artigo 1 OCORRÊNCIA DE AERÓBIOS MESÓFILOS, COLIFORMES E Salmonella sp., EM OVOS COMERCIAIS HIGIENIZADOS POR DIFERENTES MÉTODOS

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INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA 
DO TRIÂNGULO MINEIRO – Campus Uberaba 
MESTRADO PROFISSIONAL EM CIÊNCIA E TECNOLOGIA DE 
ALIMENTOS 
 
 
 
JOÃO PAIXÃO DOS SANTOS NETO 
 
 
 
 
 
 
OCORRÊNCIA DE AERÓBIOS MESÓFILOS, COLIFORMES E 
Salmonella sp., EM OVOS COMERCIAIS HIGIENIZADOS POR 
DIFERENTES MÉTODOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
UBERABA, MG 
2016
 
 
 
JOÃO PAIXÃO DOS SANTOS NETO 
 
 
 
OCORRÊNCIA DE AERÓBIOS MESÓFILOS, COLIFORMES E 
Salmonella sp., EM OVOS COMERCIAIS HIGIENIZADOS POR 
DIFERENTES MÉTODOS 
 
 
 
 
 
 
Dissertação apresentada ao 
Programa de Pós-graduação em 
Ciência e Tecnologia de Alimentos, 
do Instituto Federal de Educação, 
Ciência e Tecnologia do Triângulo 
Mineiro, como requisito para 
conclusão e obtenção do Título de 
Mestre em Ciência e Tecnologia de 
Alimentos. 
 
Orientadora: 
Profa. Dra. Carolina Rodrigues da 
Fonseca 
 
Co-Orientadora: 
Profa. Dra. Elaine Donata Ciabotti 
 
 
 
 
 
 
UBERABA, MG 
2016 
 
 
 
JOÃO PAIXÃO DOS SANTOS NETO 
 
 
OCORRÊNCIA DE AERÓBIOS MESÓFILOS, COLIFORMES E 
Salmonella sp., EM OVOS COMERCIAIS HIGIENIZADOS POR 
DIFERENTES MÉTODOS 
 
 
Dissertação apresentada ao 
Programa de Pós-graduação em 
Ciência e Tecnologia de Alimentos, 
do Instituto Federal de Educação, 
Ciência e Tecnologia do Triângulo 
Mineiro, como requisito para 
conclusão e obtenção do Título de 
Mestre em Ciência e Tecnologia de 
Alimentos. 
 
 
Aprovada em 24 de Setembro de 2016 
 
Banca Examinadora 
 
_________________________________________________________________ 
Profa. Dra. Carolina Rodrigues da Fonseca (Orientadora) – IFTM, Campus Uberaba 
 
_________________________________________________________________ 
Profa. Dra. Fernanda Barbosa Borges Jardim – IFTM, campus Uberaba 
 
_________________________________________________________________ 
Profa. Dra. Mônica Hitomi Okura – Universidade Federal do Triângulo Mineiro 
 
UBERABA, MG 
2016 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dedico este trabalho a minha rainha 
(mãe), Luzenir Paixão dos Santos, pois 
todo sonho que se sonha 
junto é realidade. 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMENTOS 
 
Agradeço a Deus, pelo dom da vida. 
 
A minha avó do coração Geruza (In memoriam), saudades eternas. 
 
A minha família, em especial minha mainha Luzenir, minhas irmãs Jackelliny e 
Joanny, meus sobrinhos Maria Ryta e Cicero Hiago. 
 
Ao Instituto Federal do Triângulo Mineiro, campus Uberaba, por proporcionar a 
oportunidade de ingressar no mestrado e desenvolvimento do projeto de pesquisa. 
 
A orientadora Dr.ª Carolina Fonseca, pela orientação e por compartilhar seus 
conhecimentos de vida e ciência. 
 
A co-orientadora Dra. Elaine Ciabotti pelos incentivos e pelas contribuições 
estatísticas. 
 
A Dra. Mônica Okura pela disponibilidade de participar da banca e por ceder o seu 
laboratório. 
 
Aos componentes da banca de qualificação, Dra. Fernanda Jardim e Dr. Gabriel 
Nascentes por todas as correções e sugestões importantes para o andamento deste 
trabalho. 
 
Aos meus colegas da turma de mestrado (2014), em especial três pessoas que se 
tornaram minhas amigas a ‘best friend’ M.ª Cindy, a minha ‘preta’ Suelen e a 
‘parceira’ Cristielle. 
 
A técnica Cintia Oliveira por ter me ajudado na condução do experimento, sem você 
não teria conseguido. 
 
 
 
Aos meus amigos de longas datas Edjamir Silva e Tarcísio Rodrigues, mesmo 
distantes sempre estamos juntos. 
 
A Tia Lúcia Mendonça, minha professora e amiga por quem tenho enorme carinho, a 
qual foi a primeira pessoa que me ajudou a seguir este objetivo. 
 
A mainha do coração Márcia Carvalho pelos primeiros ensinamentos em suas aulas de 
reforço e carinho. 
 
A Raphaela Viana pelos incentivos e por me ceder a estadia durante a realização do 
experimento, me senti em casa. 
 
A tantas outras pessoas que direta ou indiretamente me ajudaram a realizar este 
objetivo. 
Meu muito obrigado! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESUMO 
 
Ocorrência de aeróbios mesófilos, coliformes e Salmonella sp., em ovos 
comerciais higienizados por diferentes métodos. 
 
A finalidade deste estudo foi analisar a ocorrência de micro-organismos em ovos in 
natura comerciais higienizados por diferentes procedimentos. Os ovos coletados da 
granja foram selecionados de forma aleatória e submetidos à simulação dos 
procedimentos de lavagem e higienização industrial com cloro e ácido peracético em 
diferentes concentrações. Foram avaliadas as populações na casca e conteúdo interno de 
mesófilos aeróbios, do grupo dos coliformes, além da pesquisa de Salmonela sp. 
segundo Silva et al. (2010) afim de avaliar a eficácia da sanitização na qualidade 
microbiológica. Em todas as amostras estudadas foi verificado contagem total de 
mesófilos aeróbios de até 2,4 x 102 UFC g-1, para o grupo dos coliformes totais foi 
encontrado até >110 NMP g-1 e para coliformes termotolerantes até 24 NMP g-1. Em 
uma amostra proveniente da higienização com sanitizante a base de cloro (5,5%) foi 
observada a presença de Salmonella sp. Concluiu-se que para o procedimento de 
higienização faz-se necessária uma pré-seleção visual dos ovos, com intuito de retirar da 
linha de higienização os que apresentarem alguma sujidade, otimizando a ação do 
sanitizante, e que a água e cloro 100 ppm foram mais eficazes para a redução de micro-
organismos. 
 
Palavras-chave: avicultura, micro-organismos, limpeza, sanitização, cloro, ácido 
peracético. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ABSTRACT 
 
Occurrence of aerobic mesophilic, coliforms and Salmonella sp. in 
commercial eggs sanitized by different methods. 
 
The purpose this study was analyze the occurrence of microorganisms in in natura 
commercial eggs sanitized by different cleaning procedures. The eggs collected from 
factory-farm egg were random shape selected and submitted to simulation process of 
washing and sanitizing procedures with industrial chlorine and peracetic acid in 
different concentrations. Mesophilic aerobic and the coliform group populations were 
evaluated, in addition to research of Salmonella sp. according Silva et al. (2010) in 
order to evaluate the sanitization effect on microbiological quality of eggs. In all 
samples was verified total count of aerobic mesophilic of up to 2.4 x 102 CFU g-1, and 
the result for the group of total coliforms was found to > 110 MPN g-1 for termotolerant 
coliforms populations rechead up 24 MPN g -1. In a sample (5.5%) that was sanitized 
with chlorine at 50 ppm, it was observed presence of Salmonella sp. It was concluded 
that it is helpful and necessary a visual pre-selection of eggs before the sanitization 
procedure, in order to remove the dirt eggs from the line production, optimizing the 
action to sanitizer and that just cleaning the eggs with water or using 100 ppm of 
chlorine were efficient to improve the reduction of micro-organisms populations. 
 
Keywords: aviculture, micro-organisms, cleaning, sanitization, chlorine, peracetic acid. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
1. INTRODUÇÃO .......................................................................................................... 10 
2. REVISÃO DE LITERATURA ..................................................................................12 
2.1 Avicultura de postura, estrutura e formação do ovo ................................................. 12 
2.2 Contaminação microbiológica de ovos..................................................................... 15 
2.3 Efeitos da higienização na qualidade microbiológica de ovos ................................. 16 
2.4 Os métodos de sanitização de ovos comerciais ........................................................ 18 
2.4.1 Aplicação do Cloro ................................................................................................ 18 
2.4.2 Aplicação do Ácido peracético .............................................................................. 19 
2.5 Contaminação por Salmonella sp. e Escherichia coli em ovos comerciais.............. 20 
3. METODOLOGIA ....................................................................................................... 25 
3.1 Local e coleta das amostras ...................................................................................... 25 
3.2 Procedimentos de lavagem e higienização dos ovos ................................................ 26 
3.3 Análise microbiológica da casca e do conteúdo interno dos ovos ........................... 26 
3.4 Análise de mesófilos aeróbios .................................................................................. 27 
3.5 Análise de coliformes totais e termotolerantes ......................................................... 27 
3.6 Análise de Salmonella sp. ......................................................................................... 28 
3.7 Análise estatística ..................................................................................................... 29 
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................... 30 
4.1 MICROBIOLOGIA DAS CASCAS ........................................................................ 30 
4.1.1 Contagem de Mesófilos Aeróbios ......................................................................... 30 
4.1.2 Contagem de Coliformes Totais e Termotolerantes .............................................. 33 
4.1.3 Ocorrência de Salmonella sp. ................................................................................ 37 
4.2 MICROBIOLOGIA DO CONTEÚDO INTERNO ................................................. 41 
5. CONCLUSÃO ............................................................................................................ 43 
6. REFERÊNCIAS ......................................................................................................... 44 
10 
 
