Roteiro de Aulas Praticas Fisiologia

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Faculdade de Ciências da Saúde / UNIMEP 
Mantida pelo Instituto Educacional Piracicabano 
 CAMPUS TAQUARAL 
 Rod. do Açúcar, Km 156 - Caixa Postal 68  CEP 13400-911 - Piracicaba, SP 
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ROTEIROS DE AULAS PRÁTICAS - FISIOLOGIA HUMANA 
 
Aula Prática 1: Autópsia no Rato - Automatismo Cardíaco - Colabamento Pulmonar 
 
 
1- OBJETIVOS 
 
- Aprendizagem na manipulação de animal. 
- Observação do COLABAMENTO PULMONAR. 
- Verificação do AUTOMATISMO CARDÍACO. 
- Visualização anatômica dos órgãos e das estruturas que compõem os diversos 
sistemas funcionais, in vivo e in situ. 
 
2- PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS 
 
1º- Coloque o rato, previamente anestesiado, em decúbito dorsal. 
2º- Após a tricotomia, faça uma incisão na pele do rato, desde a região pubiana até o 
pescoço, divulsionando-a lateralmente. 
3º- Execute uma segunda incisão na musculatura abdominal. 
4º- Promova pneumotórax no animal; 
5º- Seccione os vasos da base do coração, retirando o coração e colocando–o, numa 
placa de Petri, em solução fisiológica aquecida (37° C); 
6º- Dê seqüência à dissecção, identificando os diversos órgãos e estruturas anatômicas. 
7º- Com o pneumotórax no animal, constate o colabamento pulmonar: 
- Observar a freqüência e amplitude dos movimentos respiratórios, antes e depois da 
execução da manobra experimental. 
8º- Retirando o coração e colocando-o na solução fisiológica aquecida: 
- Observar o Automatismo Cardíaco. 
9º- Localize, visualize e anote então os diversos órgãos e estruturas que dos diferentes 
sistemas fisiológicos: 
- Sistema Cardiovascular 
- Sistema Respiratório 
- Sistema Digestivo 
- Sistema Renal 
- Sistema Endócrino 
- Sistema Reprodutor 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 2: Efeitos Celulares da Pressão Osmótica 
 
1. OBJETIVOS: Demonstrar ao aluno: 
- os princípios básicos de osmose e pressão osmótica. 
- os mecanismos de difusão passiva de substâncias através da membrana celular. 
- a importância da osmolaridade e tonicidade para a manutenção da homeostasia dos 
líquidos corporais. 
 
2. MATERIAIS 
- Sangue heparinizado (heparina é um anticoagulante) obtido de rato 
- Tubos de ensaio 
- Estante para tubos de ensaio 
- Pipeta Pasteur (conta-gotas) 
- Centrífuga 
- Pinça anatômica 
- Frasco com detergente 
- Soluções contendo diferentes concentrações de NaCl. 
- Microscópio, lâminas e lamínulas 
 
3. MÉTODOS E RESULTADOS 
 
3.1. Experimento 1: Identificar 8 tubos segundo as soluções abaixo relacionadas: 
 
Solução Soluto Água 
NaCl 0,05 M 0,2 g 100 ml 
NaCl 0,07 M 0,485 g 100 ml 
NaCl 0,10 M 0,7 g 100 ml 
NaCl 0,15 M 0,9 g 100 ml 
NaCl 0,20 M 1,2 g 100 ml 
NaCl 0,25 M 1,5 g 100 ml 
NaCl 0,15 + detergente 0,9 g 100 ml 
H2O 100 ml 
 
- Adicione 2 ml de cada solução aos respectivos tubos. 
- Adicione 2 gotas de sangue em cada tubo e homogeneize cuidadosamente. 
- Adicione 2 gotas de detergente no tubo de NaCl + DETERGENTE 
- Centrifugue os tubos durante 5 min a 2.000 rpm. 
- Retire os tubos cuidadosamente da centrifuga e coloque-os em ordem. 
 
- Observe os aspectos abaixo e preencha o quadro de resultados. 
 - sobrenadante incolor com presença de precipitado = ausência de hemólise 
 - sobrenadate rosado com presença de precipitado = hemólise parcial 
 - sobrenadante avermelhado com ausência de precipitado = hemólise total 
 
- Observe o tamanho do precipitado comparando os tubos nos quais ele aparece. 
 
 
 
 
 
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3.2. Resultados do Experimento 1 
 
Solução Não houve 
hemólise 
Hemólise parcial 
(grau de hemólise) 
Hemólise total 
NaCl 0,05 M 
NaCl 0,07 M 
NaCl 0,10 M 
NaCl 0,15 M 
NaCl 0,20 M 
NaCl 0,25 M 
NaCl 0,15 + 
detergente 
 
H2O 
 
3.3. Experimento 2: 
- Identifique 3 lâminas como NaCl 0,05; NaCl 0,15; NaCl 0,25 
- Em cada lâmina coloque uma gota de sangue respectivo à identificação 
- Cubra-as com lamínulas e observa-as em microscópio optico. 
 
3.4. Resultados do experimento 2: desenhe as células observadas nas 3 condições 
experimentais. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 3: Efeitos Celulares da Tonicidade 
 
1. OBJETIVOS: Demonstrar ao aluno: 
- os princípios básicos de osmose e pressão osmótica. 
- os mecanismos de difusão passiva de substâncias através da membrana celular. 
- a importância da osmolaridade e tonicidade para a manutenção da homeostasia dos 
líquidos corporais. 
 
2. MATERIAIS 
- Sangue heparinizado (heparina é um anticoagulante) obtido de rato 
- Tubos de ensaio 
- Estante para tubos de ensaio 
- Pipeta Pasteur (conta-gotas) 
- Centrífuga 
- Pinça anatômica 
- Frasco com detergente 
- Soluções contendo diferentes concentrações de Uréia e Sacarose. 
 
3. MÉTODOS 
 
Experimento: Identificar 7 tubos segundo as soluções abaixo relacionadas: 
 
Solução Soluto Água 
Uréia 0,10 M 0,6 g 100 ml 
Uréia 0,30 M 1,8 g 100 ml 
Uréia 0,50 M 3,0 g 100 ml 
Sacarose 0,10 M 3,4 g 100 ml 
Sacarose 0,30 M 10,3 g 100 ml 
Sacarose 0,50 M 17,1 g 100 ml 
NaCl 0,15M + 
Uréia 0,30 M 
NaCl 0,9 g 
Uréia 1,8 g 
100 ml 
 
- Adicione 2 ml de cada solução aos respectivos tubos. 
- Adicione 2 gotas de sangue em cada tubo e homogeneize cuidadosamente. 
- Centrifugue os tubos durante 5 min a 2.000 rpm. 
- Retire os tubos cuidadosamente da centrifuga e coloque-os em ordem. 
 
