Roteiro de Aulas Práticas de Bacteriologia para Enfermagem

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UNESP - INSTITUTO DE BIOCIÊNCIAS 
 
DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGIA E IMUNOLOGIA 
 
DISCIPLINA DE MICROBIOLOGIA APLICADA À ENFERMAGEM 
 
 
 
 
ROTEIRO DE AULAS PRÁTICAS: BACTERIOLOGIA 
 
 
 
 
CURSO DE ENFERMAGEM - 1º ANO 
 
 
 
 
 
- 2014 - 
 
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 METODOLOGIA DE ENSINO 
 
 
I - INTRODUÇÃO 
 
 As aulas da Disciplina de Microbiologia serão ministradas em 3 períodos 
semanais: Terças e Quartas, pela manhã. Na maioria das vezes cada aula 
teórica será acompanhada (anteriormente ou posteriormente) por uma aula 
correspondente prática. 
 
II - PROGRAMA 
 
 Compreende quatro unidades a saber: 
 1) Bacteriologia Geral: Estudo das características gerais das 
bactérias, como: estrutura, cultivo, ação dos agentes antimicrobianos, genética, 
etc. 
 2) Bacteriologia Especial: Estudo dos principais gêneros bacterianos 
de importância em patologia humana. 
 3) Micologia: Estudo das características gerais dos fungos e dos 
principais agentes causadores de micoses humanas. 
 4) Virologia: Estudo das características gerais dos vírus e dos 
principais agentes causadores de viroses humanas. 
 
III - ATIVIDADES DIDÁTICAS 
 
1. Aulas Práticas e Teóricas 
 
 As aulas práticas serão realizadas no Laboratório 1 da Central de Aulas I do 
Instituto de Biociências. Os alunos serão distribuídos em grupos para realização 
dos trabalhos práticos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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LIVRO ADOTADO - TRABULSI, L.R., Microbiologia, 4a. edição, 2005 
ASSUNTOS PÁGINAS 
Morfologia e coloração das bactérias 07- 08 
Estrutura da célula bacteriana 08 - 19 
Nutrição bacteriana 21 - 23 
Meios de cultura 23 - 28 
Crescimento bacteriano 31 - 36 
Genética bacteriana 37 - 49 
Controle dos Microrgansimos 57 - 65 
Mecanismo de ação dos antimicrobianos e Mecansimos de resistência 79 - 89 
Controle laboratorial do tratamento das infecções bacterianas (antibiograma) 91 - 97 
Staphylococcus 175 – 187 
Streptococcus 189 – 217 
Neisseria 219 – 227 
Generalidades sobre Enterobactérias 269 – 276 
Escherichia 277 – 309 
Shigella 311 – 317 
Salmonella 319 – 328 
Micobactérias 409 – 421 
Anaeróbios 377 – 387 
Fungos 451 – 499 
Vírus 509 - 564 
 
CUIDADOS 
 
1. Não deixe seus pertences sobre as mesas onde os trabalhos práticos são realizados 
2. Não fume e não coma no laboratório. Evite levar à boca qualquer objeto (lápis, dedo, etc). 
3. Não use frascos do laboratório para tomar água. 
4. Comunique imediatamente aos instrutores qualquer acidente (derramamento de culturas 
sobre a mesa ou assoalho, ferimentos de qualquer espécie, aspirações da cultura na boca, 
etc). 
5. Coloque sempre nos recipientes indicados o material contaminado. 
6. Lave bem as mãos com desinfetante antes de deixar o laboratório. 
7. Antes de iniciar suas atividades e depois de terminá-las, limpe com desinfetante, o seu local 
de trabalho. 
 
 
NOTA: É OBRIGATÓRIO O USO DE AVENTAL DURANTE OS 
 TRABALHOS PRÁTICOS. 
 
