exame patologico de fezes

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UNIVERSIDADE PAULISTA - UNIP 
PROFª KARIN MARIA LUDWIG 
 
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES 
 
OBJETIVO: 
 O exame parasitológico de fezes (EPF) tem como objetivo diagnosticar os parasitos intestinais do homem, 
através da pesquisa das diferentes formas parasitárias que são eliminadas. 
 
PRINCIPAIS MÉTODOS DE EXAME DE FEZES: 
▼ Os métodos qualitativos são os mais utilizados, demonstrando a presença das formas parasitárias, sem quantificá-las. 
▼ Com o número reduzido de formas parasitárias eliminadas com as fezes, é necessário recorrer a processos de 
enriquecimento para concentrá-las. 
Os principais processos de enriquecimento são: 
1. Sedimentação espontânea: Método de Hoffmann, Pons e Janer (Lutz), que permite o encontro de ovos e larvas de 
helmintos e cistos de protozoários. 
2. Sedimentação por centrifugação: Método de Blagg (MIFC), Método de Richie, que permite o encontro de ovos e 
larvas de helmintos e cistos de protozoários. 
3. Flutuação espontânea: Método de Willis, que permite a pesquisa de ovos leves (principalmente ancilostomídeos). 
4. Centrifugoflutuação: Método de Faust, usado para a pesquisa de cistos de protozoários e ovos leves. 
5. Concentração de larvas de helmintos por migração ativa, devido ao hidrotropismo e termotropismo positivo: 
Método de Baermann-Moraes e método de Rugai. Indicados para a pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis. 
 
ESCOLHA DO MÉTODO: 
⇒⇒⇒⇒ Não existe um método capaz de diagnosticar, ao mesmo tempo, todas as formas parasitárias. 
⇒⇒⇒⇒ Algumas formas são mais gerais, permitindo o diagnóstico de vários parasitos intestinais, além de serem de fácil 
execução e pouco dispendioso, por isso muito usado na rotina. Neste caso os mais empregados são: Método de 
Hoffmann, Pons e Janer (Lutz) e Método de Blagg (MIFC). 
⇒⇒⇒⇒ Quando não é especificada a suspeita clínica o exame é feito por um dos métodos citados. 
⇒⇒⇒⇒ É recomendável a repetição do exame com outra amostra, no caso de resultado negativo. 
⇒⇒⇒⇒ Quando é solicitada a pesquisa de um parasito em especial, devem ser executados, ao mesmo tempo, o método geral 
e o específico, pois outros parasitos não seriam diagnosticados se fosse executado apenas o método específico. 
⇒⇒⇒⇒ Alguns autores preconizam a execução de vários métodos com cada amostra (métodos geral, específico para larvas 
de helmintos e para cistos de protozoários). 
⇒⇒⇒⇒ Mas na maioria das vezes, tal procedimento é inviável, seja por quantidade insuficiente de fezes, ou pelo elevado 
número de exames a serem realizados por dia. 
⇒⇒⇒⇒ A maior interação entre o médico e o laboratório contribuiria para que o exame parasitológico fosse o mais exato 
possível. 
⇒ Recomendações gerais: 
■ algumas espécies de parasitos só são evidenciadas por técnicas específicas; 
■ um exame isolado, em que o resultado é negativo, não deve ser conclusivo; 
■a produção de cistos ou larvas não é uniforme ao longo do dia ou do ciclo do parasito; 
■ o material deve ser examinado o mais rápido possível. 
 
 
MÉTODOS QUALITATIVOS – MICROSCÓPICOS 
TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO: 
Princípio: 
► Os organismos são sedimentados pela gravidade ou centrifugação. Apresenta uma ação inversa à flutuação: os 
cistos, ovos e larvas são retidos no fundo do tubo, enquanto os detritos são suspensos para a superfície, não interferindo 
no diagnóstico. 
 
Objetivos: 
► Aumento do número de ovos operculados, larvas ou cistos, e a separação das gorduras da maioria dos detritos. 
 