 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
A avicultura de postura tem apresentado um crescimento significativo nos últimos 
anos, tendo a produção brasileira de ovos um aumento de 6,1% em 2015, em relação ao 
ano de 2014, e resultou em 39,5 milhões de unidades, sendo o estado de São Paulo 
responsável por 33,24% da produção brasileira, seguido do estado de Minas Gerais com 
11,5%. O consumo doméstico chegou a 191,7 unidades per capita (ASSOCIAÇÃO 
BRASILEIRA DE PROTEÍNA ANIMAL – ABPA, 2016). 
O ovo comercial é o resultado de uma eficiente transformação biológica realizada 
pela galinha. Sua estrutura básica é composta por casca, gema e clara e apresenta 
constituintes que atuam como barreiras físicas e químicas, preservando a qualidade e 
evitando a contaminação por patógenos. Especialmente a casca, membranas interna e 
externas e enzimas com propriedades antimicrobianas as quais atuam como barreira 
protetora. 
Os dados epidemiológicos divulgados pelas mídias, que referem a casos de toxi-
infecções alimentares causados por ovos, tem como principais agentes etiológicos as 
salmonelas e os coliformes. 
A maior frequência de contaminação em ovos comercializados em locais de 
vendas relaciona-se ao sistema de produção das aves, muitas vezes, sem a atenção 
necessária aos aspectos higiênico-sanitários do ambiente; contato de ovos com as fezes 
pela passagem na cloaca no momento da postura ou no ninho; tempo de permanência no 
ninho; armazenamento em locais impróprios e por tempo indeterminado e a 
manipulação inadequada (ANDRADE et al., 2004). 
O processo de higienização dos ovos gera grande polêmica quando se reporta a 
qualidade de ovos. Todavia, este procedimento influencia positivamente na aceitação do 
produto pelo consumidor, uma vez que melhora a aparência para comercialização, por 
questão de aspecto visual (LLOBET; PONTES; GONZALEZ, 1989), além de diminuir 
a probabilidade de contaminação e a ameaça à segurança alimentar (LAUDANNA, 
1995; ALMEIDA, 2013). 
Os procedimentos de higienização de ovos, comumente, utilizam como agentes 
químicos o ácido peracético e cloro, este último devido sua facilidade na aplicação, 
11 
 
 
 
custo e por apresentar rápida ação biocida sobre micro-organismos, sendo assim 
bastante usado na indústria de alimentos. 
O objetivo deste estudo foi analisar a ocorrência de mesófilos aeróbios, coliformes 
totais e termotolerantes e Salmonella sp. em ovos comerciais, tanto na casca como no 
conteúdo interior, lavados com água e/ou higienizados com cloro e ácido peracético em 
diferentes concentrações. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
12 
 
 
 
2. REVISÃO DE LITERATURA 
 
2.1 Avicultura de postura, estrutura e formação do ovo 
 
A criação e o manejo de poedeiras comerciais apresentam algumas diferenças em 
relação aos frangos de corte. De uma maneira geral, as aves são criadas em gaiolas de 
produção, sendo separadas em fase de cria, recria e postura. O ponto mais importante da 
produção do ovo é a sua qualidade, no entanto, isso envolve desde a compra da pintinha 
até a venda do ovo (LANA, 2000). 
Há granjas onde estas aves são alojadas na fase de pintinhas em piso dos galpões e 
somente depois, quando atingem a fase de postura (cerca de 17 semanas), são alojadas 
em gaiolas de postura. Na fase de produção, geralmente elas permanecem de 87 até 100 
semanas pondo ovos, podendo chegar a 120 semanas. Os galpões, geralmente, são 
abertos, telados, com as baterias de gaiolas em seu interior. Nas gaiolas, é fornecida 
água ad libitum (à vontade) e ração sobre sistema GAD (Gramas de ração por Aves ao 
Dia), de acordo com a recomendação da linhagem. As aves são submetidas a um 
fotoperíodo gradual geralmente iniciando com 14 horas e terminando com 17 horas de 
luz por dia. Cada ave põe um ovo por dia e, ao final da vida, uma boa ave de postura 
deve ter posto em média 280 ovos por ano durante a fase produtiva. Os ovos são 
depositados sobre uma canaleta pela ação da gravidade, assim coletados e armazenados 
em uma sala de estocagem com temperatura e umidade controladas. Algumas granjas 
adotam o processo de limpeza e sanitização de ovos, principalmente os sujos de fezes 
(LANA, 2000). 
O ovo é uma estrutura complexa que possui três partes principais: a gema, a clara 
e a casca. Outras partes do ovo encontram-se em menor proporção, o blastodisco, a 
chalaza, a câmara de ar, a cutícula e as membranas da casca (Figura 1). A coloração da 
casca dos ovos varia do branco ao marrom escuro, sendo uma característica genética, 
determinada pela linhagem da ave. É importante ressaltar que, do ponto de vista 
nutricional, não há diferenças entre os ovos com coloração das cascas branca e vermelha 
(ROSE, 1997; BENITES; FURTADO; SEIBEL, 2005). 
O processo biológico de formação do ovo ocorre no sistema genital reprodutivo 
da galinha que constitui desde o ovário até a cloaca, dividido em cinco regiões, 
infundíbulo, magno, istmo, útero e vagina (FURLAN, 2009, SESTI; ITO, 2009). 
13 
 
 
 
 
Figura 1. Anatomiade um ovo 
Fonte: Horst (2007). 
 
A formação do ovo tem início após a ovulação, e na região do infundíbulo, onde a 
gema (ou oócito) é captada. Em seguida, o ovo em formação passa para a região do 
magno, onde é depositada a maior porção da proteína do ovo, a clara; e onde há a 
formação das chalazas, isto é mucinas retorcidas que mantém a gema no centro do ovo. 
Em continuação, ele chega a região do istmo, onde ocorrerá a formação das membranas 
interna e externa da casca. Estas membranas estão intimamente ligadas, exceto onde 
existe a formação de uma câmara de ar (BURKE, 1996; SESTI; ITO, 2009). 
Após, o ovo em formação chega no útero ou na glândula da casca, onde é 
adicionada a parte fluida da clara, formada basicamente de água, sais minerais e 
vitaminas, os quais passam através das membranas por osmose. Ainda no útero ocorre a 
formação da casca, composta basicamente pela deposição de carbonato de cálcio (98%) 
e por uma menor parte de matriz orgânica (2%). No processo de calcificação da casca os 
íons cálcio são retirados da corrente sanguínea (BURKE, 1996; SESTI; ITO, 2009). 
A casca é essencial para manter a integridade dos componentes dos ovos, podendo 
ser considerada a embalagem natural do ovo, resistente, rígida e suporta o peso de uma 
ave adulta durante a incubação natural, em função de sua forma ovalada e arranjo 
radiado de cristais. É porosa, contém 7.000 a 17.000 poros por ovo, que possuem 0,5 a 
12,8 micra de diâmetro, para permitir a respiração do embrião e perda de umidade, 
sendo considerada a maior fonte de minerais para o desenvolvimento do embrião 
14 
 
 
 
(MORENG; AVENS, 1990). A casca constitui de 8 a 11% do peso do ovo e possui 94% 
de carbonato de cálcio (CaCO3), 1,4% de carbonato de magnésio (MgCO3), 3% de 
glicoproteínas, mucoproteínas, colágeno e mucopolissacarídeos (ORNELLAS, 2001). 
A casca é coberta por uma cutícula formada por uma camada proteica e 
hidrossolúvel que protege o ovo da penetração de micro-organismos, além de preservar 
a umidade interna do ovo, evitando a troca entre o interior e exterior (PROUDLOVE, 
1996; BURKE, 1996; BENITES; FURTADO; SEIBEL, 2005). 
O ovo possui duas membranas, sendo a interna mais fina, e a externa mais 
espessa, que se localiza próximo à casca. As duas membranas conferem resistência à 
casca evitando rompimento e também tem a função de impermeabilizar o conteúdo dos 
ovos contra a penetração de micro-organismos (MADRID; CENZANO; VICENTE, 
1996; RAMOS, 2008). 
A câmara de ar constitui num espaço entre a membrana interna e externa da casca, 
estando localizada na ponta mais larga do ovo, sendo formada logo após a oviposição. 
Com o esfriamento natural do ovo, ocorre uma contração do seu conteúdo, fazendo com 
que a membrana interna se separe da externa, proporcionando as trocas gasosas. A 
câmara de ar é importante na mensuração de qualidade interna do ovo. Em ovos frescos 
ela é quase inexistente. Todavia, aumenta o tempo de armazenagem do ovo, a câmara de 
ar aumenta e ocorre uma perda de umidade e gás carbônico pelos poros da casca e 
penetração do ar no ovo (LLOBET; PONTES; GONZALEZ, 1989). 
A clara constitui aproximadamente 56 a 61% do peso do ovo e contém 88% de 
água. Essa estrutura é praticamente isenta de lipídios e carboidratos (OLIVEIRA, 2006) 
e é uma importante fonte de riboflavina (0,2 a 0,5g 100g-1 de clara), e cerca de 3,5 g 100 
g-1 de proteína (CARBÓ, 1987). 
A gema constitui aproximadamente de 27 a 32% do peso do ovo e é composta por 
50% água, 34% de lipídeos, 16% de proteína e traços de glicose e sais minerais. Possui 
também lecitina, que é um lipídeo emulsificante (estabiliza misturas de água e óleo) 
(OLIVEIRA; SILVA, 2006), e contém aproximadamente a metade das proteínas 
presentes no ovo e é considerada de alto valor biológico, responsável por toda a 
vitamina A, D e E presente no ovo, e ainda contém fósforo, manganês, ferro, cobre, 
cálcio, zinco, fosfoproteínas ricas em aminoácidos essenciais, lipídios em forma de 
emulsão com grande proporção de ácidos graxos insaturados e colesterol (XAVIER et 
al., 2008). 
15 
 
 
 
2.2 Contaminação microbiológica de ovos 
 
Os ovos e produtos à base de ovos estão frequentemente envolvidos nos surtos de 
Doenças Transmitidas por Alimentos (DTAs). De acordo com o Sistema de Informação 
de Agravos de Notificação Nacional (SINAN, 2015), estes produtos foram associados a 
7,8% dos casos epidemiológicos entre os anos de 2000 a 2015, sendo o 3º maior grupo 
de alimentos relacionados às DTAs. 
As bactérias que produzem infecções sistêmicas, como por exemplo Escherichia 
coli e Salmonella sp., são introduzidas nas galinhas através do trato gastrointestinal. 
Estudos de Soncini e Bittencourt (2003) e Okamura et al. (2001a, b) propõem duas vias 
possíveis de contaminação de ovos: por transmissão vertical e transmissão horizontal 
(Figura 2). 
 
 
Figura 2. Mecanismo de contaminação de ovos. 
Fonte: PLUSVET (2014). 
 