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BACTERIOLOGIA GERAL 
 
 
TÉCNICAS MICROBIOLÓGICAS 
 
 Os materiais que comumente são utilizados em Microbiologia podem ser enumerados 
em: 
 1. Alça e Fio de Platina 
 2. Meios de Cultura (Sólidos e Líquidos) 
 3. Placas de Petri e Tubos de Ensaio 
 4. Pipeta Pasteur 
 5. Microscópio 
 6. Lâminas de Vidro 
 7. Estufa e Banho-maria 
 8. Autoclave e Forno Pasteur 
 
 Dentre os cuidados que são necessários para que o material não seja contaminado, 
salientamos as seguintes regras: 
 
 1. Alça e fio de platina devem ser flambados antes e depois de qualquer operação de 
semeadura. Isto será conseguido, aquecendo-se os mesmos e logo após, a parte inferior do 
cabo deverá ser passada na chama de Bico de Bunsen, 2 a 4 vezes. A posição ideal para a 
flambagem da alça é um ângulo de 45º em relação à mesa de trabalho. Outro cuidado 
indispensável é o de promover o esfriamento da alça antes de ser colhido o material. Para 
tanto a alça quente deverá ser esfriada na parede interna do tubo de ensaio. 
 
 2. Relativamente às semeaduras procedidas em tubos de ensaio, exige-se flambar a 
boca dos mesmos após a retirada e antes da colocação do tampão de algodão. O tampão de 
algodão deverá ser mantido seguro pelo dedo mínimo da mão direita e nunca deve ser deixado 
sobre a mesa do laboratório. 
 
 3. As pipetas que utilizaremos serão previamente esterilizadas e embrulhadas em papel. 
Para sua utilização e ao mesmo tempo evitar que se contaminem, deve-se torcer o papel na 
região central da pipeta, retirar primeiramente a parte superior do papel e depois a inferior 
(ponta da pipeta). A pipeta utilizada deverá ser colocada dentro de um recipiente de vidro, 
contendo solução de desinfetante. 
 
 4. As placas de Petri deverão ser manuseadas com cuidado e não deverão ficar 
abertas, isto é, expostas ao ambiente. Com esta medida e mais a exigência de abrí-las 
próximo ao Bico de Bunsen, o tempo suficiente para a semeadura, colheita do material ou 
simplesmente inspeção, será evitada a contaminação através de germes do ar. Uma vez 
semeadas, devem ser incubadas em estufas, com tampa voltada para baixo. 
 
 5. Tendo em vista os exercícios de bacterioscopia, as lâminas contendo esfregaços de 
material fixado e corado sempre serão observadas através do uso da objetiva de imersão; a 
lâmina, após detalhada observação, deverá ser colocada em recipiente próprio colocado no 
laboratório. O microscópio uma vez utilizado, deverá ser limpo e imediatamente procedido o 
seu acondicionamento. 
 
 
 
5
 
Nº 1 
MORFOLOGIA E COLORAÇÃO DAS BACTÉRIAS 
 
1.MORFOLOGIA 
 
1.1.As bactérias de um modo geral, apresentam-se sob a forma de: 
 a) Cocos (esferas) 
 b) Bastonetes retos (bacilos) 
 c) Bastonetes encurvados (espirilos) 
 
 As formas básicas acima mencionadas estão sujeitas a variações(formas plemórficas 
e formas de involução). 
 
1.2.Agrupamentos 
 
 Segundo o(s) plano(s) de divisão celular as bactérias podem agrupar-se: 
 a) diplococo 
 b) estafilococo 
 c) estreptococo, estreptobacilo 
 
2. MÉTODOS DE COLORAÇÃO 
 
1.1. Método de Gram 
 
 Este método de coloração diferencial permite a separação das bactérias em dois 
grandes grupos: 
 
 GRAM-positivas: São aquelas que não se deixam descorar quando submetidas à ação 
de solventes orgânicos (álcool, éter, etc) e permanecem com a cor do cristal violeta. 
 
GRAM-POSITIVA = COR AZUL 
 
 GRAM-negativas: São, portanto, aquelas que se deixam descorar pelo solvente 
orgânico tomando a cor do corante de contraste (safranina ou fucsina). 
 
GRAM-NEGATIVA = COR VERMELHA 
 
2.1.Método de coloração de Ziehl-Neelsen 
 
 Constitui um método específico para a coloração das Micobactérias (Ex.bacilo de 
Hansen e bacilo da tuberculose). Tais bactérias se caracterizam por resistirem à ação do 
álcool-ácido permanecendo, portanto, com a cor do primeiro corante (fucsina-fenicada). 
 
B.A.A.R. = COR VERMELHA 
 
 
EXERCÍCIOS 
 
A) COLORAÇÃO DE BACTÉRIAS PELO MÉTODO DE GRAM. 
 
