar um decocto (15 minutos) com 5 g da droga vegetal pulverizada com 100 ml de água destilada.
Filtrar e deixar esfriar (solução extrativa )
Realizar os testes gerais de identificação, juntamente com uma amostra padrão positivo.
Distribuir o filtrado em 4 tubos de ensaio identificados, sendo que o tubo n° 4 será o branco.
Executar as reações de identificação
B) Testes de identificação
Tubo 1 – Gelatina 
2 ml da extração A + 2 gotas de HCl diluído + solução de gelatina a 2,5% gota a gota.
Se ocorrer formação de precipitado: reação positiva para taninos.
Tubo 2 – Cloreto férrico
2 ml da extração A + 10 ml de água destilada + 2-4 gotas da solução de FeCl3 a 1% em metanol.
      Cor Azul: taninos hidrolisáveis ou gálico
      Cor Verde: taninos condensados ou catéquico
Tubo 3 – Acetato de chumbo 
5ml da extração A + 10 ml da solução de ácido acético a 10 % + 5 ml da solução de acetato de chumbo a 10%.
Formação de um precipitado esbranquiçado: presença de taninos hidrolisáveis
Resultados e discussão
Conclusão
Referências bibliográficas:
- LEITE, M.N. Disciplina de Farmacognosia : Roteiro de Aulas Práticas/ UNIMEP.
- SIMÕES, C.M.O; SCHENKEL, E.P; GOSMANN, G. Farmacognosia: da planta ao medicamento. 5 edição
AULA PRÁTICA 04 : Extração e identificação de flavonóides
Introdução
Os flavonoides são compostos naturais, derivados da benzo-γ-pirona, apresentando a estrutura química C6-C3-C6. Ocorrem no estado livre ou, mais comumente, como O-glicosídeos, embora exista um número considerável de C-glicosídeos. São conhecidos mais de 2000 flavonoides, sendo o maior grupo de compostos fenólicos naturais encontrados na natureza e, por isso, são usados como compostos marcadores quimiossistemáticos. Seu nome deriva do termo em latim flavus, que significa amarelo, embora a flavona pura seja incolor.
            Terapeuticamente sua função não está ainda claramente esclarecida. O grupo é conhecido pelos seus efeitos anti-inflamatórios, antialérgicos e vasoprotetores (tratamento de tromboses). Rutina e hesperidina são importantes flavonoides empregados em tratamentos de fragilidade capilar. 
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Procedimento prático:
Pesquisa de flavonoides
1. Extração
Ferver, em banho-maria, 1 g da droga com 10 ml de solução de EtOH a 70% por 2 min;
Filtrar por algodão. 
2. Identificação genérica de flavonoides
Reação de Shinoda
Colocar cerca de 2 ml do extrato alcoólico em um tubo de ensaio e adicionar mais ou menos seis fragmentos de Mg metálico; 
Adicionar 1 ml de HCl conc., observando se desenvolve coloração.
Pesquisa positiva →  coloração rósea a vermelha 
 
Reação com cloreto de alumínio
Umedecer áreas diferentes de uma tira de papel de filtro com o extrato alcoólico obtido;
Colocar sobre uma das regiões uma gota de solução de AlCl3 a 5% e comparar a fluorescência sob luz ultravioleta (ondas longas).
Reação de Pew 
Colocar cerca de 3 ml do extrato em uma cápsula de porcelana e levar ao banho-maria até secura; 
Adicionar 3 ml de metanol e transferir o conteúdo da cápsula para um tubo de ensaio; 
Adicionar uma pequena porção de zinco metálico e adicionar mais ou menos três gotas de HCl conc. 
Pesquisa positiva → desenvolvimento lento de coloração vermelha 
RESULTADOS E DISCUSSÃO
CONCLUSÃO
Referências bibliográficas:
- LEITE, M.N. Disciplina de Farmacognosia : Roteiro de Aulas Práticas/ UNIMEP.
- SIMÕES, C.M.O; SCHENKEL, E.P; GOSMANN, G. Farmacognosia: da planta ao medicamento. 5 edição
Aula prática 05: Pesquisa de polissacarídeos :Reação com o Iodo
Introdução: Polissacarídeos são moléculas de elevado peso molecular, cuja unidade fundamental são os monossacarídeos, principalmente a glicose. Como exemplos de polissacarídeos importantes na natureza podemos destacar o glicogênio, a celulose e o amido.