- Observe os aspectos abaixo e preencha o quadro de resultados. 
 - sobrenadante incolor com presença de precipitado = ausência de hemólise 
 - sobrenadate rosado com presença de precipitado = hemólise parcial 
 - sobrenadante avermelhado com ausência de precipitado = hemólise total 
 
- Observe o tamanho do precipitado comparando os tubos nos quais ele aparece. 
 
 
 
 
 
 
 
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4. RESULTADOS 
 
Solução Não houve 
hemólise 
Hemólise parcial 
(grau de hemólise) 
Hemólise total 
Uréia 0,10 M 
Uréia 0,30 M 
Uréia 0,50 M 
Sacarose 0,10 M 
Sacarose 0,30 M 
Sacarose 0,50 M 
NaCl 0,15M + 
Uréia 0,30 M 
 
 
 
5. DISCUSSÃO 
1. Calcule a osmolaridade em mOsm/litro, de cada uma das soluções utilizadas nas 
aulas 2 e 3. 
2. Qual é a característica das moléculas de NaCl, sacarose e uréia, em relação à 
permeabilidade da membrana? 
3. O que é uma solução isosmótica, hiperosmótica e hiposmótica? 
4. O que é uma solução isotônica, hipertônica e hipotônica? 
5. Classifique as soluções utilizadas conforme sua osmolaridade e tonicidade. 
6. Porque em injeções intravenosas utilizam-se soluções de NaCl 0,9% (0,9 g de 
NaCl/100 ml) ou glicose 5% (5g de glicose/100ml)? 
7. Explique os resultados observados nos tubos, em todas as condições experimentais 
(aulas 2 e 3). 
8. Explique os resultados observados ao microscópio optico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 4: Miografia no Modelo Ciático-Gastrocnêmio 
 
1. INTRODUÇÃO 
 A contração do músculo estriado esquelético é dependente de estímulos 
provenientes do motoneurônio (atividade neurogênica). Uma estimulação do neurônio 
motor causa liberação de acetilcolina na placa motora e o acoplamento excitação-
contração, ou seja, despolarização da fibra muscular e subsequente contração. Um 
estímulo elétrico, desde que supra-limiar, aplicado diretamente sobre o músculo também 
desencadeia o processo contráctil. 
 A contração do músculo estriado esquelético pode ser estudada utilizando-se um 
quimógrafo e uma alavanca inscritora (registradores). 
 Existem contrações isométricas (o músculo desenvolve tensão, mas não há 
encurtamento) e isotônicas (o músculo se encurta em resposta à estimulação). 
 Na prática, analisaremos o registro de contrações isotônicas do músculo 
gastrocnêmio isolado de um animal experimental (rã), por estimulação direta no músculo 
ou indireta (via nervo ciático), por meio de eletrodos. 
 
2. OBJETIVOS 
 A aula tem por objetivos a compreensão de diferentes aspectos do controle 
neuromuscular e da contração do músculo estriado esquelético. Para tanto deverão ser 
observados: 
- as características contrácteis e funcionais do músculo 
- o limiar de excitabilidade e a lei do tudo-ou-nada 
- o efeito do aumento da intensidade de estimulação 
- o efeito do aumento da freqüência da estimulação 
- a ocorrência fisiológica da tetanização 
- os fenômenos de fadiga e contratura muscular. 
 
3. MATERIAL E MÉTODO 
 
3.1- MATERIAL 
- Animal Experimental: Rã 
- Material Cirúrgico 
- Mesa Cirúrgica 
- Estilete para Espinalação 
- Solução de Ringer 
- Quimógrafo 
- Estimulador Elétrico 
- Papel para Registro do Gráfico dos Procedimentos Experimentais. 
 
3.2- MÉTODO 
1º- Espinalação da rã, para destruição do sistema nervoso central. 
 - Nessa condição, o animal não apresentará reflexos. 
2º- Imobilização do animal experimental 
3º- Dissecção do músculo gastrocnêmio e nervo ciático 
4º- Identificação e fixação do músculo 
5º- Preparo da pena inscritora para o registro do experimento no quimógrafo e 
 ajustes necessários. 
6º- Importante: gotejar, periodicamente, a solução de Ringer sobre o músculo. 
 
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7º- Envolver o eletrodo no nervo ciático e aplicar estímulos elétricos a começar com a 
voltagem zero, aumentando progressivamente. 
8º- Observe as variações no registro até obtenção da resposta contractil máxima 
9º- Fixada a intensidade, aumente a frequência de estimulação 
10º- Retire o eletrodo do nervo e conecte-o ao músculo 
11º- Volte o registrado aos valores mínimos iniciais e repita os procedimentos de 
aumento na intensidade de estimulação, até obtenção da resposta contractil máxima; 
seguido de aumento na frequência. 
 
4. DISCUSSÃO 
 
1. Estimulando-se o ciático, as respostas contrácteis foram observadas desde a 
primeira estimulação? Sim, Não, Porque? 
 
2. Estimulando-se o gastrocnêmio, as respostas contrácteis foram observadas desde 
a primeira estimulação? Sim, Não, Porque? 
 
3. Aumento na intensidade de estimulação, modifica a resposta muscular? Explique 
as diferenças entre nervo e músculo. 
 
4. Que tipo de contrações foram observadas? 
 
5. Como denomina-se o estímulo de menor intensidade capaz de produzir resposta 
muscular? 
 
6. Fixando-se a intensidade de estimulação e aumentando-se a frequência, o que se 
observa? 
 
7. Explique o significado de tétano imperfeito e perfeito. 
 
8. O que é fadiga muscular? 
 
9. Qual é a causa da contratura muscular? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 5: Modelo de Estresse no Sistema Nervoso Neurovegetativo (SNN) 
 
1. INTRODUÇÃO 
 O sistema nervoso neurovegetativo (visceral ou autônomo), é a divisão funcional 
do sistema nervoso, responsável pela sensibilidade e controle motor visceral. 
 As eferências neurovegetativas (vias motoras) classificam-se em simpáticas e 
parassimpáticas. 
 Dentre as várias funções do SNN, incluí-se a regulação cardiovascular. Nesse 
sentido, durante situações de estresse físico e/ou emocional, o sistema nervoso 
simpático exerce um importante controle fisiológico sobre o funcionamento 
cardiovascular. 
 
2. OBJETIVOS 
 A aula tem por objetivos demonstrar o efeito do exercício físico, como modelo de 
estresse, sobre a freqüência cardíaca e pressão arterial. 
 
3. METODOLOGIA 
 
3.1 Casuística: 
 Serão convidados a participar como voluntários na realização do esforço físico, 2 
alunos, preferencialmente com alto e baixo condicionamento físico. 
 
