2. Métodos em Parasitologia

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Métodos e Técnicas 
em Parasitologia
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Análise Parasitológica de 
Fezes 
11) E.P.F. : tem como objetivo diagnosticar os parasitos 
intestinais eliminados nas fezes.
Muito específico, pouco sensível
Estágios usuais de diagnósticos:
ovos e larvas de helmintos;
trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários.
OBS: A maioria dos parasitas intestinais é
diagnosticada pelo E.P.F.- urina, escarro, secreções
urogenitais, aspirados, tecidos, conteúdo duodenal e
espécimes obtidos por biópsia - identificação de certas
espécies.
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IDENTIFICAÇÃO SEGURA E 
CORRETA DE UM PARASITA:
Critérios morfológicos – colheita bem-feita e boa
preservação das amostras fecais.
OBS: Material fecal inadequadamente
colhido, velho ou mal preservado -
pequeno valor diagnóstico
Técnicas especiais.
Um único EPF negativo – sem valor diagnóstico.
 Exame macroscópico das fezes deve sempre
preceder ao exame microscópico - vermes adultos,
proglotes – sem presença de ovos no bolo fecal.
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COLETA DE MATERIAL:
Qualquer evacuação do dia.
FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE
Fatores a considerar:
Tipo de recipiente: limpo e seco, boca larga, 250ml, 
vedação hermética (impede o derrame e preserva a 
umidade). 
Cada amostra deve ter as seguintes informações: 
nome do paciente, número de identificação, idade, 
sexo,
data e horário de coleta
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Volume: exames macro e microscópico satisfatórios –
enviar ao laboratório todo o bolo fecal – ou 20 a 30g –
diferentes técnicas.
 Não deve haver demora entre a coleta e a realização do 
EPF. 
Drogas e compostos químicos: 
 Tetraciclinas- intervalo de 2 a 3 semanas após a 
administração.
 Bário ou bismuto (contraste radiológico sulfato de bário) 
- ação abrasiva - destruição de trofozoítos – intervalo de 
48 horas
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OBS:
 antes de iniciar o tratamento: coleta de 3 amostras
– 2 evacuações normais e 3ª, depois da
administração de um laxante.
 após o tratamento:
- Para protozoários: coletar 3 amostras de 3 a 4
semanas após o tratamento.
- Para helmintos: controle 1 a 2 semanas após o
tratamento. Para tênias: novo exame após 5 a 6
semanas.
AMOSTRAS MÚLTIPLAS:
A possibilidade de encontrar parasitas aumenta pelo exame de amostras
múltiplas, em razão:
a) da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos.
b) dos estágios dos protozoários.
c) das limitações das técnicas de diagnósticos.
d) intermitência da eliminação de certos parasitas.
Ex: A. lumbricoides, Ancilostomídeos e T. trichiura emitem ovos com
certa continuidade, detectados diariamente nas fezes.
Protozoários: emissão dos estágios é irregular – cistos de G. lamblia:
intermitência de passagem com intervalos de 2 a 8 dias.
Procedimento ideal: Coletar, em dias separados, uma série de 3
amostras em 10 dias ou uma série de 6 amostras, em dias alternados,
dentro de 14 dias.
Controle de Cura: coletar no 7º, 14º e 21º dia após o tratamento
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3.3. FEZES EMITIDAS ATRAVÉS DE LAXANTES:
• Objetivo: estabelecer e confirmar diagnóstico de
amebíase, giardíase e estrongiloidíase.
• Indicação: (solicitação médica) – série de exames
negativos – pesquisa-se ovos, larvas, cistos e
trofozoítas. - Fezes induzidas por laxantes – coletar todo o
bolo fecal – envio imediato ao laboratório
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Laxantes indicados: laxantes salinos: fosfato 
de sódio e sulfato de sódio – menos danos 
morfológicos aos parasitas. 
*OBS: Não são indicados óleos minerais –
alterações nos parasitas. 
ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS
Amostras líquidas: 30
minutos após a evacuação.
Amostras pastosas:
examinar uma hora após a
evacuação.
- Não sendo possível observar a
orientação: o material deverá
ser preservado.