          O amido, polissacarídeo de extrema importância em alimentos, é produzido em grande quantidade nas folhas dos vegetais como forma de armazenamento dos produtos da fotossíntese, e é constituído por dois outros polissacarídeos estruturalmente diferentes: amilose e amilopectina.
Moléculas de alto peso molecular (como a amilose e a amilopectina) podem sofrer reações de complexação, com formação de compostos coloridos. Um exemplo importante é a complexação da amilose e da amilopectina com o iodo, resultando em complexo azul e vermelho-violáceo, respectivamente.
Qual será então a cor do complexo iodo - amido???
o aprisionamento do iodo dá-se no interior da hélice formada pela amilose. Como a amilopectina não apresenta estrutura helicoidal, devido à presença das ramificações, a interação com o iodo será menor, e a coloração menos intensa.
Objetivo: obter informações sobre o tamanho e grau de ramificação da molécula de carboidrato através da reação com o iodo.
 
Procedimento prático:
1) Reagentes e soluções
       - solução de amido 1% *
       - solução de glicose 2%
       - solução de lugol **
       - solução de hidróxido de sódio (NaOH) 1M
       - solução de ácido clorídrico (HCl) 1M
       - água destilada
   
Prepare a seguinte bateria de tubos, identificando-os: 
          (1) 2 mL de água destilada
          (2) 2 mL da solução de amido 
          (3) 2 mL da solução de glicose
          2. a cada um dos tubos adicionar4 gotas de lugol;
          3. observar a coloração desenvolvida e descrever o resultado.
          O desenvolvimento de coloração azul intensa indica presença de polissacarídeo. 
          4. Ao tubo que contém amido e lugol, adicione 5 gotas de NaOH 1M. Observe e anote o resultado.
          5. Adicione, ao mesmo tubo, 5 gotas de HCl 1M. 
Resultados e discussão
Conclusão
Referências bibliográficas:
- LEITE, M.N. Disciplina de Farmacognosia : Roteiro de Aulas Práticas/ UNIMEP.
- SIMÕES, C.M.O; SCHENKEL, E.P; GOSMANN, G. Farmacognosia: da planta ao medicamento. 5 edição
Aula prática 06: Identificação de Saponinas
Introdução : São glicosídeos do metabolismo secundário vegetal, caracterizados pela formação de espuma, tendo propriedades de detergentes e surfactantes[ São compostos formados por uma parte hidrofílica e uma parte lipofílica.
Objetivo: Verificar a presença ou ausência de saponinas na matéria-prima vegetal.
Procedimento Prático
A) Pesquisa de Saponinas – teste qualitativo de espuma
Ferver (decocção) 2g da droga em pó com 10 mL de água destilada por 3 minutos. Agitar energicamente, no sentido vertical por 15 segundos.
Deixar a solução em repouso, por 15 minutos, marcar com caneta a altura da espuma.
Observar a presença de espuma persistente (por 15 minutos).
Reação positiva = permanência da espuma.
Reação negativa = desaparecimentos da espuma.
Resultados e discussão
Conclusão
Referências bibliográficas:
- LEITE, M.N. Disciplina de Farmacognosia : Roteiro de Aulas Práticas/ UNIMEP.
- SIMÕES, C.M.O; SCHENKEL, E.P; GOSMANN, G. Farmacognosia: da planta ao medicamento. 5 edição
Aula Prática 07) Identificação de Antraquinonas
As antraquinonas são quimicamente definidas como substâncias fenólicas derivadas da dicetona do antraceno:
Os derivados antraquinônicos são frequentemente compostos alaranjados, algumas vezes observados in situ, como nos raios parenquimáticos do ruibarbo e cáscara-sagrada. São geralmente solúveis em água quente ou álcool diluído. Podem estar presentes nos fármacos na forma livre ou na forma de glicosídeo, isto é, na qual uma molécula de açúcar está ligada nas formas de O- e C-glicosídeo, em várias posições. O teste de Bornträger é frequentemente usado para detecção de antraquinonas livres, onde coloração rósea, vermelha ou violeta é desenvolvida em meio básico. A microssublimação também é empregada para sua caracterização, uma vez que as antraquinonas passam diretamente do estado sólido para o gasoso, cristalizando-se sob a forma de agulhas amarelas. 
São empregados terapeuticamente como laxativos e catárticos, por agirem irritando o intestino grosso, aumentando a motilidade intestinal e, conseqüentemente, diminuindo a reabsorção de água. 