3.2 Materiais 
 Bicicleta ergométrica, estetoscópio, esfigmomanômetro (ou polar), cronômetro.3.3. Método 
 
Caminhada-Corrida na esteira: 
 
- Inicialmente o indivíduo ficará sentado em uma cadeira durante 5 minutos para 
mensuração da freqüência cardíaca e pressão arterial em repouso; 
 
- Após o repouso, o aluno será submetido a protocolo de caminhada-corrida em esteira 
durante 12 minutos, com inicio a 4 km/h, 6 km/h e 8 km/h e alterações a cada 3 minutos; 
 
- Posterior ao exercício na esteira o aluno ficará novamente sentado para mensuração da 
resposta de recuperação da freqüência cardíaca até níveis próximos daqueles 
encontrados no repouso; 
 
- A freqüência cardíaca a pressão arterial será mensurada a cada 3 minutos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Tabelas para coleta de dados 
 
TEMPO FREQUENCIA 
CARDÍACA 
PRESSÃO ARTERIAL 
REPOUSO 
1 min 
3 min 
6 min 
9 min 
12 min 
Pós-exercício 
1 min 
3 min 
6 min 
9 min 
12 min 
20 min 
 
 
4 DISCUSSÃO 
 
Analise e discuta os resultados, após a confecção da curva de freqüência cardíaca 
e pressão arterial, explicando os efeitos do sistema nervoso neurovegetativo no sistema 
cardiovascular. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 6: Cardiograma de Tração - Atividade Elétrica e Mecânica do Coração 
 
1. INTRODUÇÃO 
 O coração da rã consta de um ventrículo, duas aurículas e um seio venoso, no 
qual desembocam veias cavas. 
 Do ventrículo sai um bulbo arterioso que se bifurca em dois vasos calibrosos: um 
esquerdo, que origina a carótida primitiva esquerda, a artéria pulmocutânea, que se 
distribui à pele e ao pulmão por seus ramos, artéria cutânea, artéria pulmonar e a artéria 
intestinal primitiva. O direito tem distribuição semelhante, mas o ramo maior toma o nome 
de aorta primitiva e promove a irrigação dos órgãos urogenitais, membros inferiores, etc. 
 O sangue venoso desemboca, por intermédio das veias cavas, no seio venoso e 
desta passa à aurícula direita, de onde vai ao ventrículo. O sangue vai dos pulmões e da 
pele para a aurícula esquerda (a pele tem função respiratória também nos batráqueos) e 
depois ao ventrículo. 
 O sangue arterial e venoso lançam-se, ambos, portanto, no ventrículo único do 
sapo (como nos batráqueos em geral), porém não se misturam, senão em proporções 
mínimas. 
 Quando o ventrículo se contrai, o sangue passa para o bulbo arterial, também em 
mistura mínima, vai para os vasos periféricos e completa o circuito que permite a 
passagem do sangue venoso e arterial em tempo diferentes, de tal modo a não se 
misturarem. 
 Estudaremos alguns aspectos das propriedades fundamentais do miocárdio: 
automatismo, excitabilidade, condutibilidade e contratibilidade. 
Automatismo 
 Os estímulos responsáveis pela excitação do miocárdio podem nascer em 
qualquer uma das fibras cardíacas. Existem, no entanto certas zonas (zonas marca-
passo) com diferenciação anatômica e funcional (tecido nodal) que possuem essa 
propriedade de gerar estímulos (automatismo) de maneira característica e o fazem com 
uma freqüência própria. 
 A zona de automatismo, que possui a freqüência mais elevada, passa a comandar 
a ativação cardíaca submetendo a excitação de todas as fibras ao seu próprio ritmo, o 
marca-passo cardíaco propriamente dito. 
 A freqüência das zonas de marca-passo pode ser alterada por modificações dos 
íons, da temperatura e, especialmente do SNA, com seus neuromediadores. 
Excitabilidade 
 É a propriedade que tem o miocárdio de reagir quando estimulado. O coração 
funcionalmente comporta-se como um sincício: ativando-se um ponto, todo o órgão 
responde. Cada uma das respostas às ativações regulares do marca-passo constitui uma 
sístole cardíaca; quando qualquer outro ponto que não aquele que tem a função de 
marca-passo cardíaco consegue excitar o coração, a resposta extra que se origina 
chame-se extra-sístole. 
Condutibilidade 
 É a propriedade de propagação da atividade elétrica cardíaca iniciada no marca-
passo, por todas as 4 câmaras cardíacas, numa sequência precisa e ordenada. 
 Essa propriedade depende do tecido condutor e das sinapses eletricas (gap-
junctions) existentes entre as fibras do miocárdio. 
 
 
Contratibilidade 
 
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 É a propriedade que tem o miocárdio de contrair-se, respondendo como um todo à 
lei do tudo-ou-nada: ou responde com uma contração máxima, ou não responde. Isto, 
entretanto, não significa que não se possa variar o máximo de energia conseguido por 
um dado batimento, ou que não se possa regular a contratibilidade. 
 Vários são os fatores que interferem: íons, a seqüência das ativações, o sistema 
nervoso neurovegetativo simpático e parassimpático, etc. 
 
2. OBJETIVOS 
- Estudar a excitação rítmica do coração 
- Verificar o automatismo cardíaco. 
- Observar as alterações nas atividades elétrica e contrátil do coração sob efeito de 
diferentes drogas e soluções. 
- Observar as alterações na atividade do coração sob condições experimentais de 
diferentes tipos de bloqueios. 
 
3. MATERIAIS 
- Animal experimental: rã 
- Drogas e soluções: Adrenalina, Acetilcolina, Solução de Ringer frio e quente, CaCl2 
- Estilete 
- Material Cirúrgico 
- Papel para Registro do Gráfico 
- Quimógrafo 
 
4. MÉTODOS 
- Imobilizar o animal pelo processo de espinalação 
- Expor o coração e mantê-lo umedecido com solução de Ringer 
- Prender o coração à pena inscritora através de um gancho metálico preso ao ápice do 
ventrículo. 
- Verificar a estrutura do coração 
- Ligar o quimógrafo e observar o gráfico das atividades cardíacas sob diferentes 
condições experimentais. 
 
5. REGISTROS (desenhar nos espaços indicados) 
 
- REGISTRO DA ATIVIDADE NORMAL DO CORAÇÃO: 
 
 
 
 
 
 
 
- REGISTRO SOB EFEITOS DE DIFERENTES DROGAS E SOLUÇÕES 
- Pipetar as diferentes drogas e soluções 
- Observar as alterações na atividade cardíaca e no registro gráfico, em cada 
determinada condição. 
- Após cada droga ou solução: 
- Lavar o coração com solução fisiológica de Ringer 
- E esperar a estabilização da freqüência do batimento a cada. 
 