• OBS: Se não atender os
critérios de coleta pode ser
necessário a solicitação de
nova coleta.
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PRESERVAÇÃO: 
• Permanentes: As fezes devem ser colocadas no
conservante logo após a evacuação.
• fixadores: solução de formaldeído, mertiolato-iodo-formaldeído
(MIF), álcool polivinílico (PVA).
• OBS: solução de formaldeído – vantagem: fixa os oocistos e
destrói seu poder patogênico.
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 Temporária: refrigeração (5–10°C) em
recipientes hermeticamente fechados - evita o
dessecamento - ovos , larvas e cistos viáveis vários
dias. Examinar no máximo 2 a 3 dias após a coleta.
 larvas de S. stercoralis e dos ancilostomídeos
poderão sofrer alterações morfológicas.
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Solução Mertiolato-Iodo-Formaldeído (MIF)
• Vantagens:
 Além de fixador, é 
corante;
 Fácil preparo;
Adequado para os 
métodos de 
concentração.
• Desvantagens:
 Inadequado para a 
preservação da 
morfologia de 
trofozoítos.
 O iodeto interfere 
com outros métodos de 
coloração; 
 O iodeto pode causar 
distorção em 
protozoários.
AMOSTRAS:
• Enteroparasitas – diagnóstico pelo exame das fezes.
• Outras amostras:– favorecem o diagnóstico de vários parasitas.
• 6.1 Urina: infecções por T. vaginalis (urina recente e 1ª micção)
• 6.2 Escarro: Encontra-se estágios de larvas de A. lumbricoides , S. stercoralis
e de anciolostomídeos, protozoários como E. histolytica.
• 6.3. Secreção Urogenital: T. vaginalis – secreção urogenital do homem e da
mulher.
• 6.4. Swab Anal: E. vermiculares – ovos depositados na região perianal – nas
fezes: os ovos são detectados em não mais de 5% dos indivíduos infectados
• 6.5. Aspirados de Abscessos:
 Abscessos pulmonares: E. histolytica.  Abscessos hepáticos: E. histolytica.
 Aspiração do líquido hidático: no momentda cirurgia para a extirpação do
cisto (hidátide).
• 6.6. Conteúdo Duodenal: Recuperar e diagnosticar larvas de S. stercoralis,
protozoários como G. lamblia
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Examinar e revolver com bastão de vidro todo o 
material fecal evacuado – anotar as características, 
coletar vermes adultos ou proglotes de tênias. 
B) Tamização: Emulsionar as fezes com água. Coar a
emulsão através de peneira metálica- pia com jato
fraco de água corrente.
vantagens: demonstração e coleta de vermes adultos
(pequenos helmintos), proglótes e escólices.
 OBS: Poderão ser encontrados helmintos adultos
nas amostras fecais e ausência dos ovos.
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Realização do exame 
macroscópico:
EXAME MICROSCÓPICO
Trofozoítas, cistos e oocistos de protozoários.
Hemácias (raramente encontradas, pois são lisadas
com rapidez pelas enzimas digestivas) – A presença
indica ulceração ou problemas hemorrágicos.
Leucócitos (neutrófilos): indicativos de inflamação.
Leucócitos (eosinófilos): resposta imune – pode ter
relação com infecção parasitária.
Outras: cristais de oxalato de cálcio, fungos e
leveduras, fibras vegetais, etc...
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8.2. EXAME MICROSCÓPICO:
A) Método Direto: esfregaços a fresco – mais usado na rotina
do laboratório- permite visualizar: protozoários (trofozoítas e
cistos) e helmintos (ovos, larvas e pequenos adultos).
B)Técnicas de Concentração: obtenção de melhores resultados.
O exame microscópico das fezes evidencia:
• Elementos fecais normais.
• Ovos, larvas e pequenos adultos de helmintos.
