TECNICAS DE DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO - Isabella Martins

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO ESPÍRITO SANTO
UFES - CAMPUS DE ALEGRE
TÉCNICAS DE
DIAGNÓSTICO
PARASITÓGICO
 
TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO
ORGANIZAÇÃO
Docentes:
Isabella Vilhena Freire Martins
E-mail: isabella.martins@ufes.br
Juliana Alves Resende
E-mail: juliana.resende@ufes.br
Discentes: 
Bruna Morais da Silva
E-mail: brunamoraisds@outlook
Matheus Joaquim dos Santos Candido
E-mail: mcandido0352@gmail.com
Vitor José da Silva Pereira 
E-mail: vitorlinas@gmail.com
UNIVERSIDADE FEDERAL DOS ESPÍRITO SANTO
 INDICAÇÕES
Técnica de centrífugo flutuação simples: Diagnóstico de ovos de
helmintos e cistos e oocistos de protozoários.
Técnica MacMaster/OPG: Diagnóstico e quantificação de ovos de
helmintos e cistos e oocistos de protozoários.
Técnica de coprocultura: Diagnóstico e quantificação de larvas de
terceiro estádio de nematoides.
Técnica de sedimentação espontânea: Diagnóstico de ovos e
larvas de helmintos, cistos e alguns oocistos de protozoários.
Técnica de sedimentação por centrifugação: Diagnóstico de ovos
e larvas de helmintos, cistos e alguns oocistos de protozoário.
Técnica de Baermann Moraes: Diagnóstico de larvas de helmintos.
Técnica de Rugai: Diagnóstico de larvas de helmintos. 
Técnica de Kato-Katz: Diagnóstico e quantificação de ovos de
helmintos.
Técnica de esfregaço sanguíneo: Diagnóstico de hemoparasitos.
Técnica de montagem de lâminas: Diagnóstico de ectoparasitos e
helmintos. 
 SUMÁRIO
I. INTRODUÇÃO............................................................................................................................ 5
2. TÉCNICA DE CENTRÍFUGO FLUTUAÇÃO SIMPLES........................................... 6
3. TÉCNICA MACMASTER/OPG................................................................................... 8
4. TÉCNICA DE COPROCULTURA.............................................................................. 10
5. TÉCNICA DE SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA................................................... 13
6. TÉCNICA DE SEDIMENTAÇÃO POR CENTRIFUGAÇÃO................................ 15
7. TÉCNICA DE BAERMANN-MORAES...................................................................... 17
8. TÉCNICA DE RUGAI.................................................................................................... 19
9. TÉCNICA DE KATO-KATZ.......................................................................................... 21
10. TÉCNICA DE ESFREGAÇO SANGUÍNEO.......................................................... 23
11. TÉCNICA DE MONTAGEM DE LÂMINAS............................................................ 25
12. ILUSTRAÇÕES ............................................................................................................ 29
13. BIBLIOGRAFIA............................................................................................................. 32
 INTRODUÇÃO
P Á G I N A 0 5 | I N T R O D U Ç Ã O
 As parasitoses podem ser causadas por ecto e endoparasitos. Os
ectoparasitos são considerados parasitos externos, que podem ser
diagnosticados visualmente (macro e/ou microscopicamente) ou por
métodos como raspado de pele. Os endoparasitos são parasitos internos,
que pode habitar diferentes órgãos do hospedeiro e podem ser
diagnosticados por meio de exames de amostras fecais, urina, sangue,
dentre outros.
 Há diferentes técnicas que podem ser aplicadas para diagnostico das
parasitoses, sendo adaptadas a cada tipo de amostra coletada. O
diagnóstico das infecções parasitárias causadas por helmintos
gastrointestinais e também por alguns protozoários intestinais pode ser
realizado por métodos coproparasitológicos. Esses métodos podem ser
classificados em quantitativos ou qualitativos, quando se refere a
contagem ou não das estruturas encontradas, ou ainda em flutuação ou
sedimentação, que se refere ao peso das formas parasitárias a serem
diagnosticadas (VIEIRA et al., 2016).
 A escolha do método ou métodos a ser (em) utilizado(s) não é tarefa
simples, pois não há um método único capaz de detectar todas as formas
parasitárias de diferentes parasitos ao mesmo tempo. Além disso, os
métodos coproparasitológicos têm como objetivo não somente
diagnosticar possíveis parasitos, mas também avaliar possíveis problemas
de resistência de parasitos aos fármacos anti-helmínticos usados. As
técnicas para diagnóstico de ovos/oocistos nas fezes são exames não
invasivos, fáceis de serem realizados, requerem poucos materiais para a
confecção dos protocolos e ainda fornece informações sobre a frequência
dos endoparasitos.
 Diante do apresentado, este material tem o objetivo de descrever as
principais indicações e protocolo das técnicas parasitológicas utilizadas
em animais e humanos.
 