 
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- Seqüência das drogas e soluções: 
- Adrenalina: 
 
 
 
 
- Acetilcolina: 
 
 
 
 
- Solução de Ringer quente: 
 
 
 
 
- Solução de Ringer frio: 
 
 
 
 
- CaCl2: 
 
 
 
 
- REGISTROS DA ATIVIDADE CARDÍACA SOB EFEITO DE DIFERENTES TIPOS DE 
BLOQUEIOS CARDÍACOS 
 
- Promover diferentes bloqueios cardíacos, observando em cada um deles: 
- A atividade cardíaca e o registro gráfico. 
- Seqüência dos Bloqueios (Ligaduras de Stannius): 
 
1º- Fazer a 1ª ligadura de Stannius 
 
 - Passando uma linha ao redor do limite entre o seio venoso e os átrios. 
- Apertar o laço, observar o efeito e o registro no gráfico: 
 
 
 
 
 
 
 
 
2º- Fazer a 2ª ligadura: 
- Passando outra linha ao redor do limite entre os átrios e o ventrículo. 
- Observar o efeito e o registro gráfico: 
 
 
 
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3º- A seguir, desfazer a 1ª ligadura, obtendo-se a 3ª ligadura 
- Observar o efeito e o registro gráfico: 
 
 
 
 
 
 
4º- Desfazer a 3ª ligadura de Stannius e observar se o coração reassumi a sua atividade 
normal. 
 
 
 
 
 
 
6. DISCUSSÃO 
a- Identificar e explicar as alterações observadas com o uso das diferentes drogas e 
soluções: 
Adrenalina: ---------------------------------------------------------------------------------- 
 
Acetilcolina: ---------------------------------------------------------------------------------- 
 
Ringer Quente: ------------------------------------------------------------------------------- 
 
Ringer Frio: ----------------------------------------------------------------------------------- 
 
Solução CaCl2: ------------------------------------------------------------------------------- 
 
b- Identificar e explicar os diferentes bloqueios (Ligaduras de Stannius) 
 
- 1ª ligadura de Stannius se identifica com qual bloqueio cardíaco humano ? 
 
_______________________________________________________________________ 
 
- 2ª ligadura de Stannius se identifica com qual bloqueio cardíaco humano ? 
 
_______________________________________________________________________ 
 
 
 
- 3ª ligadura de Stannius se identifica com qual bloqueio cardíaco humano ? 
 
_______________________________________________________________________ 
 
 
 
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c- Em que condição pode acontecer o escape ventricular e o que significa? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 7: Microcirculação 
 
1. INTRODUÇÃO 
 Existe um controle local do fluxo sangüíneo pelos tecidos e um processo de 
regulação humoral, em resposta às necessidades dos tecidos 
 Um dos princípios mais fundamentais da função circulatória consiste na 
capacidade de cada tecido controlar seu próprio fluxo sangüíneo local em relação às 
necessidades metabólicas. 
 Quando a necessidade de fluxo se altera, o fluxo segue esta alteração. 
 Algumas necessidades específicas dos tecidos referem-se a: suprimento de O2 
aos tecidos; suprimento de nutrientes, como glicose, aminoácidos, ácidos graxos; 
remoção de CO2 dos tecidos; remoção de H
+ dos tecidos; manutenção de concentrações 
apropriadas de íons em geral; transporte de vários hormônios e outras substâncias 
específicas para os diferentes tecidos. 
 O fluxo sangüíneo para cada tecido é geralmente regulado no nível mínimo capaz 
de suprir suas necessidades. 
 
 REGULAÇÃO HUMORAL DA CIRCULAÇÃO 
 A regulação humoral da circulação refere-se à regulação por substâncias 
secretadas nos líquidos corporais ou neles absorvidos, como hormônios e íons. 
 Algumas dessas substâncias são formadas por glândulas especiais e, a seguir, 
transportadas pelo sangue por todo o corpo. Outras são formadas em áreas teciduais 
locais e só produzem efeitos circulatórios locais 
 AGENTES VASOCONSTRITORES: 
 NORADRENALINA E EPINEFRINA 
 A noradrenalina é um hormônio vasoconstritor particularmente potente. A 
epinefrina tem menor potência, e em alguns casos, produz vasodilatação como por 
exemplo ocorre ocasionalmente no coração para dilatar as artérias coronárias durante o 
aumento da atividade cardíaca. 
 ANGIOTENSINA 
 A angiotensina é uma das mais potentes substâncias vasoconstritoras. A 
verdadeira importância da angiotensina no sangue, reside normalmente na sua atuação 
simultânea sobre todas as arteríolas do corpo, aumentando a resistência periférica total, 
com conseqüente elevação da pressão arterial. 
 VASOPRESSINA 
 A vasopressina é ainda mais potente que a angiotensina como vasoconstritora, o 
que a torna, talvez, a mais potente das substâncias vasoconstritoras. 
 ENDOTELINA 
 É um poderoso vasoconstritor nos vasos sangüíneos lesados. A endotelina é 
encontrada nas células endoteliais dos vasos sangüíneos após grave lesão do vaso. É 
provavelmente a liberação local da endotelina, com vasoconstrição subsequente que 
impede a ocorrência de sangramento extenso de artérias. 
 AGENTES VASODILATADORES 
 BRADICININA 
 A bradicinina produz intensa dilatação arteriolar, bem como aumento da 
permeabilidade capilar. 
 SEROTONINA 
A serotonina está presente na musculatura lisa cardiovascular e também nas 
plaquetas (carreadoras da serotonina). sendo que nas plaquetas encontramos um 
 
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receptor conhecido como 5HT-2. A serotonina estimula a liberação de óxido nítrico no 
endotélio, produzindo relaxamentovascular deste e com isso promove a vasodilatação 
do tecido cardíaco (in vitro). Nas artérias coronárias o receptor 5HT-1D é o principal 
receptor responsável por esta atividade no endotélio vascular, no entanto, por ação direta 
da serotonina pode-se obter a vasoconstrição por agonismo nos receptores 5HT-2B 
presentes nas artérias coronárias 
 
 HISTAMINA 
 A histamina é liberada praticamente em todos os tecidos do corpo; quando estes 
sofrem lesão, inflamação ou reação alérgica. A maior parte da histamina deriva dos 
mastócitos dos tecidos lesados e dos basófilos no sangue. A histamina exerce poderoso 
efeito vasodilatador sobre as arteríolas. E tem capacidade de aumentar acentuadamente 
a porosidade capilar, permitindo o extravasamento de líquido e de proteínas plasmáticas 
nos tecidos. 
 PROSTAGLANDINAS 
 Quase todos os tecidos do corpo contêm quantidades pequenas a moderadas de 
várias substâncias químicas relacionadas, denominadas prostaglandinas. A maioria das 
prostaglandinas atuam como agentes vasodilatadores, apesar de algumas causarem 
vasoconstrição. 
 