Desvantagens: 
► Grande quantidade de detritos fecais no sedimento 
► Identificação dos parasitos mais difícil do que pelas técnicas de flutuação. 
 
Técnicas de sedimentação mais usadas: 
▬ Lutz ou Hoffman, Pons & Janer (água corrente); 
▬ Ritchie (formalina – éter); 
▬ Blagg (mertiolato-iodo –formaldeído) (MIF). 
 
1. MÉTODO DE LUTZ OU DE HOFFMANN, PONS & JANER (HPJ): 
⇒ Foi descrito em 1919 por Adolf Lutz e, em 1934, foi também denominado de método de Hoffmann, Pons & Janer. 
 
 
 
FUNDAMENTO: 
⇒ A concentração dos ovos no material se faz pela sedimentação espontânea. Ovos e cistos tendem a sedimentar na 
água, que auxilia na diminuição de contaminação bacteriana, muco e gordura. Não serve para trofozoítos de 
protozoários. 
 
FINALIDADE: 
⇒ É adequado para ovos “pesados” que, por sua densidade elevada, sedimentam facilmente quando em solução; 
⇒ Pesquisa de ovos e cistos em fezes, especialmente para pesquisa de Schistosoma mansoni. 
 
TÉCNICA: 
► Preparação das fezes: 
1) Dissolver aproximadamente 2g de fezes em frasco de borrel com cerca de 5mL de água e triturar bem com bastão de 
vidro, deixar em repouso por alguns minutos; 
2) Acrescentar mais 20mL de água; 
3) Filtrar a suspensão para um cálice cônico, passando pela peneira (tela metálica ou tecido de náilon) e pela gaze 
cirúrgica (dobrada em quatro), lavando os detritos retidos através da introdução de mais água; 
4) Completar o volume do cálice com água; 
5) Deixar a solução (água + fezes) em repouso para sedimentar de 2 a 24 horas; 
 
 
 
► Realização do exame: 
⇒ Após o tempo de sedimentação, observar o aspecto do líquido sobrenadante para tomar uma das duas alternativas: 
a) se o líquido estiver turvo, descartá-lo cuidadosamente sem levantar ou perder o sedimento, colocar mais água até o 
volume anterior e deixar de repouso por mais 60 minutos; 
b) se o líquido estiver límpido e o sedimento bom, proceder a coleta de uma amostra para exame. 
 
Exame: 
1) Coleta do sedimento; 
⇒ Existem duas técnicas para se coletar o sedimento para exame: 
a) Com uma pipeta bem fina (Pasteur), coletar no cálice, bem no fundo o sedimento com um pouco do líquido 
sobrenadante para exame; 
b) desprezar o líquido sobrenadante cuidadosamente, homogeneizar o sedimento e coletar uma gota do mesmo (esse 
procedimento é melhor, pois a gota coletada é mais representativa do sedimento). 
2) Colocar a amostra coletada em uma lâmina (espalhar um pouco sobre a mesma); 
3) Levar a lâmina ao microscópio e examinar primeiramente com a objetiva de 10x, observando toda a lâmina para 
apenas localizar os parasitos presentes; 
4) Logo após passar para a objetiva de 40x para determinar o tipo de parasito encontrado; 
5) Adicionar solução de Lugol para se evidenciar os núcleos e assim determinar com precisão qual o parasito 
encontrado. 
 
Observações: 
► Cobrir a lâmina com lamínula é facultativo; 
► Deve-se, no mínimo, examinar duas lâminas de cada amostra; 
► Pode-se preparar 2 esfregaços: 1 com lugol e outro sem. 
 
 
 
VANTAGENS DA TÉCNICA: 
⇒ Fácil execução; 
⇒ Pode ser usada para ovos e larvas de helmintos e cistos de protozoários; 
⇒ Baixo custo. 
 
DESVANTAGEM DA TÉCNICA: 
demorada. 
 
