5aula DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO

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DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
Colheita e Envio de Amostras de Fezes 
 
O diagnóstico de doenças parasitárias depende de vários fatores: 
 
•Da colheita de amostras 
 
•Do transporte das amostras ao laboratório 
 
•Dos métodos de avaliação laboratorial 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
Colheita e Envio de Amostras de Fezes 
 
Estágios de desenvolvimento dos parasitas podem ser identificados nas fezes, sangue, 
esputo e raspados de pele, entretanto alguns estágios imaturos, infecções latentes e 
ocultas ainda são desafios ao diagnóstico. 
Fatores importantes considerados no diagnóstico do parasitismo e na interpretação 
dos resultados: 
Idade do hospedeiro 
Exposição prévia aos parasitas (resistência) 
Período do ano (aumento da carga parasitária) 
Estado fisiológico (aumento da carga parasitária próximo ao parto) 
Localização geográfica 
Uso prévio de anti-helmínticos 
Histórico de doenças clínicasutros 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
A colheita e remessa apropriada das amostras ao laboratório, aumentam a precisão do 
diagnóstico dos parasitos. 
As fezes devem ser frescas: 
•Tempo de armazenagem pode ser influenciado por ovos que se formam e eclodem larvas nesse 
tempo; larvas de nematódeos de vida livre, de moscas, ácaros invadem a amostra fecal 
•A quantidade mínima para coleta dever de 10g de fezes 
•Se o tempo de colheita for maior de 2h para ser examinada, deve-se conservar a 40C 
•Algumas espécies, a 40C mantém seu desenvolvimento mínimo é prolongado por até 2 meses 
•Para envio rotineiro ao laboratório, as amostras a 40C, em sacos ou recipientes, luvas de 
laboratório ou de palpação devem ser acondicionadas em gelo, para remessa de serviço expresso 
dentro de 24 a 48 h 
•Na ausência de gelo ou refrigeração as amostras podem ser conservadas por períodos longos em 
solução de formos 5% e 10% e álcool etílico 70% 
•Esfregaços sanguíneos podem ser corados com Tricômio de Gomori, Hematoxila férrica, Clorzol 
negro ou pelo método de Giemsa, para ser enviados ao laboratório. 
 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
Flutuação Fecal 
 
Usado para fezes normais 
•Concentra ovos e cistos nas fezes, facilitando a identificação e contagem de estágios 
parasitários; 
•Os fatores de gravidade específica, tipo de solução usada e a taxa de plasmólise causada 
pela solução influenciam na eficácia das técnicas de diagnóstico parasitológico 
•Gravidade específica muito baixa não promove a flutuação, muito alta causa a plamólise, 
osmose ou ruptura dos ovos 
•A maioria dos estágios parasitários flutuam nas densidades 1,2 e 1,3 
•Solução de açúcar (1,27) promove boa flutuação, menor plasmólise e distorção nos ovos e 
utilização por até 24 horas após 24 horas, porém pode atrair insetos. 
•A solução de sal promove boa flutuação, porém ocorre a distorção dos ovos em menor 
tempo, cristalização do sal e secar muito rapidamente 
TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO 
Técnica de Flutuação 
• A densidade da maioria dos ovos e cistos não são conhecidas. Isso levou a serem usadas 
diversas soluções, com diferentes densidades específicas, objetivando a recuperação das 
forma parasitárias. 
Ovos de Ascarideo, Taenia, Schistosoma, Fasciola e Fasciolopis são categorizados como 
“pesados” e não são isolados pela técnica de flutuação. 
• Principais soluções usadas nas técnicas de flutuação 
Cloretos de sódio, sacarose, sulfato de zinco, sulfato de magnésio. 
A densidade dessas soluções variam de 1,18g/ml a 1,27g/ml 
 
 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
Amostra de Sangue 
 
•O sangue é utilizado no diagnóstico de estágios parasitas encontrados no sistema circulatório 
•Os parasitos mais comumente encontrados são os protozoários sanguíneos Babesia spp., 
Leucocytozoon spp e os estágios imaturos de filarídeos como Dirofilaria immitis 
•O sangue total deve ser colhido em tubos de ensaio contendo anticoagulante 
etilenodiaminotetracético (EDTA), enviar refrigerado ao laboratório 
•Pode também, ser feito esfregaços de sangue fresco ou sangue com anticoagulante, em 
lâminas de vidro, para serem fixadas, coradas com Giemsa ou Wright 
 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
Amostra de Pele 
 
Em suspeitas de infecção por ácaros, raspados de pele podem colhidos, colocando-os em 
frasco com glicerina ou solução clarificadora de potassa. 
 
