Caderno de práticas bioquímica

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Credenciada pela Portaria Ministerial nº 1.400 de 23/11/2012, DOU de 26/11/2012 
 
 
 CADERNO DE AULAS PRÁTICAS DE BIOQUÍMICA 
Av. Getúlio Vargas, n.º 3.347, Santa Mônica, CEP: 44.077-005 
Feira de Santana – Bahia – site: www.fufs.edu.br – e-mail: fufsfeira@gmail.com 
Tel : (75) 3211.7362 / 3211.7364 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Prof.ª MSc. Priscila de Andrade Gonçalves 
Prof. Dr. Cláudio Nóbrega Amorim 
 
 
 
 
 
 
 
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1. Procedimentos de Segurança no Laboratório de Bioquímica 
 
Normas Gerais 
- Todo laboratório independente de sua atividade de respeitar padrões de segurança 
adequados. 
- Todos os experimentos e técnicas deverão ser realizados seguindo um roteiro de 
orientação. 
- Não será permitida a permanência no laboratório de indivíduos sem avental, bermudas, 
saias curtas e sandálias. 
- A escolha dos reagentes deve ser feita após atenciosa analise dos rótulos. 
- Evitar a presença de frascos e recipientes não identificados. 
- Não é permitido o ato de fumar ou ingerir alimentos dentro do laboratório. 
- Não prove quaisquer produtos químicos ou soluções, não inale gases ou vapores 
desconhecidos se for possível evita-los. Se necessária a inalação, não fazer de maneira 
direta. 
- Atenção ao fazer uso do bico de Bunsen, nunca deixar solventes inflamáveis e voláteis 
abertos e próximos a chama. Cuidado com a cabeça e com a roupa. 
- Caso ocorra algum contato da pele com algum produto químico recomenda-se lavar 
abundantemente em água corrente e comunique imediatamente ao professor. 
 
Vidrarias importantes 
- Béquer: recipiente com ou sem graduação utilizado para o preparo de soluções, 
aquecimento de líquidos, cristalização, entre outros. 
- Erlenmeyer: frasco utilizado para aquecer líquidos ou para efetuar titulações. 
- Proveta ou cilindro graduado: frascos com graduações destinados a medidas 
aproximadas de volume de líquidos. 
 
 
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- Pipeta: equipamento calibrado para medida precisa de volume de líquidos. 
- Balão volumétrico: recipiente calibrado de precisão destinado a conter um determinado 
volume de líquido a dada temperatura utilizado no preparo de soluções de concentrações 
finais. 
- Funil: utilizado na transferência de um líquido de um frasco para outro ou para efetuar 
filtrações simples. 
- Funil de separação ou decantação: usado para separar líquidos imiscíveis. 
- Dessecador: utilizado no armazenamento de substâncias que exigem baixo teor de 
umidade na atmosfera. 
- Bastão de vidro: usado na agitação e transferência de líquidos. 
- Almofariz ou grau e pistilo: destinado a pulverização de sólidos, que podem ser de 
porcelana, ágata ou metal. 
 
Equipamentos 
- Estufa: as estufas de dessecação comum são aparelhos com aquecimento elétrico e 
termostaticamente controlados, construídas para produzir temperaturas desde 
aproximadamente 40º até 200º. A temperatura é lida por um termômetro e controlada 
por uma chave seletora. A circulação de ar através da estufa, durante seu funcionamento, 
é assegurada por orifícios no alto da câmara trocando continuamente os vapores 
desprendidos. 
- Balança: no preparo de produtos farmacêuticos que envolvem relação de massas a 
exatidão de suas medidas é um fator essencial. As balanças podem ser de vários tipos 
desde as mais grosseiras até as de alta sensibilidade, mas independente do tipo todas 
devem atender as especificações de: 
a) exatidão 
b) estabilidade 
 
 
 
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c) sensibilidade 
E para que a balança mantenha sempre estes requisitos é importante um cuidado dos 
que fazem uso do aparelho e manutenção. Algumas regras que ajudam é: instalar a 
balança em local estável e longe de reagentes; deve ser nivelada, deve ser limpa; pesar de 
acordo com a capacidade do aparelho, manter os pratos da balança sempre limpos e após 
a pesagem deixar a balança sempre no zero. 
- Banho-Maria: utilizado para aquecer substâncias líquidas e sólidas que não podem ser 
expostas diretamente no fogo e que precisam ser aquecidas lenta e uniformemente. 
- pHmetro: indicados para a determinação do pH de diversas amostras. Com o emprego 
de eletrodos, pode-se determinar o Potencial Hidrogeniônico (pH), que nada mais é do 
que um índice que representa a acidez, neutralidade ou alcalinidade das amostras 
colocadas sob análises. O valor de pH é determinado pela concentração de íons 
hidrogênio. A classificação das soluções é realizada de acordo com o resultado 
apresentando após a análise. Amostras que possuem pH dentro da taxa de 0 a 7, são 
consideradas soluções ácidas. As que apresentam índices acima de 7 são soluções básicas 
ou alcalinas. Por fim, as amostras que obtém o valor de pH 7, são neutras. 
- Espectrofotômetro: é um equipamento que permite comparar a radiação absorvida ou 
transmitida por determinada solução. Para determinar a radiação, o espectrofotômetro 
controla o comprimento de onda da luz presente na amostra e indica a razão entre a luz 
que incidiu a amostra e a intensidade da luz que conseguiu atravessar a mesma. Quando 
a parte da energia absorvida pela amostra (absorbância) e a concentração são 
conhecidas, o espectrofotômetro traça um gráfico chamado de curva-padrão. Neste 
gráfico são indicadas a porção linear correspondente ao limite de sensibilidade para o 
soluto em questão e também a proporcionalidade entre o aumento da concentração e da 
absorbância na amostra. 
 
 
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Técnicas de transferência de materiais: 
 a) Reagentes sólidos: 
- Ao se retirar uma pequena quantidade de um sólido granulado ou pulverizado de um 
frasco, deve-se ter o cuidado de faze-lo usando uma espátula limpa e seca, colocando a 
tampa sobre uma folha de papel limpo. 
- Se a quantidade a ser retirada é grande, deve-se inclinar o frasco que contém o sólido 
sobre um frasco coletor girando-o lentamente. 
 b) Reagentes líquidos: 
- A transferência de líquidos pode ser feita com auxílio de uma pipeta, com bastão de 
vidro ou a mão livre se o frasco coletor for de boca larga. Caso o recipiente seja de boca 
estreita deve-se usar o funil. 
 
Separação de misturas: 
a) Filtração: processo usual de separação de líquidos e sólidos através de material poroso 
capaz de reter partículas sólidas. 
b) Precipitação e decantação: quando se provoca uma reação de precipitação que se 
deposita no fundo do recipiente com maior ou menos intensidade. A decantação é o 
processo de remoçãodo líquido sobrenadante. A decantação de líquidos imiscíveis é feita 
por um funil de decantação. 
 
 
 
 
 
 
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- Destilação: separação de líquidos em misturas homogêneas por passagem do estado de 
vapor e posterior condensação. 
Manuseio e cuidados com frasco de reagentes 
1. Leia cuidadosamente o rótulo do frasco antes de utilizá-lo, habitue-se a lê-lo, mais uma 
vez, ao pegá-lo, e novamente antes de usá-lo. 
2. Ao utilizar uma substância sólida ou líquida dos frascos de reagentes, pegue-o de modo 
que sua mão proteja o rótulo e incline-o de modo que o fluxo escoe do lado oposto ao 
rótulo. 
3. Muito cuidado com as tampas dos frascos, não permita que ele seja contaminada ou 
contamine-se. Se necessário use o auxílio de vidros de relógio, placas de Petri, etc. 
4. Ao acondicionar um reagente, certifique-se antes da compatibilidade com o frasco, por 
exemplo, substâncias sensíveis à luz, não podem ser acondicionadas em embalagens 
translúcidas. 
5. Não cheire diretamente frascos de nenhum produto químico, aprenda esta técnica e 
passe a utilizá-la de início, mesmo que o frasco contenha perfume. 
 