 
2. MÉTODO DE MIFC OU DE BLAGG (Sedimentação por Centrifugação): 
FUNDAMENTO: 
⇒ Utiliza material preservado, constituído por fezes colocadas no MIF e assim, conservadas no decurso de até alguns 
meses, sem que ocorram alterações de trofozoítos e cistos de protozoários, como ainda de ovos de helmintos. 
⇒ Essa boa preservação permite, sem dificuldades, convenientes reconhecimentos específicos. 
 
FINALIDADE: 
⇒ É adequado para ovos “leves” de helmintos e cistos de protozoários conservados. 
 
TÉCNICA: 
1) Coletar as fezes recém-emitidas em líquido conservador de MIF; 
2) Homogeneizar bem; 
3) Filtrar a suspensão em gaze cirúrgica dobrada em quatro, num copo plástico descartável; 
4) Transferir 1 a 2mL do filtrado para um tubo cônico de centrifugação, com capacidade para 15mL; 
5) Acrescentar 4 a 5mL de éter sulfúrico e agitar vigorosamente (importante para desengordurar o material); 
6) Centrifugar por um minuto a 1.500rpm; 
7) Com o auxílio de um bastão, descolar a camada de detritos da parede do tubo; 
8) Inverter o tubo para desprezar o líquido, mantendo-o com a boca voltada para baixo, até limpar as paredes do 
mesmo, utilizando um bastão de vidro contendo algodão na extremidade;9) Acrescentar ao sedimento gotas de salina e/ou lugol; 
10) Inverter o tubo em uma lâmina, deixando escoar todo o sedimento. Se a quantidade de sedimento for excessiva, 
utilizar uma pipeta para coletá-lo e preparar as lâminas; 
11) Cobrir com lamínula e examinar com as objetivas de l0x e/ou 40x. 
 
VANTAGENS DA TÉCNICA: 
⇒ Fácil execução; 
⇒ Pode ser usada para ovos de helmintos e cistos de protozoários. 
 
DESVANTAGEM DA TÉCNICA: 
⇒ A amostra deve ter sido coletada em líquido conservador de MIF; 
⇒ Uso de diversos reagentes “perigosos” que exigem um tratamento adequado durante o descarte e lavagem do 
material. 
 
 
3. MÉTODO DE RITCHIE OU FORMOL-ÉTER (Centrífugo-sedimentação): 
⇒ Foi descrito por Ritchie em 1948. 
 
FUNDAMENTO e FINALIDADE: 
⇒ Um método de concentração para visualizar cistos de protozoários e ovos “leves” de helmintos. 
⇒ Geralmente são empregados métodos de coloração para visualização dos oocistos, como por exemplo, lugol e Ziehl-
Neelsen modificado. 
⇒ Utilizado principalmente para detecção de oocistos de coccídeos: Isospora belli, Cryptosporidium sp e Ciclospora sp. 
 
TÉCNICA: 
⇒ Utilizar material fecal a fresco; 
1) Colocar 1 ou 2g de fezes coletadas de várias partes do bolo fecal em frasco contendo 10ml de água corrente ou 
solução salina a 0,85%; 
2) Filtrar a suspensão através de gaze dobrada quatro vezes, e receber o filtrado em um tubo cônico de centrífuga de 15 
mL; 
3) Centrifugar (1500rpm por um minuto); 
4) Decantar o sobrenadante e adicionar 1 a 2mL de água corrente ou solução salina a 0,85% ao sedimento antes de 
ressuspendê-lo. Completar com água corrente (ou solução salina a 0,85%) 2/3 do volume do tubo. Agitar e centrifugar 
(1500rpm por 1 min). 
5) Repita a etapa 4, até que o sobrenadante se apresente relativamente claro. 
6) Depois que o último sobrenadante é decantado, ressuspender o sedimento com 1 a 2mL de formalina a 10% (dar 
preferência à solução tamponada de formalina a 10% , pH neutro). Completar o volume da suspensão em 10 mL com 
formalina a 10%. Deixar em repouso em repouso durante 5 minutos. 
 
