Fotossíntese 2.1 2014

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SUMÁRIO
71. RESUMO	�
82. INTRODUÇÃO	�
83. EVOLUÇÃO	�
94. A DESCOBERTA DA FOTOSSÍNTESE	�
245. FOTOSSÍNTESE: FASE FOTOQUÍMICA	�
245.1 LUZ	�
295.2 COMPLEXOS COLETORES DE LUZ	�
325.3 ORGANIZAÇÃO DE SISTEMAS DE ANTENAS RECEPTORAS DE LUZ	�
345.4 OS PIGMENTOS PRESENTES NOS CLOROPLASTOS FUNCIONAM COMO UMA ANTENA AFUNILANDO ENERGIAS PARA O CENTRO DE REAÇÃO	�
355.4.1 PODER OXIDANTE E REDUTOR DOS FOTOSSISTEMAS	�
385.5 REGULAÇÃO E REPARO DO APARATO FOTOSSINTÉTICO	�
395.6 OS CAROTENÓIDES SERVEM COMO PIGMENTOS ADICIONAIS E AGENTES FOTOPROTETORES	�
405.7 ALGUMAS XANTOFILAS TAMBÉM PARTICIPAM NA DISSIPAÇÃO DE ENERGIA	�
425.8 O EMPILHAMENTO DE TILACÓIDES PERMITE A DIVISÃO DE ENERGIA ENTRE OS FOTOSSISTEMAS	�
435.9 O CENTRO DE REAÇÃO DO FOTOSSISTEMA II É FACILMENTE DANIFICADO	�
445.10 ALGUNS HERBICIDAS MATAM AS PLANTAS BLOQUEANDO O FLUXO FOTOSSINTÉTICO DE ELÉTRONS	�
455.11 FOTOSSISTEMAS: TRANSFERÊNCIA DE ENERGIA	�
495.11.1 ESTRUTURA DETALHADA DO FOTOSSISTEMA II E VELOCIDADE DE TRANSFERÊNCIA DE ELÉTRONS	�
505.11.2 SUBUNIDADES PROTÉICAS (FIGURA 21)	�
505.11.2.1 PROTEÍNAS D1 E D2	�
505.11.2.1 CITOCROMO B559	�
505.11.2.2 CP47 E CP43	�
505.11.2.3 PROTEÍNAS EXTRÍNSECAS	�
505.11.2 ORGANIZAÇÃO DO FOTOSSISTEMA II	�
515.12 FOTOSSISTEMA I	�
525.12.1 FOTOSSISTEMA I: ASPECTOS FUNCIONAIS E ESTRUTURAIS	�
535.12.3 COMPARAÇÃO ENTRE OS FOTOSSITEMAS I E II	�
556. FOTOSSÍNTESE: FASE CARBOXILATIVA	�
607. FOTOSSÍNTESE E LUZ	�
618. FOTOSSÍNTESE E DEFICIÊNCIA HÍDRICA	�
629. CONSIDERAÇÕES ENTRE FOTOSSÍNTESE E RESPIRAÇÃO	�
6210. FOTOSSÍNTESE E DESENVOLVIMENTO	�
6211. FOTOSSÍNTESE EM RESPOSTA AS CONDIÇÕES DE RADIAÇÃO NA COMUNIDADE VEGETAL	�
6312. FOTOSSÍNTESE AO LONGO DO DIA	�
6313. ECONOMIA DE CARBONO PELA PLANTA	�
6314. ECONOMIA DAS TROCAS GASOSAS	�
6415. DURAÇÃO DO PERÍODO DE ASSIMILAÇÃO	�
6416. PRODUÇÃO DE MATÉRIA SECA E BALANÇO DE CARBONO	�
6417. UTILIZAÇÃO DE FOTOSSINTATOS E A TAXA DE CRESCIMENTO	�
6517.1 Translocação de fotossintatos	�
6517.2 Custos e benefícios da folha	�
6518. FOTOSSÍNTESE C4	�
6919. METABOLISMO ÁCIDO DAS CRASSULÁCEAS (MAC)	�
7820. FOTORRESPIRAÇÃO	�
8120.1 Metabolismo fotorespiratório	�
8320.2 Fotorrespiração em plantas C4	�
8321. COMPARAÇÃO ENTRE PLANTAS C3, C4 E MAC	�
8422. DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA DAS PLANTAS C3 E C4	�
9023 - PARÂMETROS PARA O CÁLCULO DE TROCAS GASOSAS	�
9224 – O AUMENTO NA FOTOSSÍNTESE FOLIAR PODE AUMENTAR A PRODUTIVIDADE POTENCIAL DE PLANTAS?	�
9324.1 – Produtividade potencial e fotossíntese	�
9324.2 – Produtividade potencial de plantas C4 e C3 e fotossíntese	�
9625 - FLUORESCÊNCIA DE CLOROFILAS: uma sonda da eficiência fotossintética	�
10825.1 RELAÇÃO ENTRE FLUXO DE ELÉTRONS E ASSIMILAÇÃO DE CO2	�
11226. CLORORESPIRAÇÃO	�
11427. INTERAÇÃO ENTRE FOTOSSÍNTESE E RESPIRAÇÃO EM CÉLULAS	�
11728. INFLUÊNCIA DA FOTOSSÍNTESE DE FOLHAS E DO DOSSEL NA PRODUTIVIDADE DE CULTIVOS	�
12029 - ESPESSURA DE FOLHA E CONTEÚDO DE CLOROFILA	�
12030 - LIBERAÇÃO DE ISOPRENOS: MECANISMO REGULATÓRIO DE ENERGIA EM FOLHAS	�
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Lista de Figuras
10Figura 1. Stephen Hales (1677 – 1761) (a) e Jan Baptista van Helmont (1580 – 1644), (b) pesquisadores pioneiros em pesquisas sobre o crescimento de plantas	�
10Figura 2. Experimento de Joseph Priestley (1733 - 1804), mostrando que plantas produziam oxigênio.	�
11Figura 3. Esquema mostrando a comprovação de que o gás produzido pela plantas era o oxigênio por Inge-Housz.	�
13Figura 4. Esquema mostrando o espectro de absorção da clorofila, realizado por Timiryazev.	�
14Figura 5. Experimento de Engelmann em 1883, que comprovou a absorção da clorofila de algas verdes (Cladophora) na região do vermelho (B-C) e do azul (F) (Adaptado de Taiz e Zeiger, 2004).	�
14Figura 6. Impressões em folhas de Cissus, utilizando a técnica desenvolvida por Molisch em amido. Arte de Heather Ackroyd e Dan Harvey utilizando a técnica de Molisch.	�
25Figura 7. Características de onda e partícula da radiação solar.	�
25Figura 8. Espectro de luz utilizada para a atividade fotossintética (a) e comprimentos de ondas absorvidas pelas clorofilas e carotenóides.	�
27Figura 9. Mudança do estado eletrônico das clorofilas em função da absorção da energia do fóton.	�
28Figura 10. Vias metabólicas de dissipação de energia das clorofilas.	�
32Figura 11. Cloroplasto, complexo coletores de luz e molécula de clorofila. Fonte: Taiz; Zeiger (2004).	�
34Figura 12. Complexo antena, mostrando a transferência da energia da luz por ressonância.	�
35Figura 13. Transferência de elétrons entre as clorofilas do centro de reação. Fonte: Taiz; Zeiger (2004).	�
38Figura 14. Digrama de ocupação orbital para os estados-base e excitdo da clorofila do centro de reação. Fonte: Taiz; Zeiger (2004).	�
40Figura 15. Moléculas de carotenos envolvidos no processo de proteção do mecanismo fotossintético. Fonte: Taiz; Zeiger (2004).	�
42Figura 16. Estrutura de duas xantofilas, violaxantina e zeaxantina, e um intermediário, anteraxantina, utilizados como mecanismo de dissipação de energia. Taiz; Zeiger (2004).	�
46Figura 17. Estrutura e transferência de elétrons no ciclo Q (TAIZ; ZEIGER, 2004).	�
47Figura 18. Velocidade de transferência de elétrons desde a clorofila P até a quinona QB no fotossistema II da bactéria Rodobacter sphaeroides. Fonte: Remy; Gerwert (2003).	�
48Figura 19. Seqüências de oxidação do Mn2+, para liberação de elétrons e fotólise da água (TAIZ; ZEIGER, 2004).	�
49Figura 20. Reações de oxirredução envolvendo os fotossistemas II e fotossistema I da fase fotoquímica da fotossíntese que resultam na produção de NADPH e ATP (em função do gradiente de H+). Em que: P680 corresponde a clorofila com absorção de luz com pico máximo de 680 nm e P700 corresponde a clorofila com absorção de luz com pico máximo de 700 nm (Adaptado de TAIZ; ZEIGER, 2010).	�
51Figura 21. Estrutura detalhada do fotossistema II em plantas superiores. Fonte:	�
53Figura 22. Modelo de organização de transportadores de elétrons no fotossitema I (SCHUBERT et al., 1997).	�
54Figura 23. Diagrama esquemático do transporte de prótons e elétrons nos fotossistemas I e II, descrito por Barber e Anderson (BARBER; ANDERSON, 1994).	�
55Figura 24. Diferenças estruturais dos fotossistema I (PSI) e II (PSII). Fonte: Barbier (2001).	�
57Figura 25. Esquema simplificado do ciclo de Calvin e Benson. Fonte: Wiley; Sons (2005).	�
58Figura 26. Compostos formados e enzimas relacionadas com o ciclo de Calvin (BUCHANAN; GRUÍSSEM; JONES, 2001).	�
59Figura 27. Mecanismo de abertura e fechamento estomático relacionado com ABA e potencial hídrico (BUCHANAN; GRUÍSSEM; JONES, 2001).	�
68Figura 28. Subtipos de rotas do metabolismo fotossintético C4 (WANG; PETERSON; BRUTNELL, 2011).	�
72Figura 29. Mecanismos fotossintéticos de produção de ATP e NADPH e liberação do excesso de energia de excitação por meio das reações de Mehler (WWC) fluxo cíclico de elétrons (CEF) e válvula de malato (KRAMER; EVANS, 2010).	�
73Figura 30. Fluxo de elétrons oriundos da fase fotoquímica relacionados a sistemas cíclicas e acíclicos (KRAMER; EVANS, 2010).	�
74Figura 31. Esquema do mecanismos fotossintéticos observado em condições de baixa absorção de CO2 em plantas do grupo C3. Em que: Ci (concentração inrena de CO2 nas células do mesofilo); Pi (fósforo inorgânico); RUBP (ribulose 1,5 carboxilase/oxigenase); Per (peroxissomo); Arm. Vacúolo (armazenamento no vacúolo) 3PGA (Fosfoglicerato 3P); P-GLC (fosfoglicerato). Fonte: Lawor (2002).	�
76Figura 32. Efeito do estresse por déficit hídrico em parâmetros fotossintéticos de plantas do grupo C4. Fatores que são afetados pelos estômatos são designados por linhas tracejadas, enquanto que fatores não afetados diretamente pelo estômatos são são conectados por linhas contínuas. O sinal negativo indica um efeito oposto a direção, enquanto que o sinal positivo tem efeito direto. O termo “vazamento de elétrons” é definido como a fração de CO2 fixado pela fosfoenolpiruvato carboxilase que é perdido da bainha vascular.	�
77Figura 33. Metabolismo ácido das crassuláceas (MAC ou CAM).Fonte: Taiz e Zeiger (2004).	�
80Figura 34. Reações do metabolismo fotorrespiratório em plantas C3 (TAIZ; ZEIGER, 2004).	�
81Figura 35. Relação do metabolismo fotorrespiratório entre mitocôndria e cloroplasto. Fonte: Wingler et al. (2000).	�
85Figura 36.  Distribuição geográfica de plantas C3 e C4 em diversas regiões do planeta. Cortesia de Ehleringer, Cerling e Dearing (2005) apud (TAIZ; ZEIGER, 2004).	�
86Figura 37. Tipos de vegetação através da variação de clima estimado pela evapotranspiração potencial. Cortesia de Ehleringer, Figura não publicada (TAIZ; ZEIGER, 2004).	�
87Figura 38. Percentagem de espécies de gramíneas do grupo fotossintético C4 no oeste dos Estados Unidos. Cortesia de Ehleringer, Cerling e Dearing (2005) apud (TAIZ; ZEIGER, 2004).	�
88Figura 39. Efeito da umidade, temperatura e fogo em diferentes tipos de plantas C4 em savanas. Cortesia de Ehleringer, Cerling e Dearing (2005) apud (TAIZ; ZEIGER, 2004).	�
89Figura 40.  Alteração na taxa fotorrespiratória em função de concentrações de CO2 e temperatura do ar em plantas do grupo C3. Cortesia de Ehleringer, Cerling e Dearing (2005) apud (TAIZ; ZEIGER, 2004).	�
90Figura 41. Simulação da taxa fotossintética em plantas do grupo C3 e C4 em função de concentrações de CO2 e temperatura do ar. Cortesia de Ehleringer (1997) apud (TAIZ; ZEIGER, 2004).	�
92Figura 42. Relação da atividade fotossintética e mecanismo fotorrespiratório. Fonte: Long et al. (2006).	�
94Figura 43. Dinâmica energética utilizada pelas plantas do grupo fotossintético C3 e C4 para produzir biomassa. Fonte: Zhu, Long e Ort (2010).	�
96Figura 44. Declínio da eficiência fotossintética em folhas individuais com o aumento da incidência da radiação solar. Fonte: Zhu, Long e Ort (2010).	�
97Figura 45. Estrutura da molécula de clorofila (WILEY; SONG, 2005).	�
98Figura 46. Vias de dissipação de energia das clorofilas: fotoquímica, fluorescência, fosforescência e calor. Adaptado de Taiz; Zeiger (2004).	�
98Figura 47. Vias de dissipação fotoquímica visualizada no fotossistema II em plantas superiores. Adaptado de Taiz; Zeiger (2004).	�
99Figura 48. Emisão de fluorescência pelo centro de reação do fotossistema II. Fonte:	�
100Figura 49. Principais moléculas e reações de oxiredução que ocorrem fotossistema II (A) e no ciclo Q (B). Fonte: Wiley; Song (2005).	�
100Figura 50. Principais moléculas e reações de oxiredução que ocorrem fotossistema I Fonte: Wiley; Song (2005).	�
101Figura 51. Proteínas e clorofilas ligadas ao centro de reação do fotossistema I (Photosystem I) II (Photosystem II). Fonte: Buchanan; Gruíssem; Jones (2005).	�
105Figura 52. Fluorescência inicial (F0) de clorofilas proporcionada pela incidência de uma luz actínica fraca (0,1 µmol de fótons m-2 s-1). Fonte: Lambers; Chapin; Pons (1998).	�
106Figura 53. Fluorescência máxima (Fm) de clorofilas proporcionada pela incidência de saturante (sat). Fonte: Fonte: Lambers; Chapin; Pons (1998).	�
107Figura 54. Fluorescência de clorofilas (F) após a incidência de um pulso de luz saturante. Fonte: Lambers; Chapin; Pons (1998).	�
108Figura 55. Fluorescência máxima (Fm) de clorofilas proporcionada pela incidência de saturante (sat). Fonte: Lambers; Chapin; Pons (1998).	�
112Figura 56. Quenching de fluorescência usando fluorescência modulada. Adpatada de Baker; Rosenqvist (2004).	�
113Figura 57. Modelo de clororespiração proposto por Bennoun (1994) em células vegetais.	�
114Figura 58. Interações entre mitocôndrias e cloroplastos em células vegetais (PELTIER; COURNAC, 2002).	�
116Figura 59. Modelo atual de clororespiração em plantas superiores. Fonte: (PELTIER; COURNAC, 2002).	�
1Figura 60. Regulação da fotossíntese foliar. Fonte: Sharma-Natu; Ghildiyal, (2005).	�20
12Figura 61. Regulação da fotossíntese foliar versus a capacidade fotossintética de folhas. Fonte: Sharma-Natu; Ghildiyal (2005).	�1
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1. RESUMO
A fotossíntese (FSS) é uma das reações mais importantes da terra, nela o CO2 e a H2O são transformados em CH2O e O2. Na FSS a luz é coletada por pigmentos antenas, carotenóides e clorofilas estes por ressonância transferem a energia para os fotossistemas. A energia do fóton com comprimento de onda mais curto (660 nm) é absorvido pelo complexo antena II o qual transmite até o P680 (clorofila especial, que perde elétrons). Do P680 o elétron é transferido para a feofetina e depois a Qa, Qb (ciclo Q, forma um gradiente eletroquímico para formar ATP através da enzima ATP sintase), deste ao citocromo B6f e para a plastocianina. Esta transfere para o P700 (clorofila do centro de reação do fotossistema I), quando incide um fóton a energia excita a clorofila que perde seu elétron para a A0 e depois para a A1, esta para a FesX, Fesa, Fesb e para a ferredoxina, a qual transfere o elétron a ferredoxina solúvel redutase que reduz o NADP em NADPH. Esses substratos são utilizados pela fase carboxilativa onde a rubisco utiliza CO2 e forma 2 PGA, depois 1,3PGA (gasta 1 ATP) e depois em 3 gliceraldeído 3P (trioses, com gasto de NADPH) que são utilizadas como esqueletos carbônicos para produzir açúcares, e demais compostos. O restante da rota é para regenerar a ribulose 1,5 bifosfato, onde ocorre gasto de ATP. As Curvas de resposta à luz têm sido apresentadas, para diferentes espécies, e para espécies particulares aclimatadas em diferentes irradiâncias (J0NES, 1994; PACHEPSKY et al., 1996). Embora haja uma leve tendência da Pn (Fotossíntese líquida), nas espécies C4, continuar aumentando mais do que nas espécies C3, com o aumento da irradiância, há grandes diferenças entre espécies de sombra e espécies de sol, ou entre folhas de uma mesma espécie crescendo em irradiâncias diferentes. Durante a fase inicial de crescimento do vegetal a FSS assume valores baixos, pois não é possível nesse período um nível de respiração muito intensa para a construção de novos tecidos. As folhas que estão em expansão interceptam menor quantidade de radiação e, além disso, seu aparato fotossintético não está completamente formado. As folhagens jovens, mas completamente diferenciadas possuem a mais alta capacidade fotossintética, a qual vai decrescendo com o aumento da idade. Próximo da senescência completa a fotossíntese atinge valores nulos devido à degradação da clorofila e a degeneração dos cloroplastos. Durante a floração e frutificação de plantas cultivadas é observado um aumento da capacidade fotossintética. Se os frutos são removidos a capacidade fotossintética diminui. Isso ocorre, porque grande parte dos carboidratos são desviados para os frutos. No decorrer do dia a planta é submetida a deferentes intensidades de radiação e diferentes ângulos de incidência. Os estratos foliares contribuem de forma bem diferenciada em relação à fotossíntese total associada à comunidade vegetal. Nas comunidades de gramíneas com a maioria das folhas eretas a maior capacidade fotossintética ocorre nas folhas medianas, em que grande parte da radiação penetrante é absorvida. Mais externamente a fotossíntese diminui conforme a disponibilidade de radiação decresce. Neste cenário, as folhas adaptadas à sombra exercem função compensatória importante, pois aproveitam melhor a baixa luminosidade em relação às folhas adaptadas. As folhas de sombra realizam um modesto trabalho fotossintético, mas como estão menos expostas ao ar seco, ao calor intenso e ao vento, sua contribuição pode suprir a demanda energética básica da planta em condições climáticas flutuantes. Observa-se que a fotossíntese aumenta no início do dia até próximo às 10 horas onde começa decrescer, onde ocorre o fenômeno chamado de depressão da fotossíntese líquida próxima ao meio dia. 
2. Introdução
A característica mais importante das plantas é sua habilidade para interceptar e absorver energia solar, utilizando-a para fixar o dióxido de carbono atmosférico em um grupo de moléculas orgânicas mais complexas. Este processo é responsável pela entrada de energia livre na biosfera. Parte da energia livre armazenada nos assimilados fotossintéticos é transferida, durante o processode respiração, para compostos de alta energia, que podem ser utilizados na síntese de novos compostos e no processo de manutenção. O saldo de CO2 fixado pela planta, ou fotossíntese líquida (Pn), é a diferença entre a taxa de fixação bruta (Pg) e a taxa de perda de CO2 durante o processo respiratório (R) (JONES, 1994). Embora difícil de imaginar, há mais fotossíntese nos ecossistemas terrestres do que nos aquáticos. Segundo as estimativas disponíveis, a produtividade primária líquida dos ecossistemas continentais é mais do que o dobro daquela dos ecossistemas marinhos (117,5 x 109 versus 55 x 109 t ano-1, LIETH; WHITTAKER, 1975).