Na transmissão horizontal os ovos podem ser contaminados por penetração 
através da casca de ovo no intestino colonizado, ou por fezes contaminadas durante, ou 
após a oviposição (MESSENS; GRIJSPEERDT; HERMAN, 2005; DE REU et al., 
2006). A segunda rota possível é por contaminação direta, também denominada 
transmissão vertical, da gema, clara, membranas, ou, casca de ovo antes de oviposição, 
e é originária da infecção de órgãos reprodutivos com Salmonella Enteritidis (KELLER 
16 
 
 
 
et al., 1995; MIYAMOTO et al., 1997; OKAMURA et al., 2001a, b). No entanto, 
Soncini e Bittencourt (2003) relatam que a transmissão transuterina ou transmissão 
vertical ocorre devido contaminação com E. coli. 
Embora alguns autores afirmem que a transmissão horizontal é a mais importante 
forma de contaminar os ovos (BARROW; LOVELL, 1991; BICHLER et al., 1996), a 
maioria dos autores afirmam que a transmissão vertical é a rota mais importante 
(GAST; BEARD, 1990; MIYAMOTO et al., 1997; GUARD-PETTER, 2001), por estar 
em contato direto com o conteúdo interno dos ovos. E, que a preservação das barreiras 
naturais da casca serve para evitar a contaminação dos ovos, tendo em vista uma melhor 
eficiência produtiva das aves e a preservação da qualidade microbiológica dos seus 
produtos, sendo importante o aprofundamento no conhecimento dos diversos produtos 
de sanitização, objetivando a manutenção das características protetoras da casca (CAFÉ; 
GONZALES, 2003). 
 
2.3 Efeitos da higienização na qualidade microbiológica de ovos 
 
A higienização é a ação combinatória da limpeza e sanitização. A etapa de 
limpeza define-se como sendo a remoção das contaminações visíveis, tais como 
resíduos orgânicos e minerais presentes nas superfícies. A sanitização pode ser realizada 
por meios físicos e químicos e tem como objetivo reduzir ou eliminar completamente a 
presença de micro-organismos de importância higiênico-sanitária e patogênicos 
(ALMEIDA et al. 1995, EVANGELISTA, 2005). 
Os efeitos de lavagem e sanitização no processo de higienização da casca de ovo 
são muito discutidos em sua produção, apesar destes processos resultarem em melhor 
aparência para comercialização e influencia diretamente na aceitação do produto pelo 
consumidor (LLOBET; PONTES; GONZALEZ, 1989; ALMEIDA, 2013). 
Os primeiros estudos sobre a qualidade dos ovos armazenados mostraram que a 
etapa de lavagem dos ovos aumentou a probabilidade de deterioração e, por essa razão, 
a limpeza de ovos por lavagem já foi e é amplamente condenada em alguns países 
(European Food Safety Authority - EFSA, 2005). 
O conteúdo interno do ovo é um meio ideal para o crescimento de micro-
organismos potencialmente patogênicos para os seres humanos. Temsido observado 
que a microbiota da casca do ovo é dominada por bactérias Gram-positivas, enquanto 
17 
 
 
 
que as bactérias Gram-negativas são melhores estruturadas para superar as defesas 
antimicrobianas do conteúdo do ovo (DE REU et al., 2006). 
A casca de um ovo contém milhares de poros, grandes o suficiente para permitir a 
entrada de bactérias, e é revestida externamente por uma fina cutícula proteica, que a 
torna impermeável, e internamente por duas membranas subjacentes, as quais lhe 
fornecem resistência adicional à penetração por micro-organismos (GANTOIS et al., 
2009). 
De acordo com Laudanna (1995), existe desvantagem do procedimento de 
lavagem dos ovos, como a remoção da cutícula dos poros da casca, o que facilita a 
entrada de micro-organismos, resultando na deterioração e diminuição do período de 
estocagem, ou seja, de vida de prateleira, depreciando a qualidade e a segurança 
alimentar para o consumo. Entretanto, na tentativa de reduzir problemas decorrentes da 
contaminação por micro-organismos patogênicos e deteriorantes, os ovos são 
submetidos a processos como a lavagem da casca. 
No entanto, os defensores da lavagem dos ovos, apresentam que os riscos de 
contaminação aumentam com a comercialização de ovos sujos, com cascas defeituosas, 
sujas e rachadas, e apontam que há baixa incidência de toxi-infecções alimentares ligada 
a ovos lavados. Porém, enfocam que em estudos com ovos provenientes de locais onde 
há cadeia de frio, torna-se difícil avaliar a eficácia de lavagem (TOOD, 1996; 
HUTCHISON et al., 2003). 
Em estudo de Musgrove et al. (2008) acerca do efeito da lavagem sobre a 
incidência de micro-organismos em ovos, foi observada, após todo o processo de 
lavagem, a redução e até mesmo a eliminação de algumas bactérias presentes. 
Hutchison et al. (2003) e Jones et al. (2005) entenderam que a lavagem industrial 
e a sanitização são eficientes e tem efeito benéfico na conservação dos ovos, quando 
adotados corretamente os requisitos de temperatura e qualidade da água. De acordo 
com o United States Department of Agriculture – (USDA, 2001) recomenda-se a 
lavagem dos ovos com água abundante a 32ºC com uma margem de ± 12ºC. 
Nessa mesma perspectiva, Arrifano (2013) relata que a utilização de água limpa e 
morna contendo detergente e sanitizante com efeito germicida com uma rápida secagem 
dos ovos, ajuda no combate à invasão microbiana. 
 
18 
 
 
 
2.4 Os métodos de sanitização de ovos comerciais 
 
A Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA), através da Portaria n° 15, 
de 23 de Agosto de 1988, definiu sanitizantes ou desinfetantes como formulações que 
têm na sua composição substância microbicida que apresenta efeito letal sobre micro-
organismos não esporulados (BRASIL, 1988). 
A sanitização é o conjunto de medidas empregadas para impedir a entrada e 
crescimento de micro-organismos em um ambiente ou estrutura, tornando-os livres de 
agentes infecciosos, com o uso de substâncias sanitizantes ou outras formas físicas de 
sanitização (SPINOSA; GORNIAK; BERNARDI, 2006). As substâncias são usadas 
para destruir todas as formas vegetativas de micro-organismos em superfícies, mas esse 
processo não promove necessariamente a esterilização do material (PELCZAR et al., 
1990). Segundo Kondo (2006), a sanitização de ovos pode ser feita na forma seca 
(fumigação) ou úmida (aspersão ou imersão). 
Os sanitizantes são classificados em agentes de níveis alto, intermediário e baixo. 
A efetividade dos processos de sanitização é influenciada pela natureza do material a ser 
desinfetado, número e resistência dos organismos contaminantes, quantidade de 
material orgânico presente (que pode inativar o sanitizante), tipo e concentração, além 
da duração e temperatura de exposição. Os sanitizantes cloro e ácido peracético 
referem-se ao nível alto, sendo suas utilizações mais eficientes se for realizado uma 
limpeza prévia da superfície para remoção de material orgânico (MURRAY; 
ROSENTHAL; PFALLER, 2009). 
 
2.4.1 Aplicação do Cloro 
 
O cloro (Cl) e os compostos que possuem cloro são os sanitizantes mais 
comumente utilizados como agente bactericida em processamento de ovo, devido à sua 
disponibilidade, custo relativamente baixo e eficácia (CAO et al., 2009). O cloro puro 
(Cl2) dissocia-se quando adicionado na água e libera o ácido hipocloroso, conforme a 
reação (1). Atua combinando-se a radicais oxidáveis, principalmente – SH de enzimas 
(SPINOSA; GORNIAK; BERNARDI, 2006). 
 
Cl2 + H2O ⇌ HClO + H+ + Cl- (1) 
19 
 
 
 
 
Os hipocloritos são muito reativos, podendo ser empregados em baixa 
concentração, mostrando eficácia num amplo espectro, incluindo esporos e 
bacteriófagos, porém são instáveis ao armazenamento, corrosivos além de precipitarem 
em presença de ferro e serem inativados pela matéria orgânica (McDONNELL, 2009). 
Wang e Slavik (1998) estudaram ovos higienizados com hipoclorito de sódio e 
demonstraram que o sanitizante é eficiente na redução da multiplicação e penetração de 
Salmonella Enteritidis na casca dos ovos. 
O dióxido de cloro atua como agente oxidante forte, que na maioria das vezes 
reage por meio de mecanismo de transferência de elétrons agredindo a membrana 
celular, penetrando, desidratando, e por último, oxidando os componentes internos da 
célula microbiana sem, no entanto, gerar ação tóxica como a maioria dos compostos de 
cloro (McDONNELL, 2009). 
Os altos níveis de cloro podem ser maléficos para a qualidade do ovo (BIAŁKA et 
al., 2004) tornando-os não completamente aceitáveis devido a resíduos químicos, a 
eficácia limitada e impactos ambientais adversos, e segundo Jaculi (2009), recomenda-
se após a aplicação de compostos clorados a uma concentração acima de 200 ppm, um 
enxágue final com água potável para que o cloro residual não reaja com a matéria 
orgânica dos alimentos. 
Jaenisch, Kuchiishi e Coldebella (2010) avaliaram atividades antibacterianas in 
vitro utilizando hipoclorito de sódio a 1% e a 0,1% de cloro ativo em Escherichia coli, 
Salmonella Enteritidis e Staphylococcus aureus, na presença e ausência de matéria 
orgânica, sob duas diferentes temperaturas (10ºC e 30ºC), e tempo de contato de 20 
minutos, obtendo resultados eficazes frente às bactérias testadas. 
 
2.4.2 Aplicação do Ácido peracético 
 
O ácido peracético (APA) (CH3 – COOOH), também chamado de peróxido de 
ácido acético ou ácido peroxiacético é um princípio ativo de vários sanitizantes 
comerciais. Sua reação é obtida do ácido acético (2) ou anidrido acético com o peróxido 
de hidrogênio (SREBERNICH, 2007). 
 
