Apostila de Parasitologia Clínica

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Apostila Parasitologia Clínica 2009 
 
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SUMÁRIO 
 
Introdução ................................................................................... 2 
Método da gota espessa.............................................................. 3 
Exame direto a fresco ................................................................. 4 
Técnica de Hoffmann .................................................................. 4 
Técnica de Faust ......................................................................... 5 
Técnica da hematoxilina férrica .................................................. 6 
Técnica de Willis ..........................................................................8 
Técnica de Kato ........................................................................... 9 
Exame parasitológico de fezes (rotina do LAC-USP) .................. 10 
Técnica de Stoll .......................................................................... 12 
Técnica de Ritchie ..................................................................... 13 
Técnica de Rugai ........................................................................ 14 
Técnica de coloração de Kynion ................................................ 15 
Técnica do Swab (VASPAR) ........................................................ 19 
Bibliografia recomendada para estudo ...................................... 20 
 
 
 
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INTRODUÇÃO 
 
A Parasitologia Clínica na prática, consiste no aprendizado de técnicas 
mais utilizadas no diagnóstico das principais parasitoses intestinais e 
sanguíneas, preparando o aluno para atuar em saúde pública, educação e 
pesquisa. 
Sejam bem vindos ! 
 
Professoras: LUCIA MARIA BRAGAZZA e SORAYA EL KHATIB 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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MÉTODO DA GOTA ESPESSA 
 
1. Usar luvas durante todas as etapas do procedimento. 
2. Colocar em Lâmina de microscopia três a quatro gotas de sangue fresco, 
colhidas por punção venosa ou da polpa digital. 
3. Com a ponta de outra lâmina e com movimentos circulares, contínuos, 
reunir as gotas, criando uma área de aproximadamente 2 cm de diâmetro. 
Continuar com movimentos circulares, do centro para a periferia, durante 
30 segundos para evitar a formação de fibrina, a qual poderá obscurecer 
as preparações coradas. 
4. Terminar os movimentos circulares no centro do círculo de sangue; por 
meio desse procedimento o esfregaço apresenta a borda fina e o centro 
espesso. 
5. Deixar secar à temperatura ambiente e, após, mergulhar a preparação 
em água corrente ou em solução salina a 0,85%, para que se produza a 
hemólise. Secar à temperatura ambiente. 
 
 
 
 
 
 
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EXAME DIRETO A FRESCO DE SUSPENSÃO DE FEZES 
 
1. Suspender por meio de um palito, pequena porção de fezes em gota 
salina previamente colocada sobre uma lâmina. 
2. Examinar ao microscópio 
 
 
TÉCNICA DE HOFFMANN 
 
1. Colocar aproximadamente 2 g de fezes num copo descartável. 
2. Acrescentar aproximadamente 20 ml de água morna aos poucos. 
3. Homogeneizar as fezes totalmente com o auxílio de um palito. 
4. Transferir para um cálice afunilado coando em filtro para fezes. 
5. Acrescentar água da torneira até encher o cálice. 
6. Deixar em repouso até a sedimentação (2 a 24 horas). 
7. Com o auxílio de uma pipeta Pasteur recolher o sedimento, gotejar 
sobre uma lâmina e adicionar uma gota de lugol, homogeneizar o 
preparado com uma lamínula e cobrir com a própria lamínula. 
8. Examinar ao microscópio. 
 
 
 
 
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TÉCNICA DE FAUST 
 
1. Colocar aproximadamente 2 g de fezes num copo descartável. 
2. Acrescentar aproximadamente 20 ml de água morna aos poucos. 
3. Homogeneizar totalmente as fezes com o auxílio de uma espátula. 
4. Coar a suspensão de fezes em filtro próprio para fezes ou gaze. 
5. Recolher o filtrado em tubo de centrífuga e centrifugar a 2500 rpm 
durante 01 minuto. 
6. Decantar o sobrenadante e ressuspender o sedimento em água 
7. Centrifugar a 2500 rpm por 1 minuto e desprezar o sobrenadante, 
8. Se necessário repetir a lavagem até que o sobrenadante fique claro. 
9. Ressuspender o sedimento com sol. de sulfato de zinco (d= 1.180) 
completando o volume do tubo até 1 cm da boca do mesmo. 
10. Centrifugar a 2500 rpm por 01 minuto. 
11. Retirar a película da superfície delicadamente com o auxílio de uma 
alça dobrada em anel. 
12. Colocar as gotas obtidas com a alça de anel para uma lâmina com lugol 
13. Cobrir com uma lamínula 
14. Examinar ao microscópio 
 
 
 
 
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TÉCNICA DE HEMATOXILINA FÉRRICA ( segundo Cláudio Santos Ferreira) 
 
1. Fazer o esfregaço bem fino em lâmina misturando fezes com uma 
pequena gota de soro (usar de preferência muco e fezes líquidas para 
a pesquisa de trofozoítos). 
2. Fixador de Bouin - 1 a 2 minutos. 
3. Lavar em álcool. 
4. Lavar em água corrente - 2 minutos. 
5. Mordente (alúmen férrico a 2%) - 5 minutos. 
6. Hematoxilina - ± 5 minutos. 
 Controlar a coloração, observando o esfregaço até atingir a cor azul 
cinzenta. 
7. Água corrente - 1 minuto. 
8. Diferenciador (alúmen férrico a 2%) se necessário. 
9. Água corrente. 
10. Montar em Bálsamo do Canadá. 
 