MATERIAL NECESSÁRIO 
 
- Culturas A, B, C, D; 
- Bateria de Gram: violeta genciana, lugol, álcool e fucsina; 
 
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- Lâminas bem limpas; 
- Alça de platina; 
- Solução fisiológica. 
 
TÉCNICA 
 
1.Com auxílio da alça de platina, fazer esfregaços bem finos sobre a lâmina de microscopia. 
Esperar secar. 
2.Fixar os esfregaços passando a lâmina três vezes sobre a chama do Bico de Bunsen. 
3.Deixar a lâmina esfriar e cobrir os esfregaços com a solução de violeta genciana. Esperar 1 
minuto. 
4.Escorrer a violeta genciana e cobrir os esfregaços com lugol. Esperar 1 minuto. 
5.Escorrer o lugol e decorar os esfregaços pelo álcool. Para isso deixe o álcool cair gota a gota 
sobre a lâmina, man tendo-ainclinada. Considerar os esfregaços suficientemente descorados 
quando o álcool não mais retirar o corante dos mesmos. 
6.Lavar a lâmina em água corrente. 
7.Cobrir os esfregaços com a solução de fucsina, esperar de 30 segundos a 1 minuto. 
8.Lavar a lâmina em água corrente. Secar com auxílio de papel de filtro. 
9.Examinar ao microscópio com a objetiva de imersão. 
10.Desenhar nos espaços abaixo as bactérias observadas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Lâmina A Lâmina B 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Lâmina C Lâmina D 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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B) Coloração de Bactérias pelo Método de Ziehl-Neelsen 
 
MATERIAL NECESSÁRIO 
 
- Lâmina de microscopia contendo esfregaço de escarro; 
- Bateria de Ziehl-Neelsen: fucsina fenicada, álcool-ácido e azul de metileno. 
 
TÉCNICA 
 
1.Cobrir a lâmina com fucsina fenicada. Com auxílio de Bico de Bunsen aquecer a 
preparação até a emissão de vapores. Manter o aquecimento durante 3 a 5 minutos. NÃO 
DEIXAR A FUCSINA FERVER OU SECAR 
2.Escorrer a fucsina e descorar completamente pelo álcool-ácido. 
3.Lavar em água corrente. 
4.Cobrir o esfregaço com a solução de azul de metileno. Esperar de 30 segundos a 1 minuto. 
5.Lavar em água corrente. Secar com papel de filtro. 
6.Examinar ao microscópio com a objetiva de imersão. 
7.Desenhar no espaço abaixo as bactérias observadas: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Nº 2 
ESTRUTURA DA CÉLULA BACTERIANA 
 
A célula bacteriana apresenta as seguintes estruturas: 
 1. Estruturas externas 
 a) Flagelos d) Parede celular 
 b) Fímbrias e) Membrana citoplasmática 
 c) Cápsula 
 2. Estruturas internas 
 a) Esporo d) Ribossomas 
 b) Citoplasma e) Núcleo 
 c) Mesossomas f) Grânulos citoplasmáticos 
 
EXERCÍCIOS 
 
A) Coloração da cápsula - Método de Hiss 
 
- Esfregaço a partir de cultura de Klebsiella sp 
- Observar ao microscópio com objetiva de imersão 
- Desenhar a estrutura visualizada: 
 
 
 
 
 
 
 
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B) Coloração da parede celular - Metodo de G.Moreno. 
 
- Esfregaço a partir de cultura de Bacillus sp 
- Observar ao microscópio com objetiva de imersão 
- Desenhar a estrutura visualizada: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
C) Coloração de esporos - Método de Wirtz 
 
- Esfregaço a partir de cultura de Bacillus sp 
- Observar ao microscópio com objetiva de imersão 
- Desenhar a estrutura visualizada: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Nº 3 
MEIOS DE CULTURA - CULTIVO BACTERIANO 
 
A) Meios de cultura 
 Para o cultivo e identificação das bactérias usamos soluções e substâncias nutritivas, 
denominadas Meios de Cultura. Estes meios, quanto às substâncias nutritivas, podem ser: 
 
I) Quanto às Substâncias Nutritivas 
 
 1) Meios sintéticos: Quando as soluções de substâncias são quimicamente definidas. 
 2) Meios simples: Quando constituídos somente de substâncias essenciais para o 
crescimento de algumas bactérias. 
 3) Meios complexos: Quando se adicionam ao meio simples,substâncias orgânicas 
complexas. 
 