MATERIAIS UTILIZADOS :
Balança
Copos americanos
Béquer de 15 mL
Gaze
Peneira
Pipeta
Espátula
Tubo para centrífuga de 15 mL
Solução hipersaturada de
sacarose
Água destilada
Haste de inox
Lâmina e lamínula
TÉCNICA CENTRÍFUGO
FLUTUAÇÃO SIMPLES
SHEATHER, 1923
Esta técnica consiste na
concentração de ovos, oocistos e
cistos utilizando o princípio de
flutuação em solução saturada.
PARA QUE SERVE ?
P Á G I N A 0 6 | T É C N I C A C E N T R Í F U G O F L U T U A Ç Ã O S I M P L E S
TÉCNICA :
Pesar 2 gramas de fezes com auxílio de
uma balança e um copo americano. 
Dissolver as fezes em 15 mL de água
destilada com auxílio do béquer. Em
seguida, filtrar com gaze e peneira para
outro copo americano.
1º Passo :
3º Passo :
2º Passo :
4º Passo :
5º Passo:
Transferir o conteúdo filtrado para um
tubo falcon (15 mL). Identificar e
centrifugar na rotação de 2.500 RPM
por 10 minutos. 
Desprezar o sobrenadante. Acrescentar 
 solução saturada ao sedimento no tubo,
homogeneizar com espátula. Centrifugar
novamente na mesma configuração do
passo 3.
Completar o volume do tubo com solução
saturada até formar um menisco. Em
seguida, colocar uma lamínula em cima
do tubo em contato com o conteúdo e
deixar em repouso por 10 minutos.
6º Passo:
Colocar a lamínula sobre a lâmina para
visualização dos ovos/oocistos em
microcópico óptico nas objetivas de 10x e
40x.
P Á G I N A 0 7 | T É C N I C A C E N T R Í F U G O F L U T U A Ç Ã O S I M P L E S
 
TÉCNICA
MACMASTER/OPG
GORDON e WHITLOCK, 1939
MATERIAIS UTILIZADOS :
Balança 
Béquer
Solução saturada de açúcar
Gaze
Peneira
Pipeta
Câmara Macmaster
Espátula
Esta técnica consiste na
concentração de ovos, oocistos e
cistos utilizando o princípio da
flutuação em solução saturada em
câmera de MacMaster.
PARA QUE SERVE ?
P Á G I N A 0 8 | T É C N I C A M A C M A S T E R / O P G
TÉCNICA:
Pesar 2 gramas de fezes com auxílio
de uma balança e béquer. Para ovinos
e caprinos usa-se 2 gramas de fezes e
para bovinos, equinos e suínos, utiliza-
se 4 gramas de fezes.
No béquer dissolver as fezes em 58 mL
de solução saturada de açúcar. Para
bovinos, equinos e suínos utilizar 56 mL.
1º Passo :
3º Passo :
2º Passo :
4º Passo :
5º Passo:
Com auxílio de uma peneira e gaze,
filtrar o conteúdo para outro béquer.
Homogeneizar o filtrado com auxílio
de uma espátula.
Com auxílio de uma câmera
MacMaster, pipetar o conteúdo do
béquer e inserir em cada lado da
câmara.
Aguardar entre 5 e 10 minutos. Em
seguida, realizar a contagem dos
ovos/oocistos em microscópico
conforme morfologia de cada forma
parasitária. Realizar o cálculo para
obtenção do OPG.
P Á G I N A 0 9 | T É C N I C A M A C M A S T E R / O P G
Passo 1:
Somar todos os ovos em ambos os
lados da câmera MacMaster;
Passo 2:
Multiplicar a soma dos ovos por 50
(bovinos, equinos e suinos) ou por 100
(ovinos e caprinos) dependendo do
hospedeiro;
Cálculo da técnica :
 