 
7) Adicionar 3ml de éter ou acetado de etila, fechar o tubo e agitar vigorosamente, na posição invertida, por 30 minutos. 
Remover a tampa com cuidado. 
8) Centrifugar (1500rpm por 1 min). Quatro camadas se formarão: (1) sedimento no fundo do tubo contendo os parasitos, 
(2) camada de formalina, (3) tampão de detritos fecais, e (4) camada de éter na superfície; 
9) Afrouxar e separar o tampão de detritos das paredes do tubo com um estilete fino e com cuidado decantar as três 
camadas superiores. Limpar com swab de algodão as paredes do tubo, removendo os detritos remanescentes; 
10) Uma pequena quantidade de líquido que permanece nas paredes do tubo escorre para o fundo junto ao sedimento. 
11) Misturar o líquido e o sedimento, preparando as lâminas para a pesquisa de ovos, lavas e cistos. 
12) Cobrir com lamínula e examinar com as objetivas de l0x e/ou 40x. 
 
VANTAGENS DA TÉCNICA: 
⇒ Pode ser usada para ovos de helmintos e cistos de protozoários; 
⇒ Pode ser utilizada para observação de oocistos de coccídeos. 
 
DESVANTAGEM DA TÉCNICA: 
⇒ Uso de diversos reagentes “perigosos” que exigem um tratamento adequado durante o descarte e lavagem do 
material. 
⇒ Não pode ser usada para os ovos “pesados” de helmintos, principalmente ovos de Schistosoma mansoni e ovos 
inférteis de Ascaris lumbricoides. 
 
OBSERVAÇÃO: 
✔✔✔✔ Foi lançado no mercado o Coprotest, que é um processo simplificado e seguro de sedimentação por centrifugação. 
✔✔✔✔ Consiste no seguinte: 
a) o paciente compra em farmácia o recipiente Coprotest, o qual já vem com o conservador (formol a 10%); coloca as 
fezes na cavidade do coletor, fecha o frasco e agita por dois minutos para homogeneizar, enviando, em seguida, ao 
laboratório; 
b) o laboratorista recolhe a amostra em um tubo de centrífuga; acrescenta 3mL de acetato de etila ou éter, agita e 
centrifuga por três minutos; despreza os detritos e o líquido sobrenadante e acrescenta uma gota de lugol ao sedimento: 
c) recolhe uma amostra numa lâmina, cobre com lamínula e examina ao microscópio. 
 
 
TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO 
Princípio: 
⇒ Baseia-se na diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistos de protozoários e o material fecal, 
a fim de que esses organismos flutuem na superfície dos reagentes (reagentes de alta densidade). 
 
⇒⇒⇒⇒ Vantagens: 
Formação na superfície do tubo de uma membrana clara com poucos detritos fecais e a remoção seletiva de ovos e 
cistos, mesmo quando em pequeno número no bolo fecal. 
 
⇒⇒⇒⇒ Desvantagens: 
Alta densidade dos reagentes – alteração na parede dos ovos e dos cistos – dificultando a identificação – exame dentro 
de 10 a 20 minutos. 
 
⇒⇒⇒⇒ Técnicas de flutuação mais usadas: 
1. Método de Willis (solução saturada de NaCl); 
2. Método de Faust (sulfato de zinco). 
 
 
1. MÉTODO DE WILLIS (Flutuação em Solução Saturada de Cloreto de Sódio) 
⇒ Foi descrito por Willis em 1921. 
 
FUNDAMENTO: 
⇒ Flutuação de ovos de helmintos em uma solução saturada de NaCl em água. 
 
FINALIDADE: 
⇒ É indicado na pesquisa de ovos “leves” de helmintos e não serve para cistos de protozoários e larvas de helmintos. 
⇒ É um método padrão para pesquisa de ovos de ancilostomídeos nas fezes. 
⇒ Exemplos de ovos leves: Ancylostoma duodenale, Necator americanus, ovos férteis de Ascaris lumbricoides, 
Hymenolepis nana e Trichuris trichiura. 
 