II) Quanto ao Estado Físico 
 
 1) Meios líquidos: Também denominados caldos. 
 2) Meios sólidos: Quando se adiciona ao caldo 1,5 a 2% de ágar. 
 3) Meios semi-sólidos: Quando se adiciona ágar ao caldo, na concentração igual ou 
menor que 0,5%. 
 
III) Quanto à força seletiva e diferencial 
 
 1) Meios enriquecidos: meios básicos adicionados de certas substâncias como sangue, 
soro, extrato de levedura, etc. Estes meios servem para o cultivo de bacterias que necessitam 
de substratos complexos. Ex: ágar-sangue, ágar-chocolate, ágar-soro, etc. 
 2) Meios seletivos: são meios de cultura adicionados com algumas substâncias que 
impedem o crescimento de certas bactérias e possibilitam o crescimento de outras. Ex: 
MacConkey, tetrationato, verde brilhante, etc. 
 3) Meios diferenciais: são aqueles que contém substâncias que, quando utilizadas, 
indicam certas características bioquímicas das bactérias. 
 
 Exemplos: 
 A) O sangue quando adicionado ao meio de cultura, indica se uma bactéria é hemolítica 
ou não. Nesse caso, o meio além de enriquecido é também diferencial. Ex: ágar-sangue. 
 B) A lactose, quando adicionada juntamente com um indicador dará reação no meio de 
cultura, permitindo distinguir as bactérias que fermentam esse açúcar das que não o 
fermentam. Ex: MacConkey. 
 
 4) Meios de enriquecimento: Quando favorecem o crescimento de determinadas 
bactérias. Ex: Tetrationato e Selenito permitem maior crescimento do Gênero Salmonella. 
 
 5) Além desses, existem outros meios de cultura, como por exemplo meios para 
conservação de bactérias, meios para a contagem do número de bactérias, etc. 
 
B) Condições físicas de cultivo: 
 Além de fornecer os nutrientes necessários, para cultivarmos e identificarmos uma 
bactéria, outros fatores deverão ser observados, tais como: 
 
1) pH do meio de cultura: deve ser geralmente em torno de 7. 
 
2) Temperatura de crescimento: geralmente a 370C 
 Quando as bactérias crescem em temperaturas baixas (10 a 20ºC), são denominadas 
de psicrófilas. 
 
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 Quando as bactérias crescem em temperaturas médias (20 a 40ºC), são denominadas 
mesófilas. 
 Quando as bacterias crescem em temperaturas mais altas (50 a 60ºC), são 
denominadas termófilas. 
 
3) Teor de oxigênio 
 A) Bactérias aeróbias: são aquelas que só crescem na presença de oxigênio. 
 B) Bactérias anaeróbias estritas: crescem somente na ausência de oxigênio. 
 C) Bactérias anaeróbias facultativas: crescem tanto na presença como na ausência de 
oxigênio. 
 D) Bactérias microaerófilas: crescem somente em baixo teor de oxigênio. 
 
EXERCÍCIOS 
 
A) Necessidades nutricionais de algumas bactérias: 
 
Material necessário 
 
-Cultura A; 
-Cultura B; 
-Cultura C; 
-Caldo sintético (sulfato de amônia, cloreto de sódio, glicose, fosfato de potássio e água 
destilada); 
-Caldo comum; 
-Caldo glicosado (caldo comum mais glicose); 
-Alça de Platina; 
 
Técnica 
 
1) Semear cada um dos 3 germes nos diferentes meios de cultura. 
2) Deixar na estufa a 37ºC até o dia seguinte. 
3) Verificar a presença de crescimento (turvação do meio). 
4) Registrar os resultados no quadro seguinte: 
 
 MEIOS 
BACTÉRIAS 
CALDO SINTÉTICO CALDO COMUM CALDO GLICOSADO 
A 
B 
C 
 
B) Relação das bactérias com oxigênio 
 
Material necessário 
 
-Meio de tiogel; 
-Cultura A; 
-Cultura D; 
-Agulha de platina; 
 
Técnica 
 
 Com a agulha de platina semear cada uma das culturas em um tubo de tiogel. Colocar 
todos os tubos na estufa. No dia seguinte, examinar os tubos, verificando, no meio de tiogel, a 
localização do crescimento. Observar também o tubo de tiogel já semeado com a cultura F. 
Registrar os resultados. 
 