Descarte de sólidos e líquidos 
1. Deverá ser efetuado em recipientes apropriados separando-se o descarte de orgânicos 
de inorgânicos. 
 
Cuidados com aquecimento, incluído: reação exotérmica, chama direta, resistência 
elétrica e banho-maria. 
1. Não aqueça bruscamente qualquer substância. 
 
 
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2. Nunca dirija a abertura de tubos de ensaio ou frascos para si ou para outrem durante o 
aquecimento. 
3. Não deixe sem o aviso "CUIDADO MATERIAL AQUECIDO", equipamento ou vidraria que 
tenha sido removida de sua fonte de aquecimento, ainda quente e deixado repousar em 
lugar que possa ser tocado inadvertidamente. 
4. Não utilize "chama exposta" em locais onde esteja ocorrendo manuseio de solventes 
voláteis, tais como éteres, acetona, metanol, etanol, etc. 
5. Não aqueça fora das capelas, substâncias que gerem vapores ou fumos tóxicos. 
 
EM CASO DE EMERGÊNCIA 
- Em caso de acidentes deve-se, manter a calma, evacuar a área e não permitir a entrada 
no laboratório de pessoas estranhas, enquanto aguarda a chegada de socorro. 
Algumas providências imediatas devem ser tomadas: 
1. Havendo cortes não profundos, deve-se deixar sangrar um pouco e verificar se 
ficaram estilhaços de vidro. Lavar com água corrente e desinfetar com álcool, protegendo 
o ferimento com gaze esterilizada. Se houver sangramento ou hemorragia, pressionar o 
ferimento até cessar. 
 
2. Em caso de acidente com fogo, se as proporções não forem grandes, abafa-se a 
chama com pano úmido. Se alguma roupa pegar fogo nunca correr, e sim rolar no chão ou 
envolver-se num cobertor. 
 
3. Queimaduras térmicas, provocadas por chamas, água fervente ou placas quentes 
devem ser resfriadas com água e nunca gelo. Encaminhar para atendimento médico. 
 
4. Em caso de queimadura com ácido ou base, lava-se a região atingida com água 
corrente em abundância para remover todo o reagente. Se o produto cair no vestuário, 
removê-lo imediatamente. 
 
 
 
 
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5. Se houver queimaduras químicas nos olhos, lavá-los abundantemente com 
água (lava-olhos) e em seguida procurar atendimento médico. 
 
6. Quando houver inalação de gases, vapores ou poeiras, deve-se afastar 
a pessoa afetada da área contaminada e levá-la para outro bem arejado, afrouxar-lhe a 
roupa e mantê-la deitada de lado enquanto aguarda socorro médico. Nunca dar água, 
leite ou qualquer líquido. 
 
7. Se houver ingestão acidental de sólidos ou líquidos deve-se levar a pessoa 
imediatamente a um hospital, cuidando para levar junto a anotação das especificações da 
substância ingerida. Jamais provocar o vômito. 
 
 Todos os acidentes devem ser imediatamente relatados ao professor responsável. 
 
2. PREPARO DE REAGENTES E SOLUÇÕES 
 
O preparo das soluções e reagentes consiste de uma etapa importante para um 
experimento bem sucedido. Para isso é necessário verificar as normas técnicas 
relacionadas ao preparo de soluções, observar os rótulos dos produtos a serem 
manipulados, averiguar possíveis incompatibilidades e condições físico-químicas para 
manipulação e atentar para a concentração. 
A validade dos produtos é variável dependendo do local de armazenamento 
(temperatura, umidade, incidência de luz, entre outros). Entretanto qualquer modificação 
no aspecto da solução se faz prudente descartá-la, atentando para as normas de 
segurança quanto à eliminação de resíduos. 
 
 
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Assim para evitar desperdícios, observamos a rotina do laboratório e manipulamos 
um volume de solução suficiente para, no máximo, um ano de duração. 
SOLUÇÃO DE GLICOSE A 1% 
Pesar 1g de Glicose e completar com água destilada a 100mL, homogeneizando bem. 
Manter na geladeira, com validade aproximada de 2 meses. 
 
SOLUÇÃO DE FRUTOSE A 1% 
Meça em uma proveta 1mL de Frutose. Transferir para um béquer, lavando várias vezes a 
proveta. Completar com água destilada a 100mL, homogeneizando bem. 
Manter na geladeira, com validade aproximada de 2 meses. 
 
SOLUÇÃO DE SACAROSE A 1% 
Pesar 1g de Sacarose e completar com água destilada a 100mL, homogeneizando bem. 
Esta solução, devido à sua instabilidade deve ser preparada pouco antes da realização dos 
experimentos. 
 
SOLUÇÃO DE VITAMINA C 
Coloque água fervida à temperatura ambiente num balão volumétrico de 500Ml e um 
comprimido contendo 1 grama de vitamina C. Tampar e agitar. 
 
SOLUÇÃO ALCOÓLICA DE KOH 5% 
Dissolver 5g de Hidróxido de Potássio (KOH) em álcool etílico e completar o volume para 
100mL. 
Manter a temperatura ambiente em frasco emético. Validade aproximada de 6 meses. 
 
 
 
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SOLUÇÃO DE NaOH (HIDRÓXIDO DE SÓDIO) 
2N: Dissolver cerca de 8 a 9g de NaOH puro em água e completar ao volume de 100mL 
com água destilada, ou: diluir 33mL de NaOH 6N com água e completar o volume para 
100mL. 
6N: Dissolver cerca de 240g de NaOH puro em água destilada e completar o volume a 1 
litro. 
0,1N: Dissolver cerca de 4g de NaOH em água destilada e completar o volume para1 litro. 
10%: Pesar 10g de NaOH e dissolver em 70mL de água destilada. Completar o volume a 
100mL, homogeneizando bem. 
OBS.: Imediatamente após a pesagem do NaOH, cubra-o com filme plástico, pois esta 
substância é muito higroscópica. 
Manter a temperatura ambiente em frasco emético. Esta solução é estável 
indefinidamente. 
 
REAGENTE DE LUGOL 
Pesar 5g de Iodo e 10g de Iodato de Potássio. Misturar em 60mL de água destilada, em 
seguida completar o volume a 100mL, homogeneizando bem. Validade 1 ano. 
Solução de lugol a 1%: Diluir 1mL do reagente de Lugol em 100mL de água destilada. 
Manter a temperatura ambiente em frasco âmbar e emético. Validade de 1 ano. 
 
SOLUÇÃO DE ÁCIDO CLORÍDRICO (HCl) 
Adiciona-se 100mL de Ácido Clorídrico em 100mL de água. 
Manter a temperatura ambiente em frasco âmbar e emético. Esta solução é estável 
indefinidamente. 
 
 
 
 
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SOLUÇÃO DE ÁCIDO SULFÚRICO (H2SO4) 
Colocar num béquer 10mL de água e 40mL de ácido sulfúrico concentrado, transferir para 
um frasco escuro (cuidado haverá liberação de calor!). Identificar corretamente o frasco 
com a solução. 
 
SOLUÇÃO DE CLORETO DE CÁLCIO A 5% 
Dissolver 5g de Cloreto de Cálcio em água e completar o volume a 100mL. 
Manter a temperatura ambiente em frasco emético. Validade aproximada de 1 ano. 
 