CH3COOH + H2O2 ↔ CH3COOOH + H2O (2) 
20 
 
 
 
 
O APA é irritante para a pele e para as mucosas, havendo necessidade de cuidados 
especiais no manuseio do produto concentrado como roupas protetoras, luvas de 
policloreto de vinila e proteção ocular (CHEREGATTO, 2015). Sua eficácia é 
semelhante ou superior a do hipoclorito de sódio, e mais potente que o peróxido de 
hidrogênio, tendo uma rápida ação inclusive em baixas concentrações (0,0001% a 
0,2%). É efetivo na presença de material orgânico, possui baixa dependência de pH, e 
não apresenta efeito residual tóxico, atuando sobre um amplo espectro de micro-
organismos, bactérias, fungos, vírus, algas e esporos (BLOCK, 2001; SILVA et al., 
2008). 
O APA é considerado um excelente sanitizante pelo potencial inativador de 
bactérias Gram-positivas e negativas, pela sua capacidade de oxidação dos componentes 
gerandogrupos hidroxilas livres, sulfidrila e ligações dissulfeto que atacam lipídeos de 
membranas, DNA e proteínas, altera o equilíbrio químico-osmótico podendo causar o 
rompimento de sua parede celular (TOMAZELLI; SANTOS, 2000; RUTALA; 
WEBER, 2008), entretanto sua ação biocida é influenciada pela concentração, 
temperatura e tipo de micro-organismos (BLOCK, 2001). 
O uso do ácido peracético foi eficiente para a redução dos micro-organismos 
Staphylococcus aureus e Escherichia coli em superfície de aço inoxidável (KUNIGK; 
ALMEIDA, 2001). Uma desvantagem ou limitação do ácido peracético é que ele 
apresenta uma baixa estabilidade da solução de uso em temperatura ambiente (PETRUS 
et al., 2001). 
Jaenisch, Kuchiishi e Coldebella (2010) avaliaram atividades antibacterianas in 
vitro utilizando ácido peracético 2% em Escherichia coli, Salmonella Enteritidis e 
Staphylococcus aureus, na presença e ausência de matéria orgânica em ovos, sob duas 
diferentes temperaturas (10ºC e 30ºC), e tempo de contato de 20 minutos, demonstrando 
que na ausência de matéria orgânica, reduziu a zero a contagem de UFC frente à S. 
Enteritidis, sendo igualmente efetivo, independente da matéria orgânica, frente a S. 
aureus e E. coli, revelando-se uma opção válida para sanitização na avicultura. 
 
2.5 Contaminação por Salmonella sp. e Escherichia coli em ovos comerciais 
 
21 
 
 
 
Estudos relatam que a contaminação de ovos ocorre de forma natural. Ovos são 
apontados como principal alimento responsável pela salmonelose em seres humanos 
(PINTO; SILVA, 2009). Os principais patógenos associados à contaminação do ovo são 
Salmonella thyphimurium, Salmonella Enteritidis, Salmonella Pullorum e Escherichia 
coli enteropatogênica (STRINGHINI et al., 2009). 
Salmonella sp. e Escherichia coli presentes na superfície da casca de ovos podem 
penetrar no seu interior, dependendo da qualidade da casca, condições de tempo, 
temperatura e estocagem (HUMPHREY, 1990; PADRON, 1990; CLAY; BOARD, 
1991; HUMPHREY et al., 1991; SCHOENI et al., 1995; JORDAN; PATTISON, 1998; 
FERREIRA; KNÖBL, 2000). 
A Salmonella sp. presente nas fezes da ave pode penetrar no ovo antes do 
estabelecimento da barreira cuticular proteica da sua superfície, a qual é considerada a 
primeira barreira de prevenção contra a invasão bacteriana. Assim, o agente localizado 
na vagina se adere à casca, ultrapassando-a e contaminando o conteúdo interno do ovo 
(MIYAMOTO et al., 1997). 
A salmonelose é uma doença causada pela bactéria da família Enterobacteriaceae, 
do gênero Salmonella, que são bastonetes gram-negativos, móveis, flagelados e não 
fermentadores de lactose e sacarose. São anaeróbios facultativos, catalase positivos, 
produzem ácido sulfídrico e reduzem nitrito a nitrato, com crescimento ótimo a 35 a 37 
ºC e pH 6,5 a 7,5. Podem sobreviver ao congelamento e à desidratação por longos 
períodos na matéria orgânica (VASCONCELLOS; HAMATY; NASCIMENTO, 2014). 
Há cerca de 2.500 sorotipos de Salmonella identificados, mas as de sorotipo de 
Salmonella Enteritidis tem sido associadas a mais de 20% dos surtos alimentares 
(Centers for Disease Control and Prevention - CDC, 2011). É uma doença de grande 
importância para o homem e, portanto, para a saúde pública, pois é uma zoonose que se 
caracteriza por uma toxi-infecção de origem alimentar, geralmente decorrente de má 
higiene e pelo contato com animais portadores assintomáticos ou doentes, que eliminam 
o agente da salmonelose através de suas fezes, podendo contaminar alimentos de origem 
animal e também vegetal. S. Typhimurium é o principal sorotipo de salmonela 
encontrado em alimentos, seguido pela S. Enteritidis, que tem se envolvido com 
infecções transmitidas a partir de ovos crus e derivados (VASCONCELLOS; 
HAMATY; NASCIMENTO, 2014). 
22 
 
 
 
Escherichia coli é uma bactéria pertencente à família Enterobacteriaceae, é um 
bastonete curto, com coloração Gram negativa, não esporulado, cujo tamanho varia de 
1,1 a 1,5 μm por 2-6 μm. Em sua maioria, são móveis, devido à existência de flagelos 
peritríqueos. Em meios nutrientes sólidos, as colônias apresentam cerca de 1 a 3 mm de 
diâmetro podendo apresentar duas formas, lisa e rugosa, mas podem existir colônias 
com características intermediárias e mucoides. Colônias lisas são convexas e brilhantes, 
possuem bordas regulares, enquanto colônias rugosas apresentam um aspecto e 
aparência grosseira, contornos irregulares (EDWARDS; EWING’S, 1986; FERREIRA; 
KNÖBL, 2009). Essa bactéria possui metabolismo respiratório e fermentativo, pois é 
anaeróbio facultativo. A sua temperatura ideal de multiplicação é 37ºC, porém consegue 
multiplicar em temperaturas de 18 a 44ºC. Nas provas bioquímicas é positiva para 
vermelho de metila (VM) e produção de indol, enquanto para as provas de catalase, 
oxidase, utilização do citrato e Voger Proskauer (VP) é negativa. Não é capaz de utilizar 
a ureia como única fonte de nitrogênio, descarboxila os aminoácidos arginina, lisina e 
ornitina e possui como principal característica fermentar lactose e glicose produzindo 
ácido e gás (EDWARDS; EWING’S 1986). 
De acordo com o Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, para a 
produção de ovos destinados à industrialização devem ser previamente observados os 
requisitos estabelecidos pelo Serviço de Inspeção Federal para o procedimento 
mencionado (BRASIL, 1990). A RDC (Resolução da Diretoria Colegiada) nº 12, de 12 
de janeiro de 2001 da Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA), a qual 
estabelece padrões microbiológicos para fins de registro e fiscalização de produtos 
alimentícios, a Salmonella spp. deve ser ausente em 25g de ovo cru (BRASIL, 2001). 
Franco e Landgraf (2008) afirmam que a pesquisa de E. coli fornece, com maior 
segurança, informações sobre as condições higiênico sanitárias de um produto, sendo a 
melhor indicação da eventual presença de enteropatógenos. Os processos de produção 
de ovos livres de Salmonella spp. e Escherichia coli deve priorizar a higienização após 
a postura e refrigeração pois, são pontos críticos de controle para redução dos surtos de 
intoxicação humana de origem alimentar (MEDEIROS et al., 2011). 
A contaminação de ovos, seja na casca ou no conteúdo (gema e/ou clara), é o 
principal fator de qualidade que deve ser rigorosamente inspecionado na tentativa de 
garantir segurança do consumidor, já que relatos mostram alta incidência de 
23 
 
 
 
contaminação de ovos no mercado por Salmonella (ANDRADE et al., 2004; SILVA 
JÚNIOR, 2014). 
Vaniel et al. (2013) detectaram Salmonella sp. em 4,17% (3/72) das amostras de 
ovos analisadas, sendo duas amostras provenientes de supermercado e uma proveniente 
de feira livre de Pelotas, RS. De acordo com a porção do ovo analisada, duas amostras 
continham a bactéria na gema e uma amostra apresentou Salmonella sp. na casca. 
Corroborando com isto, Oliveira e Silva (2000) detectaram contaminação por 
Salmonella Enteritidis no conteúdo interno (3,2%) e na casca (9,6%) de ovos destinados 
ao consumo humano no estado de São Paulo. No entanto, Baú, Carvalhal e Aleixo 
(2001), ao avaliarem 94 amostras de cascas e gemas de ovos, provenientes de granjas ou 
da região da colônia de Pelotas, não detectaram a presença de Salmonella sp.. 
Bezerra, Vieira e Melo Júnior (1995) isolaram Escherichia coli de 70% das cascas 
de ovos provenientes de supermercados e feiras livres. Essa observação é preocupante, 
uma vez que as enterobactérias possuem atividade proteolítica, que destroem algumas 
estruturas da casca do ovo, podendo facilitar a penetração de micro-organismos, os 
quais se multiplicam no conteúdo do ovo e provocam sua deterioração. 
Andrade et al. (2004) estudarama frequência de micro-organismos isolados em 
272 amostras de ovos de galinhas coletados em granjas e no comércio varejista de 
Goiânia, Goiás. Os resultados demonstraram que 40,44% dos ovos examinados 
continham bacilos Gram negativos e fungos, que podem alterar a qualidade nutricional 
dos ovos. A frequência de Escherichia coli isolada foi de 1,83% nas granjas, e de 1,11% 
em postos de venda. Neste mesmo estudo, foi observada a presença de Salmonella sp. 
em 1,48% das amostras e de Salmonella Enteritidis em 0,36%. 
Em estudo realizado por Stringhini et al. (2009), as frequências de coliformes 
totais das cascas de ovos dos galpões e das salas de classificação das granjas com 
sistema de lavagem apresentaram um aumento da frequência do número mais provável 
(NMP) de coliformes totais na sala de classificação em relação aos resultados obtidos 
nos galpões. Para as frequências de coliformes termotolerantes nas cascas de ovos 
coletados nos galpões, tanto nas granjas que utilizavam lavagem de ovos, quanto 
naquelas que comercializavam ovos não lavados, indicaram contaminação fecal, 
possivelmente pelo contato com excretas das aves na gaiola. Tal fato permite inferir que 
a produção nessas granjas foi realizada em condições higiênicas insatisfatórias e que a 
proliferação dessas bactérias poderia causar diminuição da vida de prateleira dos ovos e 
24 
 
 
 
perigo à saúde dos consumidores. No mesmo estudo, não se observou presença de 
Salmonella sp. nas cascas, nem contaminação do conteúdo dos ovos coletados. 
Cabe ressaltar que a presença de coliformes totais nas cascas de ovos não indica, 
necessariamente, contaminação fecal recente ou ocorrência de enteropatógenos, uma 
vez que esse grupo envolve outros gêneros além da Escherichia, como Citrobacter, 
Enterobacter e Klebsiella, as quais podem estar presentes também no solo e na água 
(SILVA et al., 2010). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
 
 
3. METODOLOGIA 
 
3.1 Local e coleta das amostras 
 
Foram utilizados ovos com peso de 50,0±3,0g, oriundos de um mesmo lote de 
poedeiras da linhagem Hisex Brown, com idades entre 35 e 50 semanas, oriundos da 
produção do Setor de Avicultura do IFTM – campus Uberaba (Figura 3), que apresenta 
cerca de 200 ovos por dia. 
 