Análise Parasitológica ideal: método direto + médoto de
sedimentação + método de flutuação + método de coloração
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• Método Direto
a) Identificar a lâmina com um lápis de 
cera;
b) Colocar uma gota de salina no centro 
da metade esquerda da lâmina e uma 
gota de lugol na metade direita da 
lâmina;
c) Com o auxílio de um abaixador de 
língua ou um palito, peque uma 
pequena porção da amostra e misture 
com a gota de solução salina;
d) Da mesma forma, misture uma 
porção de fezes com a solução de lugol;
e) Coloque uma lamínula sobre cada 
uma das gotas, tomando o cuidado 
para não formar bolhas de ar;
f) Percorra todos os campos da lâmina.
g) Para qualquer método ou técnica, 
sempre ler no mínimo 3 lâminas.
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 O mérito 
principal do 
método é o de 
possibilitar o 
processamento 
concomitante 
das 3 amostras 
fecais coletadas 
de um mesmo 
paciente em 
dias diferentes, 
concentrando 
todos os 
parasitas 
eventualmente 
presentes em 
uma única 
lâmina.
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RESULTADO DO E.P.F 
• É qualitativo – deve-se usar:
- “Negativo para a amostra analisada” ou
“Não foram encontrados cistos, ovos ou larvas de parasitas”.
- Presença de ovos de ______
- Presença de cistos de _______
- Presença de trofozoítos de _______
- Presença de oocistos de________
- Presença de larvas de _______
- Presença de proglotes de Taenia solium
- Utilizar nomenclatura científica
Resultados quantitativos : em desuso.
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11. TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO OU 
ENRIQUECIMENTO:
1) MIF:
• FUNDAMENTO:centrífugo-
sedimentação em um sistema
éter-mertiolate.
• INDICAÇÃO: é indicado na
pesquisa de larvas, ovos de
helmintos e cistos de
protozoários.
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TÉCNICA:
Colocar em tubo de centrifuga 2 mL de MIF, 2 mL de
éter sulfúrico e uma porção de fezes,
aproximadamente a um grão de ervilha.
Misturar e centrifugar a 2500 r.p.m . durante 3 a 5
minutos.
Despejar o sobrenadante, colocar parte do sedimento
entre a lâmina e lamínula, corado com lugol e
examinar ao microscópico.
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2) MÉTODO DE RITCHIE :
• FUNDAMENTO: centrífugo-sedimentação 
em sistema formol-éter (a solução de 
formol-éter a 10% deve ser preparada 
paralela a execução da técnica). 
• INDICAÇÃO: tem como atributo principal a
concentração que realiza de cistos de
protozoários, ovos e larvas de helmintos.
• Esta técnica é também referida como
processo pelo formol-éter.
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TÉCNICA:
Preparar uma suspensão de fezes em água de torneira,
aproximadamente 2.0 g para 20 ml. Misturar bem .
Filtrar através de gaze dobrada, com auxílio de um pequeno
funil, para 2 tubos de centrifugação.
Centrifugar o filtrado por 60 seg a 2500 r.p.m. Decantar.
Adicionar 2 ml de solução de formol a 10% agitar
vigorosamente e deixar em repouso por 3 minutos.
Adicionar 2 ml de éter comercial. Agitar bem e centrifugar
por um minuto a 2500 r.p.m.
Decantar. Juntar 2 gotas de lugol ao sedimento, agitar e
examinar ao microscópio.
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3) MÉTODO DE WILLIS:
• FUNDAMENTO: flutuação de ovos de helmintos e
cistos de protozoários em uma solução saturada
de NaCl em água a 30%.
• INDICAÇÃO: é indicado na pesquisa de ovos de 
helmintos e cistos de protozoários. 
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Lâmina
Vidro com solução 
supersaturada
TÉCNICA:
Colocar num pequeno vidro de 3 cm 1 g de fezes,
mais ou menos, mistura-las com uma solução de
NaCl saturada, de maneira que a superfície do
líquido atinja a borda superior do recipiente.
Colocar uma lâmina sobre a boca do vidro e deixá-
la nesta situação por 20 minutos.
Levantar a lâmina, invertendo rapidamente sua
posição para evitar a queda dos ovos; examinar
sob pequeno aumento todo o material assim
obtido.
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4) MÉTODO DE FAUST E COLS.:
• A técnica de Willis (1921) foi modificada por Faust et al.
(1939), na qual a solução saturada de cloreto de sódio foi
substituída pela solução de sulfato de zinco.