SOLUÇÃO DE ÁCIDO TRICLOROACÉTICO A 20% 
Diluem-se 20mL de Ácido Tricloroacético com água destilada até 100mL. 
Manter a temperatura ambiente em frasco âmbar e emético. Esta solução é estável 
indefinidamente. 
 
SOLUÇÃO DE OVOALBUMINA A 10% 
Adiciona-se 50mL de água destilada em 10mL de clara de ovo fresco, completa-se o 
volume a 100mL, em seguida homogeneizando bem. 
Esta solução deve ser preparada no momento do uso, ou deve ser acondicionada em 
geladeira. 
 
SOLUÇÃO DE α-NAFTOL 
Pesar 5g de α-Naftol e completar com álcool etílico a 100mL. 
Manter a temperatura ambiente em frasco âmbar e emético. Validade de 6 meses. 
 
 
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SOLUÇÃO DE AMIDO A 1% 
Misturar 2g de amido com 20mL de água destilada. Derramar a pasta lentamente, 
agitando em um béquer com 200mL de água fervente. 
Cessar a ebulição e deixar esfriar e sedimentar. Separar, por decantação, aspiração ou 
centrifugação a parte sobrenadante sem grumos. Para maior estabilidade da solução, 
convém adicionar 1% de ácido salicílico. 
Preparar um dia antes do experimento e manter na geladeira em frasco emético. 
 
SOLUÇÃO IODO A 1% 
Colocar numa proveta de 50 mL, 30 mL de solução de iodo comercial a 2% e transferir 
para um béquer . Na mesma proveta colocar 30 mL de álcool e adicionar ao iodo no 
béquer. 
 
REATIVO DE BENEDICT 
Dissolver 85g de citrato de sódio e 50g de carbonato de sódio anidro em cerca de 350mL 
de água quente. Dissolver à parte, em 50mL de água quente, 0,5g de sulfato de cobre 
cristalizado. Transferir lentamente, com agitação constante, a solução cúprica para a 
primeira. Completar o volume a 500mL com água destilada, e filtrar se necessário. Manter 
a temperatura ambiente em frasco emético. 
Validade de 1 ano. 
 
REAGENTE DO BIURETO 
Dissolver 150mg de sulfato cúprico em 50mL de água quente. Misturar esta solução com 
30mL de solução de NaOH a 10% e 600mg de tartarato de sódio e potássio. Completar o 
volume com água destilada a 100mL. 
Armazenar em frasco de polietileno e ao abrigo da luz direta. Este reativo é estável 
indefinidamente, porém deve ser desprezado caso aparecer precipitado escuro. 
 
 
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LEMBRETES: 
Concentração (C) = m/V 
Onde: 
m = massa do soluto (g) 
V = volume da solução (L) 
 
Molaridade (M) = m / mol.v 
Onde: 
m = massa atômica (g) 
Mol = massa molecular (g) 
v = volume (L) 
 
 
 
Concentração Percentual (sólido em líquido): % equivale a massa de 1 g do soluto em 
100mL de solução. 
 
Concentração Percentual (líquido em líguido): % equivale a 1mL do líquido a ser diluído 
em 100mL de solução. 
 
Formula para ajuste de concentração: C.V = C´. V´ 
Onde: 
C = concentração inicial 
V = volume inicial 
C´ = concentração final 
V´ = volume final 
 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 1 
 
DETERMINAÇÃO DO pH 
 
1. Reagentes 
Soluções tampão de pH 3,0; 4,0; 5,0; 6,0; 7,0; 8,0; 9,0; 10,0; 12,0. 
Indicador universal 
2. Técnica 
Preparar uma bateria com 9 tubos de ensaio 
a) Adicionar a cada tubo 9,0 mL de água destilada. 
b) Adicionar ao primeiro tubo 1,0mL de solução tampão pH 3,0; no segundo tampão de pH 4,0 e 
assim, sucessivamente, até o tampão de pH 12,0. 
c) Adicionar a cada tubo, 3 gotas de indicador universal. 
d) Anotar os resultados correspondentes a cada tubo na Tabela I. 
TABELA I 
Tubo Água destilada Tampão Indicador Universal Resultado 
 mL pH mL gotas 
1 9,0 3,0 1,0 3 
2 9,0 4,0 1,0 3 
3 9,0 5,0 1,0 3 
4 9,0 6,0 1,0 3 
5 9,0 7,0 1,0 3 
6 9,0 8,0 1,0 3 
7 9,0 9,0 1,0 3 
8 9,0 10,0 1,0 3 
9 9,0 12,0 1,0 3 
 
 
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 ROTEIRO 2 
 
DEMONSTRAÇÃO DO EFEITO TAMPÃO EM SOLUÇÕES 
 
 
1. Reagentes 
Solução tampão de pH 7,0 
Indicador Universal 
Solução de NaOH 0,1N 
Solução de HCl de 0,1N 
 
2. Técnica 
Preparar uma bateria com 4 tubos de ensaio. Com o auxílio da Tabela II: 
 
a) Adicionar a cada tubo 3 gotas de indicador universal. 
b) Aos tubos 1 e 3, adicionar 10,0 mL de água destilada. 
c) Aos tubos 2 e 4, adicionar 9,0 mL de água destilada. 
d) Aos tubos 2 e 4, adicionar 1,0 mL de solução tampão pH 7,0. 
e) Determinar o pH de cada solução, anotando os resultados de acordo com a Tabela I. 
f) Acrescentar 1 gota de NaOH 0,1N nos tubos 1 e 2. Homogeneizar e analisar o resultado obtido 
de acordo com a Tabela I 
g) Adicionar aos tubos 3 e 4, 2 gotas de HCl 0,1N. Analisar o resultado e determinar o \pH de 
acordo com a Tabela I. Continuar a adição de HCl ao tubo no 4, gota a gota, até que se obtenha 
a mesma coloração do tubo 3. Analisar os resultados obtidos. 
 
 
 
 
 
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TABELA II 
 
Tubo 
Indicador 
universal 
gotas 
Água 
destilada 
mL 
 
Tampão 
pH mL 
 
Result 
 
NaOH 
gotas 
 
Result 
 
HCl 
gotas 
 
Result 
1 3 10,0 - - 1 - 
2 3 9,0 7,0 1,0 1 - 
3 3 10,0 - - - 2 
4 3 9,0 7,0 1,0 - 2 
 
 
 
AVALIAÇÃO DO EFEITO TAMPÃO DA SALIVA 
 
1. Adicionar 5ml de água destilada na boca. 
2. Bocejar durante 10 a 15 minutos. 
3. Recolher a saliva em copo descartável. 
4. Transferir 5ml da saliva para o tubo de ensaio. 
6. Em outro tubo adicionar 5 mL de água pura. 
7. Medir o pH da água pura e da saliva. Anotar. 
8. Adicionar 1 mL de HCl 1M na solução de saliva. 
9. Adicionar o mesmo volume de ácido na água pura. 
10. Medir o pH da água e da saliva após adição de ácido. 
11. Continuar a adição de HCl a solução de saliva até observar modificação. Anotar. 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 3 
 
CARACTERIZAÇÃO DE PROTEÍNAS: REAÇÃO DE BIURETO 
 
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA: 
Esta reação é específica para substâncias que possuem pelo menos dois grupos CO-NH unidos por 
carbono ou nitrogênio como ocorre no biureto. Biureto é o nome dado à estrutura originada a 
partir da decomposição da uréia, quando esta é submetida a uma temperatura de, 
aproximadamente, 180ºC: 
 
 
 
 
As proteínas e seus produtos de hidrólise que contém duas ou mais ligações peptídicas 
dão resultado positivo neste teste. A reação é também positiva para as substâncias que 
contém 2 grupos carbamínicos (-CO-NH2) ligados diretamente ou através de um único 
átomo de carbono ou nitrogênio. Esta é uma reação geral para proteínas. Esse fenômeno 
deve-se à formação de um complexo entre o íon Cu2+, presente no reativo, e os átomos 
de nitrogênio presentes na molécula: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1. Objetivos 
Identificar a presença de peptídios na amostra através do reativo de biureto. 
 