 
Figura 3. Galinhas Hisex Brown de postura do Setor de Avicultura – IFTM 
Fonte: Acervo do autor 
 
Foram coletados aleatoriamente 60 ovos corresponde a 30% produção diária para 
cada ensaio, num total de 180 ovos em 3 ensaios realizados em semanas diferentes. A 
determinação da qualidade da casca foi realizada por inspeção visual. Ovos 
classificados como sem defeitos de casca foram aqueles que não apresentaram defeitos 
visíveis. Os ovos selecionados foram dispostos em bandejas de papelão para transporte 
ao Laboratório de Microbiologia do IFTM – campus Uberaba, onde foram 
imediatamente tratados de acordo com os procedimentos de lavagem e higienização. 
 
 
26 
 
 
 
3.2 Procedimentos de lavagem e higienização dos ovos 
 
A simulação dos procedimentos de lavagem e higienização industrial, conforme 
Tabela 1, foi conduzida em béqueres constituídos com barreiras físicas (escovas de 
cerdas macias) e com auxílio de movimentação controlada das soluções utilizadas. A 
temperatura da água e das soluções sanitizantes, bem como os tempos de cada etapa 
foram fixos em 25ºC e 3 minutos, respectivamente. Após os tratamentos de lavagem 
e/ou sanitização, os ovos foram secos com secador de ar frio e, analisados 
microbiologicamente, utilizando-se 6 unidades amostrais aleatórias para cada 
tratamento. 
 
Tabela 1. Procedimentos de lavagem e sanitização de ovos comerciais. 
Tratamentos 
T1 Grupo controle (ovos não lavados nem sanitizados) 
T2 Ovos lavados com água por 3 minutos (béquer de 10L em 
agitação controlada com barra magnética) 
T3 Ovos lavados com água (3 minutos) + sanitização via úmida 
com ácido peracético (concentração 50 ppm*) por 3 minutos 
(béquer de 5L em agitação controlada com barra magnética) 
T4 Ovos lavados com água (3 minutos) + sanitização via úmida 
com ácido peracético (concentração 100 ppm*) por 3 
minutos (béquer de 5L em agitação controlada com barra 
magnética) 
T5 Ovos lavados com água (3 minutos) + sanitização via úmida 
com cloro ativo (concentração 50 ppm**) por 3 minutos 
(béquer de 5L em agitação controlada com barra magnética) 
T6 Ovos lavados com água (3 minutos) + sanitização via 
úmida com cloro ativo (concentração 100 ppm**) por 3 
minutos (béquer de 5L em agitação controlada com barra 
magnética) 
*Adaptado de Melo et al. (2015) e Silva et al. (2008). 
**Adaptado de Wang e Slavik (1998) e Oliveira e Silva (2000). 
 
3.3 Análise microbiológica da casca e do conteúdo interno dos ovos 
 
A recuperação dos micro-organismos da casca foi realizada através da lavagem da 
superfície de seis unidades amostrais (ovos) para cada tratamento, segundo Silva et al. 
27 
 
 
 
(2010), através do método International Organization for Standardization - ISO 7218: 
2007. Foram pesadas as cascas e os conteúdos internos dos ovos, sendo que para cada 1 
grama do peso foi utilizado 1 mL de água peptonada tamponada (APT) representando 
assim a diluição zero (1:1), ou seja (100). 
Para a diluição dos 25 g do conteúdo interno dos ovos e dos 25 mL de APT 
proveniente da lavagem da superfície dos ovos, foram transferidos assepticamente para 
225 mL representando a diluição 10-1, a partir desta obtendo-se as demais diluições 
seriadas. 
Tanto para a casca quanto para o conteúdo interno dos ovos, foram realizadas 
análises para presença/ausência de Salmonella sp., contagem de coliformes totais e 
termotolerantes e mesófilos de acordo com os itens 3.4, 3.5 e 3.6, seguindo os 
procedimentos descritos no Compendium of methods for the microbiological 
examination of foods (DOWNES; ITO, 2001). 
 
3.4 Análise de mesófilos aeróbios 
 
Para a contagem de bactérias mesófilas, o meio de cultura utilizado foi o Plate 
Count Agar (PCA) para contagem e o plaqueamento foi o de semeadura em 
profundidade. A partir das diluições, 1 mL foi plaqueado em profundidade com meio 
PCA, sendo então as placas incubadas a 35ºC por 48 h. Transcorrido o tempo de 
incubação fez-se a contagem do número de colônias com o auxilio de um contador de 
colônias (Phoenix) das triplicatas. Para os cálculos do número de UFC, multiplicou-se a 
média aritmétrica das triplicatas pelo respectivo fator de diluição. Os resultados foram 
expressos em Unidade Formadoras de Colônias – UFC g ou mL de amostra (SILVA et 
al., 2010). 
 
3.5 Análise de coliformes totais e termotolerantes 
 
Para análise de coliformes totais e termotolerantes foi utilizada a técnica do 
Número Mais Provável (NMP), que inclui as seguintes etapas: Teste presuntivo, em que 
três alíquotas de três diluições seriadas das seis unidades amostrais foram inoculadas em 
uma série de três tubos de Caldo Lauril Sulfato Triptose (LST) por diluição. Os tubos 
com LST após 24-48h de incubação a 35ºC, com formação de gás no tubo de Durhan e 
28 
 
 
 
produção de ácido evidenciado pela formação de cor amarela foram presuntivamente 
considerados positivos. Para a confirmação dos coliformes totais e termotolerantes, uma 
alçada de cada tubo suspeito foi transferido para tubos de Caldo Verde Brilhante Bile 
2% (VB) e Caldo E. coli (EC), meios seletivos que contêm lactose. A observação de 
crescimento foi realizada através da produção de gás no tubo de Durhan nos tubos de 
VB, após 24-48h de incubação a 35ºC, sendo considerada confirmativa dapresença de 
coliformes totais. O crescimento com produção de gás nos tubos de EC, após 24h de 
incubação a 44,5ºC, em banho-maria, foi considerada confirmativa da presença de 
coliformes termotolerantes. Os resultados foram expressos em NMP/g ou mL de 
amostra (SILVA et al., 2010). 
 
3.6 Análise de Salmonella sp. 
 
Para análise do conteúdo interno, as diluições 100 foram incubadas por 96 h a 
35ºC. A APT obtida da lavagem da superfície dos ovos e da diluição de 25 g do 
conteúdo interno homogeneizado dos ovos, após as 96 h de incubação, em 225 mL de 
APT foram incubados a 35ºC por 24 horas para pré-enriquecimento. Após a incubação, 
foi feito enriquecimento seletivo, transferindo-se 1 ml e 0,1 ml da cultura pré-
enriquecida para dois tubos, um contendo 10ml de caldo Tetrationato (TT) e outro com 
10ml de Caldo Rappaport-Vassiliadis (RV), respectivamente, sendo os tubos do TT 
incubados a 37ºC ± 1ºC, e os tubos de RV incubados em banho-maria a 41,5 ± 1ºC, 
ambos durante 24 h ± 3 h. Após o enriquecimento seletivo nos caldos TT e RV, foram 
semeadas alíquotas em três placas contendo: Ágar Hektoen Enteric (HE), Ágar Xilose 
Lisina Desoxicolato (XLD), Ágar Bismuto Sulfito (BS), incubando-se à 37ºC ± 1ºC por 
24 h (ISO 6579, 2002). Das placas que continham colônias características ou típicas, 
foram selecionadas 5 (cinco) colônias: 
 Ágar Hektoen Enteric (HE): colônias verde-azuladas, com ou sem centro preto. 
Cepas fortemente produtoras de H2S podem produzir colônias inteiramente pretas. 
 Ágar Xilose Lisina Desoxicolato (XLD): colônias cor de rosa escuro, com ou 
sem centro preto. Cepas fortemente produtoras de H2S podem produzir colônias com 
centro preto grande e brilhante, ou mesmo inteiramente pretas. 
29 
 
 
 
 Ágar Bismuto Sulfito (BS): colônias marrons ou pretas com ou sem brilho 
metálico. O meio ao redor das colônias muda gradativamente para uma coloração 
marrom a preta, com o prolongamento do tempo de incubação. 
Em tubos com ágar inclinados de Ágar Tríplice Açúcar Ferro (TSI) e Ágar Lisina 
Ferro (LIA) após o período de incubação a 35 ºC ± 1ºC por 24 h, observou-se a 
ocorrência de reação típica de Salmonella. Em TSI, observou-se a coloração na rampa 
alcalina (vermelha) e no fundo ácido (amarelo), com ou sem produção de H2S 
(escurecimento do ágar). Em LIA, observou-se a coloração do fundo e da rampa 
alcalinos (roxos, sem alteração da cor do meio), com ou sem produção de H2S 
(escurecimento do meio). Para a confirmação definitiva as colônias foram submetidas às 
provas bioquímicas, de acordo com Andrews e Hammack (2003) realizados no 
Laboratório de Microbiologia da Universidade do Triângulo Mineiro - UFTM, e as 
culturas com comportamento bioquímico típico para Salmonella sp. foram confirmadas 
pela técnica de aglutinação em lâmina, utilizando-se soros polivalentes anti-Salmonella 
(Probac do Brasil). Os resultados foram expressos como presença ou ausência de 
Salmonella sp. em 25 g ou mL de amostra. 
Para averiguar o efeito da eficácia dos sanitizantes sobre a Salmonella sp. foi 
realizado o teste o teste de sensibilidade bacteriana in vitro pela técnica de difusão em 
disco pelo método de Kirby-Bauer (BAUER; KIRBY, 1966), utilizando diferentes 
concentrações de cloro e ácido peracético (50, 100, 150 ppm), tendo como controle o 
antibiótico cloranfenicol, sendo o resultado expresso em sensível, intermediário ou 
resistente ao antimicrobiano testado. 
 