TÉCNICA: 
1) Colocar 10g de fezes num frasco Borrel (pode ser usado o próprio no qual as fezes foram enviadas). 
2) Diluir as mesmas em solução saturada de açúcar ou sal (NaCI). 
3) Completar o volume até a borda do frasco. 
4) Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deverá estar em contato com o líquido. 
 
 
5) Deixar em repouso por cinco minutos. 
6) Findo esse tempo, retirar rapidamente a lâmina, voltando para cima a parte molhada. 
7) Cobrir com lamínula, levar ao microscópio e examinar com objetiva de 10x e/ou 40x (pode-se ou não corar pelo lugol). 
 
▬ Variação da técnica: 
1) Colocar uma quantidade de fezes de aproximadamente 1 a 2 g coletada de várias partes do bolo fecal, em pequena 
cuba de vidro de 3 cm de diâmetro com capacidade aproximada de 20 mL. Completar ¼ da capacidade do recipiente 
com solução saturada de cloreto de sódio. 
2) Suspender as fezes na solução saturada salina até haver uma total homogeneização. Completar o volume do frasco 
com solução de NaCl. 
3) A lamínula deve ficar em contato com o menisco durante 30 a 45 minutos; não deverá haver formação de bolhas de ar 
entra a lamínula e a superfície do líquido. A gota contendo os ovos se adere à face inferior da lamínula. 
4) Remover a lamínula e inverter rapidamente a sua posição sobre uma lâmina. 
5) Examinar ao microscópio com objetiva de pequeno aumento. 
 
Observações: 
⇒ Os ovos não flutuam na superfície do reagente quando a homogeneização do material fecal é incompleta, havendo 
uma imperfeita separação dos ovos e dos detritos fecais. 
⇒ Para a flutuação não se deve usar um tempo muito curto (menos de 30 minutos) ou muito longo (mais de 60 minutos). 
Nesse caso os ovos que flutuam na superfície podem descer para o fundo da pequena cuba (Suzuki, 1980). 
 
 
2. MÉTODO DE FAUST (Centrifugo-Flutuação em Sulfato de Zinco) 
⇒ A técnica de Willis (1921) foi modificada por Faust et al. (1938), na qual a solução saturada de cloreto de sódio foi 
substituída pela solução de sulfato de zinco. 
 
FUNDAMENTO: 
⇒ Fundamenta-se na propriedade que apresentam certos ovos de helmintos de flutuarem na superfície de uma solução 
de densidade elevada e de aderirem ao vidro. 
 
FINALIDADE: 
⇒ Este procedimento simples e eficiente está indicado para pesquisa de ovos com densidade especifica baixa como os 
de ancilostomídeos. 
⇒ É um método utilizado para a pesquisa de ovos de helmintos,excluindo-se os chamados ovos “pesados”. 
⇒ Exemplos: além dos ovos “leves”, cistos de Giardia lamblia e cistos de Entamoeba histolytica. 
 
TÉCNICA: 
1) Diluir 10g de fezes em 20mL de água filtrada. 
2) Homogeneizar bem. 
3) Filtrar através de gaze dobrada em quatro, num copo plástico, e transferir para um tubo de Wasserman. 
4) Centrifugar por um minuto a 2.500rpm. 
5) Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o sedimento em água. 
6) Repetir as operações 4 e 5 mais duas ou três vezes, até que o líquido sobrenadante fique claro. 
7) Desprezar a água sobrenadante e ressuspender o sedimento com uma solução de sulfato de zinco a 33%, densidade 
de l,l8g/mL. 
8) Centrifugar novamente por um minuto a 2.500rpm. 
9) Os cistos (e ovos leves) presentes estarão na película superficial; a mesma é recolhida com alça de platina, colocada 
numa lâmina junto com uma gota de lugol e coberta com lamínula. 
 