3. Evolução
	A teoria heterotrófica da origem da vida, primeiramente foi sugerida por Horowitz em 1947. De acordo com esse pesquisador a atmosfera apresentava altas concentrações de metano, amônia e hidrogênio em combinação com uma fonte de energia livre formou uma sopa prébiotica de monômeros como aminoácidos, açúcares lipídeos e proteínas. Esses monômeros mais tardiamente formaram células capazes de mutar e replicar (NITSCHKE; MUHLENHOFF; LIEBL, 1997). Após a exaustão dos seres heterotróficos houve uma seleção a favor dos organismos foto-autotróficos, que eram capazes de produzir energia a partir da luz. Os processos de formação de energia através da fotossíntese ocorreu em função da formação das metaloenzimas. A via fotossintética poderia ter se iniciado com a fixação de carbono alterando gradualmente a complexidade dos fotossistemas. O inicio da evolução do processo fotossintético foi observado em clorobiaceae/heliobactérias. Nessa via, os elétrons eram doados para um pool de quinonas que direcionava seus elétrons para o Complexo citocromo b6, e este para um fotossistema rudimentar chamado RCI. Este era um processo cíclico, pois no momento em que a luz incidia sobre o RCI havia transferência de elétrons para um pool de quinonas para formar ATP. Mais tarde, surgiram as cianobactérias que apresentavam em sua estrutura o Fotossistema II e I aliados a um Complexo citocromo b6f (NITSCHKE; MUHLENHOFF; LIEBL, 1997). 
4. A Descoberta da Fotossíntese 
	O histórico da fotossíntese foi descrito por Govindjee e Krogmann (2004), os quais relatam toda cronologia de descoberta realizada por diversos autores, que segue no texto abaixo.
Inicialmente, Jan Baptista van Helmont (1580 – 1644), médico e químico Belga, foi o primeiro a se interessar pelo crescimento das plantas. Conhecido pelo experimento da planta de salgueiro (1600), a qual foi cultivada por cinco anos em um vaso. O autor concluiu que a planta crescia devido à água adicionada.
O Fisiologista inglês Stephen Hales (1677 – 1761), propôs em 1727, que as plantas precisavam de ar e água para crescer. Hales observou o decréscimo de aproximadamente 15% no volume de ar acima da superfície da água, quando cultivou uma planta em atmosfera fechada. Logo, conclui que o ar era absorvido pela planta para compor sua massa.
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 Stephen Hales (1677 – 1761) Jan Baptista van Helmont (1580 – 1644)
Figura 1. Stephen Hales (1677 – 1761) (a) e Jan Baptista van Helmont (1580 – 1644), (b) pesquisadores pioneiros em pesquisas sobre o crescimento de plantas.
Charles Bonnet (1720 – 1793), filósofo francês, natural da Suíça, observou a formação de bolhas de ar em folhas iluminadas e submersas em água (1754). Esse método ainda é empregado atualmente para medir a taxa fotossintética de plantas. Mais tarde Priestley identificaria essas bolhas como oxigênio.
Em 1772 o famoso químico filósofo e ministro inglês Joseph Priestley (1733 - 1804), descobriu que as plantas purificavam o ar que havia sido injuriado pela queima de uma vela, chamando o oxigênio de “Ar do Fogo”. Isolou também diversos tipos de gases até então desconhecidos.
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Figura 2. Experimento de Joseph Priestley (1733 - 1804), mostrando que plantas produziam oxigênio.
Pristley colocou uma pequena planta dentro de um recipiente com água. Tampou esse recipiente e deixou arder uma vela até esta se apagar. Mais tarde foi capaz de acender a vela novamente e manter um rato vivo nesse ar, utilizando uma planta de menta para “purificar” esse ar.
Antoine Laurent Lavoisier (1743 – 1794) químico francês, fundador da química moderna, criou uma nomenclatura das substâncias químicas e formulou a teoria da conservação das massas (“Na natureza nada se cria, nada se perde, tudo se transforma”), devendo-se a ele a conclusão de que a água é uma substância composta, formada por hidrogênio e oxigênio. Este pesquisador descobriu a função do oxigênio na respiração e nas reações químicas, propondo seu atual nome em 1785, em francês Oxygène. Em 1781, ele sugere que o O2 é responsável pelo processo de combustão e da respiração.
Cientista e físico holandês, naturalizado na Inglaterra, Ingen-Housz provou que a matéria contínua das plantas vem do ar e não do solo (Figura 3). Forneceu a primeira indicação da importância da luz no processo fotossintético. Depois da realização de 500 experimentos (1779 – 1796) com plantas mantidas no sol e no escuro, conclui que a produção de O2 é maior à noite e de CO2 durante o dia. Ficou famoso por provar a respiração das plantas, entretanto foi confundido em acreditar que o oxigênio das plantas veio do dióxido de carbono.
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Figura 3. Esquema mostrando a comprovação de que o gás produzido pela plantas era o oxigênio por Inge-Housz.
Outro pesquisador importante foi Sénebier (pastor suíço) que concluiu, em 1782, que as plantas fixam ar (CO2) durante a fotossíntese. Já Saussure (químico suíço) e filho do cientista Horace Benedict de Saussure (sugeriu que a água participa nas reações luminosas) acrescentou em 1804, que a água era necessária como reagente para as plantas pudessem fixar o ar (CO2). 
O físico inglês, Heyne, em 1813, observou que as plantas de Cotyledon calcyna tinha sabor ácido no início da manhã e que próximo ao meio dia essa acidez desaparecia. Foram os primeiros indicativos das plantas “MAC”. 
O pesquisador Anton van Leeuwenhoek (1632 – 1723) comerciante e cientista inglês foi o primeiro a descrever a célula vegetal, a qual chamava de glóbulos. Mais tarde dois cientistas franceses Pierre Joseph Pelletier (1788 – 1842) e Joseph Bienaimé Caventou (1795 – 1877) que nomearam os pigmentos verdes em plantas como clorofila, em 1818. Pelletier ficou famoso pelas descobertas de diversos alcalóides em plantas: quinino, estriquinina, veratrina e tolueno.
Em 1837, Hugo von Mohl (1805 – 1872) o botânico alemão, Von Mohl descobriu os cloroplastos em células de plantas. E também forneceu a primeira descrição, do que hoje chamamos de clorofila (Chlorophylkörnern). Oito anos mais tarde Julius Robert von Mayer (1814 – 1878) médico de origem alemã, concluiu que as plantas convertem energia solar em energia química (1845), estabelecendo os pressupostos da equação fotossintética atualmente conhecida. Propôs, pela primeira vez, a Lei de conservação de energia, sendo os créditos transferidos para Joule. Descreveu os processos de energia vital, atualmente referidos como oxidação.
Em 1060, Jean Baptiste Boussingault (1802 – 1887) cientista francês determinou a taxa entre o oxigênio e CO2 envolvidos durante a fotossíntese, a qual definiu como quociente fotossintético. É considerado o fundador da química agrícola e da agronomia experimental. Julius von Sachs (1832 – 1897) botânico alemão, sugeriu que o amido produzido nas folhas era o primeiro produto visível da fotossíntese, a partir do CO2. Foi pioneiro nos estudos dos produtos da fotossíntese e na utilização do amido na ausência de luz pelas plantas (1862-1884). Famoso pelo uso do iodo na detecção dos grânulos de amido. Ele também propôs que na presença de luz a clorofila catalisa reações fotossintéticas e descobriu que os cloroplastos contêm clorofila.
 O físico, matemático e químico alemão Adolf von Baeyer (1835 – 1917) sugeriu, em 1864, que o formaldeído era produto da fotossíntese.Mais tarde comprovou-se que sua hipótese estava errada, não sendo esse produzido como intermediário da fotossíntese. Esse pesquisador recebeu o prêmio Nobel em 1905 pelos seus trabalhos avançados em química orgânica e industrial, com corantes e compostos aromáticos. 
Em relação ao espectro de absorção de luz pelas clorofilas, Climent Arkad’evitch Timiryazev (1843 - 1920) fisiologista russo, Timiryazev estabeleceu o máximo de absorção da clorofila na região do vermelho do espectro em 1877. Definição do espectro de absorção da clorofila. O eixo X é marcado arbitrariamente em mm e representa os comprimentos de onda A (761 nm), B (687 nm), C (656 nm), D (589 nm), E (527 nm), F (486 nm) e G (431 nm), o Y corresponde à absorbância arbitrariamente definido em mm (Figura 4). Cinco anos mais tarde, Jacques Louis Soret (1827 - 1890) físico e químico suíço, descobriu em 1882 a absorção intensa das porfirinas e seus derivados na região do azul do espectro. Essa banda do espectro ficou conhecida como Banda de Soret. 
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Figura 4. Esquema mostrando o espectro de absorção da clorofila, realizado por Timiryazev.
O pesquisador Theodor Wilhelm Engelmann (1843 – 1909) foi o primeiro pesquisador a utilizar imagens de luz induzida em sistemas vivos para estudar a fotossíntese. O autor mostrou que as reações luminosas ocorrem com a captura da energia solar com transformação em energia química, dentro dos cloroplastos. Essa resposta seria somente pela faixa de luz vermelha e azul da luz natural (1883). Utilizou um microscópio especial para iluminar filamentos de algas verdes (Chladopohora), com a adição de bactérias aerófilas. O experimento de Engelmann em 1883, comprovou a absorção da clorofila de algas verdes (Cladophora) na região do vermelho (B-C) e do azul (F) (Figura 5).
Figura 5. Experimento de Engelmann em 1883, que comprovou a absorção da clorofila de algas verdes (Cladophora) na região do vermelho (B-C) e do azul (F) (Adaptado de Taiz e Zeiger, 2004).
Os diferentes tipos de clorofilas e pigmentos acessórios responsáveis pela captação e conversão de energia em organismos fotossintetizantes foram identificados por Hans Molisch (1856 – 1937) botânico alemão. Molisch amplificou a técnica de marcação do amido de Von Sachs, imprimindo fotos em amido, de folhas intactas, utilizando negativo de fotografias para marcar suas imagens em folhas iluminadas. Pintura de amido, em folha intacta de gerânio (Figura 6). A Imagem é de Jan Ingenhousz, realizada por William Ruf e Howard Gest, como homenagem pelas suas contribuições na descoberta da fotossíntese (Figura 6). 
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 Figura 6. Impressões em folhas de Cissus, utilizando a técnica desenvolvida por Molisch em amido. Arte de Heather Ackroyd e Dan Harvey utilizando a técnica de Molisch.
O nome alternativo para a assimilação de CO2 em material orgânico foi proposto inicialmente por Charles Reid Barnes (1858 – 1910) botânico americano. Os nomes sugeridos foram Photosyntax e Photosynthesis (C. MacMillan) em 1893. Somente em 1898 que o termo fotossíntese passou a ser definido como: “Síntese de compostos complexos carbonados, na presença de clorofila, sob a ação da luz” No mesmo ano (1893), H. T. Brown e J. H. Morris observam que a maioria das folhas contém glicose, presumivelmente, como produto da fotossíntese. Cinco anos depois, Mikhael Semenovich Tswett (1872 – 1919) em 1903, esse botânico russo inventou a técnica cromatográfica. Separou, primeiramente, pigmentos de plantas (clorofila e carotenóides) passando as soluções por colunas empacotadas com carbonato de cálcio. 