REGULAÇÃO NEURAL DA CIRCULAÇÃO E O CONTROLE RÁPIDO DA PRESSÃO 
ARTERIAL 
 REGULAÇÃO NEURAL DA CIRCULAÇÃO 
 O controle nervoso normalmente tem pouco a ver com o ajuste do fluxo 
sangüíneo. Trata-se de uma função do controle tecidual local do fluxo sangüíneo. Na 
verdade, o controle nervoso afeta principalmente funções mais globais como: a 
redistribuição do fluxo sangüíneo para as diferentes áreas do corpo; o aumento na 
atividade de bombeamento do coração; e, em particular, o fornecimento de um controle 
rápido da pressão arterial. 
 O meio pelo qual o sistema nervoso controla a circulação, é quase totalmente 
através do sistema nervoso autonômico. 
 SISTEMA NERVOSO AUTONÔMICO ou NEUROVEGETATIVO 
 A parte mais importante do sistema nervoso neurovegetativo para a regulação da 
circulação consiste no sistema nervoso simpático (SNP), que também é importante ao 
contribuir para a regulação da função cardíaca. 
 SISTEMA NERVOSO SIMPÁTICO 
INERVAÇÃO SIMPÁTICA DOS VASOS SANGÜÍNEOS 
As fibras nervosas simpáticas se distribuem por todos os vasos sangüíneos; à 
xceção dos capilares, dos esfíncteres pré–capilares e da maioria das metarteríolas. 
A inervação das pequenas artérias e arteríolas permite que a estimulação 
simpática aumente a resistência e, por conseguinte, reduza a taxa de fluxo sangüíneo 
pelos tecidos. 
A inervação dos grandes vasos, em particular as veias permite que a estimulação 
diminua o volume desses vasos, alterando, assim, o volume do sistema circulatório 
periférico. Esse processo pode transferir sangue para o coração, desempenhando 
portanto importante papel na regulação da função cardiovascular. 
 
 
 
 
 
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2. OBJETIVOS 
Observar as diferenças anatomofisiológicas entre artérias e veias 
Observar as características funcionais da circulação capilar 
 
3. MATERIAIS E MÉTODOS 
Animal experimental: Rã 
Solução: Adrenalina, Histamina, Soro fisiológico 
Material experimental e aparelhos: estilete, material cirúrgico, prancha, 
microscópio 
 
Procedimentos Experimentais 
1º- Imobilizar o animal pelo processo de espinalação 
2º- Fixação do animal: deitá-lo em decúbito dorsal imobilizando-o na prancha, por 
meio de alfinetes, transfixando as patas. 
3º- Exposição do mesentério: fazer uma incisão longitudinal de 2cm na região lateral 
do abdome. 
4º- Exteriorizar uma alça do intestino delgado e cobrir da prancha com a porção do 
mesentério limitada pela alça intestinal. 
5º- Fixar a alça atravessando o intestino com os alfinetes, o mais distante possível do 
mesentério. 
6º- Colocar a prancha sobre a platina do microscópio, usar lentes de pequeno 
aumento. 
Observação: Ao notar que o mesentério se resseca, umedecê-la com solução de NaCl 
por meio de um conta-gotas. 
 
EXPERIÊNCIA 
a- ARTERÍOLAS E VÊNULAS 
- Observar os vasos maiores que se apresentam como duas linhas paralelas limitando 
colunas vermelhas que fluem. 
b- BIFURCAÇÃO 
- Procurar vasos que se bifurcam. Em alguns o sangue flui em direção à bifurcação, 
em outros, o fluxo é em direção oposta. Qual é a arteríola, e qual a vênula? 
c- FLUXO 
- Observar que em alguns vasos o fluxo de sangue se acelera intermitentemente, em 
outros é contínuo. 
- Onde é o fluxo intermitente: nas arteríolas ou vênulas? Por quê? 
d- CAPILAR 
- Observar entre os vasos maiores uma rede de vasos anastomosados, de paredes 
quase invisíveis e de pequeno diâmetro. São os capilares onde as hemáceas se 
deslocam como pilhas de moedas. 
c- Instilar uma gota de ADRENALINA sobre o mesentério. Quais as modificações no 
calibre dos vasos? 
 f- Instilar uma gota de HISTAMINA sobre o mesentério. Quais as modificações no 
calibre dos vasos? 
 
 
 
 
 
 
 
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 ARTÉRIA VEIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 8: Medida de Pressão Arterial e da Frequência Cardíaca, Ausculta 
Cardíaca 
 
1. INTRODUÇÃO 
 A determinação da pressão arterial é importante no diagnóstico de alterações 
cardiovasculares e, por isso, é importante determiná-la corretamente. 
 Existem técnicas diretas (em animais) e indiretas para a medida da pressão 
arterial (em humanos). 
Como o bombeamento do sangue é pulsátil, a pressão arterial oscila entre um 
nível sistólico e diastólico, podendo ser determinadas as pressões sistólica (pressão 
máxima) e a diastólica (pressão mínima). 
 A diferença entre a pressão sistólica e a diastólica determina a pressão de pulso 
que, no adulto normal, varia entre 40 e 50 mmmHg. 
 
2. OBJETIVOS 
- Aprender a determinar a freqüência cardíaca pela palpação da artéria radial. 
- Auscultar as bulhas cardíacas 
- Familiarizar-se com as técnicas da pressão arterial pelo método indireto, utilizando o 
esfignomanômetro e o estetoscópio. 
 
3. MATERIAL 
- Estetoscópio, Esfignomanômetro (manguito, manômetro e pêra pressurizadora). 
 
4. PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS 
 
4.1 DETERMINAÇÃO DA FREQÜÊNCIA CARDÍACA PELO PULSO ARTERIAL 
O pulso arterial representa a propagação periférica da variação inicialde pressão na 
aorta, através das paredes arteriais e do sangue. Isso ocorre porque as paredes arteriais 
são elásticas. 
A onda de pulso atinge uma artéria antes da chegada do sangue saído do ventrículo. 
Os locais mais indicados para a medida do pulso são as artérias radial e carótida. 
Pela palpação da artéria radial, verificar o ritmo cardíaco. 
Determinar o pulso radial (freqüência cardíaca) por 1 minuto. Anotar o resultado. 
Repetir a determinação utilizando os tempo: 15 segundos e 30 segundos. 
Calcular a freqüência através do pulso radial / minuto. Anotar os resultados. 
 
4.2 AUSCULTA DAS BULHAS 
 São sons audíveis em áreas do tórax e com mais nitidez nas áreas precordiais. 
 Podem ser ouvidas por fonocardiograma ou pelo uso do estetoscópio (1 e 2 
bulhas). 
1 bulha: fechamento das vávulas arioventriculares 
2 bulha: fechamento das vávulas semilunares 
3 bulha: fluxo de sangue para os ventriculos já quase cheios 
Bulha atrial: vibrações do fluxo de sangue para os ventrículos durante a contração atrial. 
Áreas para ausculta das bulhas cardíacas normais: os focos para ausculta são: 
aórtico, pulmonar, tricúspide e mitral conforme a figura. 
 
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4.3 MEDIDA DA PRESSÃO ARTERIAL - MÉTODO AUSCULTATÓRIO 
A pressão arterial é a pressão que o sangue ejetado do ventrículo esquerdo exerce 
na artéria aorta e que se propaga pela rede arterial sistêmica. 
Através desse método é possível determinar a pressão máxima (sistólica) e a 
pressão mínima (diastólica). 
Para a determinação do método auscultatório, utiliza-se o esfignomanômetro 
juntamente com o estetoscópio. 
 