Observação 
⇒ O material deve ser examinado imediatamente, pois o contato com a solução de sulfato de zinco pode deformar os 
cistos de protozoários ou ovos de helmintos de casca fina. 
 
▬ Variação da técnica: 
1. Colocar 1 ou 2 g de fezes coletadas de várias partes do bolo fecal em frasco contendo 10 mL de água corrente . Filtrar 
a suspensão através de gazes dobrado em quatro vezes, e receber o filtrado em um tubo cônico de centrífuga de 15 mL. 
2. Adicionar água corrente até completar 2/3 da capacidade do tubo. Centrifugar 2500rpm por 1 minuto. 
3. Decantar o sobrenadante e adicionar 1 a 2 mL de água corrente ao sedimento, antes de ressuspendê-lo. Completar 
com água corrente 2/3 do volume do tubo, agitar e centrifugar. 
4. Repetir a etapa 3, até que o sobrenadante apresente-se relativamente claro. 
5. Depois que o último sobrenadante é decantado, adicionar 1 a 2 mL do reagente (sulfato de zinco a 33%), e 
ressuspender o sedimento. Completar com sulfato de zinco até 0,5cm da borda do tubo e centrifugar (2500 rpm por 1 
minuto). 
6. Cuidadosamente, remover o tubo da centrifuga e, sem agitação. Colocá-lo em uma estante em posição vertical. 
7. Com uma alça de arame ou alça de platina (diâmetro de 5 a 7 mm) tocar no centro da membrana formada na 
superfície, transferido várias alçadas para uma lâmina de microscopia. Examinar ovos, larvas e cistos. 
 
 
 
Diferenças importantes: 
⇒ Alguns pesquisadores preferem a sobreposição de uma lamínula na borda do tubo à remoção da película com alça de 
arame (BURROWS, 1965: MELVIN & BROOKE, l982). 
⇒ Depois de concluída a etapa 4, com auxílio de pipeta, encher o tubo até a borda com solução de sulfato de zinco. 
Colocar uma lamínula (22 x 22 mm) na superfície do tubo. Deixando-a em contato com o líquido durante 8 a 10 minutos. 
Remover a lamínula, invertendo a sua posição, e colocar a face com a gota sobre uma lâmina. Examinar para ovos, 
larvas e cistos. 
 
 
TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO DE LARVAS 
Princípio: 
⇒ Este método é baseado no hidro-termo-tropismo positivo das larvas pela ação da gravidade. 
 
Indicação: 
⇒ É um método seletivo para pesquisa de larvas e não específico, pois podemos encontrar cistos e ovos de outros 
parasitos. 
 
⇒ Técnicas mais usadas: 
1. Método de Rugai. 
2. Método de Baermann-Moraes; 
 
 
1. MÉTODO DE RUGAI (Métodos para o isolamento de larvas) 
⇒ Este método foi desenvolvido por RUGAI, MATTOS & BRISOLA em 1954. Segue o mesmo princípio do método de 
Baermann-Moraes, porém mais simplificado. 
 
FUNDAMENTO: 
⇒ Permite a detecção de larvas vivas, estimuladas pelo calor brando. 
 
FINALIDADE: 
⇒ Este procedimento é simples e eficiente para pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis nas fezes e também de 
Ancilostomídeos. 
 
TÉCNICA: 
1) Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo cm uma gaze dobrada em quatro, fazendo uma 
pequena “trouxa”. 
2) Colocar o material assim preparado, com a abertura voltada para baixo, num cálice de sedimentação, contendo água 
aquecida (45°C), em quantidade suficiente para entr ar em contato com as fezes. 
3) Deixar uma hora em repouso. 
4) Coletar o sedimento no fundo do cálice, com a ajuda de uma pipeta. 
5) Examinar no microscópio, com a objetiva de 10x. 
6) Corar as larvas como lugol e observá-las com o maior aumento, para identificação. 
 