 Reações de Identificação
1)Reação de Bornträger direta:
Para antraquinonas livres: cáscara-sagrada 
Colocar pequeno fragmento da droga (cerca de 0,2 g) ou pequena quantidade de pó em um tubo de ensaio e adicionar 5 ml de solução de NH4OH dil.
Reação Positiva → coloração rósea ou avermelhada
2)O-heterosídeos
Adicionar 40 mL de água destilada ao resíduo da droga obtido no item anterior e aquecer até a fervura mantendo em aquecimento brando por 10 minutos, se necessário, completar o volume com água destilada.
Esfriar e filtrar em algodão em funil para um erlenmeyer. Adicionar 5 mL de HCl concentrado e levar a ebulição, mantendo-a por 10 minutos. Esfriar e filtrar em papel de filtro para funil de separação.
Extrair a solução aquosa ácida com 3 porções (10 mL cada) de éter dietílico (não despreze a camada aquosa ácida).
Agitar 5 mL da solução etérea com 2 mL de solução NH4OH a 10%. Uma coloração avermelhada na fase alcalina aquosa indica a presença de O-heterosídeos.
3)C-heterosídeos
Adicionar 5 mL de solução de FeCl3 a 25% à solução aquosa ácida obtida no item anterior. Levar à ebulição branda por 15 minutos. Se necessário, adicionar mais água para completar o volume. Esperar esfriar e transferir a solução para funil de separação. Efetuar partição com 20 mL de clorofórmio. Separar a fase orgânica e lavá-la com 2 porções, de 10 mL cada, de água destilada.
Adicionar 2 mL de solução de NH4OH a 10% à 5 mL da fração clorofórmica. Uma coloração avermelhada da fase aquosa indica a presença de C-heterosídeos.
Resultados e discussão
Conclusão
Referências Bibliográficas:
Farmacopéia Brasileira 3ª Ed	
AULA PRÁTICA 08: LÍPIDES
- Introdução:
Os lipídeos (óleos ,gorduras e ceras) são ésteres de ácidos graxos e álcoois de cadeia longa ou derivados afins.
Os óleos fixos e as gorduras diferem apenas no ponto de fusão; os que em temperatura comum são líquidos recebem o nome de óleos fixos ; os que são sólidos e semi –sólidos recebe o nome de gorduras. 
A principal função dos óleos fixos e gorduras é armazenar energia .
Os óleos fixos e as gorduras são produtos importantes usados para fins farmacológicos,industriais e nutricionais.
Provas para determinar a identidade, qualidade e a pureza dos óleos fixos
Valor Acido ou Número Acido
	E o nº de miligrams de KOH necessários para neutralizar os ácidos graxos livres em 1 grama de substância. Indica a quantidade de ácidos graxos presentes no óleo.
Número de Iodo 
	E o número de gramas de iodo absorvido em condições prescritas para 100 grams da substância. Indica o grau de insaturação.
Índice de Saponificação
	E a quantidade em miligramas de KOH necessária à neutralização dos ácidos graxos livres e saponificação dos ésteres presentes em 1 grama de amostra.Óleos e gorduras naturais apresentam índice de saponificação semelhantes, entretanto, a determinação do índice de saponificação é relevante como indício da presença de ácidos contendo menos de 16 ou mais de 18 carbonos, pelo fato de seu valor ser inversamente proporcional ao peso molelcular médio dos ácidos presentes na amostra.
Fórmula para o calculo do I
 SAPONIFICAÇÃO DO CORPO GORDO
	Reagentes: 
Solução aquosa de hidróxido de sódio
Ácido Clorídrico diluído
Solução aquosa de cloreto de cálcio a 10%
Solução aquosa saturada de cloreto de sódio
Técnica:
Colocar em um balão 10g de óleo,10ml de solução aquosa de NaOH A 30%
e 50ml de etanol aqueça em banho-maria por 20 min.
Vaze o conteúdo do balão numa cápsula de porcelana e aqueça em banho-maria até evaporação do álcool.
Junte cerca de 100ml de água quente e aqueça pó 10 min , até obter uma solução límpida.
Reações próprias de sabões.
Em um tubo de ensaio colocar 5ml da solução e junte –lhe algumas gotas de solução de cloreto de cálcio a 10%: forma-se precipitado de sabão de cálcio,insolúvel.
Em um tubo de ensaio junte 5ml da solução inicial e igual volume de solução aquosa saturada de cloreto de sódio: Flocula a solução coloidal do sabão alcalino. 