Parasitos internos 
Amostras de Parasitos internos podem ser preservados em solução de formalina 10% ou 
glicerina, após lavagem para serem encaminhadas ao laboratório 
 
Ectoparasitos 
 
Amostras de artrópodes podem ser estocados em solução de álcool etílico a 70% e formalina a 
10% e encaminhadas ao laboratório em frascos à prova de vazamento. 
Técnicas de Centrifugo-flutuação em solução de Sulfato de Zinco 
Técnicas de Faust et al. 
Foi a primeira técnica desenvolvida para o diagnóstico de cistos de protozoários e de ovos de 
helmintos. 
Essa técnica permite a separação dos cistos e dos ovos, do excesso de artefatos da solução de fezes, 
por meio da densidade elevada 
As formas parasitárias são retiradas da superfície da solução densa e os artefatos ficam da camada 
inferior da superfície 
Ovos de trematódeos e de Ascaris não são observados nessa técnica 
A solução de sulfato de zinco usada no preparo dessa técnica têm densidade de 1,18g/ml. 
 
 
 
 
 
Técnicas de Centrifugo-flutuação em solução de Sulfato de Zinco 
Preparo da Solução 
Sulfato de Zinco, Densidade 1,20 g/ml 
• Sulfato de zinco, cristais (ZnSO4) 400g 
• Água destilada-deionizada 
• Ajustar a densidade em 1,20 g/ml com desintômetro, pela adição do sal ou da 
água. 
Técnicas de Centrifugo-flutuação em solução de Sulfato de Zinco 
Técnicas de Faust et al. 
1.Usar luvas durante todo o procedimento 
2.Colocar 1 a 2 g de fezes em um frasco contendo 20ml de água destilada-deionizada . Filtrar a 
suspensão em um tubo de ensaio, passando a solução de fezes em uma gaze dobrada duas 
vezes. 
3.Adicionar água até 2/3 da capacidade do tubo, agitar e colocar o tubo para centrifugar 650x 
g/min 
4. Retirar o tubo da centrífuga, sem agitá-lo e colocar em uma estante 
5 Com uma alça de arame tocar no menisco da solução do tubo de ensaio, retirando a amostra 
para ser transferida em uma lâmina de vidro. Repetir esse procedimento até obter uma 
quantidade suficiente 
6 Cobrir a solução transferida na lâmina, com uma lamínula (22x22mm) para realizar a 
pesquisa de cistos de protozoários e ovos de helmintos em aumento de 10x, e depois com o 
de 40x. 
Técnicas de Centrifugo-flutuação em solução de Sulfato de 
Zinco 
Técnicas de Faust et al. 
 
 
http://dc310.4shared.com/doc/Q1Z4cL4i/preview.html 
Flutuação em Solução Saturada de Cloreto de Sódio 
Técnica de Willis 
• Fundamenta-se na propriedade de certos ovos de helmintos a flutuarem em solução 
de densidade elevada e aderirem ao vidro da lâmina. 
• É uma técnica eficiente para pesquisa de ovos com densidade baixa como os de 
Ancilostomídeos e Trichstrongylus orientalis 
• Não é indicado para ovos de trematódeos, Enterobius e Ascaris. 
 
Flutuação em Solução Saturada de Cloreto de Sódio 
Técnica de Willis 
1. Usar luvas durante todo o procedimento 
2. Colocar 1 a 2 g de fezes em um pequeno frasco de vidro de 3cm Ǿ(cuba), de 20ml, . Adicionar ¼ 
da cuba com cloreto de sódio saturado 
3. Homogeneizar por completo as fezes na solução salina 
4. Completar o volume até a borda da cuba, sem derramar a suspensão e colocar uma lamínula 
(22x22)ou uma lâmina sobre a superfície da solução 
5. A lamínula ou a lâmina deve ficar em contato com o menisco da suspensão de fezes por 20 
minutos para a aderência dos ovos à face inferiorda lamínula 
6. Remover a lamínula invertendo rapidamente o lado da lâmina em contato com a solução , para 
cima.Examinar ao microscópio com objetiva de pequeno aumento. 
 
Flutuação em Solução Saturada de Cloreto de Sódio 
Técnica de Willis 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
Técnica De Sedimentação Pela Formalina-Éter 
Misture 1g de fezes em 15ml de água, coe, mistura e passe para um tubo de centrífuga de 
15mL e centrifugue a 1.000 rpm por 1 a 2 min. 
Decante o sobrenadante, adicione água fresca e centrifugue novamente por 1 a 2 min. 
Decante, adicione 10mL de formalina a 10% e deixe em repouso por 10 min. 
Adicione 3 mL de éter, tampe o tubo e misture o conteúdo vigorosamente. Centrifugue a 
mistura por 2 min 
Remova os debris presentes na parte superior do tubo com um swab de algodão, decante o 
restante do líquido 
Colha o sedimento com uma pipeta, coloque-o em uma lâmina de microscopia e o examine ao 
microscópio para detecção de ovos de parasitas. 
 