 
Fezes dentro da gaze em contato com a água morna contida no cálice de sedimentação. 
 
Observações 
⇒ Para a execução desse método, o ideal é que as fezes sejam colhidas no dia do exame, pois a refrigeração diminui a 
viabilidade das larvas. Fezes diarréicas ou coletadas em conservador não se prestam para esse método. 
 
▬ Variação da técnica: 
1. Estender, sobre a abertura de um recipiente contendo fezes, gaze dobrada quatro vezes, e repuxar as extremidades 
para trás; 
 
 
2. Encher, com aproximadamente 70 a 100 mL de água corrente aquecida a 40-45°C, um copo cônico de sedi mentação 
(capacidade de 125ml); 
3. Transferir o recipiente com as fezes para o interior do copo cônico de sedimentação, de modo que o líquido alcance 
toda a extensão da abertura do recipiente, cuidando para não formar bolhas de ar; 
4. Deixar em repouso durante 60 minutos. 
5. Colher o sedimento, no fundo do copo cônico, com pipeta capilar longa (Pipeta Pasteur). Alguns autores recomendam 
retirar o recipiente do copo cônico antes da colheita do sedimento. Entretanto, outros preferem manter o recipiente, para 
evitar o revolvimento do líquido; 
6. Examinar o sedimento entre lâmina e lamínula. Corar a preparação com solução de lugol. 
 
Indicações importantes de outros autores: 
⇒ Não se deve colocar lugol, pois o mesmo mata as larvas. 
⇒ A temperatura deve permanecer constante. 
⇒ Fezes líquidas não são adequadas para este método. Quando as mesmas se apresentarem liquefeitas pode-se 
acrescentar uma porção de fubá ou farinha de milho para torná-las um pouco pastosas. 
 
 
MÉTODO QUANTITATIVO 
1. Método de KATO-KATZ (KATO, 1960; KATZ, CHAVES E PELLEGRINO, 1972) 
Utilizado principalmente na pesquisa de ovos de S. mansoni e outros helmintos. 
 
Técnica 
1. Colocar a amostra fecal sobre o papel absorvente; 
2. Comprimir a tela metálica ou de náilon sobre as fezes, fazendo com que parte passe através das malhas tela (40 - 60 
mg); 
3. Colocar sobre uma lâmina de vidro a placa de plástico. Remover as fezes que passam através das malhas e transferi-
las para o orifício da placa, até completá-lo; 
4. Depois de encher o orifício central, remover com cuidado o cartão, deixando as fezes. 
5. Cobrir as fezes com a lamínula de celofane (embebida em verde malaquita); 
6. Inverter a preparação sobre o papel absorvente, realizando pressão com o polegar sobre a lâmina até obter uma 
uniformidade do material; 
7. Deixar a preparação em repouso (clarificação) durante 30 minutos a 34-40°C ou à temperatura ambient e por 1-2 
horas; 
8. Examinar a preparação ao microscópio. Contar todos os ovos encontrados e multiplicar o total por 24, resultando em 
ovos/grama de fezes. 
 
 
EXAME MACROSCÓPICO 
1. TAMISAÇÃO DAS FEZES 
FUNDAMENTO: 
⇒ Consiste em desmanchar o bolo fecal em água e verificar a presença de estruturas parasitárias macroscópicas. 
 
FINALIDADE: 
⇒ Este procedimento serve para detecção de vermes adultos como o Ascaris lumbricoides e Enterobius vermicularis que 
são encontrados frequentemente misturados ou na superfície das fezes, como também as proglótides de Taenia sp. 
Outros helmintos como o Trichiuris trichiura, Ancilostomídeos e Hymenolepis nana são depositados no bolo fecal após o 
início do tratamento. Frequentemente poderão ser encontrados helmintos adultos nas amostras fecais e ausência dos 
ovos. 
⇒ Esses processos macroscópicos são vantajosos para a demonstração e coleta de pequenos helmintos, de proglotes e 
de escólex. 
⇒ Método especialmente utilizado para observação de escólex e proglotes, que servem respectivamente para o controlede cura e diagnóstico da teníase. 
 