	
RESULTADOS E DISCUSSÃO
CONCLUSÃO
Referências Bibliográficas:
Farmacopéia Brasileira 3ª Ed	
Aula prática 9 )Identificação da cafeína a partir do guaraná
Introdução
As metilxantinas ocorrem em formas tautoméricas apresentando assim caráter anfótero.( exceção para a cafeína) .As metixantinas são solúveis em água e soluções ácidas a quente e etanol a quente ,solventes orgânicos clorados e soluções alcalinas.
As metilxantinas são extraídas por solventes clorados em meio amoniacal ou por solventes clorados diretamente de suas soluções aquosas ácidas, pois são bases muito fracas e seus sais dissociam-se muito facilmente em água .
Caracterização e doseamento 
A principal reação d e caracterização é denominada “ reação de muxerida” .O nome murexida vem de Murex , uma lesma do mar que contém uma matéria corante púrpura .
O fundamento desta reação baseia-se numa cisão oxidativaem aloxano e ácido dialúrico e posterior formação de um complexo amoniacal, purpurato de amônio de cor violácea.
A caracterização pode também ser realizada em CCD utilizando preferencialmente gel de sílica GF254 impregnada com vapores de amônia e sistema eluente composto de clorofórmio( ou diclorometano) e etanol (ou metanol) até 5%.
OS métodos de doseamento incluem gravimetria , iodometria , espectofotometira no UV e métodos cromatográficos como CLAE.
Procedimento Prático
Pesar exatamente cerca de 5 g de pó de guaraná e adicionar 40 ml de clorofórmio, 5ml de hidróxido de amônio diluído a 10% e agitar vigorasamente durante 5 minutos. Deixar em repouso por 15 minutos e filtrar.
Em banho-maria evaporar à secura o extrato obtido.Juntar ao resíduo 15 ml de água destilada , 0,5 ml de ácido sulfúrico diluído a 10% e ferver suavemente por 2 minutos.
Alcalinizar o filtrado com solução de hidróxido de amônio 10% e extrair a cafeína com 2 porções de 20 ml de acetato de etila Realizar a reação de murexida para identificação da cafeína.
Ao resíduo adicionar 3 gotas de HCL 6 N e 2 gotas de peróxido de hidrogênio e esquentar.
Observar a coloração que deve ser vermelha. Adicionar 3 gotas de hidróxido de3 amônio 6N observar a coloração violeta indicando reação positiva para xantinas.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
CONCLUSÃO
Referências bibliográficas:
- LEITE, M.N. Disciplina de Farmacognosia : Roteiro de Aulas Práticas/ UNIMEP.
- SIMÕES, C.M.O; SCHENKEL, E.P; GOSMANN, G. Farmacognosia: da planta ao medicamento. 5 edição
AULA PRÁTICA 10: EXTRAÇÃO E IDENTIFICAÇÃO DA ALIINA A PARTIR DO ALHO
 Introdução
	São metabólitos vegetais secundários derivados de aminoácidos. As plantas que os contêm são utilizados como condimento e/ou alimento. As classes de constituintes vegetais que contêm enxofre são os glicosinolatos e a aliina.
MÉTODOS DE EXTRAÇÃO E OBTENÇÃO
	Os glicosinolatos são extraídos com álcool em ebulição à partir do tecido vegetal fresco. Se eles estiverem contidos nas sementes, estas são pulverizadas e desengorduradas seguindo-se a extração com álcool. Podem também ser extraídos das plantas por homogeneização dos tecidos vegetais com uma mistura de volumes iguais de dimetil-sulfoxido, dimetil-formamida e acetonitrila.
	A purificação pode ser realizada pelos métodos de coluna de troca iônica, cromatografia em papel e cromatografia iônica de fase reversa. Os isotiocianatos originados podem ser extraídos com éter etílico, e em seguida separados por cromatografia em papel ou em camada delgada. 
	A aliina é obtida à partir do alho fresco por extração com etanol à temperaturas negativas, enquanto que a alicina pode ser extraída com etanol diluído à temperatura ambiente, no entanto, devido à sua instabilidade é de difícil isolamento.
PROCEDIMENTO PRÁTICO
Cortar os bulbos do alho em pequenas partes e esmagar sob pressão em um gral.
Adicional 20 ml de água destilada e deixar em repouso à temperatura ambiente
Transferir este conteúdo para um funil de separação e extrair com 20 ml de acetato de etila para separação da FO, e reservá-la em um Becker.