2. Materiais 
Vidrarias 
1 pipeta de vidro de 5mL 
2 pipetas de vidro de 1mL 
2 Tubos de ensaio 
 
Reagentes 
Reativo de Biureto 
Solução de ovoalbumina 10% 
 
3. Técnica 
Colocar 2 mL de reativo de biureto em dois tubos de ensaio. Ao primeiro juntar 1 
mL de ovoalbumina e no segundo 1 mL de água destilada. Agitar e observar a reação. 
 
Resultado obtido 
Tubo1: ______________________________________________ 
Tubo 2: ______________________________________________ 
 
 
 
 
 
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CARACTERIZAÇÃO DE PROTEÍNAS: REAÇÃO XANTOPROTÉICA 
 
 
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA: 
Os aminoácidos são identificados pela presença de seus radicais que podem ser de cadeia 
alifática ou cíclica. Esta reação acontece devido à presença nas proteínas do grupamento fenil da 
tirosina e triptofano, com qual o ácido nítrico forma nitroderivados que são coloridos no meio 
alcalino. É uma reação específica para identificação dos aminoácidos tirosina e triptofano. 
 
 
 
 
 
1. Objetivos 
Evidenciar a presença de resíduos de tirosina e triptofano na solução de ovoalbumina. 
 
2. Materiais 
Vidrarias 
1 pipeta de vidro de 5mL 
2 pipetas de vidro de 1mL 
1 Tubos de ensaio 
 
 
 
 
 
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Reagentes 
Ácido Nítrico concentrado 
Hidróxido de sódio 2N 
Solução de ovoalbumina 10% 
 
3. Técnica 
Pipetar para um tubo de ensaio 1 mL de ovoalbumina, adicionar 10 gotas de ácido nítrico 
e aquecer até ferver. Acrescentar 4 mL da solução de hidróxido de sódio. Observar a 
reação. 
 
Resultado obtido 
Tubo1: _________________________________________________________________ 
Tubo 2: ________________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 4 
 
DETERMINAÇÃO DE ALBUMINA NA URINA: MÉTODO DE HELLER 
 
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA: 
A reação se baseia na coagulação da proteína presente na urina pelo ácido nítrico 
manifestada através de anel branco leitoso. A coagulação é causada pela perda da solubilidade da 
proteína no estado desnaturado, provocado pelo ácido. 
1. Objetivos 
Evidenciar a presença de proteinúria pela desnaturação com ácido nítrico. 
 
2. Materiais 
Vidrarias 
2 pipetas de vidro de 5mL 
1 funil de vidro 
Béquer de 25mL 
1 Tubos de ensaio 
 Reagentes 
Ácido Nítrico 
Urina filtrada 
 
3. Técnica 
Em um tubo de ensaio limpo e seco pipetar 3mL de urina filtrada e adicionar 2mL de ácido 
nítrico, lentamente no fundo do tubo, de modo que os dois líquidos não se misturem. 
Observar a reação. 
 
 
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 ROTEIRO 5 
 
DESNATURAÇÃO DE PROTEÍNAS ATRAVÉS DE ÁCIDOS 
 
Proteínas são polímeros de aminoácidos unidos por ligações covalentes. Os tipos de 
aminoácidos (polares ou apolares) e as seqüências em que eles se encontram direcionam 
o enovelamento da cadeia polipeptídica, levando a uma conformação tridimensional 
específica, que é indispensável para sua função biológica. Devido às diferenças nessas 
características estruturais, as proteínas possuem diferentes propriedades físico-químicas, 
tais como: tamanho, massa molecular, carga elétrica e solubilidade. Essas propriedades, 
por sua vez, permitem que as proteínas contidas em uma mistura sejam separadas umas 
das outras. 
 
 
 
 
 
 
A perda da estrutura tridimensional levando a perda da função da proteína é 
chamada de desnaturação. Muitas proteínas podem ser desnaturadas pelo calor, assim 
como por mudanças do pH, ácidos e bases, íons de metais pesados, certos solventes 
orgânicos, como o álcool ou as cetonas, por certos solutos como a uréia ou, por 
detergentes. Muitas destas substâncias ligam-seàs cadeias de proteínas formando 
precipitados. 
O principio da precipitação das protéinas consiste de que as mesmas são 
moléculas eletricamente carregadas. A carga elétrica das proteínas está na dependência 
dos grupos ionizáveis presentes nos radicais que fazem parte da molécula protéica, 
podendo se apresentar de três maneiras, ou como cátions, ou como ânions ou como 
molécula neutra. A dissociação destas proteínas em solução depende da dissociação dos 
radicais dos aminoácidos presentes na molécula, e consequentemente do diversos pKs. 
 
 
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De uma maneira geral, considera-se que em pH neutro (ponto isoelétrico) a solubilidade 
destas proteínas é mínima. 
 
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA: 
Os íons positivos de metais pesados (Hg2+, Pb2+, Cu2+, Fe2+) formam compostos insolúveis com 
as proteínas. Os metais positivos reagem com as cargas negativas de proteínas, principalmente se 
o pH estiver acima do ponto isoelétrico da proteína (ponto neutro), formando precipitados. 
Quando a proteína está com pH abaixo do ponto isoelétrico, as bases provenientes de ácidos 
fortes são exemplos de íons negativos que combinam-se com partes positivas de proteínas, 
formando complexos insolúveis, que precipitam na solução. Como exemplos dessas bases 
podemos citar os alcalóides, uma classe de compostos naturais, e as bases derivadas do ácido 
tricloroacético (TCA). Esses reagentes também têm ação desnaturante, ou seja, provocam a perda 
da conformação tridimensional da proteína de forma irreversível. Conseqüentemente, a proteína 
separada por esse método perde a sua função. Esse método é bastante utilizado para remover 
proteínas de amostras de soro, plasma e leite, quando se deseja analisar a presença de minerais, 
tais como cálcio e magnésio, ou a contaminação por metais pesados, como chumbo e níquel. 
 
1. Objetivos 
Provocar a desnaturação de proteínas em presença de ácidos fortes. 
 
1. Materiais 
Vidrarias 
1 pipetas de vidro de 5mL 
1 pipeta de vidro de 1mL 
1 Tubos de ensaio 
 Reagentes 
Solução de Ácido tricloroacético 20% 
Solução de ovoalbumina 10% 
 
 
 
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3. Técnica 
Pipetar para um tubo de ensaio 2 mL da solução de ovoalbumina. Acrescentar 1mL da 
solução de ácido tricloroacético. 
 
Resultado obtido 
Tubo1: _________________________________________________________________ 
Tubo 2: ________________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 6 
 
INFLUÊNCIA DA TEMPERATURA NA ATIVIDADE ENZIMÁTICA 
 
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA: 
O amido é um polissacarídeo formado da união de várias moléculas de glicose por meio das 
ligações glicosídicas. Amido é formado por moléculas de alfa-Dglicose. O amido é uma mistura de 
dois polissacarídeos: o amido solúvel, ou Amilose, possui apenas cadeias lineares de glicose 
unidas em ponte alfa-osídicas 1:4. 
 