3.7 Análise estatística 
 
Os resultados das contagens das análises microbiológicas dos três ensaios foram 
transformados em log 10 e submetidos à análise de variância (α= 0,05) e ao teste Scott-
Knott com o auxílio do software Assistat 7.7 a fim de verificar a influência dos 
diferentes tratamentos nos ovos sobre a contagem bacteriana na casca e no conteúdo 
interno dos ovos (MONTGOMERY, 1997). Os resultados obtidos das análises de 
Salmonella dos três ensaios foram submetidos ao teste de Fisher, a partir da 
categorização binária dos dados (presença e ausência), segundo Fleiss (1991). 
 
30 
 
 
 
 
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
 
4.1 MICROBIOLOGIA DAS CASCAS 
 
4.1.1 Contagem de Mesófilos Aeróbios 
 
Na Figura 4, é apresentada a contagem de bactérias mesófilos aeróbios dos ovos 
submetidos a diferentes procedimentos de sanitização, verificou-se que para todas as 
repetições houve variação na contagem de bactérias mesófilas aeróbias, sabendo que 
estas podem ser consideradas indicadoras das condições de limpeza e sanitização. 
 
Nota: APA = Ácido Peracético, Cl = Cloro, REP = Repetição do experimento 
Médias seguidas pela mesma letra não diferem estatisticamente entre si pelo teste de 
Scott-Knott (P>0,05). 
 
Figura 4. Médias das populações de bactérias aeróbias mesófilas em casca de ovos 
submetidos a diferentes procedimentos de higienização por repetição. 
 
31 
 
 
 
A técnica de contagem em placas de bactérias aeróbias mesófilas é comumente 
utilizada para indicar a qualidade sanitária dos alimentos, pois mesmo que os patógenos 
estejam ausentes e que não tenham ocorrido alterações nas características sensoriais do 
alimento, um número elevado destes microrganismos (contagem acima de 10⁶ UFC/g) 
indica que o alimento é insalubre (FORSYTHE, 2002). 
Assim, as contagens das populações das bactérias mesófilas aeróbias (Figura 4) se 
expressaram de diferentes formas nas três repetições neste estudo. A dinâmica destes 
resultados é condizente com a realidade industrial de processamento de ovos. Neste 
sentido, o propósito da sanitização é reduzir ou eliminar as populações bacterianas na 
superfície, e tornar o ovo isento ou a um índice aceitável de microrganismos 
(ARAGON-ALEGRO et al., 2005). 
Na primeira repetição (Figura 4), a população de mesófilos aeróbios variou de 
6,0 x 100 a 2,4 x 102 UFC g-1. Os ovos do tratamento controle apresentaram 2,4 x 102 
UFC g-1, a utilização dos sanitizantes nos tratamentos com água (T2), APA 50 ppm 
(T3), cloro 50 ppm (T5), cloro 100 ppm (T6) reduziram as contagens a 7,0 x 100, 
5,8 x 101, 1,6 x 104, 8,0 x 101, 6,0 x 100 UFC g-1, respectivamente, no entanto os 
tratamentos T2 e T6 assim como T3 e T5 não apresentaram diferença entre si. De 
acordo com Rêgo et al. (2012), os micro-organismos mesófilos aeróbios em ovos 
integrais comerciais estiveram em populações de 2,5x103 UFC g-1. 
Na segunda repetição (Figura 4), a população de mesófilos aeróbios variou de 
4,0 x 100 a 1,3 x 102 UFC g-1, não sendo reduzida em nenhum dos tratamentos (T2, T3, 
T4, T5 e T6) como pode ser observado pelas médias 7,2 x 101, 8,0 x 100, 2, 9 x 101, 
1,3 x 102, 1,0 x 101 UFC g-1, respectivamente. 
Na terceira repetição (Figura 4), a população de mesófilos aeróbios variou de 
1,0 x 100 a 4,8 x 101 UFC g-1, mostrando que houve a redução nos tratamentos, T2, T3, 
T5, T6, como pode ser observado nas médias 3,0 x 100, 1,0 x 100, 9,0 x 100, 7,0 x 100 
UFC g-1. Não houve diferença significativa entre os tratamentos T2 e T3 assim como no 
T5 e T6 em ambos demonstram-se os efeitos na redução das contagens, porém os 
tratamentos com cloro 50 e 100 ppm mostraram ser mais eficazes na eliminação dos 
micro-organismos. 
Na repetição 1 (Tabela 2), nos tratamentos T6, T2, T3, T5 em ordem decrescente 
de redução da população de mesófilos, nota-se que os melhores percentuais de redução 
foram encontrados no T6 e no T2, sendo a simples lavagem com água ou a lavagem 
32 
 
 
 
com água seguida da sanitização com cloro 100 ppm recomendados para o 
procedimento de higienização, desde que os ovos sejam inspecionados visualmente 
antes das operações. 
Na repetição 2, não houve redução alguma, ou seja, era preferívelnão ter 
higienizado o ovo (controle). Na repetição 3, os tratamentos T2, T3 e T6 apresentaram 
redução da população de mesófilos, contudo o T3 foi o mais eficaz. Pontualmente, 
observa-se que o T4 (ácido peracético 100 ppm) foi ineficiente, pois não mostrou 
redução nenhuma das populações de mesófilos nas 3 repetições (Tabela 2). 
 
Tabela 2. Redução das populações de micro-organismos mesófilos em cascas de ovos 
lavados com água e/ou higienizados com cloro e ácido peracético em diferentes 
concentrações. 
 
Redução da população de mesófilos (%) 
 
REP1 REP2 REP3 
T1 Controle - - - 
T2 Água 97,1 0,0 95,1 
T3 APA 50ppm 75,7 0,0 100,0 
T4 APA 100ppm 0,0 0,0 0,0 
T5 Cl 50ppm 66,7 0,0 0,0 
T6 Cl 100ppm 97,6 0,0 86,0 
Nota: APA = Ácido Peracético, Cl = Cloro, REP = Repetição do experimento 
 
Diante destes resultados, pode-se considerar que os valores aceitáveis de bactérias 
nas cascas de ovos, mesmo não estabelecidos pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e 
Abastecimento, seria a menor carga bacteriana na casca, a fim de diminuir o risco de 
penetração do micro-organismo no conteúdo (STRINGHINI et al., 2009). 
Nas três repetições pode-se notar um comportamento diferente com o tratamento 
com APA 100 ppm (T4), que de alguma forma pode ter afetado a membrana proteica da 
casca de ovo, ocasionando o rompimento desta membrana, que permitiu a entrada ou 
saída de bactérias, as quais se espalharam pela superfície da casca, explicando a 
contagem maior da população. Na primeira repetição, foi observado que os ovos 
submetidos a este tratamento estavam com incrustação de fezes na casca, mesmo depois 
do procedimento de sanitização, o que também justifica a contagem maior da população 
de mesófilos neste tratamento. 
33 
 
 
 
De acordo com Aragon-Alegro et al. (2005), o emprego de agentes químicos 
constitui uma solução crítica para a redução ou eliminação do risco de contaminação da 
casca. Favier et al. (2000) estudaram alguns sanitizantes, dentre eles o hipoclorito de 
sódio, e verificaram que os sanitizantes podem afetar a fina e delicada camada da casca 
e, assim, permitir a recontaminação do ovo. 
Stringhini (2008) observou que os valores médios de 2,0 ± 1,3 Log UFC g-1 a 
3,1 ± 0,4 Log UFC g-1 para as contagens de mesófilos nas cascas dos ovos lavados com 
lavados com hipoclorito de cálcio e com clorhexidina oriundos de sala de classificação, 
foram menores do que aquelas encontradas em ovos coletados em galpões, ou seja, ovos 
não lavados. Os dados da Figura 4 corroboram com esta afirmativa. Já em estudo de 
Melo et al. (2015), foi verificado contagem total de aeróbios mesófilos viáveis de até 
3,95 Log UFC g-1 em ovos caipiras sanitizados com ácido peracético 0,02% por 15 
minutos produzidos por agricultores familiares localizadas nos assentamentos da região 
metropolitana do Estado do Rio de Janeiro-RJ. 
 
4.1.2 Contagem de Coliformes Totais e Termotolerantes 
 
Nas Tabelas 3 e 4, são apresentados os resultados relativos às determinações dos 
NMP g-1 de coliformes totais e termotolerantes das três repetições experimentais. 
As contagens elevadas de bactérias do grupo coliformes são consideradas 
indicadores das condições de higiene e, refletem quando a limpeza e a sanitização são 
ineficientes (SILVA et al., 2010). 
Podem ser encontrados diversos tipos de micro-organismos na casca de ovos, e 
eles variam conforme as situações, sendo os mais comuns encontrados também no ar, 
solo e água (MUSGROVE et al., 2008). A presença destes micro-organismos, estão 
diretamente relacionado ao manejo e condições sanitárias do campo. 
Os dados microbiológicos obtidos para casca (Tabela 3) demonstram que a 
população de coliformes totais no controle (T1) diferiu das demais na primeira 
repetição, porém esta tendência não pôde ser observada nas demais repetições. 
As análises de coliformes totais (Tabela 3) evidenciaram que na primeira 
repetição os tratamentos com água (T2), APA 50 ppm (T3), APA 100 (T5) e Cl 50 ppm 
(T6) demonstraram redução na população de coliformes totais, sendo que variou de 
<0,36 (T2, T3 e T6) a 4,6 (T5) NMP g-1de amostra. Essas diferentes concentrações 
34 
 
 
 
diminuíram a contagem microbiana, porém, o tratamento APA 100 ppm (T4) não foi 
eficiente. Todavia foi observado visualmente que os ovos que compunham este 
tratamento estavam com fezes incrustadas mesmo depois de ter sido submetido ao 
procedimento de lavagem. 
 