 
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Local do Crescimento (Meio de Tiogel) 
 
CULTURAS SUPERFÍCIE DO 
MEIO 
TODA EXTENSÃO 
DO MEIO 
BASE DO MEIO 
A 
D 
F 
 
 
 
Nº 4 
CONTROLE DE POPULAÇÕES BACTERIANAS 
 
 
I - Ação dos agentes físicos sobre as bactérias 
 
O calor e várias formas de radiação, bem como outros processos físicos, são frequentemente 
utilizados com a finalidade de destruir bactérias e outros microrganismos. Verificaremos a ação 
do calor úmido sobre duas bactérias, uma esporulada e outra não esporulada. 
 
 
EXERCÍCIOS 
 
A) Ação da temperatura, em função do tempo, sobre culturas bacterianas 
 
Material 
 
- Cultura A 
- Cultura E 
- Placa de Petri contendo ágar nutriente- Banho-Maria a 60º C 
- Alça de Platina 
 
Técnica 
 
1. Divida as placas de ágar nutriente em 4 quadrantes, anotando diferentes períodos de tempo 
em cada um: 0’, 5’, 10’ e 15’. 
2. Coletar com a alça de platina, um pouco da cultura A e inocular a suspensão no quadrante 
correspondente ao tempo 0’. Repetir o procedimento com a cultura E na placa 
correspondente. 
3. Coloque os tubos com a suspensão em banho-maria a 60º C e, aos 5', 10' e 15', retire 
amostras, inoculando-as nos respectivos quadrantes das placas de Petri (proceda 
exatamente como no item 2). 
4. Deixe a placa na estufa até o dia seguinte. 
 
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5. Observe a variação quantitativa de crescimento nos quadrantes em função do tempo de 
aquecimento da cultura e anote os resultados (de + a ++++, conforme a intensidade de 
crescimento). Discuta as diferenças de crescimento. 
 
Tempo de aquecimento 
0' 5' 10' 15' 
Cultura A 
Cultura E 
 
 
 
 
II - Ação dos agentes químicos sobre as bactérias 
 
A ação dos agentes químicos sobre as bactérias é muito importante, do ponto de vista prático e 
todos devem se familiarizar com estas substâncias, suas ações e limitações. Verificaremos a 
ação do fenol e do álcool iodado sobre algumas bactérias. 
 
EXERCÍCIOS 
 
C) Ação do fenol a 0,8% de acordo com o tempo. 
 
Material 
 
- Tubo contendo solução aquosa a 0,8% de fenol (10 ml) 
- Cultura A em caldo 
- Placa de Petri contendo ágar nutriente 
- Alça de platina 
- Pipeta de 1 ml esterilizada 
 
Técnica 
 
1. Adicione, com a pipeta, 1 ml da cultura A aos 10 ml da solução de fenol e misture bem. 
2. Imediatamente e após 5', 10' e 15', retire com a alça de platina, amostra da mistura (fenol 
mais cultura A) e inocule nos respectivos quadrantes da placa de Petri (0', 5', 10' e 15'). 
3. Deixe a placa na estufa, a 37oC, até o dia seguinte. 
4. Leia os resultados, anotando a variação quantitativa de crescimento (+ a ++++) em cada um 
dos quadrantes da placa, em função do tempo de tratamento da cultura com o fenol. 
 
Tempo de tratamento com o fenol 
0’ 5’ 10’ 15’ 
 
 
D) Ação do álcool iodado a 0,1% sobre as bactérias da pele 
 
Material 
 
- Placa de Petri contendo ágar nutriente 
- Zaragatoas estéreis 
- Álcool iodado 0,1% 
- Solução salina estéril 
 
Técnica 
 
1. Divida a placa de ágar nutriente em duas partes. 
 
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2. Umedeça uma zaragatoa em solução salina e esfregue-a vigorosamente no dorso de uma 
das mãos, numa extensão de aproximadamente 4 cm2. Inocule, a seguir, numa das 
metades da placa de ágar nutriente. 
3. Umedeça uma outra zaragatoa com álcool iodado e esfregue-a no dorso da outra mão, em 
área semelhante. 
4. Espere 5 minutos para que haja ação do antisséptico e secagem da superfície. Passe 
então, nessa área, uma terceira zaragatoa umedecida com salina, tomando cuidado para 
não atingir a área não tratada. Inocule a outra metade da placa de ágar. 
5. Deixe a placa na estufa, a 37o C, até o dia seguinte. 
6. Leia os resultados, anotando a variação quantitativa de crescimento (+ a ++++), em função 
da presença do álcool iodado. 
 