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Técnica de Sedimentação Fecal - Detecção de ovos de F. hepatica e outros trematódeos 
Misture 5g de fezes em 200ml de água em um béquer. 
Passe a mistura em uma peneira e descarte o material retido no coador. 
Após 10 min. decante aproximadamente 70% do sobrenadante e preencha o béquer com água 
fresca. Repita o passo por três a cinco vezes até que o sobrenadante se apresente claro. 
Descarte 90% do sobrenadante e transfira o sedimento para uma placa Petri 
Examine o sedimento sob uma lupa 20x a 30x ou utilizando a objetiva panorâmica (4x) em um 
microscópio (aumento de 40x) para a detecção dos ovos grandes, amarelados e biopercolados 
de F. hepatica. 
TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO 
Técnicas de Sedimentação Método de Hoffman, Pons e Janer ou Lutz 
Usar luvas durante todo o procedimento 
Colocar 5g de fezes em um becker de 250ml, completar com 50 ml de água e dissolver as 
fezes 
Acrescentar 100 ml de água 
Filtrar a solução com uma gaze, em um cálice de sedimentação de125 ml. 
Completar com água até ¾ do cálice. 
Após 2 horas de sedimentação recolher uma amostra do sedimento, com uma pipeta 
Pasteur e transferir para uma lâmina e examinar ovos, larvas e cistos em aumento de 10x 
e confirmar em aumento de 40x. 
 
Técnicas de Sedimentação 
(Lutz, 1919; Hoffman, Pons & Janer, 1934 -Figura segundo Dias, 2000) 
ISOLAMENTO DE LARVAS 
 
• Material par o método de Baerman: funil(10 a 12cm), tubo de borracha para ligar a haste, 
pinça de Mohr, para fechar a haste, um coador plástico para colocar no diâmetro do funil, 
gaze para colocar no coador, suporte para esse material e um tubo para colher o material 
filtrado. 
Técnica de Baermann Para Isolamento de Larvas de Vermes Pulmonares 
• Usar luvas durante o procedimento 
• Encher um funil com água aquecida (40º C a 45º C) 
• Abrir a pinça de Mhor para escoar uma porção da água 
• Colocar 8 a 10g de fezes em gaze dobrada e essa sobre o coador de plástico 
• Colocar o coador sobre o funil e acrescentar água até ficar em contato com as fezes na gaze 
• Deixar em repouso durante 120 minutos 
• Abrir a pinça e coletar o líquido em vidro relógio e observar em microscópio estereoscópio (20x) 
• Coletar as larvas concentrada no centro do relógio e examinar entre lâmina e lamínula, em aumento de 
100x e 400x) 
• Corar com solução de Lugol para a identificação morfológica das larvas 
TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO, MÉTODO DE BAERMANN-
MORAES 
MÉTODO DE BAERMANN-MORAES 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
Técnica de McMaster Método de Gordon e Whitlock (OPG) Para Quantificar ovos de 
Nematóides. 
Pesar 4 g de fezes, no caso de bovinos, ou 2 g, no caso de ovinos e caprinos; 
Colocá-las em um copo de vidro ou plástico; 
Adicionar 56ml de solução saturada (bovinos) ou 58ml (ovinos e caprinos); 
Homogeneizar a solução fecal com um bastão de vidro e passá-la por um tamis (peneira); 
Agitar e retirar uma alíquota da solução e preencher um lado da câmara de McMaster, retirar 
outra alíquota da solução homogeneizada e preencher o outro lado; 
Aguardar de 1 a 2 minutos; 
Examinar ao microscópio (foco nas microbolhas); aumento de 10x. 
Fazer a contagem nos 2 lados da câmara; e somar para obter o total; 
Multiplicar o resultado por 50 (bovinos) ou 100 (ovinos e caprinos); 
Resultado dado em OPG (ovos por grama de fezes); 
Contar separadamente os ovos dos gêneros Strongyloides, Nematodirus, Capillaria, Trichuris 
eNeoascaris. 
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Interpretação do OPG em Ruminantes (Ueno& Gonçalves, 1998): 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
OPG – Câmara de MacMaster 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
Esfregaço Direto 
 
Misture uma amostra fecal de aproximadamente o tamanho da cabeça de um fósforo (1 a 2 
mm3 , com uma gota água ou solução salina sobre uma lâmina de microscopia. 
Misture o material dom movimento circulares até que atinja uma área com diâmetro 
aproximado de 1x 1cm 
Cubra com uma lamínula e examine ao microscópio. 
No caso de presença de partículas grandes sob a lamínula, remova as partículas ou recomece 
o procedimento com nova amostra 
 
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Técnica De Raspado De Pele Para O Diagnóstico De Parasitas Externos 
Adicione várias gotas de óleo mineral ou glicerina na área a ser raspada (área de lesão cutânea 
e nuca o centro) 
Raspe a área utilizando uma lâmina de bisturi, atingindo uma profundidade que cause o 
sangramento da ferida. 
Transfira o material com sangramento do raspado para uma lâmina de microscópio 
Adicione mais óleo mineral de cubra com uma lamínula 
Examine ao microscópio com aumento de 40x, e se nada for visualizado, utilize aumento 
maior. 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
Técnica De Raspado De Pele Para O Diagnóstico De Parasitas Externos 
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO VETERINÁRIO 
 
FIM