 
 
 
 
Cadeias de alfa-D-glicose costumam enrolar-se em espiral, formando essa estrutura 
helicoidal na qual as hidroxilas estão voltadas para o exterior. 
 
 
 
 
 
 
O lugol cora o amido porque o iodo fica preso no interior dessas hélices. Amilopectina 
corresponde ao amido ramificado, o segundo componente dos grãos de amido. 
Ramificações surgem sempre que são montadas pontes osídicas 1:6. 
 
 
 
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Nos carboidratos complexos ramificados (amilopectina), os pontos de ramificação (pontes 
1:6) dão origem a cadeias laterais cujas extremidades são não redutoras. Durante o 
processo de digestão, a alfa-amilase quebra as pontes osídicas 1:4, mas não as 1:6, 
resultando numa estrutura bastante ramificada chamada dextrina-limite. Somente a 
amilo-1:6 glicosidase (enzima desramificadora) é capaz de hidrolisar essas pontes 1:6, 
permitindo a completa digestão da amilopectina. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Quimicamente, a hidrólise também pode ser desencadeada pela ação de ácidos fortes. 
 
 
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1. Objetivos 
 
Realizar a hidrolise química e enzimática do amido. 
 
2. Materiais 
 Reagentes 
Solução de Lugol 1% 
Solução de saliva 10% 
Solução de amido 1% 
Solução de HCl 1:2 
Solução salina 0,95% 
 
2. Técnica Hidrólise Química 
- Rotular um erlenmeyer para a análise ácida (amido+HCl) 
- Adicionar com auxílio de uma proveta 30ml da solução de amido a 1% 
- Acrescentar 3ml de HCl 1:2 
- Rotular três tubos de ensaio em AA1, AA2 e AA3, cada um deles contendo 5ml de água 
destilada. 
- No tubo de ensaio rotulado em AA1, em tempo 0’pipetar uma alíquota de 5ml do 
erlenmeyer e deixar em banho de gelo. 
- No tubo de ensaio rotulado em AA2 pipetar uma alíquota de 5ml do erlenmeyer, levar 
para o banho de água fervente em tempo 10’ e depois levar para o banho de gelo. 
- No tubo de ensaio rotulado em AA3 pipetar uma alíquota de 5ml do erlenmeyer, levar 
para o banho de água fervente em tempo 20’ e depois levar para o banho de gelo. 
- Retirar os tubos de banho de gelo 
- Quando todos os tubos estiverem em temperatura ambiente adicionar 10 gotas de sol. 
De lugol em cada tubo. 
 
 
 
 
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Técnica Hidrólise Enzimática 
- Rotular um erlenmeyer para a análise enzimática (amido+sol. saliva). 
- Adicionar com auxílio de uma proveta 30ml da solução de amido a 1% 
- Acrescentar 1ml de sol. de saliva a 1% 
- Rotular três tubos de ensaio em AE1, AE2 e AE3, cada um deles contendo 5ml de água 
destilada. 
- No tubo de ensaio rotulado em AE1, em tempo 0’pipetar uma alíquota de 5ml do 
erlenmeyer e deixar em banho de gelo. 
- No tubo de ensaio rotulado em AE2 pipetar uma alíquota de 5ml do erlenmeyer, deixar 
em temperatura ambiente pelo tempo 10’ e depois levar para o banho de gelo. 
- No tubo de ensaio rotulado em AE3 pipetaruma alíquota de 5ml do erlenmeyer, deixar 
em temperatura ambiente pelo tempo 20’ e depois levar para o banho de gelo. 
- Retirar os tubos de banho de gelo 
- Quando todos os tubos estiverem em temperatura ambiente adicionar 10 gotas de sol. 
De lugol em cada tubo. 
 
PESQUISA 
 
1) Explique como a concentração de substrato pode interferir na velocidade da reação 
2) Discorra sobre a ação do pH na atividade enzimática observada in vitro. 
3) Explique por que desnaturação implica em perda da atividade enzimática. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 7 
 
ATIVIDADE PROTEOLÍTICA DE BROMELINA 
 
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA: 
Enzimas são biomoléculas que atuam de maneira específica catalisando uma dada reação 
química, aumentando a velocidade dessa reação. Possuindo especificidade, atuam sobre 
determinadas moléculas (substrato), e regulam as reações metabólicas. 
As enzimas são classificadas em diferentes tipos. As que atuam na degradação das 
proteínas pertencem ao grupo das enzimas proteolíticas. As enzimas bromelina (obtida 
do abacaxi) e papaína (presente no suco de mamão fresco) são muito utilizadas para esse 
fim. 
A atuação das enzimas proteolíticas no processo digestivo, por exemplo, é essencial para 
o processo de absorção, pois hidrolisam as proteínas provenientes da alimentação para 
que seus aminoácidos (monômeros) possam ser absorvidos e reaproveitados pelo 
organismo. 
A gelatina, que servirá como modelo protéico de substrato nesse experimento, é um 
produto comercial obtido a partir da hidrólise parcial do colágeno. O colágeno é uma 
proteína presente em tecidos conjuntivos, como os tendões e as cartilagens, na matriz 
orgânica dos ossos e na córnea dos olhos. 
 
1. Objetivos 
Avaliar a atividade enzimática da bromelina sobre a proteína presente na gelatina 
 
2. Materiais 
Vidrarias 
2 tubos de ensaio 
2 canudos 
 
 
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 Reagentes 
Suco de abacaxi 
Gelatina em pó 
 
3. Técnica 
1. Preparar o suco das frutas previamente picadas, utilizando o 
liquidificador e um pouco de água. O suco deve ser peneirado e reservado. 
2. Preparar a gelatina 
3. Preparar os tubos de ensaio como descrito na Tabela 1. 
4. Introduzir em cada tubo de ensaio um canudo plástico e anotar até onde os 
canudos se inseriram 
5. Retirar os canudos e deixar os tubos a temperatura ambiente por 10 minutos 
6. Colocar os tubos na geladeira para gelificação por 30 minutos 
7. Avaliar a gelificação colocando novamente os canudos dentro dos tubos de 
ensaio e anotar até onde se inseriram. 
Tabela 1 
Tubo Composição 
1 10 mL de gelatina + 3 mL de água 
2 10 mL de gelatina + 3 mL de suco de abacaxi 
 
Resultado obtido 
Tubo1: _________________________________________________________________ 
Tubo 2: ________________________________________________________________ 
 
 
 
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 ROTEIRO 8 
 
DETERMINAÇÃO DE VITAMINA C EM ALIMENTOS 
 
Como já estudamos anteriormente, se misturarmos iodo em uma mistura de (amido + 
água) obteremos a cor azul intensa, pois o iodo forma um complexo com o amido. 
 
 
 
Os químicos testaram e descobriram que, ao misturarmos vitamina C com o complexo 
iodo-amido, dá-se uma transformação química. O iodo sofre uma transformação e forma 
o iodeto que é transparente. 
 
 
 
Então, quanto mais vitamina C um alimento tiver, mais rapidamente a cor azul vai 
desaparecendo. Ao mesmo tempo, se quisermos voltar a ter a cor azul teremos que 
colocar mais iodo na solução. 
 