Tratamento 
Sem álcool iodado Com álcool iodado 
 
 
Nº 5 
TRANSFERÊNCIA DE RESISTÊNCIA A DROGAS 
 A resistência, de muitos germes, às drogas antimicrobianas depende, geralmente, da 
presença de partículas de DNA no citoplasma da célula. Estas partículas podem ser 
transferidas de célula para célula, algumas por conjugação e outras por transdução. Este 
fenômeno será demonstrado "in vitro". 
 
EXERCÍCIOS 
 
Material necessário 
-Placa de MacConkey sem antibiótico; 
-Placa de MacConkey com antibiótico Canamicina (K20), na concentração de 20 µg/ml; 
-Cultura em caldo da bactéria A (não fermentadora da lactose) (Salmonella sp); 
-Cultura em caldo da bacteria B (fermentadora da lactose) (E.coli K12); 
-Tubo de ensaio contendo mistura das culturas A e B (0,1 ml da cultura A e 0,1 ml da cultura B 
foram transferidas para 5,0 ml de caldo nutriente e, em seguida, esta mistura foi colocada 
na estufa, 37ºC por 18 horas); 
-Alça de platina; 
 
Técnica 
1. Semear com a alça de platina a cultura A numa das metades de uma placa de MacConkey 
contendo Canamicina. Fazer o mesmo com a cultura B na outra metade. Incubar a 37ºC até o 
dia seguinte. 
2. Semear, a cultura A numa das metades da placa de MacConkey sem Canamicina. Fazer o 
mesmo com a cultura B na outra metade.Incubar a 37ºC até o dia seguinte. 
3. Após 24 horas de inoculação examinar as placas e verificar o crescimento das culturas A e 
B. 
4. Registrar os resultados no quadro abaixo, identificando as culturas resistentes e sensíveis. 
5. Tomar uma alçada da mistura das culturas A e B e semear na superfície da placa de 
MacConkey contendo Canamicina. 
6.Examinar as placas no dia seguinte e anotar os resultados no quadro abaixo: 
 
RESULTADOS 
 PRESENÇA DE CRESCIMENTO 
CULTURA MC COM CANAMICINA MC SEM CANAMICINA 
A (Salmonella sp) 
 
 B ( E. coli K 12) 
 
Bactéria resistente = presença de crescimento. 
Bactéria sensível = ausência de crescimento. 
 
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Nº 6 
DETERMINAÇÃO DA SENSIBILIDADE BACTERIANA A DROGAS 
 
Após o isolamento de uma bactéria de um processo infeccioso, é desejável em alguns 
casos, conhecer a sua sensibilidade ou resistência a vários antibióticos e quimioterápicos. Isto 
se consegue com o emprego de vários métodos, sendo que o método do disco de papel de 
filtro impregnado com solução da droga (Método de Bauer e Kirby) é o mais amplamente 
utilizado. 
 
EXERCÍCIO 
Interpretação de Antibiograma pelo Método de Bauer e Kirby 
 
Material 
- Culturas bacterianas em Ágar Müeller-Hinton crescidas em contato com 5 discos contendo 
drogas distintas 
- Régua 
- Tabela de referência 
 
1. Com o auxílio da régua, medir o diâmetro do halo de inibição do crescimento. 
2. Consultar a tabela de referência, para interpretar os resultados e anotar no quadro abaixo. 
 
Droga Concentração 
(ug/ml) 
Diâmetro do halo de 
inibição do crescimento 
Interpretação* 
1 
2 
3 
4 
5 
 
* S = Sensível; R = Resistente; I = Intermediário 
 
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 BACTERIOLOGIA ESPECIAL 
 
 
Nº 1 
GÊNERO Staphylococcus 
 
EXERCÍCIOS 
 
A) Examinar placas de Ágar-sangue semeadas com S.aureus e S.epidermidis. Descrever as 
características das colônias e verificar hemólise. 
 