 Em 1905 Frederick Frost Blackman (1866 – 1947) fisiologista inglês realizou inúmeros experimentos avaliando as taxas fotossintéticas sob diferentes condições de luz, temperatura e CO2. Juntamente com G. Matthaei propôs a “Lei do Fator Limitante”, além disso, Blackman sugeriu que havia reações dependentes e não dependentes de luz.
 A partir de 1905, Konstantin Sergejewitsch Mereschkowski (1855 – 1921) biólogo e botânico russo sugeriram que os cloroplastos eram descendentes de cianobactérias. Ele mostrou também que os cloroplastos podiam sintetizar proteínas. Responsável pela proposição da “teoria da Simbiose”. 
O pesquisador Richard Willstätter (1872 – 1942) químico alemão forneceu os primeiros detalhes sobre a estrutura química da clorofila (1913), Juntamente com A. Stoll, Willstätter sugeriu erroneamente que a água e o CO2 combinam formando H2CO3, e que mais tarde seriam convertidos em O2 e carboidrato durante a fotossíntese. Reconheceu que havia dois tipos de clorofilas nas plantas: verde-azuladas e verde-amareladas. Prêmio Nobel em química, em 1915, pelas pesquisas em pigmentos de plantas, especialmente clorofila. 
Em 1918, Winthrop J.V. Osterhout (1871–1964) fez as primeiras observações de indução fotossintética pela luz seguida por abruptos períodos de escuro, juntamente com A. R. C. Hass. 
O químico alemão, Otto Heinrich Warburg (1883 – 1970) juntamente com E. Negelein (1922) determinaram o conceito de mínimo quantum – 3 a 4 fótons requeridos por molécula de oxigênio envolvida durante a fotossíntese, sendo mais tarde reconhecido como errôneo. Prêmio Nobel em fisiologia e medicina, em 1931, pela descoberta da natureza e modo de ação da enzima respiratória. O. H. Warburg e T. Uyesugi exploraram, em 1942, os resultados de Blackman e demonstraram que a fotossíntese tinha duas reações, fase luminosa e não luminosa, as quais também ficaram conhecidas como “reações de Warburg e Blackman”, respectivamente. 
Em 1923, Otto H. Warburg e Negelein estudaram o mínimo de quantum (número de fótons) requerido para cada molécula de oxigênio envolvida durante o processo de fotossíntese. Entretanto, demonstrou-se que estavam enganados, por um fator de 2 a 3 vezes. 
Em 1923, Torsten Thunberg, propôs, entre as diversas hipóteses, que a fotossíntese era um sistema reduz, no qual o CO2 se reduz e a água é oxidada. Um ano depois, Spoehr e Mcgee (1924) foram os primeiros a observar que o primeiro passo na fotossíntese é a absorção do CO2. Até então, pensava-se que era a absorção da luz. Em seguida, René Wurmser obteve alguns avanços nos estudos, propondo a fotossíntese como reação de redução.
O microbiologista holandês, Cornelis Bernardus van Niel (1897 – 1985) desenvolveu argumentações bioquímicas comparativas entre bactérias e plantas fotossintetizantes, sem e com a presença de O2, respectivamente. De acordo com suas observações, em 1931, os íons H+ são transferidos da água para o CO2, em uma reação de oxi-redução. CO2 + 2H2A = CH2O + H2O + 2A
Foi proposto por Van Niel que a fotossíntese era um caso especial de transferência de hidrogênios de um doador, para o CO2, sempre dirigido pela força luminosa. Cornelis B. Van Niel foi o primeiro biólogo a ser premiado com a medalha da Academia Nacional da Ciência em 1964. 
O Prêmio Nobel de química em 1940 foi para o pesquisador Hans Fischer (1881 – 1945) por desvendar, completamente, a estrutura da clorofila.
Os pesquisadores Robert Emerson (1903 – 1959) e W. Arnold, biofísicos americanos, usou algas verdes em suspensão (Chlorella) e submeteram a flashes repetitivos e intensos de luz. Concluíram, em 1932, que somente uma molécula de clorofila está diretamente envolvida na reação fotoquímica, nascendo assim, o conceito de unidade fotossintetizante. Sendo que três anos mais tarde, Dastur e Mehta, em 1935, escreveram que se a fotossíntese fosse realizada em dois processos, um estágio, provavelmente, seria mais eficiente que o outro. 
Em 1935, o primeiro a observar o cytocromo F, foi o Yakushiji, mesmo não o reconhecendo. Sua descoberta ocorreu mesmo em 1939, por R. Scarisbrick e R. Hill. Um ano mais tarde, em 1936, Hans Gaffron e K. Wohl propuseram que as moléculas de clorofila atuam transferindo a energia de excitação, até a energia encontrar os centros de reação; na época, o centro de reação era reconhecido como fotoenzima.
As evidencias de que a clorofila pode ser oxidada pela luz e por compostos férricos foram obtidaspor Eugene Rabinowitch e J. Weiss (1937). No mesmo ano, André Pirson, natural da Alemanha, constatou em 1937 que o manganês era essencial para o processo fotossintético.
Em 1937-38 foram premiados com o Nobel pelos trabalhos com a química de carotenóides e de vitaminas A e C os pesquisadores Paul Karrer (químico suíço) e Richard Kuhn (químico austríaco), Lawrence R. Blinks e R. K. Skow fizeram diversas observações sobre a indução fotossintética sobre a evolução de O2 em folhas de Ricinus.
Em 1939, Robert Hill (1899 -1991), demonstrou que a oxidação da água para formação de oxigênio e a fixação de CO2 em carboidratos eram processos separados. Esta conclusão foi possível pelo uso de aceptores de elétron artificiais utilizados por Hill (oxalato de ferro e ferrocianeto) em solução com cloroplastos.
O primeiro trabalho traçando o caminho do carbono em algas foi publicado pelos pesquisadores Samuel Ruben (1913 – 1943) e Martin D. Kamen (1913 – 2002) utilizando carbono 11 (11CO2). Entretanto devido ao curto tempo de meia vida (20 min.) os trabalhos não foram conclusivos. Em 1941, S. Ruben e M. D. Kamen descobriram a meia vida do carbono 14 (14C) conseguindo assim, decifrar o caminho seguido pelo carbono na fotossíntese. Anotações de física nuclear dadas por Neils Born, em 1937, para Martin D. Kamen.
O bioquímico, canadense Kamen confirmou que o oxigênio produzido durante a fotossíntese provinha somente das moléculas de água. Em 1963, sugeriram em revisão do conceito de fotossíntese, a qual incluiria as bactérias como organismos fotossintetizantes. Nesse novo conceito, não foi especificada a fonte de carbono utilizado para o crescimento e o oxigênio deixou de ser um produto obrigatório da fotossíntese. Seu conceito foi: Fotossíntese é uma série de processos nos quais a energia eletromagnética é convertida em energia livre, podendo ser utilizada para a biosíntese. 
Nasceu em 1901 o pesquisador E. D. Mcalister e junto com o também pesquisador Jack Myers em 1940, demonstraram que existia uma relação inversa entre a absorção de CO2 e a emissão de fluorescência durante a fotossíntese. Finalmente, em 1941, S. Rubens, M.Randall, M. Kamen e Hyde concluíram que o oxigênio envolvido durante a fotossíntese provém da oxidação da água. Para isso, eles utilizaram experimentos com moléculas marcadas de H218O.
Entre 1941 e 1943, Robert Emerson (1903 – 1959) e Charleton M. Lewis (1905 – 1996), trabalharam no Instituto Carnegie de Washington, Califórnia e obtiveram valores de 10 a 12, como mínimo de quanta na fotossíntese para cada molécula de O2 liberada. No mesmo ano, em 1943, Dutton, Manning e Duggar foram os primeiros a demonstrar que a energia luminosa absorvida pelos pigmentos acessórios era, de fato, transferida para a clorofila. 
Em 1946, Meirion Thomas (1894 – 1977), redescobriu a absorção de CO2 e O2 pelas folhas de crassuláceas, já observado por Saussure em 1804. Trabalhos subsequentes também comprovaram o que Thomas chamou de “Mecanismo ácido das Crassuláceas”. Logo após, Sam Wildman, em 1947, conseguiu isolar a proteína I em grandes quantidades das folhas. A fração protéica de Wildman era uma enzima, chamada de carboxidismutase. Atualmente conhecida como ribulose-1,5-biphosphate carboxylase-oxygenase “Rubisco”
A descoberta da presença de químicos apropriados que podem reduzir reversivelmente à clorofila a, na presença da luz foi feita pelo pesquisador Alexander Abramovitch Krasnovsky (1895 – 1975), em 1948. E os pesquisadores Andrew Benson, Melvin Calvin e James A. Basshan, juntamente com outros co-autores (1948-1954), descobriram pelo uso de 14CO2, que o primeiro composto estável da fotossíntese é o 3-fosfogliceraldeído (triose de fosfato); que a ribulose bifosfato (açúcar com 5 carbonos) é o primeiro aceptor do CO2 e que existe um ciclo para regenerar o aceptor de elétrons, mais tarde denominado de Ciclo de Calvin.
O químico americano, Melvin Calvin (1912 – 1997) utilizou técnicas de carbono radiomarcado para desvendar o caminho do carbono no processo fotossintético e por esse feito recebeu o Prêmio Nobel em química, em 1961, por desvendar o caminho complexo do CO2 e sua redução em plantas.
Em 1951, Wolf Vishniac, S. Achoa, N. G. Tolmach e Dan Arnon demonstraram a redução de NADP+, então chamado de “TPN”. No ano seguinte, C. Stacy French e Victoria M. K. Young demonstraram em 1952 a transferência de energia de excitação da ficoeritrina e ficocianina para a clorofila a. E nesse mesmo ano (1952), L. N. M. Duysens descreveu em sua tese de doutorado a existência de uma porção da clorifila a em algas vermelhas que era inativa em fluorescência. Mostrou e calculou também a eficiência da energia de excitação que era transferida por diversos pigmentos acessórios (Clorofila b, ficocianina, ficoeritrina, fucoxantina) para a clorofila a.