Tabela 3. Coliformes totais em cascas de ovos submetidos a diferentes procedimentos 
de higienização. 
Tratamento (T) 1ª repetição 
NMP g-1 
2ª repetição 
NMP g-1 
3ª repetição 
NMP g-1 
T1 – Controle >110 <0,30 <0,30 
T2 – Água 0,36 <0,30 <0,30 
T3 – APA 50 ppm 0,36 <0,30 <0,30 
T4 – APA 100 ppm >110 24 <0,30 
T5 – Cl 50 ppm 4,30 <0,30 <0,30 
T6 – Cl 100 ppm <0,30 <0,30 <0,30 
Nota: APA = Ácido Peracético, Cl = Cloro 
 
Pode-se observar que o aumento dos micro-organismos no tratamento T4, na 
segunda repetição. No entanto este não apresentava visualmente incrustações de matéria 
orgânica (fezes), sugerindo que a utilização de ácido peracético em concentração de 100 
ppm tenha afetado a estrutura da membrana proteica que protege a casca do ovo, fato 
relatado Tomazelli e Santos (2000) e Rutala e Weber (2008), possibilitando a entrada ou 
saída de micro-organismos proveniente do material orgânico das fezes do ovo. 
Segundo Ornellas (2001), caso as cascas possuam bactérias e enterotoxinas pré-
formadas por alguns micro-organismos, poderá haver a contaminação do conteúdo 
interno dos ovos. E, que a ineficiência do APA também pode ser devida à baixa 
estabilidade do sanitizante em temperatura ambiente, de acordo com Petrus et al. 
(2001). 
O procedimento de lavagem com cloro 100 ppm (T6) demonstrou ser eficiente na 
eliminação deste grupo de coliformes totais, apresentando uma frequência de 100% de 
eliminação nas três repetições frente os coliformes totais. 
35 
 
 
 
Os ovos que foram submetidos a diferentes procedimentos de sanitização 
apresentaram uma frequência da presença de coliformes totais de 33,3%, valor equivale 
ao encontrado por Cardoso et al. (2001) para coliformes totais em ovos comerciais de 
vários fornecedores da região de Descalvado, estado de São Paulo. 
No entanto, não se observa o mesmo no estudo de Stringhini et al. (2009) em 
granjas com sistemas de lavagem, onde foi encontrado 6% de frequência para 
coliformes totais nas cascas de ovos. 
De encontro aos resultados deste estudo, a etapa de sanitização visa a redução 
significativa da população microbiana através de substâncias químicas antimicrobianas. 
Contudo, a eficiência de um agente antimicrobiano depende de fatores ambientais, que 
podem agir isoladamente ou em combinação, tais como carga microbiana inicial e etapa 
de limpeza para eliminação de matéria orgânica para melhor ação do sanitizante 
(WILEY, 1994), com foco na qualidade microbiológica dos alimentos de forma que não 
ocasionem riscos à saúde do consumidor, principalmente quando esse é consumido cru 
(ANDRADE; MACÊDO, 1996; SILVA JÚNIOR, 2014). 
O emprego da lavagem com cloro a 100 ppm (T6), foi eficaz na redução das 
contagens de coliformes totais durante a primeira repetição, mesmo efeito notado por 
Wang e Slavik (1998), que observaram a eliminação destes micro-organismos em ovos, 
sem danos à cutícula da casca. 
Desta forma, sugere-se que em granjas com sistemas de lavagem, seja realizado 
uma pré-seleção visual de ovos, para remoção de ovos com sujeiras ou material externo 
aderente a casca, visto que auxilia na diminuição do risco de contaminação e provendo 
assim a segurança da qualidade. Além disso, sabe-seque a lavagem dos ovos influencia 
positivamente na aceitação do produto pelo consumidor, uma vez que melhora a 
aparência para comercialização (LLOBET; PONTES; GONZALEZ, 1989). 
A utilização apenas da água na lavagem de ovos mostrou ser eficaz na redução de 
coliformes totais (Tabela 3) e termotolerantes (Tabela 4), sendo desta forma interessante 
o seu emprego no momento do consumo. No entanto, a RDC nº 12, de 2 de janeiro de 
2001 da ANVISA (BRASIL, 2001), não estabelece padrões microbiológicos para 
coliformes totais e termotolerantes em ovos in natura, o que poderia ser interessante no 
controle de qualidade industrial, já que se sabe que os coliformes são micro-organismos 
indicadores das condições higiênico-sanitárias. 
 
36 
 
 
 
Tabela 4. Coliformes termotolerantes em casca de ovos submetidos a diferentes 
procedimentos de higienização. 
Tratamento 1º repetição 
NMP g-1 
2º repetição 
NMP g-1 
3º repetição 
NMP g-1 
T1 – Controle 0,92 <0,30 <0,30 
T2 – Água <0,30 <0,30 <0,30 
T3 – APA 50 ppm <0,30 <0,30 <0,30 
T4 – APA 100 ppm 1,50 24,00 <0,30 
T5 – Cl 50 ppm 2,30 <0,30 <0,30 
T6 – Cl 100 ppm <0,30 <0,30 <0,30 
Nota: APA = Ácido Peracético, Cl = Cloro 
 
Em 22% das amostras, houve a presença de coliformes termotolerantes (Tabela 4), 
sendo que índices variaram de 0,92 a 24 NMP g-1. Os resultados diferiram de Stringhini 
et al. (2009), que em granjas com sistemas de lavagem verificou a frequência de 2,1% 
para coliformes termotolerantes nas cascas de ovos. Segundo Cardoso et al. (2001), os 
coliformes termotolerantes foram encontrados 8,3%, de ovos comerciais, demonstrando 
que esses ovos apresentavam condições higiênicas insatisfatórias. Desta forma, é 
extremamente importante a pré-seleção de ovos a serem higienizados. 
Stringhini et al. (2009) concluíram que os ovos lavados apresentam qualidade 
bacteriológica de casca melhor que os ovos não lavados, embora o processo de lavagem 
realizado nas granjas de postura comercial analisadas não tenha sido capaz de eliminar 
completamente os coliformes termotolerantes, sendo essa situação a mesma deste 
estudo. 
O emprego do T2, e dos sanitizantes dos T3 e T6 mostraram-se eficazes na 
redução deste grupo de micro-organismos na primeira repetição. 
Os tratamentos com sanitizantes T4 na primeira e segunda repetição e T5 na 
primeira repetição não apresentaram redução em relação ao T1. Uma das possíveis 
justificativas para este fato deve-se ao espalhamento dos micro-organismos contidos nas 
cascas, e também a baixa estabilidade do ácido peracético a temperatura ambiente 
Petrus et al (2001) e a presença de fezes aparente na casca na primeira repetição. 
37 
 
 
 
Os baixos índices de coliformes termotolerantes (<0,30 NMP g-1) são um bom 
indicador das condições de manejo na produção de ovos. Estudo de Leite et al. (2016) 
demonstraram que não houve detecção de coliformes termotolerantes em ovos de 
galinha caipira, julgando que a operação de manuseio foi eficiente, no entanto este 
estudo não faz referência a nenhum procedimento de higienização para os ovos. 
Uma possível explicação para ausência de amostras positivas (<0,30 NMP g-1) 
para coliformes totais e termotolerantes nos ovos analisados foi a utilização de ovos 
limpos e sem presença de fezes na casca. Este mesmo resultado pode ser notado no 
estudo de Figueiredo (2008), que para coliformes totais e termotolerantes nos ovos de 
poedeiras novas e velhas em diferentes condições de armazenamento apresentaram 
resultados negativos para todas as 120 amostras. 
A partir dos resultados das Tabelas 2 e 3, seria recomendável a aplicação da água 
ou de cloro na higienização de ovos, contanto que os ovos não estejam sujos, como 
definido no Decreto nº 56.585 (BRASIL, 1965), que são aqueles que apresentam 
sujidades aderidas na casca. 
 
4.1.3 Ocorrência de Salmonella sp. 
 
As salmonelas ocupam lugar de destaque como micro-organismo indesejável na 
avicultura de postura, sendo amplamente pesquisado na cadeia produtiva avícola por 
acarretar grandes prejuízos no setor (SILVA; DUARTE, 2002). 
Para a triagem das colônias típicas de Salmonella sp. provenientes das placas de 
cultura com os meios indicadores utilizados, pode-se notar que no ágar BS, as colônias 
estavam escuras, com brilho metálico; no ágar XLD, as colônias tinham aspectos cor de 
rosa com centro escuro e no ágar HE, colônias esverdeadas com centro escuro (Figura 
5). 
 
38 
 
 
 
 
Nota: T5TT: Tratamento 5 com colônias oriundas do Caldo Tetrationato , T5RV: Tratamento 5 com 
colônias oriundas do caldo Rappaport-Vassilidis, BS: Ágar Bismuto Sulfito, XLD: Ágar Xilose Lisina 
Desoxicolato, HE: Ágar Entérico de Hectoen. 
Figura 5. Características morfocolônias típicas de Salmonella sp. em diferentes meios 
sólidos 
Fonte: Acervo do autor 
 
Na identificação preliminar (Figura 6) utilizando o meio de cultura LIA, as 
reações positivo-suspeitas apresentaram características de rampa alcalina (violeta) e 
fundo alcalino (violeta). No meio de cultura TSI, as colônias apresentaram rampa 
alcalina (vermelha) e fundo ácido (amarelo) com formação de H2S. 
 
Figura 6. Cultivo em ágar “Triple Sugar Iron” (TSI) (A e B) e ágar “Lysine Iron Agar” 
(LIA) (C). 
Fonte: Acervo do autor 
 
Nas análises confirmativas, por meio das provas bioquímicas, as culturas suspeitas 
mostraram-se urease negativa, assim como para as provas de sulfeto e de indol. Já no 
39 
 
 
 
teste de motilidade, as culturas apresentaram resultados positivos, proporcionando a 
identificação de Salmonella sp. 
Através da pesquisa de Salmonella sp., foi detectada a presença desse micro-
organismo em uma amostra do tratamento 5 (5,5%) (Tabela 5) na primeira repetição do 
experimento. De acordo com a legislação vigente (RDC nº 12), os ovos deste tratamento 
seriam rejeitados, pois a legislação estabelece ausência para Salmonella em 25g de ovos 
in natura como padrão microbiológico. 
 