CULTURAS CARACTERÍSTICAS DAS COLÔNIAS HEMÓLISE 
S. aureus 
 
S. epidermidis 
 
B) Observar, pelo método de Gram, esfregaços das culturas de S.aureus e S.epidermidis. 
Examinar ao microscópio com objetiva de imersão. Desenhar o observado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 S.aureus S.epidermidis 
 
C) Prova de Catalase 
 
Colocar sobre a cultura de S.aureus (em caldo) algumas gotas de água oxigenada. Repartir a 
experiência com a cultura de S.epidermidis. 
Leitura positiva = desprendimento de bolhas 
 
Anotar o resultado no quadro abaixo: 
CULTURA RESULTADO 
S.aureus 
 
S. epidermidis 
 
 
D) Prova da Coagulase 
Misturar 0,5 ml da cultura de S.aureus em 0,25 ml de plasma citratado a 1%, de coelho. 
Incubar a 37ºC e observar durante quatro horas. Repetir a experiência com a cultura de 
S.epidermidis. 
Leitura positiva = coagulação do plasma 
Anotar o resultado no quadro abaixo. 
 
CULTURA RESULTADO 
S.aureus 
 
S. epidermidis 
 
 
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Nº 2 
GÊNERO Streptococcus 
 
EXERCÍCIOS 
A) Examinar placas de Ágar-sangue semeadas com Streptococcus Beta Hemolíticos, e 
Streptococcus pneumoniae (Alfa Hemolítico). Descrever as características das colônias e 
verificar hemólise. 
 
CULTURAS CARACTERÍSTICAS DAS COLÔNIAS HEMÓLISE 
Streptococcuspyogenes 
 
Streptococcus agalactiae 
 
Streptococcus pneumoniae 
 
 
B) Observar pelo método de Gram, esfregaços das culturas de Streptococcus agalactiae e 
Streptococcus pneumoniae. Examinar ao microscópio com objetiva de imersão. Desenhar o 
observado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Streptococcus agalactiae Streptococcus pneumoniae 
 
 
 
 
 
 
C) Prova da Catalase 
 
Colocar sobre a cultura de Streptococcus agalactiae e Streptococcus pneumoniae (em caldo) 
algumas gotas de água oxigenada. 
 
Anotar o resultado no quadro abaixo: 
CULTURAS RESULTADOS 
Streptococcus agalactiae 
 
Streptococcus pneumoniae 
 
 
 
 
 
 
 
 
17
 
D) Prova da sensibilidade a optoquina 
Princípio: Esta prova verifica a sensibilidade da bactéria Streptococcus pneumoniae à 
optquina (etil-hidrocupreína hidroclorídrica) 
 
 
Cultura Optoquina 
Streptococcus pneumoniae 
 
 
 
F) Prova de sensibilidade à bacitracina. 
 
Princípio: O princípio desta prova baseia-se na inibição de crescimento do Streptococcus 
pyogenes (β-hemolítico, grupo A) frente a uma pequena quantidade de bacitracina. 
Técnica: Verificar se ocorre uma zona de inibição de crescimento ao redor do disco de papel 
de filtro contendo bacitracina. 
Leitura: sensível: existência de uma zona de inibição do crescimento. 
resistente: ausência de zona de inibição de crescimento. 
 
G) CAMP Teste 
 
Princípio: A atividade da hemolisina β do S. aureus é aumentada pela atividade hemolítica do 
S. agalactiae (β-hemolítico do grupo B). 
Técnica: Verificar zona de hemólise, em placa de ágar sangue (feito c/ sangue de carneiro), 
semeada com S. agalactiae e S. aureus. 
 
Leitura: resultado Positivo: formação de uma zona de hemólise semelhante à "ponta de 
flecha" na união das duas hemolisinas. 
Negativo: não formação de "ponta de flecha". 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
18
Nº 3 
 
 
GÊNERO Neisseria 
 
EXERCÍCIOS 
A) Examinar placa de Ágar-Sangue semeada com Neisseria spp. Descrever as características 
das colônias e verificar hemólise. 
 
CULTURAS CARACTERÍSTICAS DAS COLÔNIAS HEMÓLISE 
Neisseria 
 
 
B) Observar pelo método de Gram, esfregaços da cultura de Neisseria spp. Examinar ao 
microscópio com objetiva de imersão. 
Desenhar o observado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Neisseria spp. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Nº 4 
 
GÊNERO Pseudomonas 
 
EXERCÍCIOS 
 
A) Examinar placa de Ágar-Sangue semeada com Pseudomonas aeruginosa. 
Descrever as características das colônias e verificar hemólise. 
 