5. DISCUSSÃO 
O que é pressão arterial? 
Qual a importância da manutenção da pressão arterial? 
O que são válvulas cardíacas? 
Como é determinada a freqüência a cardíaca? 
Quais os valores de pressão arterial considerados normais? 
Quais são os mecanismos que regulam a pressão arterial? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 9: Espirometria 
 
1. INTRODUÇÃO 
Espirometria é um método para medidas das alterações do volume pulmonar que 
ocorrem durante a inspiração e expiração. 
 
O volume de ar nos pulmões maximamente cheio pode ser dividido em 
Volume Corrente (VC): volume gasoso inspirado ou expirado em cada ciclo 
respiratório único (500 ml) 
Volume Inspiratório de Reserva (VIR): volume gasoso máximo que pode ser 
inspirado ao final de uma inspiração normal (3.000 ml) 
Volume Expiratório de Reserva (VER): volume gasoso máximo que pode ser 
expirado fazendo-se uma expiração máxima ao final de uma expiração normal (1.100 ml) 
Volume Residual (VR): volume gasoso que permanece nos pulmões após uma 
expiração máxima (1.200 ml) 
Volume Expiratório Forçado (VEF1,0): quantidade máxima de gás que pode ser 
expelida em 1 segundo, após inspiração máxima (4.000 ml) 
 
 
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As Capacidades Pulmonares são medidas da função pulmonar calculadas pela 
soma de 2 ou mais volumes: 
Capacidade Pulmonar Total (CPT): quantidade total de gás contida no pulmão 
após inspiração máxima; soma dos volumes 1 a 4 (5.800 ml) 
Capacidade Vital (CV): medida do maior volume corrente possível; volume 
máximo que pode ser inspirado após expiração máxima (VER + VC + VIR = 4.600 ml)) 
Capacidade Inspiratória (CI): quantidade máxima de gás que pode ser inspirada 
fazendo-se uma inspiração máxima ao final de uma inspiração normal (VC + VIR = 3.500 
ml) 
Capacidade Funcional Residual (CFR): quantidade de ar presente no pulmão ao 
final de uma expiração normal (VER + VR = 2.300 ml) 
Capacidade Vital Forçada (CVF): quantidade de gás que pode ser expelida dos 
pulmões expirando-se o mais forte possível após inspiração máxima (5.000 ml). 
 
2. METODOLOGIA 
 O método mais comum, inicialmente padronizado, envolve as seguintes etapas: 
- campânula contendo O2, imersa num reservatório de água 
- a campânula é contrabalanceada por um peso 
- a campânula é conectada a uma pena inscritora e a um quimógrafo 
(registro gráfico numa folha de papel em movimento circular) 
- uma tubulação conecta a boca do indivíduo c/ o reservatório de gás 
- o indivíduo respira por um tubo de maneira que quando o ar é: 
* retirado na inspiração o recipiente abaixa e a inscrição se eleva; 
* adicionado na expiração o recipiente se eleva e a inscrição abaixa 
 
 
VENTILAÇÃO ALVEOLAR E ESPAÇO MORTO ANATÔMICO 
 
Freqüência Respiratória (FR): n de incursões respiratórias por unidade de tempo. 
 
Volume-Minuto Respiratório (VMR): 
- é o volume de ar movido pelo sistema respiratório por min 
- uma parte ventila espaço morto anatômico e outra ventila alvéolos 
VMR = VC x FR (6.000 = 500 x 12) 
- durante exercício intenso o VMR pode elevar-se p/ até 130 l/min 
 
Espaço Morto Anatômico: traquéia, brônquios e bronquíolos não-respiratórios (o ar 
contido nessas estruturas não estabelece trocas). 
volume de espaço morto anatômico (VEMA) p/ FR=12 é de 150 ml. 
 
Volume Minuto Alveolar: fração do VMR que ventila os alveólos e está sujeito as trocas 
gasosas. 
 
FR = 12 VEMA = 150 ml VC = 500 ml (500 – 150 = 350) 
 
Volume minuto alveolar = 12 x 350 = 4.200 ml/min 
 
 
 
 
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Aula Prática 10: Dosagem de Glicose, Colesterol, Triglicérides 
 
1 INTRODUÇÃO 
A GLICOSE ou glucose ou dextrose, é um monossacarídeo. Juntamente com a 
frutose e a galactose, é o carboidrato fundamental dos carboidratos maiores, como 
sacarose e maltose. Amido e celulose são polímeros de glucose. 
No metabolismo, a glicose é uma das principais fontes de energia e fornece 4 
calorias de energia por grama. A glucose hidratada (como no soro glicosado) fornece 3,4 
calorias por grama. Sua degradação química durante o processo de respiração celular dá 
origem a energiaquímica (armazenada em moléculas de ATP - entre 36 e 38 moléculas 
de ATP por moléculas de glucose), gás carbônico e água. 
O nome Glucose veio do grego glykys (γλυκύς), que significa "doce", mais o sufixo 
-ose, indicativo de açúcar. Tem função de fornecedor de energia, participa das vias 
metabólicas, além de ser precursora de outras importantes moléculas. 
 A regulação glicêmica é uma função homeostática essencial à vida das células e 
está sobre regulação precisa de vários hormônios e do sistema nervoso neurovegetativo. 
 O COLESTEROL é um esteroide lipídico encontrado nas membranas celulares e 
transportado no plasma sanguíneo de todos os animais. É um componente essencial das 
membranas celulares dos mamíferos. O colesterol é o principal esterol sintetizado pelos 
animais, mas pequenas quantidades são também sintetizadas por outros eucariotas, 
como plantas e fungos. 
Não existe colesterol em nenhum produto de origem vegetal. Plantas apresentam 
um produto similar chamado de estigmaesterol, que não é absorvido pelo corpo humano. 
A maior parte do colesterol presente no corpo é sintetizada pelo próprio 
organismo, sendo apenas uma pequena parte adquirida pela dieta. Portanto, ao contrário 
de como se pensava antigamente, o nível de colesterol no sangue não aumenta se se 
aumentar a quantidade de colesterol na dieta. O colesterol é mais abundante nos tecidos 
que mais sintetizam ou têm membranas densamente agrupadas em maior número, como 
o fígado, medula espinhal, cérebro e placas ateromatosas (nas artérias). O colesterol tem 
um papel central em muitos processos bioquímicos, mas é mais conhecido pela 
associação existente entre doenças cardiovasculares e as diversas lipoproteínas que o 
transportam, e os altos níveis de colesterol no sangue (hipercolesterolemia). 
O colesterol é insolúvel em água e, consequentemente, insolúvel no sangue. Para 
ser transportado através da corrente sanguínea ele liga-se a diversos tipos de 
lipoproteínas, partículas esféricas que tem sua superfície exterior composta 
principalmente por proteínas hidrossolúveis. Existem vários tipos de lipoproteínas, e elas 
são classificadas de acordo com a sua densidade. 
As duas principais lipoproteínas usadas para diagnóstico dos níveis de colesterol 
são: 
- lipoproteínas de baixa densidade (Low Density Lipoproteins ou LDL): acredita-se que 
são a classe maléfica ao ser humano, por serem capazes de transportar o colesterol do 
fígado até as células de vários outros tecidos. Nos últimos anos, o termo (de certa forma 
 