Com a FA obtida repetir a operação 3
Juntar as duas FO obtidas e levar à resíduo em BM
Ressupender o resíduo com 2 ml de metanol
Com esta solução realizar uma cromatografia em papel para identificação da alicina
Utilizar como eluente hexano e acetato de etila. (10: 3) 
Revelar a placa com vanilina glacial.
Observar o aparecimento da mancha .
RESUTADOS E DISCUSSÃO
CONCLUSÃO
Referências Bibliográficas:
Farmacopéia Brasileira 3ª Ed
 		
AULA PRÁTICA 11 : IDENTIFICAÇÃO DE HETEROSÍDEOS CARDIOTÔNICOS ATRAVÉS DE REAGENTES GERAIS
Introdução
Princípios ativos de origem vegetal ou animal, que tem a propriedade de aumentar a força de contração do coração. São esteróides que ocorrem como glicosídeos com açúcares ligados na posição 3 do núcleo esteroidal. São classificados como cardenólidos ou bufadienólidos de acordo com o número de átomos de carbono do anel lactônico presente no C-17.
A identificação dessas substâncias é baseada na caracterização das oses, do núcleo esteroidal e do anel lactônico dos cardenolidos, através de reações químicas que produzem complexos coloridos.
Núcleo fundamental: ciclopentano-per-hidrofenantrênico
Exemplo: Digitalis purpúrea (Escrofulariaceae)
Prática:
Procedimentos
I) Extração
- Pesar aproximadamente 2,0 g de droga pulverizada (Digitalis purpurea).
- Transferir para um béquer, adicionar 50 mL de etanol 50% e ebulir por 10 min.
- Deixar decantar e filtrar o líquido sobrenadante, através de algodão, para um béquer.
- Adicionar 10 mL de solução saturada de acetato básico de chumbo e centrifugar para a sedimentação do precipitado formado (o precipitado é formado pela reação entre o acetato básico de chumbo e substâncias fenólicas). 
- Recolher o sobrenadante, contendo os heterosídios cardiotônicos, em um funil de separação.
- Extrair a solução hidroalcóolica com duas porções de 15 mL cada de diclorometano ou clorofórmio.
- Reunir os extratos orgânicos obtidos (fase orgânica = mais densa).
OBS. Deve-se ter CUIDADO ao realizar a extração com diclorometano, pois há grande produção de emulsão
- Dividir os extratos orgânicos obtidos em 3 beckeres para proceder às reações de identificação abaixo:
 
II) Reações gerais de identificação
a) Dos núcleos esteroidal e triterpênico - Reação de Liebermann-Burchard
- Evaporar em banho-maria o extrato orgânico levando-o à resíduo. 
- Retomar o resíduo com cerca de 0,5 mL de anidro acético.
- Transferir cuidadosamente pelas paredes, para um tubo de ensaio contendo aproximadamente 1 mL de ácido sulfúrico concentrado (aproximadamente 1cm num tubo de ensaio). Não agitar!!!
=> A reação é considerada positiva com o aparecimento de coloração castanha-vermelhada na região de contato das duas camadas.
b) Do anel lactônico pentagonal (anel lactônico ,- insaturado) - Reação de Kedde
- Evaporar em banho-maria o extrato orgânico levando-o à resíduo. 
- Adicionar ao resíduo 4 a 5 gotas de solução alcóolica a 1% de ácido 3, 5-dinitrobenzóico.
- Adicionar 2 gotas de solução de hidróxido de potássio 1 N.
=> Verificar o aparecimento de coloração vermelho-violácea (intensa e fugaz), em caso de reação positiva.
c) De desoxiaçucares - Reação de Keller-Killiani
- Evaporar em banho-maria o extrato de orgânico levando-o à resíduo. 
- Dissolver o resíduo em cerca de 1,0 mL de ácido acético glacial.
- Juntar à solução 2 gotas de cloreto férrico a 2%.
- Transferir cuidadosamente a solução, através das paredes, para um tubo de ensaio contendo cerca de 1,0 mL de ácido sulfúrico concentrado. Não agitar!!!
=> Observar o aparecimento de um anel de coloração vermelho-acastanhada na zona de contato dos líquidos e azul-esverdeada (gradual) na camada contendo ácido acético.