MATERIAIS UTILIZADOS :
Balança 
Frasco de boca larga
Vermiculite ou serragem
Água 
Placa de petri
Barbante
Estufa tipo B.O.D
Tudo de ensaio
Lâmina e lamínula
Pipeta
Lugol
TÉCNICA DE
COPROCULTURA
ROBERTS e O'SULLIVAN, 1950
Esta técnica é utilizada para
recuperação de larvas de terceiro
estágio de parasitos em fezes
positivas na técnica de OPG.
PARA QUE SERVE?
P Á G I N A 1 0 | T É C N I C A D E C O P R O C U L T U R A
TÉCNICA :
Utilizar 20-30 gramas de fezes e
acrescentar em um frasco de boca
larga.
Acrescentar a vermiculite ou serragem
no recipiente com as fezes, respeitando
a proporção de 2 partes de vermiculite
ou serragem para uma de fezes.
1º Passo :
3º Passo :
2º Passo :
4º Passo :
5º Passo:
Homogeneizar o conteúdo. Caso
necessário acrescentar água para
manter a cultura úmida, tomando
cuidado para não acumular líquido no
fundo do frasco.
Limpar a borda do frasco e tampar com
uma placa de petri, colocando um
barbante entre a placa e a borda do
frasco para entrada de ar. Incubar em
estufa para B.O.D à ± 27ºC ou
temperatura ambiente durante 7-10
dias. Avaliar periodicamente a
necessidade de umidecer a amostra.
Para recuperar as larvas, encher o
frasco com água e tampar com uma
placa de petri, invertendo o frasco
sobre a placa. Coloca-se 5-10 mL de
água morna na porção externa da
placa. Após 3-4 horas com auxílio de
uma pipeta, transferir o conteúdo da
placa para um tubo de ensaio.
6º Passo:
Deixar o tubo de ensaio repousar na
geladeira durante 2-3 horas ou por mais
tempo em temperatura ambiente.
Desprezar o sobrenadante e coletar de
2-5 mL para proceder a
identificação/contagem das larvas
entre lâmina e lamínula com adição de
lugol.
P Á G I N A 1 1 | T É C N I C A D E C O P R O C U L T U R A
OBSERVAÇÕES
Observação 1:
As larvas devem ser contabilizadas até atingirem 100 unidades;
Observação 2:
Para obter a carga parasitária, calcular a correlação entre o OPG
e o número de larvas por gênero/espécie;
Observação 3:
As larvas recuperadas da cultura e acondicionadas em tudo de
ensaio com acréscimo de aproximadamente 4 mL de água, podem
permanecer para o diagnóstico por aproximadamente 4 meses.
P Á G I N A 1 2 | T É C N I C A C O P R O C U L T U R A
TÉCNICA DE SEDIMENTAÇÃO
ESPONTÂNEA
 