1. Objetivo 
Determinar a quantidade de vitamina C em diferentes tipos de alimentos através do teste 
do complexo iodo-amido. 
2. Materiais 
 
 Comprimido efervescente de vitamina C (500 mg) 
 Tintura de iodo a 2% (comercial) 
 Sucos de frutas variados (limão, laranja, maracujá) 
 Proveta de 50 mL 
 
 
 
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 Bureta de 50 mL 
 01 fonte de calor (aquecedor elétrico, bico de Bunsen ou lamparina a álcool 
 erlenmeyer de 125 mL 
 01 colher de chá de farinha de trigo ou amido de milho 
 Béquer de 50 mL ou 100 mL 
 Balão Volumétrico de 500 mL 
 Água destilada 
 
 
3. Técnica 
 
 Colocar 200 mL de água filtrada ou destilada em um béquer de 500 mL. Em seguida, aquecer o 
líquido até uma temperatura próxima a 50º C. A seguir, colocar uma colher de chá cheia de amido 
de milho (ou farinha de trigo) na água aquecida, agitando sempre a mistura até que alcance a 
temperatura ambiente. 
Colocar água fervida, ou destilada, à temperatura ambiente em um balão volumétrico de 500mL e 
o comprimido de vitamina C previamente triturado. Tampar o balão e agitar, até que todo 
comprimido tenha se dissolvido. 
Colocar 30 mL de solução de iodo comercial a 2% m/v em uma proveta de 50 mL e transferir para 
um béquer de 100 mL . Na mesma proveta colocar 30 mL de álcool e adicionar a solução de iodo 
no béquer. Essa é a solução de iodo 1% m/v. 
Fixar a bureta no suporte universal, fechar a torneira e transferir a solução de iodo a 1% m/v para 
a bureta, com o auxílio de um funil de vidro. Caso se formem bolhas dentro da bureta, retirá-las 
da seguinte maneira: coloque um béquer limpo sob a bureta, abra a torneira deixando a solução 
escoar e ao mesmo tempo dê algumas batidas com a palma da mão na abertura superior da 
bureta. Assim que as bolhas se desfizerem, feche a torneira novamente e com a solução recolhida 
volte a preencher a bureta novamente, de forma que o nível da solução no interior fique 
exatamente na marca de 0,00 mL. 
Colocar em uma proveta 25 mL da solução de vitamina C e transferir para um erlenmeyer de 125 
mL. Adicionar ao erlenmeyer 05 gotas de solução de amido e colocar o erlenmeyer sob a bureta e 
embaixo do erlenmeyer uma folha de papel branca para facilitar a observação da mudança de cor. 
 
 
Credenciada pela Portaria Ministerial nº 1.400 de 23/11/2012, DOU de 26/11/2012 
 
 
 CADERNO DE AULAS PRÁTICAS DE BIOQUÍMICA 
Av. Getúlio Vargas, n.º 3.347, Santa Mônica, CEP: 44.077-005 
Feira de Santana – Bahia – site: www.fufs.edu.br – e-mail: fufsfeira@gmail.com 
Tel : (75) 3211.7362 / 3211.7364 
 
 
Abrir lentamente a torneira da bureta deixando a solução de iodo escoar gota a gota para o 
erlenmeyer, agitando-o constantemente. 
Adicionar a solução de iodo até aparecer uma cor azul intensa na solução doerlenmeyer e ao 
agitar esta cor permanecer por mais de 15 segundos. Quando ocorrer alteraçãopermanente da 
cor fecha-se a torneira interrompendo-se a adição de iodo. 
Anotar o volume de iodo gasto que reagiu completamente com os 25 mL da solução de vitamina C 
1% m/v. 
Transferir essa solução de vitamina C para um béquer ou tubo de ensaio e conservar para 
comparar a cor com os testes dos demais sucos. 
Preencher a bureta novamente com a solução de iodo até a marca 0,00 mL e iniciar a análise dos 
sucos, repetindo o mesmo procedimento substituindo a solução de vitamina C do erlenmeyer, por 
25 mL de cada suco a ser analisado. 
Anotar o volume da solução de iodo gasto para reagir com a vitamina C presente em cada 
amostra de suco, utilize a tabela abaixo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Ao final do experimento, retirar a solução de iodo restante na bureta e lavá-la várias vezes com 
água de torneira, enxaguando com água fervida ou destilada. Retirar a bureta do suporte e fixá-la 
de forma invertida no suporte para secar. 
 
 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 9 
 
CARACTERIZAÇÃO DE CARBOIDRATOS – REAÇÃO DE LUGOL 
 
O termo carboidrato denota hidratos de carbono, designação oriunda da formula geral 
(CH2O)n sendo substâncias orgânicas constituídas por carbono, hidrogênio e oxigênio. 
Esses dois últimos elementos, na maioria dos casos, estão presentes nos carboidratos na 
mesma proporção que na água. Quimicamente são representados como poliidroxi-
aldeídos ou poliidroxi-cetonas ou substâncias que liberam tais grupos por hidrólise. Estes 
grupos conferem aos carboidratos a capacidade de participar de várias reações como 
oxidação, redução, esterificação, isomerização e capacidade de formar ligações 
glicosídicas. Algumas dessas reações envolvem a formação de complexos corados, e a 
especificidade da identificação depende da estrutura dos carboidratos. 
 
 
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA: 
O iodo metálico presente no lugol forma complexos com a cadeia de alfa-amilose do 
amido que é um polissacarídeo formado um composto de cor roxo a azulado. 
 
1. Objetivos 
Identificar a presença do amido pela formação de complexos com iodo presente no 
reativo de lugol. 
 
2. Materiais 
Lugol 
Solução de amido 1% 
 
 
 
 
 
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3. Técnica 
 
Em um tubo de ensaio identificado colocar 1 mL de solução de amido e em outro 1 mL de 
água destilada. Adicionar 5 gotas de lugol e observar os resultados. 
 
Resultado obtido 
Tubo1: _________________________________________________________________ 
Tubo 2: ________________________________________________________________ 
 
PESQUISA 
 
Em que consiste a reação de lugol? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 10 
 
CARACTERIZAÇÃO DE GLICOSE NA URINA – MÉTODO DE BENEDICT 
 
O exame simples de urina, exame sumário de urina ou urina tipo I é um dos métodos mais 
práticos para diagnóstico e acompanhamento de pacientes com alterações do trato 
urinário. 
O exame deve ser feito com urina recém-colhida, no meio do jato urinário, em frasco 
limpo. A melhor amostra para exame é a primeira urina da manhã, por ser mais 
concentrada e ter pH mais baixo, permitindo melhor conservação dos elementos 
figurados e de cilindros, além de facilitar a determinação semi-quantitativa da proteinúria 
(presença de proteína na urina). 
O exame tem início pela avaliação da cor, turvação e cheiro da urina. Presença de espuma 
em abundância indica proteinúria. Vários medicamentos podem alterar a cor da urina. 
Utilizam-se métodos físico-químicos para análise da densidade, do pH, pesquisa de 
proteínas, glicose, e cetonas. O sedimento urinário é examinado ao microscópio. E o 
exame bacteriológico da urina compreende a microscopia direta e a cultura. 
Neste caderno, nos deteremos ao exame qualitativo de urina (EQU), que nos fornece 
informações de grande utilidade clínica, não apenas no âmbito do funcionamento do 
sistema urinário, mas também de outros órgãos, como o pâncreas endócrino e o fígado. A 
presença de glicosúria e/ ou cetonúria são bons indicativos de Diabetes Mellitus, já a 
presença de bilirrubinúria, urobilinogenúria, cristais de blirrubina, e/ ou cristais de urato 
de amônia são indicativos de doença hepática. Neste exame são analisados aspectos 
físico-químicos da urina que, somados a outros exames laboratoriais e aos achados 
clínicos, ajudam no diagnóstico de vários quadros patológicos. 
 
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA: 
A glicose é um monossacarídeo que apresenta o grupo aldeído livre. A presença de 
glicose na urina pode ser evidenciada na reação de Benedict, onde a ação redutora do 
carboidrato age sobre os sais de cobre em meio alcalino, produzindo um precipitado 
amarelo ou vermelho tijolo de óxido cuproso. 
 