 
 
 
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Sol. de Alúmen Férrico. 
 
Mordente 
Alúmen de ferro puro.....................................................2.0 g. 
(Sulfato de amônio e ferro III) 
Água destilada..............................................................100 ml. 
Diferenciador 
Alúmen de ferro puro.....................................................0.5 g. 
Água destilada...............................................................100 ml. 
 Triturar em almofariz e dissolver a frio. 
 A sol. se conserva por períodos curtos, por isso deve-se preparar 
pequenas quantidades de cada vez. 
 Guardar em frasco âmbar. 
 
Solução de Hematoxilina 
Cristais puros de hematoxilina...............................................0.5 g. 
Álcool a 95%...........................................................................10 ml. 
Água destilada q.s.p. .............................................................100ml. 
 Deixar em recipiente de boca larga, tampado com gaze durante 
alguns dias ( no mínimo 2 dias). 
 Completar até o volume original. 
 Acrescentar 0.02 g. de ác. cítrico puro. 
 
TÉCNICA DE WILLIS 
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• Colocar aproximadamente 2 g de fezes num copo descartável. 
• Acrescentar aproximadamente 20 ml de água morna aos poucos. 
• Homogeneizar totalmente as fezes com o auxílio de um palito. 
• Transferir para um cálice afunilado coando em filtro próprio para fezes. 
• Transferir para um tubo de centrífuga e centrifugar a 2500 rpm por 02 
minutos. 
• Desprezar o sobrenadante 
• Ressuspender o sedimento em sol. saturada de NaCl, completando o 
volume do tubo com esta solução até formar um menisco. 
• Colocar uma lâmina sobre a boca do tubo. 
• Deixar em repouso durante 15 a 45 minutos (não ultrapassar os 45 
minutos, pois os ovos começam a descer). 
• Retirar a lâmina virando bruscamente. 
• Examinar ao microscópio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TÉCNICADE KATO (modificado por KATZ e cols.) 
 
• Preparar uma sol. de verde de malaquita (esse produto tem a finalidade 
de conservar e clarificar as fezes a serem examinadas ) usando as 
seguinte fórmula: 
 
glicerina............................................100 ml 
água dest. ........................................100 ml 
verde de malaquita a 3%..................1 ml 
 
• Cortar papel celofane semi-permeável (molhável) em pedaços de 24 
mm por 30 mm e deixá-los mergulhados na sol. de verde de malaquita 
por 24 horas. 
• Colocar sobre um pedaço de papel higiênico uma porção de fezes a ser 
examinada. 
• Comprimir a parte superior com um pedaço de tela metálica. Nessa 
malha só passam ovos de helmintos e detritos menores do que eles. 
• Retirar as fezes que passaram para a parte superior da tela e transferí-
las com o auxílio de uma espátula, para um cartão retangular, contendo 
no seu centro um orifício de 6 mm de diâmetro ( as fezes são colocadas 
nesse orifício). 
• Após encher completamente o orifício, retirar o cartão cuidadosamente 
deixando as fezes sobre a lâmina de vidro. 
• Cobrir as fezes com a lamínula de papel celofane, comprimindo-a após 
tê-la invertido contra uma folha de papel absorvente. 
• Aguardar 1 a 2 horas e examinar ao microscópio (todos os campos) 
• O número de ovos encontrados no esfregaço fecal, multiplicado por 23 
corresponderá ao número de ovos por grama de fezes. 
 