Tabela 5. Salmonella sp. em 25 g de casca de ovos submetidos a diferentes 
procedimentos de higienização. 
Tratamento 1ª repetição 2º repetição 3º repetição 
T1 – Grupo Controle Ausência Ausência Ausência 
T2 – Água Ausência Ausência Ausência 
T3 – APA 50 ppm Ausência Ausência Ausência 
T4 – APA 100 ppm Ausência Ausência Ausência 
T5 – Cl 50 ppm Presença Ausência Ausência 
T6 – Cl 100 ppm Ausência Ausência Ausência 
Nota: APA = Ácido Peracético, Cl = Cloro 
 
Corroborando com os resultados deste estudo, Vaniel et al. (2013) detectaram 
4,17% das amostras positivas para Salmonella sp. sendo que apenas uma amostra 
apresentou Salmonella sp. na casca. Andrade et al. (2004), avaliaram a qualidade 
microbiológica de ovos de galinha comercializados em Goiânia, GO, notaram que, 
aproximadamente, 40% dos ovos continham bacilos Gram-negativos e, dentre estes, 
4,46% estavam contaminados com Salmonella sp., os quais poderiam representar 
potencial risco à saúde humana. Já Oliveira e Silva (2000) encontraram 9,6% das cascas 
e 3,2% do conteúdo de ovos de galinha obtidos no comércio varejista de Campinas, SP, 
positivos para Salmonella Enteritidis. 
De acordo com Scur et al. (2014), a matéria orgânica reduz a eficácia de ácido 
peracético entre 57,5 a 66,2%, e do hipoclorito de sódio entre 10 a 15,5%, como foi 
comprovado ao testá-los no controle de Salmonella enterica sorotipo Enteritidis ATCC 
40 
 
 
 
1402. Já quando os mesmos sanitizantes foram utilizados na ausência de matéria 
orgânica, os tratamentos de higienização foram 100% eficiente na eliminação do mesmo 
micro-organismo. 
O teste de sensibilidade aos antimicrobianos representa uma importante 
ferramentano monitoramento da evolução da resistência bacteriana e age também como 
um método auxiliar na implantação de medidas de controle que evitem a disseminação 
de bactérias multirresistentes (BRASIL, 2008). Pode ser visualizado na Figura 7, as 
concentrações de ácido peracético e cloro (50, 100, 150 ppm) não promoveram a 
formação de halos de inibição sobre Salmonella sp. apresentando ser resistente frente 
aos produtos testados. O antibiótico cloranfenicol, testado como controle, agiu no 
crescimento da cultura testada, mostrando a formação de um halo de inibição de 22 mm 
frente a Salmonella sp., mostrando a sensibilidade da bactéria ao antimicrobiano, 
corroborando com Cortez et al. (2006), que demonstraram que as cepas de Salmonella 
sp. isoladas de abatedouros de aves foram sensíveis ao cloranfenicol. 
 
 
 
Figura 7 (A), (B). Teste de sensibilidade das colônias de Salmonella sp. as diferentes 
concentrações de cloro e ácido peracético (50, 100, 150 ppm) e o controle cloranfenicol. 
Fonte: Acervo do autor 
 
41 
 
 
 
4.2 MICROBIOLOGIA DO CONTEÚDO INTERNO 
 
Os resultados obtidos para o conteúdo interno dos ovos nas análises de mesófilos 
aeróbios, coliformes totais, coliformes termotolerantes e Salmonella sp. em todas as 
repetições e tratamentos foram a ausência dos micro-organismos estudados, a qual pode 
ser explicada pela presença de agentes antimicrobianos do próprio conteúdo interno dos 
ovos, constituintes naturais da clara de ovos, que combatem eficientemente os micro-
organismos que possam invadir o conteúdo do ovo imediatamente após a oviposição, e 
que tem como papel principal manter os micro-organismos afastados da gema, que está 
é o reservatório de nutrientes do ovo (BRAKE et al., 1997, IBRAHIM, 2000, NAIDU, 
2000). Aliado aos antimicrobianos, a ausência de micro-organismos pode explicada 
pelos ovos terem sido analisados com 1 dia após a postura, não havendo tempo 
suficiente para os micro-organismos da casca contaminarem a gema do ovo 
(MARTELLI; DAVIES, 2012). 
A defesa antimicrobiana da clara se deve provavelmente à imobilização de 
bactérias, ao efeito bactericida, à indisponibilidade de nutrientes para bactérias e 
inibição de enzimas (STADELMAN; COTTERILL, 1977; OLIVEIRA; SILVA, 2000). 
A distribuição das proteínas antimicrobianas existentes na clara de ovo podem ser 
dada da seguinte forma: ovalbumina (54%), ovotransferrina (12%), ovomucoide (11%), 
lisozima (3,5%), ovomucina (3,5%). A avidina (0,05%), a cistatina (0,05%), a 
ovomacroglobulina (0,5%), a ovoflavoproteína (0,8%), a ovoglicoproteína (1,0%), e 
ovoinibidor (1,5%) são as proteínas em menor quantidade (KOVACS-NOLAN et al., 
2005). 
A ovalbumina é a principal proteína da clara do ovo, sendo sintetizada no oviduto 
da galinha (STADELMAN; COTTERILL, 1977). A rota bioquímica ocorre na 
conversão da ovalbumina em S-ovalbumina e sucede na dissociação do complexo 
ovomucina-lisozima (com a destruição do gel de ovomucina), o que resulta na 
diminuição da viscosidade da clara do ovo (DAVIS; REEVES, 2002). 
A ovotransferrina, também denominada de conalbumina é o componente principal 
da defesa antimicrobiana do ovo. É a principal proteína que possui alta afinidade por 
ferro di- e trivalente, assim como pelo cobre. O ferro é um elemento essencial para as 
bactérias, pois é necessário para um número elevado de reações enzimáticas. Como 
grupo prostético ou como co-fator, atua como agente bactericida e a sua atividade 
42 
 
 
 
antimicrobiana pode ser desacoplada das suas propriedades de captura do ferro, além de 
possuir um efeito bacteriostático inibindo o crescimento de micro-organismos 
(THEODORE; SCHADE, 1965; TRANTER; BOARD, 1984; IBRAHIM, 2000; 
NAIDU, 2000). 
As bactérias podem ser eliminadas por enzimas que estão presentes na clara, 
principalmente se houver imobilização no gel composto por ovomucina. A lisozima 
provoca lise na parede de bactérias Gram-positivas, enquanto que a N-
acetilglucosaminidase inibe o crescimento de bactérias Gram-negativas 
(STADELMAN; COTTERILL, 1977). 
A clara contém ainda várias proteínas que se ligam a nutrientes essenciais para os 
micro-organismos, principalmente metais e vitaminas. A mais conhecida, a avidina, se 
liga a biotina, sendo a avidina considerada um antibiótico presente na clara, que inibe o 
crescimento in vitro de bactérias e leveduras com necessidade de biotina, e pela sua 
capacidade de ligação a várias bactérias Gram negativas, por exemplo E. coli (MINE; 
KEERATIURAI, 2000, NAIDU, 2000). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
43 
 
 
 
5. CONCLUSÃO 
 
Através dos resultados obtidos neste estudo pôde-se concluir que para as granjas 
de produção de ovos: 
 
 É imprescindível realizar a pré-seleção visual de ovos para que o processo de 
higienização seja eficaz; 
 Os procedimentos de higienização podem ser realizados através da lavagem com 
água potável, ou da lavagem com água potável seguida da sanitização com cloro 
100 ppm por 3 minutos. 
 Apesar da higienização dos ovos com ácido peracético 50 ppm ter apresentado 
redução nas populações de mesófilos, não é recomendável a utilização deste 
sanitizante para ovos, tendo em vista suas dificuldades de utilização e que 
também a utilização de concentrações maiores (100 ppm) podem ser prejudiciais 
à qualidade da casca, aumentando a sua contaminação por micro-organismos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
44 
 
 
 
6. REFERÊNCIAS 
 
ABPA. Associação Brasileira de Proteína Animal. Relatório anual 2016. Disponível 
em: <http://abpa-br.com.br/setores/avicultura/publicacoes/relatorios-anuais>. Acesso 
em: 18 ago. 2016. 
 
ALMEIDA, D. S. Qualidade Físico-Química de Ovos Comerciais Submetidos a 
Diferentes Métodos de Tratamento de Casca e Condições de Estocagem. 2013. 86f. 
Dissertação. (Mestrado em Ciência Animal) - Universidade do Estado de Santa 
Catarina, Santa Catarina, 2013. 
 
ALMEIDA, R. C. C; KAUYE, A. Y; SERRANO, A. M; ALMEIDA, P. F.; Avaliação e 
controle da qualidade microbiológica de mãos de manipuladores de alimentos. Revista 
Saúde Pública, v. 29, n. 4, p. 290-294, 1995. 
 
ANDRADE, M. A.; CAFÉ, M. B.; JAYME, V. S.; ROCHA, P. T.; LEANDRO, N. S. 
M.; STRINGHINI, J. H. Avaliação da qualidade bacteriológica de ovos de galinha 
comercializados em Goiânia. Goiás. Brasil. Ciência Animal Brasileira, Goiânia, v. 5, 
n. 4, p. 221-228, 2004. 
 
ANDRADE, N. J., MACÊDO, J. A. B. Higienização na indústria de alimentos. São 
Paulo: Varela, 1996. 182p. 
 
ANDREWS, W. H.; HAMMACK, T. S. Salmonella. In: Food and Drug 
Administration. Bacterial Analitical Manual. Revision A. 8. ed. Arlington : AOAC 
International. 2003. p. 501-519. 
 
ARAGON-ALEGRO, L. C; SOUZA, K. L. O; SOBRINHO, P. S. C; LANDGRAF, M; 
DESTRO, M. T. Avaliação da qualidade microbiológica de ovo integral pasteurizado 
produzido com e sem a etapa de lavagem no processamento. Ciência e Tecnologia de 
Alimentos, v. 25, n. 3, p. 618-622, 2005. 
 
ARRIFANO, L. S. Técnicas Alternativas de Higienização da Casca do Ovo 
Utilizando Gás Ozônio e Ultrassom. 2013. 62f. Dissertação. (Mestrado em Engenharia 
Biomédica) - Universidade Camilo Castelo Branco, São Paulo, 2013. 
 
BARROW, P. A.; LOVELL, M. A. Experimental infection of egglaying hens with 
Salmonella Enteritidis phage type 4. Avian Pathology, v. 20, p. 335-348, 1991. 
 
BAÚ, A. C.; CARVALHAL, J. B.; ALEIXO, J. A. G. Prevalência de Salmonella em 
produtos de frango e ovos de galinha comercializados em Pelotas-RS, Brasil. Ciência 
Rural, v. 31, n. 2, p. 303-307, 2001. 
 
BAUER, A. W.;