• FUNDAMENTO: Fundamenta-se na propriedade que
apresentam certos ovos de Helmintos de flutuarem na
superfície de uma solução de densidade elevada e de
aderirem ao vidro.
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 INDICAÇÃO: Este procedimento simples e eficiente está
indicado para pesquisa de ovos com densidade especifica
baixa como os de Ancilostomídeos.
 TÉCNICA: Seguir o mesmo procedimento preconizado na
técnica da solução saturada de cloreto de sódio (Willis),
substituindo o NaCl pelo ZnSO4.
5) TÉCNICA DE HOFFMAN, PONS & JANER OU LUTZ 
(HPJ):
• FUNDAMENTO: Ovos e cistos tendem a 
sedimentar na água, que auxilia na diminuição de 
contaminação bacteriana, muco e gordura. Não 
serve para trofozoítos de protozoários.
• FINALIDADE: Pesquisa de ovos e cistos em fezes,
especialmente para pesquisa de S. mansoni.
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TÉCNICA:
Diluir 2 g de fezes em 10 ml de água em um copo. Deixar nestas
condições mais ou menos 10 minutos, até amolecerem.
Emulsionar com bastão de vidro. Juntar mais 10ml de água e misturar.
Coar com gaze dobrada 4 vezes, recolhendo-a em um copo cônico
(copo para sedimentação) no qual ocorrerá a sedimentação espontânea
do material a ser examinado.
Acrescentar mais ou menos 200ml de água.
 Deixar em repouso até sedimentar (2 a 24 horas).
Decantar. Retirar parte do sedimento com pipeta de Pasteur.
Colocar uma gota do mesmo sobre a lâmina e adicionar uma gota de
lugol. Cobrir com lamínula. Examinar ao microscópio.
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Gaze dobrada
Cálice de sedimentação
Sedimento
MÉTODO DE BAERMANN MODIFICADO
• FUNDAMENTO: Este método é baseado no
HIDRO-TERMO-TROPISMO positivo das larvas pela
ação da gravidade.
• INDICAÇÃO: É um método seletivo para
PESQUISA DE LARVAS E NÃO ESPECÍFICO, pois
podemos encontrar cistos e ovos de outros
parasitas.
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TÉCNICA:
Estender, sobre uma gaze dobrada em quatro, 8
a 10 g de fezes.
Colocar este material assim preparado em um
coador e este em um cálice de sedimentação
(cônico) cheio de água morna (45°C). A
temperatura deve permanecer constante.
 Deixar em repouso durante 1 hora. As larvas
dirigir-se-ão para o fundo do cálice.
Com auxílio de uma pipeta de Pasteur, colher do
fundo do cálice (sedimentação) uma porção de
mais ou menos 2 ml, colocar em um vidro de
relógio ou em lâmina de microscópio e examinar
(sem lugol).
Este método não serve para fezes liquefeitas.
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PESQUISA DE Enterobios vermiculares
7) MÉTODO DE GRAHAM (OU FITA ADESIVA)
A coleta poderá ser feita no laboratório ou instruir o paciente
para que o faça em casa, de preferência.
Ao despertar pela manhã, antes que o paciente faça
higiene ou troque de roupas, fazer a coleta do material.
Fixar sobre uma lâmina limpa e desengordurada uma tira
de fita durex um pouco menor que o comprimento da
lâmina.
Nas extremidades colar 2 tiras de papel, as quais servirão
de suporte para segurar e também para a identificação.
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No momento de usar, retirar cuidadosamente a fita da
lâmina. Com a face adesiva voltada para fora, colocar um
tubo de ensaio (ou abaixador de língua) na face interna
(sem cola), como suporte, segurando nas tiras de papel.
Afastar os glúteos do paciente e encostar rápida e
firmemente a fita adesiva sobre o ânus.
Após a coleta, colar novamente sobre a lâmina,
procurando evitar a formação de bolhas de ar.
Examinar ao microscópio com pequeno aumento,
percorrendo todos os campos.
• OBS.: É freqüente o encontro de ovos de Taenia sp., Ascaris
lumbricoides, Trichuris trichiura e outros.