 
 
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EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES (ROTINA do LAC -USP) 
 Técnicas de Hoffmann, Ritchie, Faust 
 
1. Enumerar o material 
2. Colocar aproximadamente 5 g de fezes no copo descartável 
3. Acrescentar aproximadamente 50 ml de água morna aos poucos 
4. Homogeneizar totalmente as fezes com o auxílio de uma espátula 
5. Transferir para um cálice afunilado coando em filtro próprio para 
fezes 
6. Acrescentar água de torneira até 2/3 do cálice 
7. Transferir para 2 tubos de centrífuga quantidade suficiente do 
filtrado para atingir aproximadamente 1 cm abaixo da borda do 
tubo. Um dos tubos será utilizado para execução da técnica de Faust 
(1) e o outro tubo será utilizado para a execução da técnica de 
Ritchie (2) 
8. Acrescentar água de torneira no cálice até atingir o volume inicial ( 
2/3 do cálice), a fim de executar a técnica de Hoffmann 
9. Deixar em repouso até a sedimentação - de 2 a 24 horas 
10. Com o auxílio de uma pipeta tipo Pasteur, recolher o sedimento e 
gotejar sobre uma lâmina e adicionar uma gota de lugol, 
homogeneizar o preparado com uma lamínula e cobrir com a mesma 
11. Examinar ao microscópio 
 
( 1 ) 
1. Tarar o tubo e centrifugar a 2500 rpm durante 1 minuto 
2. Decantar o sobrenadante e agitar até que o sedimento se 
desprenda do fundo do tubo. 
3. Lavar o sedimento com água até que o sobrenadante fique claro. 
4. Ressuspender o sedimento com sol. de sulfato de zinco (d= 1.180) 
completando o volume até 1 cm da boca do tubo e centrifugar a 
2500 rpm por 01 minuto. 
5. Retirar a película da superfície delicadamente com o auxílio de uma 
alça dobrada em anel. 
6. Passar a gota do anel para uma lâmina com lugol 
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7. Cobrir com uma lamínula 
8. Examinar ao microscópio 
 
( 2) 
1. Tarar o tubo e centrifugar a 2500 rpm durante 2 minutos 
2. Decantar e agitar até que o sedimento se desprenda do fundo 
3. Adicionar ao sedimento 5 ml de formol a 10% 
4. Deixar em repouso por no mínimo 5 minutos 
5. Adicionar 2 ml de éter 
6. Tapar o tubo e agitar vigorosamente 
7. Tarar os tubos e centrifugar a 2500 rpm durante 2 minutos 
8. Decantar e agitar para desprender o sedimento do fundo do tubo 
9. Adicionar 2 gotas de lugol e agitar novamente 
Preparar uma lâmina do sedimento e examinar 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TÉCNICA DE STOLL 
 
É uma técnica quantitativa , na qual as fezes são ressuspensas em NaOH 
0,1N que tem a finalidade de desagregar e clarificar o material. A 
suspensão é feita em um frasco tipo Erlenmeyer , cujo gargalo traz duas 
marcas, uma indicando 56 cm e a outra 60 cm . 
 
TÉCNICA: 
 
1. Encher o frasco até a marca 56 com NaOH 0,1N. 
2. Colocar fezes até o nível atingir a marca 60. 
3. Introduzir no frasco cerca de 10 pérolas de vidro, tampar com rolha 
de borracha e em seguida agitar vigorosamente, para se obter uma 
suspensão homogênea. 
4. Retirar 0,15 ml da suspensão e colocar em uma lâmina. Cobrir com 
uma lamínula e examinar ao microscópio , sob o aumento de 100 
vezes. 
5. Contar o número de ovos em toda a preparacão. 
6. O número de ovos contados multiplicado por 100, dá o número de 
ovos por grama de fezes. 
 
 
 
 
 
 
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TÉCNICA DE RITCHIE 
 
7. Colocar aproximadamente 2 g de fezes num copo descartável. 
8. Acrescentar aproximadamente 20 ml de água morna aos poucos. 
9. Homogeneizar totalmente as fezes com o auxílio de um palito. 
10. Transferir para um cálice afunilado coando em filtro para fezes. 
11. Transferir para um tubo de centrífuga e centrifugar a 2.500 rpm 
durante 2 min. 
12. Decantar e agitar até que o sedimento se desprenda do fundo do 
tubo. 
13. Acrescentar 5 ml de formol a 10%. 
14. Acrescentar 2 ml de éter. 
15. Tapar o tubo e agitar vigorosamente. 
16. Centrifugar novamente a 2.500 rpm durante 2 min. 
17. Decantar e agitar até que o sedimento se desprenda do fundo do 
tubo. 
18. Adicionar 2 gotas de lugol e agitar novamente. 
19. Preparar uma lâmina do sedimento e examinar ao microscópio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TÉCNICA DE RUGAI 
 
1. Remover a tampa do recipiente contendo as fezes e envolver em 
pedaço de gaze dupla (dobrada em duas partes) repuxando as 
bordas para trás. 
2. Embocar os recipientes no interior de um cálice cônico, fixando-o 
por pressão contra as paredes, em posição levemente inclinada. 
3. Colocar água morna pelas paredes do cálice aproveitando a 
abertura restante da posição inclinada do recipiente metálico. O 
líquido deve alcançar toda a extensão da abertura do recipiente. 
Evitar a formação de bolhas de ar. 
4. Deixar em repouso por 90 min. 
5. Sem retirar o recipiente, introduzir uma pipeta até o fundo do 
cálice. Retirar o sedimento e colocar em uma lâmina ou vidro 
relógio. 
6. Examinar ao microscópio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TÉCNICA DE COLORAÇÃO DE KYNION PARA PESQUISA DE 
CRYPTOSPORIDIUM PARVUM E ISOSPORA BELLI 
 