MATERIAIS UTILIZADOS :
Cálice parasitológico 
Peneira
Gaze 
Béquer
Espátula 
Água 
Lâmina e Lamínula
Pipeta 
Lugol
HOFFMANN, PONS E JANNER (1934)
Esta técnica tem como objetivo 
 aumentar a concentração de
ovos, larvas ou cistos. 
PARA QUE SERVE ?
P Á G I N A 1 3 | T É C N I C A D E S E D I M E N T A Ç Ã O E S P O N T Â N E A
TÉCNICA :
Com o auxílio de uma espátula,
dissolver uma fração da amostra fecal
(2 a 4 gramas) em um béquer
utilizando um pouco de água.
Transferir o material dissolvido para
um cálice parasitológico coando em
uma peneira contendo gaze.
1º Passo :
3º Passo :
2º Passo :
4º Passo :
5º Passo:
Completar o volume do cálice
acrescentando mais água e misturar
bem o conteúdo. Deixar repousar em
superfície firme e livre de vibrações.
Sedimentar de 2 à 24 horas.
Com auxílio de uma pipeta, retirar
pequena amostra de sedimento do
vértice do cálice, colocá-la sobre
uma lâmina adicionando 1 - 2 gotas
de lugol e cobrir com lâminula.
Observar ao microscópio em
objetiva de 10x e 40x.
P Á G I N A 1 4 | T É C N I C A D E S E D I M E N T A Ç Ã O E S P O N T Â N E A
 TÉCNICA DE SEDIMENTAÇÃO
POR CENTRIFUGAÇÃO
Método de Blagg (também conhecido por método de MIFC) e Ritchie.
MATERIAIS UTILIZADOS :
Espátula 
Acetato de etila
Funil de vidro
Béquer
Gaze 
Pipeta
Tubo de centrifugação 15ml 
Lâmina e lamínula
Lugol 
Usado para a pesquisa de ovos e
larvas de helmintos, cistos e alguns
oocistos de protozoários.
PARA QUE SERVE ?
P Á G I N A 1 5 | T É C N I C A D E S E D I M E N T A Ç Ã O P O R C E N T R I F U G A Ç Ã O
 TÉCNICA :
Após centrifugação, haverá quatro
camadas distintas. (Tubo A)
4 - camada superior, com o acetato
de etila; 
3 - gordura e detritos grossos; 
2 - água e detritos finos; 
1 - última camada com o sedimento. 
(Tubo B) - Usando uma vareta, retirar
o anel de gordura e desprezar todas
as camadas menos o sedimento, que
deve permanecer intacto.
Com o auxílio de uma espátula de
madeira ou bastão de vidro, dissolva uma
fração da amostra fecal (2 gramas) em
um béquer utilizando um pouco de água
(pode-se colocar 1 ou 2 gotas de
detergente para remover detritos, mas
sem fazer espuma). Transferir o material
dissolvido coando em uma peneira
contendo gaze.
Despejar essa solução em um tubo de
centrífuga de 15 mL Adicionar 3 mL de
acetato de etila e tampar o tubo com
uma rolha de borracha. Agitar
vigorosamente o tubo cerca de 20 vezes
e, então, centrifugar a 1.500 RPM por 3
minutos.
1º Passo :
2º Passo :
3º Passo :
4º Passo:
Com auxílio de uma pipeta, retirar
pequena amostra de sedimento do
vértice do tubo. 
Colocá-la sobre uma lâmina
adicionando 1 - 2 gotas de lugol e
cobrir com lâminula. Observar ao
microscópio em objetiva de 10x e 40x.
P Á G I N A 1 6 | T É C N I C A D E S E D I M E N T A Ç Ã O P O R C E N T R I F U G A Ç Ã O
TÉCNICA DE BAERMANN-
MORAES
MORAES (1948)
MATERIAIS UTILIZADOS :
Funil 
Pinça de Mohr
Tubo de centrífuga
Peneira
Gaze
Pipeta
Béquer 
Água aquecida a 45º C
Bastão
Balança
Lâmina e lamínula
Lugol
É um método seletivo para
pesquisa de larvas e não
específico, pois podemos
encontrar cistos e ovos de
outros parasitos. 
Esta técnica é baseada no
hidrotermotropismo positivo
das larvas pela ação da
gravidade. 
PARA QUE SERVE ?
P Á G I N A 1 7 | T É C N I C A D E B A E R M A N N - M O R A E S
 TÉCNICA :
Separar de 8 a 10 gramas de amostra
fecal e depositar sobre gaze que está no
funil de vidro.
Obliterar o tubo de borracha com uma
pinça de Mohr. Adicionar, ao funil, água
aquecida (45°C) em quantidade
suficiente para entrar em contato com as
fezes. 
1º Passo :
3º Passo :
2º Passo :
4º Passo :
5º Passo:
Deixar em repouso por 1 hora. 
 Após, colher 5 a 7 mL da água, em
um tubo de centrífuga, abrindo-se a
pinça.
Centrifugar a 1.000 RPM por 1
minuto. 
6º Passo:
Colher o sedimento no fundo do tubo
sem desprezar o líquido
sobrenadante. Acrescentar uma gota
de lugol, cobrir com lamínula.
Observar no microscópio em objetiva
de 10x.
P Á G I N A 1 8 | T É C N I C A D E B A E R M A N N - M O R A E S
TÉCNICA DE RUGAI
RUGAI, MATTOS e BRISOLA (1954)
MATERIAIS UTILIZADOS :
Cálice parasitológico 
Pipeta 
Gaze
Água aquecida a 45º C
Lâmina e lamínula
Lugol
Esta técnica fundamenta-se
no hidrotermotropismo
positivo das larvas de
helmintos.
PARA QUE SERVE ?
P Á G I N A 1 9 | T É C N I C A D E R U G A I
TÉCNICA :
Retirar a tampa do recipiente que
acondiciona as fezes e envolvê-la em
uma gaze, fazendo uma pequena
"trouxa". 
Colocar o material assim preparado,
com a abertura voltada para baixo, num
cálice parasitológico, contendo água
aquecida (45ºC), em quantidade
suficiente para entrar em contato com as
fezes.
1º Passo : 3º Passo :
2º Passo :
4º Passo :
5º Passo:
Deixar em repouso por 1 hora. 
Após o tempo, colher o sedimento no
fundo do cálice, com o auxílio de
uma pipeta. 
Acrescentar uma gota de lugol,
cobrir com lamínula. Observar ao
microscópio em objetiva de 10x.
P Á G I N A 2 0 | T É C N I C A D E R U G A I
 