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impreciso) "colesterol ruim" ou "colesterol mau" tem sido usado para referir ao LDL que, 
de acordo com a hipótese de Rudolf Virchow, acredita-se ter ações danosas (formação 
de placas arteroscleróticas nos vasos sanguíneos). 
- lipoproteínas de alta densidade (High Density Lipoproteins ou HDL): acredita-se que 
são capazes de absorver os cristais de colesterol, que começam a ser depositados nas 
paredes arteriais (retardando o processo arterosclerótico). Tem sido usado o termo 
"colesterol bom" para referir ao HDL, que se acredita que tem ações benéficas. 
TRIACILGLICEROL: é nome genérico de qualquer tri-éster oriundo da 
combinação do glicerol (um triálcool) com ácidos, especialmente ácidos graxos (ácidos 
carboxílicos de longa cadeia alquílica), no qual as três hidroxilas (do glicerol) sofreram 
condensação carboxílica com os ácidos, os quais não precisam ser necessariamente 
iguais. Triacilgliceróis são prontamente reconhecidos como óleos ou gorduras (ver óleo 
vegetal e gordura), produzidos e armazenados nos organismos vivos para fins de reserva 
alimentar. 
De forma simplificada, um triacilglicerol é formado pela união de três ácidos graxos 
a uma molécula de glicerol, cujas três hidroxilas (grupos –OH) ligam-se aos radicais 
carboxílicos dos ácidos graxos. 
Existem vários sinônimos para "Triacilglicerol": Triacilglicerídeo; Triacilglicerídio; 
Triacilglicídeo; Triacilglicídio; Triglicerídeo; Triglicerídio; Triglicéride; Triglicerol; 
2 OBJETIVOS 
Demostrar aos alunos uma forma simples de dosagem de glicose, colesterol e 
triglicerídeos por meio de fitas reativas e leitura rápida. 
3 PROCEDIMENTOS 
- Lavagem e secagem das mãos 
- Assepsia na polpa digital 
- Perfuração do dedo com lancetador para punção digital 
- Colocação de uma gota de sangue sobre as 3 fitas reativas (Accutrend® glicose, 
Accutrend® colesterol e Accutrend® triglicerides) 
- Colocação da fita reativa no aparelho de leitura (ACCUTREND® GCT) 
- Proceder à leitura seguindo as instruções do aparelho. 
Valores de Referência 
 Nomal Alterada Intolerância 
à glicose 
Diabetes 
mellitus 
Glicemia 
de jejum 
< 110 
mg/dl 
110 a 126 
mg/dL 
> 126 ou 
 140 e < 
200 (2h 
após GTT) 
≥ 126 ou 
≥ 200, com 
sintomas 
classicos 
 
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Jejum = falta de ingestão calórica de no mínimo 8 h. 
GTT = Teste de tolerância à glicose (75 g de glicose oral e dosagens glicêmicas 
sucessivas) 
 Ótimo Normal Limite alto Alto Muito alto 
TGL < 150 
mg/dL 
<200mg/dL 200 a 
400mg/dL 
400 a 
1000mg/dL 
>1000mg/dL 
Colesterol 
total 
< 200 
mg/dL 
 
LDL-
colesterol 
< 100 
mg/dl 
100-129 
mg/dl 
 
 
 Baixo Alto 
HDL-colesterol < 40 mg/dl > 60 mg/dl 
 
 
4 RESULTADOS (valores em mg/dL) 
 
Voluntário Glicemia Colesterolemia Trigliceridemia 
1 
2 
3 
4 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 11: Teste de Tolerância à Glicose e Curva Glicêmica Controle 
 
Aula Prática 12: Teste de Tolerância à Glicose e Curva Glicêmica Diabética 
 
1. INTRODUÇÃO: 
O controle fisiológico da concentração de glicose no sangue (glicemia) garante 
sua oscilação entre 80-90 e 120 a 140 mg/dl de sg.; respectivamente no jejum matinal e 
1 hora após uma refeição. 
A manutenção da glicemia é vital, pois a glicose é o único nutriente utilizado pelo 
cérebro, retina e epitélio germinativo das gônadas, em quantidades suficientes para seu 
suprimento energético adequado. 
No jejum, a insulina deve diminuir para que a glicose produzida pelagliconeogênese supra o cérebro e não seja desviada para os músculos. 
O fígado atua como um sistema-tampão da glicose sangüínea, evitando variações 
glicêmicas. Entre os mecanismos reguladores, temos vários hormônios 
hiperglicemiantes, tais como glucagon, adrenalina, GH e cortisol e apenas um 
hipoglicemiante que é a insulina. 
 O teste de tolerância à glicose, ou GTT, é um exame utilizado para o diagnóstico 
da função pancreática. 
 
2. OBJETIVO: Analisar a função endócrina do pâncreas na regulação da glicemia. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
Animal Experimental: Rato (plasma sanguíneo). 
Drogas: Insulina, Glucagon, Glicose 
 
Grupos Experimentais 
 
GRUPOS CONTROLE (aula 9) 
- Controle 
- Controle + glicose 
- Controle + glucagon 
- Controle + insulina 
 
GRUPOS DIABÉTICOS (aula 10) 
- Diabético 
- Diabético + glicose 
- Diabético + glucagon 
- Diabético + insulina 
 
Coleta de sangue para glicemia: nos tempos: 0; 5; 10; 20; 30; 45 e 60 minutos. 
 
Procedimento de aplicação das drogas 
 
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a- Coleta de sangue no tempo 0. 
b- Em seguida administrar a droga (1 ml/ via i.p.) 
c- Coletas nos tempos: 5; 10; 20; 30; 45 e 60 minutos após a administração da droga. 
 
Determinação da glicemia 
 
Reagentes 
a- Reagente de cor: Glicose Enzimática 
b- Padrão de glicose - 100 mg/ml. 
 
PROCEDIMENTOS TÉCNICOS 
 
TIPOS DE TUBOS: Amostra, Padrão, Branco 
 
PREENCHIMENTO DOS TUBOS 
 Amostra Padrão (em duplicata) Branco 
Amostra 10µl/cada 
tempo 
 
Padrão - 10 l (Glicose 
Padrão) 
 
Reagente de cor 1,0 ml 1,0 ml 1,0 ml 
 
BANHO-MARIA: Agitar os tubos, mantê- los em banho-maria, a 37ºC, durante 15 
minutos. 
 
DETERMINAR AS ABSORBÂNCIAS (DO) 
- Dos tubos das amostras e dos padrões (P1 e P2) 
- Calibrar o espectrofotômetro ( 505 nm) 
- Acertar o zero com o branco. 
 