Os pesquisadores Daniel Arnon, Mary Belle Allen e F. R Whatley publicaram, em 1954, sua primeira demonstração da síntese de ATP por cloroplastos isolados. Eles descobriram a fotofosforilação e a fotossíntese dos cloroplastos. Estas demonstrações foram realizadas lentamente pelos autores. Dois anos mais tarde, em 1956, Mordhay Avron e André Jagendorf descreveram a caracterização e purificação de TPNH2 diaforase, a partir de folhas de espinafre, a qual se tornou conhecida como NADP+ ferrodoxina oxiredutase. No mesmo ano, San Pietro e Lang descobriram a habilidade dos cloroplastos de catalisar a reação da luz com acúmulo de NADPH. Ele iniciou seus trabalhos com a purificação da chamada de PPNR (Photosynthetic pyridine nucleotide reductase), atualmente conhecida como ferrodoxina.
Em 1956, Bessel Kok descobriu que o decréscimo da absorbância de luz induzida tinha um alto comprimento de onda (700 nm), chamada de P700. Atualmente é conhecido como o centro de reação da clorofila do fotossistema I. Nesse mesmo ano, Horecker, Weissbach e Hurwitz purificaram a enzima de carboxilação, com alta especificidade de ação. Eles não reconheceram que era a mesma proteína I descrita por Wildman. Em 1956, Weissbach demonstrou a formação de ácido fosfoglicérico a partir de ribulose bifosfato e CO2.
Dez anos depois de Meirion Thomas, David Walker (1956), estabeleceu que a síntese do ácido málico em MAC é o resultado da fixação de CO2 pela fosfoenolpiruvato carboxilase (PEP) e a redução de oxalacetato por NAD málico desidrogenase. E no mesmo ano, Barry Commoner (1956), detectou o sinal eletrônico de ressonância do spin associado com o que conhecemos hoje como fotossistema II.
Foi descoberto por Robert Emerson (1958) que os efeitos diferenciais dos feixes de luz na evolução do oxigênio, com diferentes comprimentos de onda, são dados simultaneamente. Estes experimentos permitiram a concepção de dois sistemas de pigmentos e duas reações luminosas. No intervalo entre 1957 e 1959, Lawrence Blinks observou mudanças na transição do oxigênio quando um comprimento de onda luminoso é trocado por outro. Suas explanações concentraram-se no efeito respiratório celular, mas também abordaram explicações pelos dois centros de reação luminosa. Mais tarde, essas observações de Blinks tornaram-se importantes na hipótese dos dois Fotossistemas. 
Em 1959, Kok observou o efeito antagônico de luz vermelha e laranja no P700. Sob ação da luz vermelha ocorria a oxidação do P700. Porém quando adicionada luz laranja, o mesmo era reduzido. Seus achados foram muito importantes para a história, pois junto com os relatos de Robert Emerson (1958), colaboraram na formação da hipótese dos dois fotossistemas de Hill (1960). Nesse mesmo ano, em 1959, Dave Krogmann, Mordhay Avron e André Jadendorf apresentaram fortes evidências que a síntese de ATP estava ligada ao transporte de elétrons nos cloroplastos, sob ação luminosa. Foi utilizados íons de amônio como desacopladores utilizados para interromper o fluxo de elétrons na membrana dos cloroplastos
Sendo publicado por Robin Hill e Fay Bendall (1960), um importante trabalho descrevendo o esquema Z, formado por dois centros de reação fotossintética. A idéia de doisFotossistemas, de forma geral, já haviam sido iniciadas por Rabinowitch, em 1956. As publicações de Robert Emerson (1958) também permitiram a formulação do esquema Z por Hill e Bendall. Desde a proposição do esquema Z, podem-se estudar os Fotossistemas separadamente utilizando diferentes qualidades de luz. É possível também observar o requerimento de um mínimo de oito quantum para a evolução do oxigênio, pois para cada quatro elétrons da água, são necessários dois quanta, um para cada Fotossistemas.
Rajni Govindjee e co-autores, em 1961, encontraram evidencias cruciais para provar que cada centro de reação (dois comprimentos de onda expressivos na fotossíntese) tinha um sistema de pigmentos. Observaram em algas vermelhas, que quando a luz vermelha era absorvida pela clorofila a, ocorria a oxidação do citocromo f. Quando a luz verde era absorvida pela ficoeritrina, supôs-se que o citocromo f tornava-se reduzido. E também no ano de 1961, ficou marcado na história da fotossíntese pelas pesquisas em bioenergética. Foi nesse ano que Peter Mitchell anunciou sua teoria quimiosmótica, ou “Teoria Quimiosmótica de Mitchell”. Conforme sua teoria, a força dos prótons é que permitia a transferência de elétrons para a síntese de ATP, tanto no processo oxidativo como na fosforilação fotossintética. E por essa contribuição recebeu o Prêmio Nobel de química em 1978, pela sua contribuição em desvendar a síntese de ATP em células vegetais.
Em 1964, Boardman e Anderson fizeram a separação física dos dois fotossistemas. Seus experimentos foram seguidos por Leo Vernon, J. S. C. Wessels, Jean-Marie Briantais e outros. Alguns experimentos bioquímicos realizados revelaram reações parciais dos dois centros de reação luminosa. No ano seguinte , em 1965, Robert Burns Woodward recebe o prêmio Nobel em química por conseguir sintetizar a molécula de clorofila e outros produtos naturais. 
Durante o período compreendido entre 1965 e 1966, Hugo Kortschak, Hal Hatch, C. R. Slack entre outros, descobrem a rota fotossintética de síntese de 4 carbonos que atualmente é denominada de metabolismo C4. 
Outra descoberta que auxiliou no entendimento dos processos fotossintéticos foi realizado por André Jagendorf e Ernest Uribe (1966) demonstraram por meio de reações ácido-base a síntese de ATP. Essa descoberta foi chave para consolidar a teoria quimiosmótica de Mitchel. Eles descobriram que um gradiente de pH (estabelecido nos cloroplastos por ácidos orgânicos dicarboxílicos) produziam ATP. 
Um ano mais tarde (1967) Joliot e colaboradores descobriram que a evolução do oxigênio possui um período de quatro oscilações depois de exposição de algas a fleches luminosos. Finalmente, em 1969, Gunter Döring e outros colaboradores do Laboratório de Witt descobriram o segundo centro de reação da clorofila P680. Após, em 1971, Floyd, Chance e DeVault foram que estabeleceram a chave do funcionamento do P680 a baixa temperatura. 
Em 1970, Wolfgang Junge e Horst Witt, descobrem em Berlin que o potencial da membrana plasmática permite a síntese de ATP, colaborando com as descobertas de Mitchell (1961), André Jagendorf e Ernest Uribe (1966).
Seis anos mais tarde, Eduards e Black (1971) aprimoraram a descoberta realizada por Hugo Kortschak, Hal Hatch, C. R. Slack e colaboradores, desenvolvendo os procedimentos para isolar as células do mesofilo e da bainha dos feixes vasculares em plantas C4. Com isso, conseguiram estabelecer o centro enzimático chave de reação fotossintética das C4. 
No mesmo ano, 1971, Leo Vernon, E. R. Shaw, T. Ogawa e D. Raveed conseguiram a separação dos fotossistemas I e II com o uso de detergentes solubilizadores e o uso de eletroforese em gel. Após, em 1972, Nelson e Neumann conseguem isolar o complexo enzimático citocromo B6/f de cloroplastos. 
Ainda em 1971, Ogren e Bowes demonstraram que o oxigênio é inibidor competitivo da ribulose difosfato carboxilase, comprovando a influência do oxigênio nas taxas fotossintética e fotorrespiratória medidas em folhas de soja. 
Em 1975, Peter Mitchell sugeriu que ocorria uma reciclagem dos elétrons entre os citocromos b e as duas quinonas (Ciclo Q) para explicar estequiotricamente o fluxo de prótons e elétrons dos complexos sistemas enzimáticos do citocromo b6/f e citocromo b-c1. Esta teoria seria demonstrava como ocorria a formação de ATP ao nível de cloroplasto. Nesse mesmo ano foram descobertas mais detalhadamente as estruturas das proteínas do fotossistema I. Essa descoberta foi realizada por Begis e Nathan Nelson que publicaram uma análise detalhada das proteínas do centro de reação do fotossistema I.
Durante os anos de 1976 e 1978, Hans-Erik Akerlund, Per-Ake Albertsson e Bertil Andersson aplicaram polímeros aquosos de partição para isolar do lado externo, vesículas do fotossistema II, as quais foram usadas para os estudos de localização dos componentes dos tilacóides e isolamento polipeptídeos localizados no lúmen. Esse trabalho foi importante na definição da localização dos fotossistemas (FS II – na membrana dos tilacóides) e (FS I – no estroma).
John Bennett, em 1977 descobriu a fosforilação dos complexos coletores de luz (LHC) II na tranferência de energia. Após 20 anos de estudo (2003) Depège e colaboradores descobriram a enzima quinase responsável pela fosforilação.
Em 1978, J. T. Bahr e Richard J. Jensen mostraram que o estado de ativação da Rubisco em cloroplastos não é igual à quantidade extraída da enzima, mas função da intensidade da luz e concentração de CO2, o que demostrou que a mesma seria ativada pela luz.
Entre 1978 a 1982, as pesquisas genéticas para encontrar genes que sequenciam as proteínas dos fotossistemas foi intensificada. Neste período, Lawrence Bogorad e co-autores sequenciaram o gene da proteína D1 do PS II.
Em 1980, Lee McIntosh e colaboradores realizaram o sequenciamento de aminoácidos da maior subunidade da Rubisco, sendo a menor subunidade seqüenciada por Bedbrook. 
Em 1981, John Allen, John Bennett, Kit Teinback e Charles Arntzen demonstraram que o estado redox da plastoquinona controla a fosforilação das proteínas de antena do PS II, assim como a distribuição de energia entre o PS I e PS II. 
Ainda em 1981, Colin Wraight e Bruno Velthuys descobriram, que diversos herbicidas (ex. Diuron e atrazine) inibem o fluxo de elétrons por desacoplamento da proteína QB do PS II. Também nesse ano foi descoberto por Tsukihara e colaboradores (1981) a estrutura da ferredoxina a partir de Spirulina platensis, a qual é uma das proteínas importantes em várias reações entre elas a ativação de enzimas e assimilação de nitrogênio. 
 No ano de 1985, Lawrence Bogorad e colaboradores (1985) sequenciaram os genes dos centros e reação do PS I. Ainda em 1985, Michael Salvucci, Archie Portis e William Ogren descobriram a enzima que facilita a ativação e manutenção da Rubisco.
Entre os anos de 1986 e 1989, ocorreram os primeiros sequenciamentos genéticos de cloroplastos. M. Sugiura completou o sequenciamento gênico de cloroplastos em tabaco. Ohyama (1986) completou o sequenciamento em cloroplastos de Marchantia. Em 1989, Hiratsuka concluiu o sequenciamento de cloroplastos em arroz.