 
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1. Objetivos 
Determinar a presença de glicose em uma amostra de urina. 
 
2. Materiais 
Vidrarias: 
 
 1 pipeta de vidro de 5 mL 
 1 pipeta de vidro de 1 mL 
 1 Tubo de ensaio 
Reagentes: 
 
 Reagente de Benedict 
 Urina 
 
4. Técnica 
Em um tubo de ensaio identificado, limpo e seco, pipetar 5 mL do Reativo de Benedict e 
adicionar 10 gotas de urina límpida agitar e ferver em banho-maria por 5 minutos. 
 
Resultado obtido 
Tubo1: _________________________________________________________________ 
Tubo 2: ________________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 11 
 
CARACTERIZAÇÃO DE CARBOIDRATOS – TESTE DE MOLISCH 
 
Os monossacarídeos mais importantes são formados por cinco ou seis átomos de carbono 
(pentoses e hexoses respectivamente). Por serem moléculas muito ricas em grupamentos 
hidroxila (-OH), os monossacarídeos podem ser facilmente desidratados por ação de 
ácidos fortes concentrados como, o ácido sulfúrico (H2SO4). O ácido rompe facilmente as 
ligações glicosídicas presentes em moléculas de polissacarídeos, quebrando-os e 
fornecendo seus monossacarídeos. Esses, por sua vez, são desidratados e podemos ter 
como produto: o furfural, quando o monossacarídeo desidratado for uma pentose, e o 
hidroximetilfurfural (HMF), quando for uma hexose.Tanto o furfural quanto o HMF são substâncias incolores, impedindo que a reação seja 
visualizada. Para resolver esse problema, adiciona-se um composto fenólico ao meio 
(alfa-naftol, conhecido como reativo de Molisch). O fenol reage com os produtos, 
incolores e provoca o aparecimento de um anel de coloração lilás. 
 
1. Objetivos 
 
Evidenciar a presença de monossacarídeos nas amostras analisadas. 
 
2. Materiais 
 
 Solução alcoólica de alfa-naftol a 5% 
 Ácido Sulfúrico concentrado 
 Solução de Glicose 1% 
 Solução de Frutose 1% 
 
 
 
 
 
 
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3. Técnica 
Identificar os tubos de ensaio como Glicose (Tubo 1), Frutose (Tubo 2) e Água (Tubo 3). 
Pipetar para primeiro tubo 2mL de glicose, ao segundo 2mL de frutose e ao terceiro 2mL 
de água destilada, que vai servir como um controle negativo. Acrescentar 5 gotas da 
solução de alfa-naftol e agitar. Pipetar cuidadosamente 2 mL de ácido sulfúrico 
concentrado com o tubo inclinado, deixando escorrer pelas paredes do tubo sem agitar. 
 
Resultado obtido 
Tubo1: _________________________________________________________________ 
Tubo 2: ________________________________________________________________ 
Tubo 3: ________________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 12 
 
ESPECTROFOTOMETRIA: PRECIPITAÇÃO DA CASEÍNA 
 
Na bioquímica, as análises de biomoléculas podem ser realizadas de forma qualitativa, 
onde a molécula pesquisada está presente ou ausente em uma amostra, ou de forma 
quantitativa, onde se pode determinar a quantidade exata da molécula pesquisada em 
um determinado material biológico. 
Um dos principais instrumentos para as análises quantitativas na bioquímica são os 
métodos de ópticos como a colorimetria e a espectrofotometria. Estas análises se baseam 
na capacidade de algumas soluções absorverem a luz. 
Considerando que a luz é definida como uma radiação electromagnética composta de é 
uma gama de comprimentos de ondas (nm), as análises colorimétricas se baseiam na 
absorção da luz visível pela substância a ser dosada e na espectrofotometria o princípio é 
semelhante, entretanto, o espectro de luz absorvido apresenta comprimentos de onda 
entre o ultravioleta e o infravermelho. Assim, quanto maior a concentração da molécula 
pesquisada, maior a absorção de luz, sendo relações diretamente proporcionais. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Um raio de luz monocromática ao atrevessar uma solução contendo uma substância, uma 
parte da luz será absorvida (Absorbância) e outra parte será transmitida atravessando a 
solução (Transmitância). A luz pode ser refetida pelo recipiente que contém a solução, 
entretanto, nas análises bioquímicas este fenômeno pode ser desconsiderado já que a 
natureza das cubetas (quartzo ou vidro) onde as soluções são depositadas para a leitura 
ou eliminadas por comparação de amostra. 
Pode-se escrever portanto que: 
Io = IA + I 
Io é a intensidade da luz incidente na amostra será igual a luz absorvida (IA) e a luz 
transmitida (IT) de acordo com o esquema abaixo: 
 
 
 
 
 
 
 
A Transmitância é a razão a intensidade da luz emergente (I) e a intensidade da luz 
incidente (I0), isto é: 
 
T = I / Io 
A absorbância (A) é definida como logarítimo negativo da transmitância e, 
experimentalmente, é um parametro mais adequado por apresentar uma relação linear 
com a concentração da substância absorvente. 
Esta relação é determinada pela Lei de Lambert-Beer que é obtida da relação de duas leis 
disintas: a lei de Lambert que diz que cada camada sucessiva do meio absorve uma fração 
igual da radiação, destacando a importância da espessura da cubeta usada; a lei de Beer 
determina a relação entre a absorção e a concentração da substância em solução, sendo 
razões diretamente proporcionais. 
 
 
 
 
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Os fotocolorimetros e espectrofotômetros são aparelhos que se baseam nestes 
fenômenos físico-quimicos para quantificar uma determinada amostra tendo um padrão 
de referência. 
Para a medida da absorção de luz visível ou invisível, as indústrias oferecem vários 
modelos de aparelhos com o objetivo de viabilizar as análises bioquímicas. Para o seu 
funcionamento, todo fotocolorimetro ou espectrofotômetro apresenatam uma fonte de 
luz, que em geral é uma lâmpada de tungstênio para luz visível e uma de lâmpada de 
deutério para ultravioleta. O feixe de luz é direcionado para um monocromador, onde um 
comprimento de onda é selecionado, permitindo então a emissão de uma luz 
monocromática. A luz incide no compartimento onde a cubeta, contendo a amostra, é 
encaixado. A luz transmitida pela amostra alcança um fotomultiplicador que converte o 
estimulo optico em elétrico que é então convertido em valores de absorbância, 
transmitancia ou até mesmo em concentração, dependendo dos recursos do aparelho em 
uso. 
 
 
 
 
 
As vantagens deste metodo são na simplicidade do seu fundamento, fácil aplicação e 
emprego amplo, entretanto, apresenta algumas desvantagens como incompatibilidade 
com alguns tipos de amostra (suspenssões ou amostras diferentes que absorvem no 
mesmo comprimento de onda). 
 
1. Objetivo 
 
Precipitar da caseína e dosar as proteínas do filtrado 
 
2. Materiais 
 
 Ácido clorídrico 2% 
 Reativo de Biureto 
 Leite 
 
 
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3. Técnica 
Técnica de Precipitação da caseína e dosagem das proteínas do filtrado: transferir 10 ml 
de leite bovino para um béquer de 50mL. Adicionar 10 mL de água destilada morna.Com 
uma pipeta de 2ml adicionar solução de ácido clorídrico a 2% gota a gota com agitação 
constante até que se observe a coagulação do leite. Anotar o volume do ácido 
adicionado. Aguardar a sedimentação do precipitado e filtrar o sobrenadante. Determinar 
a concentração de proteínas do filtrado adicionando em um tubo de ensaio 1mL do 
filtrado e 5ml do reativo de biureto. Aguardar 10min e determinar a absorbância em 
espectrofotômetro a 540nm. 
Procedimento para Dosagem das proteínas totais: Diluir 0,5mL de leite em 9,5mL de água 
destilada. Determinara concentração de proteínas do leite adicionando 1,0mL do leite 
diluído e 5mL de reagente de biureto. Agitar e deixar em repouso por 10min e determinar 
em fotocolorimetro a 540nm. 
 