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8) IDENTIFICAÇÃO DE PROGLOTES DE TAENIA .
Colocar a(s) proglote(s) a ser(em) identificada(s)
em pequeno recipiente contendo ácido acético
glacial.
Decorridos pelo menos 15 minutos, retira-la e
comprimi-la entre duas lâminas.
Examinar sob iluminação intensa (artificial).
Os caracteres do útero e suas ramificações
permitirão distinguir se a proglote grávida em
exame é de T. solium ou T. saginata.
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•Taenia solium
• 1 a 4 metros; 
• escólex com 4 ventosas, com um 
rostro armado com dupla hélice 
de acúleos;
• 700 a 900 proglotes;
• Ramificações uterinas pouco 
numerosas;
• Proglotes eliminadas de forma 
passiva;
•Taenia saginata
• 4 a 10 metros;
• escólex com 4 ventosas;
• 1000 a 2000 proglotes;
• Ramificações uterinas 
numerosas;
• Proglotes eliminadas 
ativamente;
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ACHADOS PATOGÊNICOS 
MAIS FREQÜENTES 
ACHADOS NÃO
PATOGÊNICOS 
Ascaris 
lumbricoides
Hymenolepis diminuta
Cryptosporidium sp. Hymenolepis nana Endolimax nana
Ancilostomídeo sp Taenia sp Entamoeba coliEntamoeba 
histolytica
Strongyloides 
stercolaris
Iodamoeba butschlii
Enterobios 
vermicularis
Trichuris trichiura
Giardia lamblia Schistosoma mansoni
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Iodamoeba bütchlii Endolimax nana Entamoeba coli
Amebas comensais
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Ascaris lumbricoides
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Ovo 
Infértil
Ovo 
decorticado
Camada 
mamilonada
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Oncosfera
Embrióforo
Ovos de Taenia
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Algumas observações importantes...
 O achado de formas de resistência de protozoários considerados 
comensais não constitui uma necessidade de tratamento, mas 
revela que os pacientes estiveram suscetíveis à contaminação 
orofecal.
Parasitos oportunistas, como os coccídeos intestinais 
(Cryptosporidium parvum e Isospora belli ), podem ser 
reconhecidos por meio de técnicas de coloração como a 
safranina-azul de metileno. Nesses casos, as fezes devem ser 
colhidas no conservante formol a 10%, para que suas formas 
sejam preservadas. Devem ser pesquisados em diarréias crônicas 
de pacientes imunodeprimidos.
No exame microscópico das fezes as duas espécies de Entamoeba 
histolytica e E. dispar são morfologicamente idênticas. O teste 
imunoenzimático para a pesquisa do antígeno de E. histolytica 
(patogênica) faz a discriminação das espécies.
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EXAME LABORATORIAL DAS FEZES
pH
As fezes são, geralmente, aquosas, ácidas e fermentativas. O pH das fezes está
relacionado ao pH da dieta alimentar e com os gases desprendidos durante o
processo de putrefação. Normalmente a reação é neutra ou levemente ácida.
VARIAÇÃO NORMAL: 6,8 – 7,2
 pH ácido: Predomina a fermentação.
É observado na má-absorção de carboidratos, devido a fermentação parcial
bacteriana dessas substâncias no intestino delgado.
 pH alcalino: Predomina a putrefação (liberação de amoníaco)
TÉCNICA: encostar um abaixador de língua ou bastão de vidro nas fezes e sujar
uma tira de papel indicador de pH.
AVALIAÇÃO DA ABSORÇÃO DE CARBOIDRATOS – SUBSTÂNCIAS 
REDUTORAS
• 1. Colocar uma porção pequena de fezes em um tubo de ensaio;
• 2. Acrescentar 2 mL de reativo de Benedict;
• 3. Misturar bem e levar o tubo a um recipiente com água fervente;
• 4. Ferver por 1 minuto;
• 5. Observar a alteração de cor.