Em 1986, O. Nanba e Kimiyuki Satoh isolaram e purificaram o complexo D1, D2 e o citocromo b559. Com isso demonstraram as propriedades do centro de reação do PS II. Dois anos mais tarde Wasielewski et al. (1989) publicaram a pesquisa demonstrando o primeiro picosegundo medido na reação fotoquímica primária do PS II. 
Na década de 90, Kevin C. Parrett, Tetemke Mehari e John H. Golbeck (1990) desvendaram os tratamentos que dissociam e reagrupam os centros FeS de proteínas isoladas de cloroplastos, os quais recuperam sua atividade induzida pela luz. 
Em 1992, Rudolph Marcus, recebeu o Prêmio Nobel em química pela sua teoria de variação das taxas nas reações de transferência de elétrons. Sua teoria baseou-se nos seus trabalhos de 1956 a 1965. Em 1997 mais um prêmio Nobel concedido a pesquisadores que contribuíram no entendimento dos mecanismos fotossintéticos.Os pesquisadores agraciados com o prêmio foram Paul Boyer e John E. Walker, os quias receberam o Prêmio Nobel em química pela elucidação da estrutura F1 da ATPase mitocondrial e o mecanismo de síntese do ATP. 
Howard Gest, 1993, define fotossíntese como um processo pelo qual a energia eletromagnética é convertida em energia química e utilizada para a biosíntese de materiais orgânico celulares. Define ainda, organismo fotossintéticos, nos quais a maior fração da energia requerida para síntese celular é fornecida pela luz. 
Em 1999, Pfannschmidt, Nilsson e Allen demonstraram o controle fotossintético por expressão gênica dos cloroplastos. 
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5. FOTOSSÍNTESE: FASE FOTOQUÍMICA
5.1 Luz
A luz apresenta características tanto de uma partícula quanto de uma onda, essa descoberta foi o triunfo dos físicos no princípio do século. Uma onda apresenta um comprimento denominado de lambda (λ) que é a distância entre cristas de onda sucessivas. A freqüência representada pela letra grega nu (ν) é o número de cristas de ondas que passam por um observador num determinado tempo. Uma equação simples (Equação 1) relaciona o comprimento de onda, a freqüência, e a velocidade de qualquer onda (C, 3.0 x 108 m s-1):
	C = (. ν
	(1)
A luz é uma onda eletromagnética transversal nos quais campos elétricos e magnéticos oscilam perpendicularmente à direção de propagação da onda e a 90° com relação um ao outro. A luz também apresenta uma partícula chamada de fóton. Cada fóton contém uma quantia de energia que é chamada quantum (quanta plural). O conteúdo de energia de luz não é contínuo, mas preferencialmente é entregue nestes discretos pacotes, o quanta. A energia (E) de um fóton depende da frequência da luz de acordo com uma relação conhecida como a lei de Planck (2):
	E= h. (
	(2)
Em que h é a constante de Planck (6,626 x 10-34 J s) e ( a frequência. Luz solar é como uma chuva de fótons de freqüências diferentes. Nossos olhos são sensíveis a só uma gama pequena de frequência (() a região de luz visível do espectro eletromagnético (Figura 7). 
Figura 7. Características de onda e partícula da radiação solar.
O espectro de luz utilizada para a atividade fotossintética situa-se na faixa do visível (400 a 700 nm), denominada de PAR (Figura 8), ou melhor, caracterizada como densidade de fluxo de fótons fotossintéticamente ativos (DFFFA).
Figura 8. Espectro de luz utilizada para a atividade fotossintética (a) e comprimentos de ondas absorvidas pelas clorofilas e carotenóides. Adaptado de Taiz; Zeiger (2009).
A clorofila e carotenóides são pigmentos responsáveis pela absorção de luz em plantas esse pigmentos funcionam como antenas captadoras de luz. A clorofila é formada por um íon metálico central (Mg2+) ligado a quatro átomos de nitrogênio e estes a anéis pirólicos, chamados de anéis porfíricos. As porfirinas são uma classe de moléculas orgânicas com uma estrutura geral de macrociclo tetrapirrólico (formado por quatro anéis pirólicos), ligados por ligações metínicas (-CH-), que possui no seu centro um espaço apropriado para acomodar um ion metálico. Este se liga a quatro átomos de nitrogênio presentes no centro. Os representantes mais comuns desta classe de compostos são o grupo hemo, que contém ferro, a clorofila, que contém magnésio, e os pigmentos biliares. No momento que as moléculas absorvem ou emitem luz, elas mudam o estado eletrônico. 
Durante a absorção de luz a clorofila (Chl) em seu estado de baixa-energia, ou basal, absorve um fóton (representado através de hv) e faz uma transição para um estado de alta-energia, ou excitado (Chl *): 
	Chl+hv ----> chl*
	(3)
A distribuição de elétrons na molécula excitada é um pouco diferente da distribuição na molécula básica. A absorção de luz azul excita a clorofila a um estado de energia mais alto que absorção de luz vermelha, porque a energia dos fótons é mais alta quando o comprimento de onda deles for mais curto. No estado de excitação mais elevado, a clorofila é extremamente instável, muito rapidamente perde alguma de sua energia para o ambiente como calor, e entra no estado mais baixo de excitação onde pode ser estável (10-9 s). Devido a esta instabilidade inerente do estado excitado, qualquer processo que captura sua energia deve ser extremamente rápido (Figura 9). 
Figura 9. Mudança do estado eletrônico das clorofilas em função da absorção da energia do fóton (TAIZ; ZEIGER, 2009).
No mais baixo estado de excitação, a clorofila tem caminhos possíveis para dispor de sua energia disponível (Figura 10). Pode re-emitir um fóton e assim pode voltar a seu estado básico, processo conhecido como fluorescência. Quando faz assim, o comprimento de onda de fluorescência quase sempre é ligeiramente mais longo que o comprimento de onda de absorção do mesmo elétron, porque uma porção da energia de excitação é convertida em calor antes que o fóton fluorescente fosse emitido. A conservação de energia requer então que a energia de fóton-fluorescência seja mais baixa que de fóton-excitação consequentemente à troca para comprimento de onda mais longo, processo ocorre na região vermelha do espectro. 
Figura 10. Vias metabólicas de dissipação de energia das clorofilas.
Alternativamente, a clorofila excitada pode voltar a seu estado basal convertendo sua energia de excitação diretamente em calor, sem emissão de um fóton. Um terceiro processo que desativa a clorofila excitada é a transferência de energia, na qual uma clorofila excitada transfere sua energia para outra molécula. Um quarto processo é fotoquímico no qual a energia do estado excitado causa a ocorrência de reações químicas. A taxa dos primeiros passos do processo de armazenamento de energia fotossintética está entre as reações mais rápidas de substâncias químicas conhecidas. Esta velocidade extrema é necessária para a fotoquímica competir com as outras possíveis reações do estado excitado.
O rendimento quântico da fotossíntese (rendimento de quantum) fornece informações sobre o destino do elétron do átomo no estado excitado. O processo com a taxa mais alta será o mais provável para desativar a clorofila excitada; processos mais lentos dispõem da energia do estado excitado. Este conceito é expresso quantitativamente por via do rendimento de quantum (CLAYTON, 1971; 1980). O rendimento de quantum (Ø) de um processo no qual as moléculas liberam a energia de excitação é a fração de moléculas excitadas que se declinam por aquele caminho. 
	( = número de produtos fotoquímicos/ número de quanta absorvido
	(4)
O rendimento de quantum dos outros processos é analogicamente definido. O valor de ( para um processo particular varia de zero (se aquele processo nunca é envolvido na decadência do estado excitado) para 1,0 (se aquele processo sempre desativa o estado excitado). A soma do rendimento do quantum de todos possíveis processos é 1 (TAIZ; ZEIGER, 2004).
 Em cloroplastos funcionais mantidos sob luz fraca, o rendimento de quantum de fotoquímica é aproximadamente 0.95, o rendimento de quantum de fluorescência é 0.05 ou abaixo, e o rendimento de quantum de outros processos é desprezível. A vasta maioria das moléculas de clorofila excitadas conduz então o processo fotoquímico (TAIZ; ZEIGER, 2004).
 O rendimento de quantum de formação dos produtos de fotossíntese como O2, pode ser medido com bastante precisão. Neste caso o rendimento de quantum está substancialmente abaixo do valor para fotoquímica, porque vários eventos de fotoquímica têm que acontecer antes de qualquer formação de moléculas de O2. Para produção de O2 o rendimento de quantum máximo medido é aproximadamente 0,1, significando que 10 quanta são absorvidos para cada molécula de O2 liberada. O rendimento de quantum é também chamado de “exigência de quantum”. A exigência de quantum mínima para evolução O2 é então aproximadamente 10. Medidas quantitativas da absorção de luz e o destino da energia contidas na luz são essenciais para a compreensão da fotossíntese (TAIZ; ZEIGER, 2004).5.2 Complexos coletores de luz
A energia luminosa é primeiramente absorvida pelos pigmentos fotossintéticos das plantas. Todos os pigmentos ativos em fotossíntese são encontrados no cloroplasto (Figura 11). Todas as clorofilas têm uma estrutura de anel complexa a qual está relacionada quimicamente o grupo que apresenta Fe encontrado em hemoglobinas e citocromos. Além disso, uma longa cadeia de hidrocarboneto quase sempre é ligada à estrutura de anel, a qual ancora a clorofila à porção hidrofóbica. A estrutura de anel contém alguns elétrons fracamente ligados devido à alternância de ligações simples e duplas, sendo a parte da molécula envolvida em transições de elétrons e reações de redução. 
As clorofilas a e b são encontradas em plantas na proporção de 3:1, respectivamente. A diferenciaçãos entre essas clorofilas está relacionada aos substituintes no carbono 3. Na clorofila a é observado um grupo metil (CH3) no carbono 3 da porfirina e no caso da clorofila b (considerado pigmento acessório) verifica-se um grupo aldeído (CHO) que subtitui o grupo metil. A clorofila b apresenta boa estabilidade devido a atração de elétrons no grupo aldeído do carbono 3. A clorofila b pode ser transformada em clorofila a através da enzima clorofila a oxigenase que catalisa a conversão de um grupo metil em aldeído (XU et al., 2001). 
A extração das clorofilas é facilmente realizada através de solventes orgânicos. Isso porque, as ligações entre as moléculas de clorofilas são muito fracas, rompendo-se com facilidade ao macerar o tecido.
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Figura 11. Processo de formação de clorofila a e b em plantas superiores (A), adaptado de Fonte: Taiz; Zeiger (2004). Estrutura dos cloroplasto, complexo coletores de luz e molécula de clorofila (B), adaptado de Buchanan; Gruíssem; Jones (2001).