4. RESULTADOS 
 
GRUPOS CONTROLE (AULA 9) 
 
Anotar os valores obtidos de absorbância (DO) e calcular os respectivos valores de 
glicemia (G). 
 
Tempo 
(minutos) 
Controle Controle + 
Glicose 
Controle + 
Insulina 
Controle + 
Glucagon 
 D0 G DO G DO G DO G 
0 
5 
10 
20 
30 
45 
60 
 
GRUPOS DIABÉTICOS (AULA 10) 
 
 
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Anotar os valores obtidos de absorbância (DO) e calcular os respectivos valores de 
glicemia (G). 
 
Tempo 
(minutos) 
Diabético Diabético + 
Glicose 
Diabético + 
Insulina 
Diabético + 
Glucagon 
 DO G DO G DO G DO G 
0 
5 
10 
20 
30 
45 
60 
 
 
CÁLCULOS 
 
 100 
a- FATOR = _____________________________ 
DO Padrão (absorbância do padrão) 
 
b- Nível de glicose no sangue (mg/dL) = DO/Amostra x Fator 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 13: Ciclo Estral 
 
1 INTRODUÇÃO 
 Na mulher, durante a vida fértil, ocorrem alterações cíclicas na função secretora 
de hormônios ovarianos e na ovulação. As variações na concentrações sanguíneas dos 
estrógenos e progesterona causam mudanças no endométrio uterino e na mucosa 
vaginal. 
 O ciclo uterino feminino divide-se em fases: 1. proliferativa ou estrogênica, 2. 
secretora ou progestacional e 3. período menstrual. 
 É possível estabelecer relações dos efeitos hormonais sobre células do epitélio 
vaginal, de ratas; cujo ciclo estral divide-se nas fases: Proestro, Estro, Metaestro e 
Diestro. 
 
2 OBJETIVO 
 
Observar o epitélio vaginal de ratas em diferentes fases do ciclo estral de ratas. 
 
3 MATERIAIS E MÉTODOS 
 
MATERIAL 
Animais: Ratas 
Soro Fisiológico (Solução Salina), Lâminas, Lâminulas, Conta-gotas, Microscópio 
 
PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS 
Sedação da rata com Thionembutal 
Coleta do esfregaço vaginal 
Observação das fases no microscópio óptico. 
 
4 RESULTADOS: FASES DO CICLO ESTRAL 
 
PROESTRO 
Início da ação estrogênica. 
Fase que ocorre a ovulação: duração de 24 horas. 
Corresponde na mulher à fase proliferativa. 
 
Lâmina: 
- Ausência de leucócitos 
- Inúmeras células epiteliais arredondadas e com núcleo 
- Presença residual de tipos intermediários de células. 
 
ESTRO 
Fase de máxima ação estrogênica 
Fase em que a rata aceita o macho 
Corresponde na mulher à ovulação. 
 
Lâmina: 
 - Presença de inúmeras células corneificadas (queratinizadas). 
 
 
 
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METAESTRO 
Início da elevação da progesterona sérica. 
Fase muito curta na rata: duração de 12 a 24 horas. 
É a fase secretória que antecede o diestro. 
Corresponde na mulher à fase progestacional. 
Lâmina: 
 - Reaparecem os leucócitos. 
 - Entremeados com algumas células queratinizadas. 
 - E presença de outras células epiteliais. 
 
DIESTRO OU ANESTRO 
É a fase de repouso. 
O epitélio vaginal não recebe nenhuma ação hormonal. 
Duração de 48 a 72 horas 
Corresponde na mulher à fase menstrual. 
 
Lâmina: 
- Com excesso de leucócitos. 
- Raras células. 
- Muco abundante. 
 
PRANCHAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Aula Prática 14: Reflexos Medulares 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
 Uma das manifestações maisevidentes da atividade nervosa é a contração 
muscular reflexa, dependente de arcos reflexos organizados a partir de receptores, 
neurônios aferentes (sensitivos), sinapses a nível central, neurônios eferentes (motores) 
e músculos (efetores). Em qualquer nível do S.N.C. é possível observar este tipo de 
atividade por estimulação periférica, inclusive a nível medular, onde tais reações podem 
ser analisadas em sua forma mais pura, no animal espinhal. Este tipo de preparação, 
onde as influências de centros nervosos supra espinhais foram eliminadas, constitui um 
ótimo modelo para o estudo dos reflexos e da organização motora medular. 
 Os objetivos desta experiência são os de caracterizar ações reflexas medulares e 
demonstrar alguns aspectos da organização intrínsica medular, como base para 
discussão posteriores sobre o controle nervoso das diversas funções orgânicas. 
 
2. METODOLOGIA 
 
 I. No sapo normal, observar: 
1) postura e tônus muscular 
2) movimentos voluntários 
3) reflexos 
a) por estimulação mecânica da pata 
b) por estimulação mecânica da córnea 
c) por colocação do animal em decúbito dorsal (reflexo de endireitamento) 
 
II. Preparar o animal espinhal, introduzindo o estilete no espaço formado pela união entre 
o crânio e a coluna vertebral e seccionar o neuroeixo a este nível com movimentos 
laterais do estilete. A seguir, introduzir o mesmo em direção cranial e, com movimentos 
circulares, efetuar a destruição do encéfalo, mantendo assim a medula espinhal íntegra. 
 
III. Como indicação de destruição encefálica, testar os reflexos córneo-palpebral e de 
endireitamento, como em (I), devendo os mesmos estarem ausentes. 
 
IV. Observar postura e tônus muscular, notando ausência de movimentos voluntários. 
 
V. Prender o animal, pela mandíbula, na haste suporte, deixando os membros livres. 
VI. Estudar os reflexos medulares através de: 
 - estimulação química: 
a) estimular as extremidades de uma pata posterior (sempre a mesma) com ácido 
acético, inicialmente com a solução mais diluída (1:500) e a seguir com as seguintes, em 
ordem. Tente correlacionar a resposta com a intensidade (igual concentração) do 
estímulo. Após cada estimulação, lavar o local estimulado e enxugá-lo. 
b) colocar um pedaço de papel de filtro embebido em ácido acético puro no abdômen do 
animal. Observar. Lavar a região e testar outros pontos do corpo do mesmo modo. 
 
VII. Após todos os testes acima, destruir a medula espinhal com o mesmo estilete, agora 
em direção caudal, na maior extensão possível. 
 
 
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VIII. Comparar o animal, agora com o S.N.C. totalmente destruído com o animal espinhal. 
 
IX. Aplicar os mesmos estímulos (elétrico e químico) no animal com o S.N.C. destruído. 
 
X. Observar e justificar as eventuais respostas remanescentes à estimulação elétrica. 
 
3. MATERIAL UTILIZADO 
 
Reagente 
- soluções de ácido acético: 
a) 1:500 
b) 1:300 
c) 1:100 
d) 1:50 
e) 1:30 
f) 1:10 
g) 1:1 (ácido acético glacial)