RELATÓRIO DE RELAÇÕES HÍDRICAS E PLASMOLISE

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1 INTRODUÇÃO
Um dos primeiros organismos que foram encontrados registros fósseis foram as plantas vasculares em aproximadamente 450 milhões de anos atrás, sendo que, isso corresponde apenas a dez por cento da idade da terra. Toda essa demora na conquista do ambiente terrestre tem uma grande probabilidade de ter sido pela falta de água. Para que as plantas pudessem dominar esse ambiente foram necessários o desenvolvimento de raízes e um sistema vascular avançado para absorver e transportar água, enquanto epiderme e estômatos foram necessários para conservá-la.
A água juntamente com os solutos está em constante movimento dentro das células, de célula para célula, de tecido para tecido e nas plantas desde solo até completar o ciclo chegando à atmosfera. Este movimento, chamado de osmose, ocorre numa determinada direção e velocidade definidas pela soma dos gradiente de concentração (difusão) e gradiente de pressão (fluxo em massa). O potencial de água é uma medida associada às moléculas de água por unidade de volume ocupado, portanto aparece em J.m-3 que é equivalente a MPa (unidade de pressão). O potencial de água (ΨH2O) depende da concentração (potencial osmótico — Ψs), da pressão hidrostática (Ψp) e da gravidade (Ψg) — ΨH2O = Ψs + Ψp + Ψg. A água move-se por osmose do potencial de água mais alto para o potencial de água mais baixo. Por efeito a água pura (estado padrão – Temperatura e pressão ambientes) apresenta um potencial de água de 0MPa. Como as membranas celulares de todos os organismos são semipermeáveis, permite-se que a água e pequenas substâncias sem carga atravessem mais rápido do que solutos de substâncias carregadas e partículas grandes.
A presença de sais interfere no potencial hídrico do solo, reduzindo o gradiente de potencial entre o solo e a superfície da semente, restringindo a captação de água pela semente, e reduzindo as taxas de germinação. Além disso, o metabolismo germinativo também é influenciado, levando à inibição da mobilização das reservas e distúrbios nos sistemas de membranas do eixo embrionário.
2 GERMINAÇÃO DE SEMENTES DE MILHO EM DIFERENTES POTENCIAIS OSMÓTICOS
2.1 MATERIAIS
Vinte grãos de milho
Quatro placas de Petri
Papel filtro
Solução de H2O a 0,0M
Solução de H2O a 0,2M (NaCl)
Solução de H2O a 0,4M (NaCl)
Solução de H2O a 0,6M (NaCl)
Pipeta graduada
Pipetador
Etiquetas
2.2 MÉTODOS
Importante: o aluno que for fazer o experimento tem que estar com as mãos devidamente lavadas para não contaminar as amostras.
Cortar os papéis de filtro de uma forma que cubra toda a base de cada placa de Petri.
Em cada placa, já devidamente forrada, colocar cinco grãos de milho espaçadamente.
Etiquetar todas as placas, cada uma com a solução que irá ser regada.
Cada placa será regada com 2,5 ml da solução destinada para a amostra.
Depois de colocada as soluções tampam-se as placas, que devem ser regadas posteriormente, com a mesma quantidade do início, para estarem sempre úmidas e dar condições para a cultura se desenvolver. 
Após sete dias verificar os resultados das amostras, tais como: quantos grãos de cada placa germinaram; quantos apresentaram parte aérea; quantidade de raízes por grãos; comprimento da raiz maior de cada grão germinado; quais placas apresentaram contaminação.
2.3 RESULTADOS E DISCUSSÕES
No tratamento 1 a 0,0M (T1) foi analisado que todas as sementes germinaram, devido ao potencial hídrico da semente de milho ser menor que o do papel filtro, fazendo com que a água faça seu caminho natural do meio mais concentrado para o menos concentrado, evidenciado pelo papel filtro seco.
	Todas as sementes apresentaram raízes, a primeira repetição (R1) apresentou: seis raízes, com raiz principal medindo 3,8 cm; e parte aérea. A segunda repetição (R2) apresentou: uma raiz medindo 2,5 cm; ausência de parte aérea. A terceira repetição (R3) apresentou: seis raízes, com raiz principal medindo 6,8 cm; e parte aérea. A quarta repetição (R4) apresentou: quatro raízes, com raiz principal medindo 3,7 cm; e parte aérea. A quinta repetição (R5) apresentou: seis raízes, com raiz principal medindo 3,7 cm; e parte aérea.