5.3 - Organização de sistemas de antenas receptoras de luz
Os sistemas de antenas de diferentes classes de organismos fotossintéticos são notavelmente variados, em contraste com os centros de reação que parecem ser semelhantes em diversos organismos. A variedade de complexos de antena reflete a adaptação evolutiva aos ambientes diversos nos quais organismos diferentes habitam, como também a necessidade em alguns organismos para equilibrar o fornecimento de energia aos dois fotossistemas (GROSSMAN et al., 1995). A função das antenas é fornecer energia de forma eficaz aos centros de reação aos quais eles são associados (VAN GRONDELLE et al., 1994; PULLERITS; SUNDSTRÖM, 1996). 
O tamanho do sistema de antena em plantas superiores geralmente varia de 200 a 300 clorofilas por centro de reação, e alguns milhares de pigmentos por centro de reação em alguns tipos de algas e bactérias. As estruturas moleculares que servem como antenas também são bastante diversas, embora todos eles estejam associados de algum modo com a membrana fotossintética. 
 	O mecanismo pelo qual a energia de excitação da clorofila que absorve a luz é transportada ao centro de reação é através de transferência por ressonância (também conhecido como transferência de Förster, cientista que primeiro descreveu o fenômeno) (Figura 12). Neste processo, fótons não são simplesmente emitidos através de uma molécula e reabsorvidos por outra; a maioria da energia de excitação é transferida de uma molécula a outra por um processo de não radioativo. Uma analogia útil para transferência de ressonância é a transferência de energia entre dois garfos de afinação. Se um garfo afinando é golpeado e corretamente colocado perto de outro, o segundo garfo de afinação recebe um pouco de energia do primeiro e começa a vibrar. A eficiência de transferência de energia entre os dois garfos de afinação depende da distância entre eles e a orientação relativa deles, como também as frequências vibracionais, da mesma maneira que em transferência de energia por ressonância no complexo de antena. 
O resultado final deste processo é que aproximadamente 95 a 99% dos fótons absorvidos pelos pigmentos de antena têm sua energia transferida ao centro de reação onde pode ser usado pela via fotoquímica. É importante ressaltar que existem diferenças entre a transferência de energia entre pigmentos na antena da transferência de elétrons que ocorre no centro de reação. Enquanto que a transferência de energia é um fenômeno puramente físico, a transferência de elétrons envolve mudanças químicas nas moléculas.
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Figura 12. Estrutura do cmplexo antena caracterizando a transferência da energia da luz por ressonância.
5.4 Os pigmentos presentes nos cloroplastos funcionam como uma antena afunilando energias para o centro de reação
A energia absorvida em pigmentos de antena é afunilada para o centro de reação por uma sucessão de pigmentos com absorção máxima de que é trocada progressivamente para comprimentos de onda vermelhos mais longos. Esta troca em meios de máxima absorção significa que a energia do estado excitado é um pouco menor mais próximo ao centro de reação que nas porções mais periféricas do sistema de antena. Por exemplo, quando excitação é transferida de uma molécula de clorofila b que absorve no máximo a 650 nm para uma molécula de clorofila a que absorve no máximo a 670 nm, a diferença em energia entre estas duas clorofilas excitadas é perdida ao ambiente como calor (TAIZ; ZEIGER, 2009). 
 	Para a excitação ser transferida de volta à clorofila b, a energia perdida teria que ser resposta. A probabilidade de transferência inversa é então simplesmente menor porque a energia térmica não é suficiente para compor o déficit entre pigmentos de baixa-energia e de alta-energia (Figura 13). Este efeito dá para o processo de coleta de energia um grau de direcionalidade ou irreversibilidade e faz a entrega de excitação ao centro de reação mais eficientemente. Em essência, o sistema sacrifica um pouco de energia de cada quantum de forma que quase tudo do quanta pode ser apanhado pelo centro de reação (TAIZ; ZEIGER, 2004).
Figura 13. Transferência de elétrons entre as clorofilas do centro de reação. Fonte: Taiz; Zeiger (2009).
5.4.1 Poder oxidante e redutor dos fotossistemas
	O poder oxidante ou redutor (“pressão de elétrons”) é dado pela sigla Eo e significa a espontaneidade, ou a tendência de uma espécie química adquirir elétrons e, desse modo, ser reduzido-a. O potencial redutor é a medida em volts da afinidade de uma substância em adquirir elétrons, isto é, eletronegatividade, sempre comparado com o hidrogênio (H = 0). Substâncias mais eletronegativas em relação ao hidrogênio (potencial oxidante) tem potencial positivo e substâncias menos eletronegativas em relação ao hidrogênio tem potencial negativo (potencial redutor).
Quando o fluxo de elétrons em uma reação ocorre sentido morro abaixo ("downhill") ocorre a liberação de energia. O processo que determina os potenciais de oxiredução serão descritos a partir da segunda lei da termodinâmica, a qual descreve que as reações se estabelecem em direção espontânea (TAIZ; ZEIGER, 2009).
De acordo com essa lei serão descritos alguns termos muito utilizados na termodinâmica em reações químicas. O primeiro deles é a entropia, (S) a qual mede o grau de desordem de um sistema. Quanto maior a desordem de um sistema mais próximo do equilíbrio ele se encontra e, portanto, menos provável em realizar transformações espontâneas. Uma vez que a entropia sempre está associada à vibração das moléculas, S encontra-se sempre associado a T (TS), em que T expressa a temperatura absoluta em graus Kelvin (0 K = - 273,15ºC).
Para que possamos entender como se procedem as reações em função do nível de energia foi formulada uma equação que determina a energia livre de Gibbs (G), em que, G representa a quantidade máxima de energia liberada por um processo que ocorre a temperatura e pressão constantes que é utilizável como trabalho (Equação 5):
 G = H – TS (5)
O H é denominado de entalpia, que representa a quantidadede energia para realizar trabalho (energia interna). Em todo processo espontâneo para temperatura constante o G é negativo e a reação é do tipo exergônica, isto é libera energia. No entanto quando o G é positivo a reação não é espontânea e a reação é endergônica (TAIZ; ZEIGER, 2009). 
A oxidação da glicose a CO2 e água é uma reação exergônica ((G0 = –2858 kJ mol–1), quando essa reação ocorre, parte da energia é conservada através de reações acopladas para gerar ATP. Em alguns casos a entropia pode ser calculada a partir de princípios teóricos através de simples moléculas (TAIZ; ZEIGER, 2009).
Para nossos propósitos, o que importa é o sinal da variação de entropia, (S. Um processo pode ocorrer espontaneamente quando (S para o sistema e seu entorno é positivo. Um processo para o qual (S é negativo não pode ocorrer espontaneamente, mas o processo inverso pode. Para um sistema em equilíbrio, a entropia do sistema além de seu entorno é máxima e (S é zero. Como a energia de acordo com a segunda lei, é perpetuamente degradada em calor e torna-se indisponível isotermicamente ((S > 0), o movimento continua requer uma entrada de energia a partir do exterior. O mais célebre ainda perplexa versão da segunda lei da termodinâmica foi descrita por R. J. Clausius (1879): "A energia do universo é constante; a entropia do universo tende para um máximo" (TAIZ; ZEIGER, 2004).
Em outras palavras, o valor de (G é uma função do deslocamento da reação de equilíbrio. A fim de substituir um sistema de equilíbrio, o trabalho deve ser feito sobre ele e o (G deve ser positivo. Por outro lado, um sistema de deslocamento de equilíbrio pode fazer um trabalho em outro sistema, desde que os parâmetros cinéticos possam permitir a reação. Quantitativamente, uma mistura de reação a 25°C, cuja composição é uma ordem de grandeza de afastamento do equilíbrio (log K / q = 1) corresponde a uma mudança de energia livre de 5,7 kJ mol-1 (1,36 kcal mol-1). 
A tendência de uma substância para doar elétrons, "Pressão de elétrons", é medido por seu padrão de redução (potencial, E0) com todos os componentes presentes numa concentração de 1M. Em bioquímica, é mais conveniente empregar E'0, que é definida na mesma forma, exceto que o pH é 7. Por definição, o E'0 é a força eletromotriz dada pela metade de uma célula na qual as espécies reduzidas e oxidadas estão presentes em 1M, 25 °C e pH 7, em equilíbrio com um eletrodo que reversívelmente pode aceitar elétrons da espécie reduzida. Por convenção, a reação é escrita como uma redução. O potencial padrão de redução do eletrodo de hidrogênio que serve como referência: em pH 7 é igual a -0,42 V, potencial redox padrão como definido aqui é muitas vezes referidos na literatura bioenergética como o potencial do ponto médio (mid point potential), Em. Um potencial médio negativo é um bom agente redutor, enquanto que oxidantes têm potencial médio positivo (TAIZ; ZEIGER, 2009). Em outras palavras, o potencial redox padrão é uma medida, em unidades eletroquímicas da mudança na energia livre de um processo de oxidação-redução.
Usando esses princípios termodinâmicos é possível entender os processos envolvidos na fase fotoquímica da fotossíntese. Primeiramente, a luz captada pela clorofila, tornando- a excitada. A excitação induz a alteração do elétron de um orbital mais completo com um nível mais elevado de energia para um orbital imcopleto (nível menos elevado de energia). O elétron do orbital superior está mais fracamente ligado à clorofila, sendo assim facilmente perdido se uma molécula próxima for capaz de aceitá-lo (TAIZ; ZEIGER, 2004).
A primeira reação que converte a energia do elétron em energia química é denominada de evento fotoquímico. Essa reação consiste na transferência de energia das clorofilas do complexo antena para a uma clorofila aceptora do centro de reação. Essa clorofila sofre um rearanjamento eletrônico causando a transferência de elétrons, sendo que, parte dessa energia é capturada na forma de energia redox. Após esse evento fotoquímico a clorofila do centro de reação está oxidada (deficiente em elétrons ou positivamente carregada) e a molécula receptora está reduzida (rica em elétrons ou negativamente carregada). O orbital de baixa energia do centro de reação oxidado apresenta uma vaga e pode aceitar elétrons (Figura 14).
Figura 14. Digrama de ocupação orbital para os estados-base e excitdo da clorofila do centro de reação. Fonte: Taiz; Zeiger (2009).
5.5 – Regulação e reparo do aparato fotossintético
 Sistemas fotossintéticos enfrentam uma modificação especial. Eles são adaptados para absorver grandes quantidades de energia luminosa e processar esta em energia química ao nível molecular, a energia em um fóton é uma perturbação enorme que os sistemas fotossintéticos processam eficazmente sob condições normais. Sob algumas condições, porém, eles podem não poder lidar com toda a energia que recebem. A energia em excesso pode conduzir à produção de espécies tóxicas e danos ao sistema se não for dissipada seguramente (HORTON et al., 1996). Organismos fotossintéticos contêm então um complexo jogo de mecanismos reguladores e de conserto. 