TÉCNICA DE KATO-KATZ
KATZ, CHAVES e PELLEGRINO (1972)
MATERIAIS UTILIZADOS :
Papel celofane embebido em
verde malaquita
Pinça
Espátula 
Tela para peneirar
Placa com orifício (6mm de
diâmetro)
Lâmina
Permite diagnosticar e
quantificar a carga parasitária 
pelo cálculo de ovos por grama
de fezes (OPG). 
PARA QUE SERVE ?
P Á G I N A 2 1 | T É C N I C A D E K A T O - K A T Z
 TÉCNICA :
Preparar uma solução de verde malaquita
Essa solução tem a finalidade de conservar
as fezes e clarificar as formas parasitárias:
Glicerina - 100mL 
Água destilada - 100mL
Verde-malaquita a 3% - 1mL
Embeber as lamínulas de papel celofane
na solução aquosa de verde de malaquita
por pelo menos 24 horas.
Colocar, sobre tela, uma porção da
amostra de fezes e com o auxílio da
espátula e peneirar. 
1º Passo : 3º Passo :
2º Passo :
4º Passo :
5º Passo:
Retirar as fezes que passaram através
da tela e transferi-las para a placa com
o orifício, colocado sobre uma lâmina de
microscopia.
Após encher o orifício, retirar o cartão,
cuidadosamente, deixando as fezes sobre
a lâmina de vidro.
Sobrepor a lamínulade celofane com
verde malaquita nas fezes e inverter a
preparação realizando pressão com o
polegar sobre a lâmina até obter uma
uniformidade do material. Deixar em
repouso por cerca de 60 minutos a
temperatura ambiente.
Cálculo da Técnica:
Contar todos os ovos encontrados e
multiplicar o total por 24, resultando em
ovos/grama de fezes. 
P Á G I N A 2 2 | T É C N I C A D E K A T O - K A T Z
 