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azul ou verde 0
verde com precipitado amarelo +
amarelo a oliva ++
alaranjado a vermelho +++
marrom ++++
PESQUISA DE SANGUE OCULTO NAS 
FEZES
• PREPARO DO PACIENTE: Recomenda-se que o paciente consuma uma dieta
adequada 4 dias antes da coleta. Deve-se evitar frutas e vegetais que possuam
grande quantidade de peroxidase, como nabo, couve-flor, brócolis, rabanete. O
paciente não deve comer cerne vermelha, nem mal passada. Não é recomendada a
ingestão de álcool, aspirina ou vitamina C 2 dias antes do exame. Não se deve coletar
após maratonas e durante o período menstrual.
•
• FUNDAMENTO: A pesquisa de sangue oculto deve ser realizada em material
recentemente emitido ao laboratório. A pesquisa é baseada na Reação de Meyer, a
qual a fenolftaleína é reduzida pelo zinco para anidro ftálico que, oxidado pela água
oxigenada, desprende oxigênio pela ação do sangue, transformando-se novamente
em fenolftaleína, assumindo cor vermelha no meio alcalino.
•
• METODOLOGIA: Fazer uma suspensão de fezes de aproximadamente 5%. Passar 5
mL para um tubo de ensaio e juntar 1 mL de Reativo de Meyer. Inverter várias vezes e
acrescentar 3 a 4 gotas de água oxigenada. A positividade da reação é considerada
quando se desenvolve coloração vermelha imediata.
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PESQUISA DE GORDURA NAS 
FEZES
• Em uma dieta normal, a gordura nas fezes representa até 20% do total de sólidos. Os
lipídios são medidos com ácidos graxos: < 7g/24 h.
• Este é o teste padrão no diagnóstico da esteatorréia, que apóia o diagnóstico
das síndromes de mal absorção. As fezes são espumosas, gordurosas, moles,
pastosas e fétidas.
•
• FATORES QUE INTERFEREM
• - Uso de medicações como bário, bismuto, supositórios e medicações que diminuem
a absorção de gorduras;
• - Ingestão de óleo de rícino ou óleo mineral, maionese dietética de baixa caloria,
dieta rica em fibras ou Metamucil; - Período neonatal;
• - Contaminação com urina;
•
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• PREPARO DO PACIENTE
• O ideal é coletar amostras durante 48 a 72 horas. O paciente deve
fazer uma dieta de 60 a 100g de gorduras, 100g de proteínas e 180 g de
carboidratos, por 6 dias antes e durante a coleta. Após a coleta, o paciente
deve seguir dieta normal.
• PROCEDIMENTO
• Fazer uma suspensão de fezes e colocar uma gota sobre a lâmina.
Acrescentar uma gota de álcool a 96% e uma gota de Sudam III a 1%.
• As gorduras neutras apresentam-se sob a forma de pequenas
gotículas muito refringentes e fracamente coradas pela bile. Coram-se de
laranja pelo Sudam III. Os ácidos graxos apresenta-se sob a forma de
agulhas finas longas e entrecruzadas. Aquecendo-se a lâmina, dissolvem e
assumem o aspecto de glóbulos.
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Pesquisa de Leucócitos Fecais
O exame microscópico de leucócitos nas fezes é útil na diferenciação de determinadas 
doenças bacterianas nas quais os leucócitos estão ausentes. 
• IMPLICAÇÕES CLÍNICAS
• Grande quantidade de leucócitos está associada a patologias como:
• - colite ulcerativa crônica - disenteria bacilar
• - abscessos e fístulas do sigmóide, reto e ânus - Shigelose
• - Salmonelose - Yersinia - diarréia por Escherichia coli entero-invasiva
•
• PREPARO DO PACIENTE: O paciente deve trazer ao laboratório uma amostra
aleatória de fezes. A antibioticoterapia deve ser suspensa até a coleta.
•
• METODOLOGIA: Colocar uma gota de solução de Azul de Metileno de Löefler no
centro da lâmina. Com o auxílio de um bastão de madeira ou um palito, peque
uma pequena porção da amostra de fezes e misture completamente. Dê
preferência pela porção de fezes que tiver muco.
• - Observar no microscópio em campo de 40X. Focalizar 10 campos microscópicos,
contando a eventual presença de leucócitos polimorfonucleares. OBS: Pode-se
utilizar também a coloração de GRAM.
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