Alguns destes mecanismos regulam fluxo de energia no sistema de antena, para evitar excesso de excitação dos centros de reação e assegura que os dois fotossistemas sejam dirigidos igualmente. Embora muito efetivos estes processos não são completamente à prova de falhas, e as vezes são produzidas espécies tóxicas. São necessários mecanismos adicionais para dissipar estes componentes, em particular, espécies de oxigênio tóxicas. Até mesmo com tudo este mecanismo protetor e limpador, o aparato fotossintético às vezes ainda é danificado, e mecanismos adicionais estão presentes para reparar o sistema. 
 
5.6 – Os carotenóides servem como pigmentos adicionais e agentes fotoprotetores
	Além de sua função como pigmento assessório os carotenóides desempenham um papel essencial no mecanismo de fotoproteção (Figura 15). Isso porque, embora a luz seja necessária para a fotossíntese, o seu excesso pode danificar o sistema de membranas dos tilacóides. Os diferentes tipos de carotenóides encontrados em organismos fotossintéticos são todas as moléculas lineares com múltiplas conjugações de dupla ligação. Bandas de absorção na região de 400 a 500 nm que fornece aos carotenóides a cor laranja. Por exemplo, a cor de cenouras é devido ao carotenóide β-caroteno. 
	Os carotenóides estão normalmente associados tanto com a antena quanto com as proteínas pigmento do centro de reação e são componentes integrantes da membrana. A energia de luz absorvida por carotenóides é rapidamente transferida para as clorofilas, assim carotenóides são chamados pigmentos acessórios. Esses pigmentos também fazem um papel essencial de fotoproteção. A membrana fotossintética pode ser danificada facilmente pelas grandes quantias de energia absorvidas pelos pigmentos se esta energia não puder ser armazenada através de fotoquímica; consequentemente a necessidade de um mecanismo de proteção. 
	O mecanismo de fotoproteção realizado pelos carotenóides pode ser imaginado como uma válvula de segurança, afastando a energia em excesso antes que pudesse danificar o organismo. Quando a energia armazenada em clorofilas em estado excitado é rapidamente dissipada por transferência de excitação ou fotoquímica, é dito que o estado excitado é extinto. Se o estado excitado da clorofila não é rapidamente extinto por transferência de excitação ou fotoquímica, pode reagir com oxigênio molecular para formar um estado excitado de oxigênio conhecido como oxigênio singlet (1O2*). 
 	As espécies extremamente reativas de oxigênio singlet reagem e danificam muitos componentes celulares, especialmente lipídios. Carotenóides mostram sua ação fotoprotetora extinguindo o estado excitado da clorofila rapidamente. O estado excitado do carotenóide não tem energia suficiente para formar oxigênio singlet, assim se degrada para seu estado inicial perdendo sua energia como calor. 
 	Plantas mutantes emque faltam carotenóides não podem viver na presença de luz. Para bactérias não evoluídas, que faltam carotenóides, conseguem se desenvolver sob condições de laboratório, se o oxigênio for excluído do meio de crescimento. Recentemente foram encontrados carotenóides que desempenham um papel não fotoquímico de extinção, que é um segundo mecanismo protetor e regulador.
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Figura 15. Moléculas de carotenos envolvidos no processo de proteção do mecanismo fotossintético. Fonte: Taiz; Zeiger (2004).
5.7 - Algumas xantofilas também participam na dissipação de energia
 	Um processo regulador principal envolvido na liberação de energia de excitação ao centro de reação só foi descrito recentemente. O processo, conhecido como extinção não fotoquímica, parece ser uma parte essencial da regulação dos sistemas de antena na maioria das algas e plantas. 
	A extinção não fotoquímica é a extinção da fluorescência da clorofila por processos diferentes da fotoquímica. Isto foi descoberto primeiro em estudos de fluorescência de clorofila que revelou aquela intensa iluminação produzindo um estado no qual uma fração grande das excitações no sistema de antena era extinta através da conversão em calor (KRAUSE; WEISS, 1991). Este processo, que parece despendioso no princípio, é aceito agora como envolvido na proteção do organismo contra excesso de excitação e subseqüente dano. O processo pode ser imaginado como uma “maçaneta” de volume que ajusta o fluxo de excitações ao centro de reação do fotossistema II (PS-II) para um nível manejável, dependendo da intensidade luminosa e outras condições. 
Vários fatores parecem ser envolvidos, inclusive o pH do lúmen do tilacóide e o estado de agregação dos complexos de antena na membrana (HORTON et al., 1996). Além disso, certos carotenóides conhecidos como xantofilas são envolvidos neste mecanismo regulador. A Figura 16 mostra a estrutura de duas destas xantofilas: a violaxantina e zeaxantina, e um intermediário, anteraxantina. Estes carotenóides podem ser interconvertidos através de enzimas epoxidase e de-epoxidase que estão presentes no cloroplasto. O mesmo regime de alta luminosidade que induz a extinção não fotoquímica tende a ativar a enzima de-epoxidase que converte a xantofila em zeaxantina. A formação de zeaxantina usa ascorbato como um cofator, e formação de violaxantina requer NADPH. Já em condições de baixa luminosidade ocorre a ativação da epoxidase, resultando na acumulação de violaxantina. Assim a zeaxantina que está associada com o estado extinto e violaxantina é encontrada quando o sistema estiver no estado não extinto (Figura 16). No entanto, não é claro se o próprio carotenóide é o agente extintor, embora muitos pesquisadores assim o considerem. Esta questão é uma área muito ativa de pesquisa (DEMMIG-ADAMS; ADAMS, 1992; PFÜNDEL; BILGER, 1994; HORTON et al., 1996). 
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Figura 16. Estrutura de duas xantofilas, violaxantina e zeaxantina, e um intermediário, anteraxantina, utilizados como mecanismo de dissipação de energia (A); Adaptado de Taiz; Zeiger (2004). Processo de dissipação de enregia través da movimentação do complexo coletor de luz (LHCII) induzido por uma quinase (B). Adaptado de Buchanan (2000).
5.8 – O empilhamento de tilacóides permite a divisão de energia entre os fotossistemas
O fato da fotossíntese em plantas superiores ser dirigida através de dois sistemas fotoquímicos com diferentes propriedades de absorção de luz proporciona a formação de um problema especial. Se a taxa de divisão de energia para os fotossistemas I e II não é sincronizado precisamente e as condições são tais que a taxa de fotossíntese está limitada pela luz disponível (baixa intensidade luminosa), a taxa de fluxo de elétron será limitada pelo fotossistema que está recebendo menos energia. A situação mais eficiente seria aquela na qual a recepção de energia é a mesma em ambos os fotossistemas. Porém, nenhum arranjo único de pigmentos satisfaria esta exigência, porque em diferentes períodos do dia, a intensidade luminosa e a distribuição espectral tende a favorecer mais um ou o outro fotossistema. 
A solução para este problema seria um mecanismo de troca de energia de um fotossistema com o outro em resposta às diferentes condições, e tal qual um mecanismo regulador opere em condições experimentais diferentes. A observação de que o rendimento global de quantum da fotossíntese é quase independente do comprimento de onda dá fortes indicações que tal mecanismo existe. Progresso considerável tem sido conseguido no entendimento do mecanismo molecular que é responsável por esta redistribuição de energia (BENNETT 1991; ALLEN, 1992). 
A membrana do tilacóide contém a proteína quinase que pode fosforilar um resíduo de treonina específico na superfície de uma ligação membrana-antena-pigmento protéico. Este complexo de pigmento-proteína é o LHCII. Quando LHCII não é fosforilado, ele entrega mais energia ao fotossistema II, e quando é fosforilado entrega mais energia ao fotossistema I. A quinase é ativada quando a plastoquinona, um dos carregadores de elétrons entre os fotossistemas, acumula-se no estado reduzido, o que acontece quando o fotossistema II está sendo ativado mais freqüentemente que fotossistema I. O LHCII fosforilado migra então para fora das regiões empilhadas da membrana em direção às regiões não empilhadas, provavelmente por causa de interações repulsivas entre cargas negativas de membranas adjacentes. A migração lateral de LHCII troca o equilíbrio de energia para o fotossistema I que se situa na lamela do estroma e longe do fotossistema II que fica situado nas membranas empilhadas da grana. Esta situação é chamada estado 2. Se a plastoquinona se torna mais oxidada devido ao excesso de excitação do fotossistema I, a quinase é desativada e o nível de fosforilação de LHCII é diminuído pela ação de uma ligação de fosfatase da membrana (Figura 16B).
O LHCII move-se então de volta para a grana, e o sistema está no estado 1. O balanço resultante é um controle muito preciso da distribuição de energia entre os fotossistemas, permitindo o uso mais eficiente da energia disponível. 
 
5.9 O centro de reação do fotossistema II é facilmente danificado
 	Outro efeito que parece ser um fator principal na estabilidade do aparato de fotossintético é a fotoinibição que ocorre quando a excitação em excesso que chega ao centro de reação PS-II conduz a sua inativação e dano (BARBER; ANDERSSON, 1992; LONG et al., 1994). 
	A fotoinibição é um complexo conjunto de processos moleculares. Está definido como a inibição de fotossíntese através do excesso de luz. Muitos dos efeitos do excesso de luz parecem estar localizados no fotossistema II, e locais inibidores tanto no lado doador quanto no receptor foram identificados. Porém, estágios posteriores de inibição resultam em danos para o sistema tal que o centro de reação FSII precise ser desmontado e consertado. O local principal deste dano é a proteína D1 que faz parte do centro de reação FSII. Esta proteína é facilmente danificada através de excesso de luz e então deve ser removida da membrana e substituída por uma cópia recentemente sintetizada. As outras partes do centro de reação PS-II são projetadas para ser recicladas, assim a proteína D1 é o único componente que precisa ser sintetizado.
	O fotossistema I é protegido contra espécies ativas de oxigênio, embora o mesmo seja vulnerável de ser danificado por espécies de oxigênio ativas. O receptor de ferrodoxina do fotossistema I é uma espécie fortemente redutora, que pode reduzir o oxigênio molecular facilmente para formar superóxido (O2-). Esta redução compete com a condução normal de elétrons para a redução de dióxido de carbono e outros processos. Superóxido é um de uma série de espécies de oxigênio ativas que são potencialmente muito danosas às membranas biológicas. Superóxido formado deste modo pode ser eliminado pela ação de uma série de enzimas, incluindo dismutase de superóxido e ascorbato peroxidase (ASADA, 1994; 1996; POLLE, 1996).