CULTURAS CARACTERÍSTICAS DAS COLÔNIAS HEMÓLISE 
Pseudomonas aeruginosa 
 
 
 
 
B) Observar pelo método de Gram, esfregaços de cultura de Pseudomonas aeruginosa. 
Examinar ao microscópio com objetiva de imersão.Desenhar o observado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 P. aeruginosa 
 
 
 
 
 
 
C) Examinar meio de ágar simples semeado com P. aeruginosa e observar a presença de 
pigmento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Nº 5 
 
ENTEROBACTÉRIAS 
 
MEIOS DE CULTURA UTILIZADOS PARA O ENRIQUECIMENTO E ISOLAMENTO DAS 
ENTEROBACTÉRIAS 
I) Meio de Enriquecimento 
 
Meio de Tetrationato: Impediente para coliformes, permitindo o crescimento praticamente 
irrestrito de Salmonella. 
 
II) Meios Utilizados no Isolamento de Enterobactérias 
 
Esses meios de cultura foram idealizados para o isolamento de enterobactérias patogênicas 
das fezes e visam sempre os mesmos objetivos: eliminar a flora indesejável e facilitar a 
diferenciação dos não patogênicos, são portanto, meios seletivos e diferenciais. Os meios mais 
usados são MacConkey, SS, Verde Brilhante. 
 
1) Ágar MacConkey: Impediente para bactérias Gram-positivas, permitindo o crescimento das 
Enterobactérias. Aquelas que fermentam a lactose crescem em colônias vermelhas e aquelas 
que não a fermentam, em colônias claras (indicador: vermelho neutro). 
 
2) Ágar SS: (Shigella-Salmonella): Impediente para bactérias Gram positivas, permitindo o 
crescimento de Shigella e Salmonella. As bactérias fermentadoras de lactose crescem em 
colônias vermelhas e as não fermentadoras em colônias incolores (indicador: vermelho 
neutro). 
 
3) Ágar Hektoen: Impediente para bactérias Gram positivas, enterobactérias da microbiota 
intestinal normal, possibilitando o crescimento de Shigella e Salmonella (exceto Salmonella 
typhi, que cresce com menor intensidade). As bactérias fermentadoras de lactose formam 
colônias de cor amarela ou alaranjada enquanto que as não fermentadoras apresentam 
colônias incolores. 
 
EXERCÍCIOS 
 
A) Examinar e interpretar placas de MC, SS e HE, semeadas com E.coli e Salmonella sp 
 
MEIOS 
CULTURAS 
MC SS Hektoen 
Escherichia coli 
 
Salmonella spp. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21
B) Observar, pelo método de Gram, esfregaços das culturas de E.coli e Salmonella sp. 
Examinar ao microscópio com objetiva de imersão. 
Desenhar o observado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 E.coli Salmonella spp. 
 
C) Examinar meio de Tríplice Açúcar com ferro(TSI) semeado com E.coli e Salmonella spp. 
Anotar os resultados no quadro abaixo: 
 
Tríplice Açúcar E.coli Salmonella spp. 
Base do Meio 
Superfície do Meio 
H2S 
Gás 
 
 
D) Identificação bioquímica 
 A partir do TSI, inocular as culturas E. coli e Salmonella sp em séries bioquímicas 
(meios de EPM, MILi e citrato de Simmons) . 
 Incubar a 37o C, 24 horas. 
 
Fazer a leitura e anotar os resultados no quadro abaixo: 
Provas Bioquímicas E.coli Salmonella sp 
Indol 
Vermelho de Metila 
Voges-Proskauer 
Citrato de Simmons 
Uréia 
Fenilalanina 
Movimento 
Glicose 
Lactose 
 
 
E) Realizar aglutinação em lâmina com a cultura de E.coli, semeada em ágar inclinado, 
utizando o soro anti-E.coli 0 55. Repetir a experiência com a cultura de Salmonella sp utilizando 
o soro anti-Salmonella. 
 
Anotar os resultados no quadro abaixo: 
CULTURA ANTI-E.coli O55 ANTI-Salmonella 
E. coli 
 
Salmonella