Obs.: Devido à indisponibilidade não foi possível administrar novamente as soluções nos tratamentos. Sendo realizada a segunda dois dias após a primeira e não sendo realizada a terceira, interferindo no andamento do processo. A solução não foi suficiente para o metabolismo da celulose e um melhor desenvolvimento da parte aérea.
	No tratamento 2 a 0,2M (T2) observou-se que apenas as repetições R1 e R2 tiveram um princípio de germinação. A R1 apresentou: uma raiz com 1,0 cm; e ausência de parte aérea. A R2 apresentou: uma raiz com 0,5 cm; e ausência de parte aérea. Devido a presença de NaCl, uma porção da solução ficou retida, evidenciado pelo papel filtro com umidade. No T2 foi apresentado sinais de contaminação (C).
	No tratamento 3 a 0,4M (T3) não houve germinação. A alta concentração de NaCl na solução, impede que as sementes obtenham a água necessária para germinar, evidenciado pela alta umidade no papel filtro. O T3 apresentou contaminação.
	
	No tratamento 4 a 0,6M (T4) não houve germinação. Assim como no T3, o potencial osmótico do soluto é maior que o da semente, consequentemente o potencial hídrico do soluto é mais negativo. Evidenciado pela alta umidade do papel filtro.
2.4 TABELAS E GRÁFICOS 
3 VISUALIZAÇÃO DE PLASMOLISE EM MICROSCÓPIO ÓPTICO DE Tradescantia spathacea.
3.1 METODOLOGIA
1 – Corte fino e superficial na parte abaxial da planta.
2 – Colocar a amostra na lâmina para visualização microscópica.
3 – Observar o comportamento dos protoplastos e estômatos.
4 – Mergulhar a mesma amostra em solução salina (NaCl).
5 – Observar novamente, diferenciar e justificar o comportamento dos protoplastos e estômatos.
3.2 RESULTADOS E DISCUSSÕES
	Foi observado que os estômatos e protoplastos estavam turgidos, por terem água suficiente disponível (Figura 5). Após ser adicionado a solução salina (NaCl), nota-se claramente o encolhimento dos protoplastos e o fechamento dos estômatos (Figura 6).
	Devido à presença de água e potássio (K+) os estômatos, que são formados por células guarda, cloroplastos e ostíolo, ficam turgidos. Esta turgidez faz com que os ostíolos tendam a abrir, permitindo assim a troca de gases e transpiração vegetal. 
A presença de K+ e o estresse hídrico estão diretamente ligados à abertura e fechamento dos estômatos. O potencial hídrico excessivamente negativo leva a célula guarda a produzir o ácido abscísico, que faz os íons K+ saírem das mesmas. As células companheiras ficam hipertônicas e há a transferência de água por osmose, causando o fechamento dos estômatos.
CONSIDERAÇÕES FINAIS
No processo de germinação de semente de milho, após serem feitas as experiências e analisados os resultados, foi possível concluir que as sementes em solução a 0,0M tiveram mais facilidade de germinar que as sementes que encontravam-se em soluções salinizadas. Isso porque a semente dividiu com o NaCl a quantidade de água existente na solução e que não foi suficiente para o seu brotamento, ou seja, não atingiram a fase de embebição que é a principal fase da germinação.
	Por não ter NaCl e poder ter usufruído de toda a água da placa, o T1 foi o que ficou com o papel de filtro mais seco, nos outros o NaCl reteve um pouco da água e por isso mantiveram-se úmidos.
	Como não foi possível regar os tratamentos mais vezes (apenas uma vez, além da primeira, no intervalo de sete dias) a solução não foi suficiente principalmente na 0,0M, para o metabolismo da celulose na parte aérea, por isso o seu baixo crescimento. Além da parte aérea, as raízes também são prejudicadas pela falta de água, e como nas soluções salinas o potencial osmótico é mais negativo a água tende a ir para este lado não penetrando na semente.
Na visualização de plasmólise em microscópio óptico de Tradescantia spathacea, ao mergulhara amostra em solução contendo NaCl, nota-se o efeito causado na planta quando a mesma divide a água disponível com um soluto salino. Um solo salinizado prejudica o desenvolvimento da espécie e leva a planta a não fazer, de modo mais fácil, as trocas gasosas com a atmosfera e sua transpiração, que, assim como os recursos hídricos, são vitais para o seu ciclo de vida.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
BEWLEY, J.D.;BLACK, M. Seeds: physiology of development and germination. 2.ed. New York: Plenum Press, 1994. 445p.
CARVALHO, N. M.; NAKAGAWA, J. Sementes: ciência, tecnologia e produção. 4.ed. Jaboticabal: FUNEP, 2000. 588P.    
KERBAUY, GILBERTO B. Fisiologia vegetal. 2004. CAP 1.