Resultado obtido 
_______________________________________________________________________ 
_______________________________________________________________________ 
_______________________________________________________________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 13 
 
TESTE DE TOLERÂNCIA À GLICOSE 
 
A curva glicêmica é uma prova utilizada para, auxiliar no diagnóstico do diabete. Ela é 
uma medida de resposta do indivíduo a uma ingestão determinada de glicose. 
O diabete melito é uma doença crônica, de natureza genética, caracterizada pela 
diminuição da capacidade de aproveitamento da glicose pelo organismo, devido à 
deficiência de produção de insulina. Esta diminuição costuma ser progressiva, 
aparecendo, finalmente, sintomas clássicos como a glicemia elevada em jejum, glicosúria 
e ocorrências como poliúria, polidipsia, cetonúria e emagrecimento ou obesidade. 
 
 
CONDIÇÕES PARA A REALIZAÇÃO DA PROVA 
 
FASES PRÉ-REQUISITOS 
 
PREPARATÓRIA (ANTERIOR À 
PROVA) 
 Fazer uma dieta de 150 a 300 g diárias de açúcar, por 
3 dias consecutivos; 
 Suspender o uso de qualquer droga, por 3 dias antes 
da prova; 
 A atividade física deve ser a considerada normal para 
o indivíduo. 
 
 
 
 
 
DURANTE A PROVA 
 
 Jejum de 12 horas; 
 Realizar a prova, com início entre as 7 e às 9 horas. 
Existe um ritmo na produção dos hormônios 
antagonistas de insulina. O cortisol tem nível máximo 
pela manhã e mínimo à tarde. Os níveis de insulina 
variam de forma idêntica; 
 A atividade física deve ser a mínima possível. A 
musculatura em atividade funciona como um 
substituto da insulina; 
 Não fumar, não beber café e evitar o estresse. A 
nicotina aumenta os níveis de ácidos graxos 
plasmáticos que antagonizam a insulina. A cafeína 
libera a adrenalina, que é um hormônio antagonista da 
insulina. O mesmo ocorre no estresse. 
 
 
 
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NOTA: Doses de glicose utilizadas 
1. Adultos: administração de 75 g de glicose. 
Dissolver, em água, até conseguir uma concentração de 25%. 
2. Mulheres grávidas: administração de 100 g de glicose. 
Dissolver, em água, até conseguir uma concentração de 25%. 
3. Crianças: administração de 1,75 g/Kg de peso ideal, conforme altura e idade 
(consultar tabelas), até um máximo de 75 g. 
 
EXECUÇÃO DA PROVA 
 
TEMPO (MINUTO) PROCEDIMENTO 
ZERO Em jejum, colher uma amostra de sangue. 
Fazer o paciente ingerir a solução de glicose, 
num período de 5 minutos. Anotar o horário 
exato. 
30, 60, 90 e 120 Colher novas amostras de sangue. 
OBS:Caso o paciente apresente sintomas de 
hiperglicemia, colher uma amostra de sangue, 
imediatamente 
 
NOTA: Efetuar as dosagens de glicose em todas as amostras. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 ROTEIRO 14 
 
SOLUBILIDADE DOS LIPÍDEOS EM DIFERENTES SOLVENTES 
 
Os lipídeos são substâncias orgânicas hidrofóbicas que podem ser extraídos de células e 
tecidos por solventes não polares como clorofórmio e éter. Fazem parte as gorduras, 
óleos, ceras, esteróides e outros. Em contato com a água, alguns lipídeos podem vir a 
formar micelas, devido ao fato de possuírem caráter anfipático, ou seja, um grupo 
carboxila em uma de suas extremidades, o que confere certo grau de hidrofilia à molécula 
de lipídeo, e um grupo apolar na outra. 
 
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA: 
Devido a natureza apolar, os lipídios apresentam baixa solubilidade em água e boa 
solubilidade em solventes orgânicos. 
 
1. Objetivo 
 
verificar a solubilidade dos lipídeos nos mais variados tipos de solventes. 
 
 
2. Materiais 
 
 Ácido Clorídrico 0,1N 
 Hidróxido de Sódio 0,1N 
 Etanol 
 Éter etílico 
 
3. Técnica 
Colocar em tubos de ensaio os respectivos reagentes: 
Tubo 1: 3ml de água destilada 
Tubo 2: 3ml de ácido cloridrico 0,1N 
 
 
 
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Tubo 3: 3ml de hidroxido de sódio 0,1N 
Tubo 4: 3ml de etanol 
Tubo 5: 3ml de eter etílico 
Adicionar em cada tubo 1ml de óleo de soja, e observar. 
 
Colocar 2ml de éter etílico em dois tubos de ensaio. Adicionas a cada tubo duas gotas de 
NaOH 0,1N, e uma gota de fenolftaleina. Observar. 
No primeiro tubo adicionar óleo rançoso gota a gota até descorar. Contar o número de 
gotas adicionadas. 
No segundo tubo adicionar o mesmo número de gotas da experiência anterior e observar 
os resultados. 
 
Resultado obtido 
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Credenciada pela Portaria Ministerial nº 1.400 de 23/11/2012, DOU de 26/11/2012 
 
 
 CADERNO DE AULAS PRÁTICAS DE BIOQUÍMICA 
Av. Getúlio Vargas, n.º 3.347, Santa Mônica, CEP: 44.077-005 
Feira de Santana – Bahia – site: www.fufs.edu.br – e-mail: fufsfeira@gmail.com 
Tel : (75) 3211.7362 / 3211.7364 
 
 
 
 ROTEIRO 15 
 
REAÇÃO DE SAPONIFICAÇÃO COM ÓLEO DE SOJA 
 
Os lipídios podem ser caracterizados pelas suas características físico-químicas. Em geral 
são insolúveis na água e solúveis em solventes apolares. Os triglicerois, na presença de 
bases, podem ser hidrolisados liberando glicerol e sais de ácido graxos (sabões), de 
acordo com a reação: 
 
 
 
 
 
 
Os sais de ácidos graxos apresentam uma característica anfipática onde em solução 
aquosa diminuem a tensão superficial da água formando espuma sob agitação. 
 
 
1. Objetivos: 
 
realizar a hidrólise alcalina dos triglicerídeos presentes no óleo. 
 
 
2. Materiais 
 Óleo de soja ou de girassol 
 Solução etanólica de hidróxido de potássio 5% 
 Solução de Cloreto de cálcio 10% 
 
 
 
 
 
 
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3. Técnica 
Pipetar para um tubo de ensaio rotulado 2 mL de óleo e 5mL da solução de potassa 
alcóolica. Aquecer no banho-maria fervente durante cinco minutos. A reação de hidrólise 
alcalina estará completa quando o tubo de ensaio apresentar uma fase. Pipetar para o 
tubo de ensaio rotulado (tubo 1) 1mL de água e 2 mL da solução de sabão. Agitar 
vigorosamente e observar. 
Pipetar para outro tubo de ensaio rotulado (tubo 2) 2 mL da solução de sabão. Adicionar 
5 gotas da solução de cloreto de cálcio. Agitar bem e observar. 
 
Resultado obtido 
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