TÉCNICA: 
1. Emulsionar as fezes em água, em recipiente adequado, utilizando bastão de vidro ou outro objeto apropriado. 2. Coar 
o material em tamis (peneira) metálico de 80 a 100 malhas por cm2, coletando as proglotes porventura retiradas ou 
outras estruturas, além de outros parasitos. 
 
Observações: 
⇒ Convém realizar a operação em uma pia, empregando jato suave de água corrente, obtido, por exemplo, através de 
tubo de borracha ligado à torneira. 
⇒ Todo o material eliminado durante uma evacuação deverá ser submetido a exame, mas a utilização de maior 
quantidade somente poderá tornar mais provável o encontro das proglotes. 
⇒ Se necessário, os detritos retidos no tamis poderão ser periodicamente passados para cuba com água, na qual 
também será conveniente realizar a pesquisa. 
⇒ É ainda aconselhável coar novamente, deixando ficar retidos os fragmentos maiores de material desprezível. 
 
 
 
Importância: 
⇒ Este mesmo processo é útil para a pesquisa do escólex, quando for efetuado tratamento da teníase. 
⇒ Serve também para a coleta de outros vermes nas fezes de indivíduos medicados por meio de antihelmínticos. 
 
 
Tamisação das fezes para pesquisa de proglotes de Taenia sp: material sendo coado em peneira adequada. 
 
 
EXAME DIRETO A FRESCO 
O exame direto a fresco é um procedimento simples e eficiente para o estudo das fezes, permitindo observar as 
formas trofozoíticas vivas dos protozoários. Este procedimento coprológico jamais deve ser omitido. As preparações a 
fresco são obtidas diretamente dos espécimes fecais e requerem o mínimo de material (2 mg) para cada método de 
exame . Todos os estágios de diagnóstico dos organismos, pelo uso de diferentes soluções, podem ser determinados e 
identificados. Os esfregaços com fezes frescas e não fixadas são rotineiramente preparados com as soluções salina a 
0,85% e de iodo. Entretanto, se o número de organismos for pequeno, o exame de pequena quantidade de fezes usadas 
para a preparação de esfregaços a fresco pode ser insuficiente para revelar a presença de parasitas. Os esfregaços 
deverão ser sistemática e completamente examinados através da objetiva do microscópio de pequeno aumento (10x) e 
com pequena intensidade de luz. A confirmação dos parasitas deve ser realizada com a objetiva de grande aumento 
(40x). 
 
Materiais e reagentes: 
- palitos de madeira ou bastão de vidro; 
- lâminas de vidro e lamínulas; 
- solução salina 0,85%; 
- solução de lugol 1%. 
 
Método: 
1. Coloque 1 gota de solução salina 0,85% e 1 gota de solução de lugol 1% sobre a lâmina; 
 
2. Efetuar dois esfregaços de fezes: com o palito pegue uma porção pequena de fezes (em torno de 2 mg de fezes) e 
misture com as soluções para formar suspensões, obtendo um preparado transparente; 
 
3. Cobrir cada suspensão com uma lamínula; 
 
4. Examinar ao microscópio, primeiramente com pequeno aumento (objetiva de 10x) e, a seguir, com maior aumento 
(objetiva de 40x). 
 
Observações: 
a) a preparação bem feita é uniforme e corresponde a 2 mg de fezes, nem tão grossa que os detritos fecais atrapalhem a 
visualização dos parasitos, e nem tão fina que tenha muito espaço vazio; 
b) é recomendado que o material usado para coletar seja mergulhado em diferentes pontos da amostra; 
c) examine o esfregaço de maneira sistemática correndo todo o esfregaço coberto pela lamínula nas 2 gotas, de cima 
para baixo ou lateralmente.