MATERIAIS UTILIZADOS :
Lâmina
Lâmina extensora
Tubo de microhematócrito
Corante (Panótico ou Giemsa)
Fixador
TÉCNICA DE ESFREGAÇO
SANGUÍNEO
Esta técnica utiliza sangue com
intuito de visualizar hemoparasitos.
PARA QUE SERVE ?
P Á G I N A 2 3 | T É C N I C A D E E S F R E G A Ç O S A N G U Í N E O
TÉCNICA :
Depositar uma gota de sangue coletada
sobre a lâmina, apoiar a extensora com
inclinação de 45°. Aguardar que o
sangue se espalhe pela extremidade da
extensora e distenda o sangue sobre a
lâmina para que o esfregaço fique
uniforme, fino e com franja. Secar a
lâmina imediatamente agitando no ar e
identificar.
Fixar a lâmina com álcool etílico
absoluto ou álcool metílico por 5 minutos
e secar agitando a lâmina ou no ar em
repouso.
1º Passo : 3º Passo :
2º Passo :
Caso a coloração seja realiza com
GIEMSA, é necessário emergir a lâmina
fixada na solução GIEMSA por 30
minutos. Posteriomente lavar a lâmina
em água corrente para retirar o
corante precipitado e deixar secar ao
ar. 
Caso a coloração seja realiza com o kit
panótico, deve-se inserir a lâmina no
fixador (reagente 1), posteriormente nos
corantes (reagente 2 e 3), sempre por 1
minuto, e escorrer o excesso no papel
toalha. Posteriormente, lavar em água
corrente e deixar secar.
4 º Passo:
Visualizar a lâmina em microscópio
óptico na objetiva de 40x e 100x , neste
caso usando óleo de imersão.
P Á G I N A 2 4 | T É C N I C A D E E S F R E G A Ç O S A N G U Í N E O
 MONTAGEM PROVISÓRIA DE LÂMINAS
P Á G I N A 2 5 | M O N T A G E M P R O V I S Ó R I A 
A montagem provisória de lâminas consiste colocar o parasito entre lâminas
utilizando uma solução clareadora (lactofenol ou ácido acético) e aguardar e 
 realizar a visualização em microscópio. 
Para proglotes ou parasitos maiores, como alternativa, pode-se colocar a
proglote em placa de petri com a solução e deixar em repouso por 15 - 20
minutos. Transferir a proglote em lâmina e cobrir com outra lâmina e pressionar.
Examinar. 
TÉCNICA:
MATERIAIS UTILIZADOS :
Solução clareadora (lactofenol
ou ácido acético)
Placa de petri
Pincel
Lâmina e lamínula
 
FIXAÇÃO E CONSERVAÇÃO DOS PARASITOS
Após o período de fixação os
parasitos (platelmintos) são retirados
das lâminas e mantidos na solução
conservadora, podendo ser o próprio
formol ou álcool 70%.
 
Conservação
TÉCNICA DE MONTAGEM DE
LÂMINAS
A montagem pode ser provisória, quando se
usa apenas uma solução clareadora, e
montagem permanente, podendo a lâmina
ser guardada como material didático.
Esta técnica permite a visualização das
características morfológicas dos parasitos. 
PRA QUE SERVE?
Ectoparasitos devem ser recolhidos
diretamente do hospedeiro e
colocados em álcool 70%; 
Nematoides são fixados a quente
(60 – 70 ºC) preferencialmente
utilizando o formol a 10%;
Platelmintos devem ser sempre
fixados comprimidos no sentido
dorso ventral, entre lâminas mantidas
úmidas amarrando-as com barbante
ou elástico;
Trematódeos e os cestóides de
pequeno porte deverão ser
mergulhados na solução fixadora,
preferencialmente, formol a 10% por
aproximadamente 24 horas.
 
Fixação
P Á G I N A 2 6 | T É C N I C A D E M O N T A G E M D E L Â M I N A S
 
MATERIAIS UTILIZADOS :
Solução clareadora - Ácido acético (helmintos) - Hidróxido de
potássio (ectoparasitos);
Corante em caso de platelmintos e acantocéfalos (Carmim
clorídrico, carmim acético, hematoxilina e fucsina);
Álcool (70%), (80%), (90%) e álcool absoluto;
Creosoto
Bálsamo do Canadá
Placa de petri
Pincel
Lâmina e lamínula
MONTAGEM PERMANENTE DE LÂMINAS
P Á G I N A 2 7 | T É C N I C A D E M O N T A G E M D E L Â M I N A S
 