1a fase 
 
Material utilizado 
 
-Solução de formalina tamponada a 10%, pH 7.2 em PBS 
-Gaze ou coador de nylon 
-Copo descartável e cálice 
 
Descrição 
 
- Homogeneizar ± 1 g. de fezes em 4 ml. de solução de formalina 
tamponada 
-Filtrar em gaze ou coador de nylon 
-Transferir o material filtrado para os cálices e manter em geladeira por 24 
horas, no mínimo 
 
 
 
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2a fase 
 
Material utilizado 
 
-Centrífuga 
-Tubos de centrífuga 
-Tampas de borracha 
-Éter sulfúrico 
 
Descrição 
- Colocar no tubo de centrífuga 4 ml do material contido nos cálices e 
adicionar 2 ml de éter sulfúrico 
-Agitar o tubo ( tampado) vagarosamente 
-Centrifugar por 8 minutos a 1500 rpm 
-Desprezar o sobrenadante e limpar os detritos superficiais com um 
bastonete 
-Fazer o esfregaço com o sedimento 
 
Coloração 
-Deixar secar o esfregaço 
-Fixar com metanolpor 5 minutos 
-Cobrir o esfregaço com sol. de fucsina carbólica de Kynioun por 30 
minutos à temperatura ambiente 
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-Lavar com água 
-Lavar com álcool ácido por 2 minutos. Caso o esfregaço tenha ficado 
muito espesso e a coloração vermelha não tenha sido removida, repetir o 
procedimento 
-Lavar com água 
-Cobrir toda a lâmina com azul de metileno ou verde de malaquita por 1 a 
2 minutos, lavar com água e deixar secar 
 
 Reagentes 
Formalina 
Formol....................................................................................10 ml 
PBS pH 7.2 q.s.p. ..................................................................100ml 
 
Fucsina carbólica de Kynioun 
Fucsina básica.....................................................................4 g. 
Cristais de fenol ou ác. fênico.............................................8 g. 
Álcool 95%...........................................................................20 ml 
Água dest. q.s.p. .................................................................100 ml 
 
Álcool- Ácido 
Ácido sulfúrico conc............................................................5 ml 
Álcool 70% q.s.p. ...............................................................100 ml 
 
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Verde de malaquita 
Verde de malaquita ............................................................3 g. 
Água dest. ..........................................................................100 ml 
 
Azul de metileno 
Azul de metileno..................................................................1 g. 
Água dest. ..........................................................................100 ml 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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MÉTODO DO SWAB DE VASELINA E PARAFINA (VASPAR) 
1. Mergulhar o swab de algodão em mistura de quatro partes de 
vaselina e uma parte de parafina (4:1). 
2. Colocar o swab de algodão revestido com uma camada de vaselina- 
parafina em tubo de ensaio fechado com uma bucha de algodão. 
Armazenar no refrigerador . 
3. Esfregar sutilmente o swab na superfície perianal e introduzir 
pequena porção no orifício anal. 
4. Repor o swab no tubo. 
5. Encher 1/3 do tubo com xilol ou com quantidade suficiente para 
cobrir o swab. Deixar em repouso por 5 minutos. 
6. Remover o swab e centrifugar (500 x g/1min) 
7. Com a pipeta capilar, colher o sobrenadante. Transferir várias gotas 
para uma lâmina de microscopia. Não é necessário cobrir a 
preparação com lamínula. Para evitar a expansão do material em 
uma grande área, colocar as gotas no centro de um anel desenhado 
com lápis de cera e examinar imediatamente. O anel pode ser 
dissolvido com xilol. 
Observação: Este exame deve ser realizado pela manhã, antes do 
paciente defecar ou banhar-se. 
 
 
 
 
 
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BIBLIOGRAFIA RECOMENDADA PARA ESTUDO 
 
DE CARLI, G. A. Parasitologia Clínica. Seleção de métodos e técnicas de 
laboratório para o diagnóstico das parasitoses humanas. Ed. Atheneu, 
2001. 
HENRY, J.B. Diagnósticos clínicos e tratamento por métodos laboratoriais. 
São Paulo: Manole, 2007. 
MELO, A. L., LINARDI, P.M., VITOR, R.W.A. Parasitologia Humana. 11ª 
Edição. Ed. Atheneu, 2005. 
Pranchas para o Diagnóstico de Parasitas Intestinais. Organização Mundial 
de Saúde. Ed. Livraria Santos, 2005.