RESUTADOS E DISCUSSÃO
CONCLUSÃO
Referências bibliográficas:
ROBBERS, James E. SPEEDIE, Marilyn K. TYLER, Varro E. Farmacognosia e Biotecnologia 
AULA PRÁTICA 12 : IDENTIFICAÇÃO DE ALCALÓIDES ATRAVÉS DE REAGENTES GERAIS
Introdução
Os alcalóides são compostos químicos nitrogenados do metabolismo secundário de vegetais que apresentam atividade farmacológica (atuam, geralmente, sobre o sistema nervoso).	
Princípios ativos naturais Grupo mais estudado Quimicamente
 Farmacologicamente
A presença de um ou mais átomos de nitrogênio na molécula (com a disponibilidade de um ou mais pares de elétrons), confere à maioria dos alcalóides um caráter básico, possibilitando a formação de sais em meio ácido.
A distinta solubilidade entre os sais de alcalóides (hidrossolúveis) e os mesmos na sua forma livre (solúveis em solventes orgânicos) é a propriedade mais utilizada na extração,purificação, identificação e doseamento de alcalóides em drogas vegetais e fitoterápicos. É preciso, entretanto, considerar a natureza dos reativos empregados nas reações de salificação.
Quando estes reagentes são constituídos de ânions de alto peso molecular, como no caso dos ácidos e sais de metais pesados, formam-se compostos insolúveis em meio aquoso, sendo conhecidos como “reativos de precipitação” de alcalóides e de grande utilidade na avaliação qualitativa e mesmo quantitativa de drogas alcaloídicas.
Reagente de Mayer = K2 [HgI4]
Reagente de Dragendorf = K [BI4] 
Reagente de Bertrand = ácido sílicotungstico - H4 [Si(W3O10)4]
Reagente de Bouchardat = I2 + KI
Objetivos
	Extração e Identificação genérica de alcalóides em drogas vegetais, utilizando as reações de precipitação.
Exemplo: Fundamento químico
Prática:
Procedimentos
Pesar 2 g da droga pulverizada e transferir para um béquer
Adicionar 20 mL de solução aquosa de ácido clorídrico a 10%
Aquecer a mistura por aproximadamente 3 minutos
Deixar esfriar e filtrar por algodão para um funil de separação
Alcalinizar o filtrado com solução de hidróxido de amônio a 10%, utilizando como indicador papel de tornassol (aproximadamente 11 mL)
Adicionar 20 mL de acetato de etila à solução alcalina e agitar vigorosamente
Esperar a completa separação das fases e retirar a camada orgânica
Levar a fase orgânica a resíduo (evaporação do acetato de etila em banho-maria)
Redissolver o resíduo resultante em 12 mL de solução de ácido clorídrico 10%
Transferir 2 mL da amostra a 4 tubos de ensaio e proceder as reações de identificação pela adição de 2 gotas dos reagentes gerais de precipitação
	
RESULTADOS E DISCUSSÃO
CONCLUSÃO
Referências bibliográficas:
- Farmacopéia Brasileira, 3ª Edição.
 Aula prática 13: CONTROLE DE QUALIDADE ATRAVÉS DE CROMATOGRAFIA EM CAMADA DELGADA DO ÓLEO DE CRAVO DA ÍNDIA.
 Análise cromatográfica: 
Considerações Gerais:
		A cromatografia – método de separação de misturas de compostos moleculares através da migração diferencial dos mesmos entre duas fases: uma fixa ou estacionária e outra móvel que desliza sobre a primeira – mostra-se extremamente útil na análise de óleos essenciais, bem como à purificação ou mesmo ao isolamento de seus componentes.
 		
		Os parâmetros de caracterização das substâncias separadas variam conforme a modalidade ensaiada. No caso, da cromatografia em camada delgada (CCD), emprega-se comumente o valor de Rf, ou seja, a relação entre as distâncias percorridas pelo composto e pela frente do solvente.
 
Objetivo:
		Separação e identificação do óleo essencial.
Procedimento: Realizar a cromatografia do cravo da India .
RESULTADOS E DISCUSSÃO
CONCLUSÃO
Referências bibliográficas:
- Farmacopéia Brasileira, 3ª Edição.
2g Droga
20 mL HCl 10% / ( / filtrar
Alcalinizar (11 mL NH4OH 10%)
20 mL AcOEt
FOO
FA
Resíduo
12 mL HCl 10%
 Mayer Dragendorf Bertrand Bouchardat
_1236532849/ole-[42, 4D, 56, CA, 07, 00, 00, 00]
_1055681719/ole-[42, 4D, E6, EB, 09, 00, 00, 00]