 
1° Passo: Clarificação
Utilizando um pincel, inserir o parasito na
solução clareadora (ácido acético para
helmintos e hidróxido de potássio a 10% para
ectoparasitos). O tempo é variável,
dependendo do tamanho do parasito.
2° Passo: Coloração
Utilizando um pincel, inserir o parasito na
solução de coloração por 10 a 15 minutos
(podendo variar de acordo com a
concentração do corante: carmim clorídrico
ou carmim acético). Esta etapa realizada
somente com platelmintos.
3° Passo: Desidratação
Inserir os parasitos em placas de sequência de
álcoois, ficando por 10 minutos em cada
álcool, na seguinte ordem: álcool (70%), (80%),
(90%) e álcool absoluto. Caso o material tenha
sido corado, passar em água antes da
desidratação para retirar excesso de corante.
 
4° Passo: Diafanização
Imergir os parasitos em uma solução de
Creosoto, sendo esta etapa realizada
obrigatoriamente em capela de
exaustão. O tempo de minutos a dias,
conforme o tamanho do parasito.
5° Passo: Montagem da Lâmina
Colocar uma gota de bálsamo do
Canadá na lâmina sobrepondo a
lamínula. Ajustar o parasito de forma que
a posição permita a visualização dos
caracteres morfológicos.
MONTAGEM PERMANENTE DE LÂMINAS
TÉCNICA:
P Á G I N A 2 8 | T É C N I C A D E M O N T A G E M D E L Â M I N A S
ILUSTRAÇÕES
P Á G I N A 2 9 | I L U S T R A Ç Õ E S
 
Exemplares de parasitos observados através das técnicas laboratoriais.
 
(A e B) Ovos de nematoides da ordem Strongylida
(C) Oocistos não esporulados de coccídios
(D) Ovo de Moniezia sp. 
(E e F) Ovos de tricurídeos (seta)
(G e H) Ovos de ascarídeos
(I) Ovo de oxiurídeo.
OVOS/OOCISTOS ENCONTRADOS NOS EXAMES COPROPARASITOLÓGICOS 
Fonte: Candido et al., 2020.
 
ILUSTRAÇÕES
Exemplares de parasitos observados através das técnicas laboratoriais. 
(A) larva de Haemonchus spp. – objetiva de 10X 
(B) larva de nematoides - objetiva de 4x.
(C) Larvas de terceiro estádio de nematoides gastrintestinais de ruminantes – objetiva
de 4x. 
LARVAS ENCONTRADAS EM COPROCULTURA
A B
C
P Á G I N A 3 0 | I L U S T R A Ç Õ E S
P Á G I N A 3 1 | I L U S T R A Ç Õ E S 
 
ILUSTRAÇÕES
Exemplares de parasitos observados através das técnicas laboratoriais. 
(A) Microfilaria em esfregaço sanguíneo – objetiva de 100X 
(B) Merozoito de Babesia sp. intraeritrocitário em esfregaço sanguíneo – objetiva de
40X. 
(C) Parasitos adultos recuperados em necrópsia para uso em montagem de lâminas. 
(D) Trematódeo observado a partir da técnica de montagem de lâminas permanente –
objetiva de 10x.
PARASITOS OBSERVADOS EM ESFREGAÇO SANGUINEO E EM MONTAGEM 
 DE LÂMINAS
 BIBLIOGRAFIA
CANDIDO, M. J. dos S.; MARIN, J. F. V.; SILVA, Y. H da.; MARTINS, I. V. F. Principais parasitoses
gastrointestinais diagnosticadas em animais domésticos atendidos no hospital veterinário da UFES. In:
XXIV Encontro Latino Americano de Iniciação Científica, XX Encontro Latino Americano de Pós-
Graduação, III Congresso de Pesquisa Aplicada e Tecnologia, XIV Encontro Latino Americano de Iniciação
Científica Júnior da Univap e X Encontro de Iniciação à Docência, Anais... São José dos Campos: 2020. 6
p.
DE CARLI, G. A. Parasitologia clínica: seleção de métodos e técnicas de laboratório para
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