Apostila Aulas práticas de organica 1

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UNIVERSIDADE FEDERAL DOS VALES DO JEQUITINHONHA E MUCURI
FACULDADE DE CIÊNCIAS EXATAS
Departamento de Química
Apostila de
Química Orgânica I
Curso: Química Licenciatura
Prof. Rodrigo Moreira Verly
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Sumário
Atividade Prática nº 1.................................................................................................................... 3
Natureza dos Compostos Orgânicos e Inorgânicos: Propriedades Físicas................................ 3
Atividade Prática nº 2.................................................................................................................... 8
Reconhecimento de funções orgânicas .................................................................................... 8
Atividade Prática nº 3.................................................................................................................. 11
Cromatografia em camada delgada (CCD) .............................................................................. 11
Atividade Prática nº 4.................................................................................................................. 17
Cromatografia em coluna (CC): Extração e fracionamento de pigmentos vegetais. .............. 17
Atividade Prática nº 5.................................................................................................................. 22
Introdução a Polarimetria. Lei de Biot. ................................................................................... 22
Atividade Prática nº 6.................................................................................................................. 33
Reatividade dos Álcoois: Preparação do cloreto de t-butila. Introdução de Métodos de
Separação: Extração e Destilação Simples. ............................................................................. 33
Atividade Prática nº 7.................................................................................................................. 37
Destilação sob arraste a vapor................................................................................................ 37
Parte 1: Obtenção do óleo: ................................................................................................. 39
Parte 2: Extração do óleo: ................................................................................................... 40
Atividade Prática nº 8.................................................................................................................. 41
Preparação e Purificação da Aspirina (AAS)............................................................................ 41
Atividade Prática nº 9.................................................................................................................. 44
Desidratação de álcoois para obtenção de alquenos ............................................................. 44
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Atividade Prática nº 1
Natureza dos Compostos Orgânicos e Inorgânicos: Propriedades Físicas
Objetivo:
Observar as diferenças de propriedades físicas entre compostos orgânicos e compostos
inorgânicos.
Introdução ao assunto:
Química Orgânico-Inorgânica/Tipo de Ligação Química.
A química é o estudo da natureza, propriedades de composição da matéria e como esta
sofre alterações. Um dos aspectos mais intrigantes da química é o estudo das forças que agem
entre os átomos, as ligações, as quais podem ser: ligação iônica e ligação covalente. Na verdade
a maioria das ligações não são 100% covalentes, são intermediarias.
Os compostos que apresentam ligação iônica (ou eletrovalente) na verdade se formam
por atração eletrostática entre íons de cargas opostas. A ligação iônica é mais comumente
encontrada nos sólidos iônicos, como cloreto de sódio (NaCl). De fato, a atração eletrostática
pela diferença de eletronegatividade entre sódio e cloro é muito grande e há uma transferência
de um elétron de sódio para o cloro, que é bem mais eletronegativo, gerando então o cation
sódio e o ânion cloreto, ambos satisfazendo a “regra do octeto”.
N a C l N a + [ C l ] -
As ligações covalentes, por outro lado, ocorrem quando dois átomos têm as mesmas
tendências de ganhar e perder elétrons. Sob estas condições a transferência total de um elétron
não acontece. Em vez, disso, os elétrons ficam compartilhados, igualmente ou não, entre os
átomos. Se o compartilhamento do par eletrônico é igual para ambos os átomos (por terem
eletronegatividade igual ou muito similar) ocorrem ligações covalentes apolares, onde não há
diferença de densidade eletrônica ao redor da molécula. Mas, se o par eletrônico é
compartilhado por átomos de diferença razoável de eletronegatividade a densidade eletrônica
é maior ao redor do átomo mais eletronegativo e, portanto há ligação covalente polar.
A maioria dos compostos ditos inorgânicos eram os obtidos a partir de minerais e que,
no geral, são formações de sólidos cristalinos iônicos, ou metais elementares (ligação metálica
seria um outro tipo ainda).
A maioria dos compostos ditos orgânicos era obtido de matéria animal ou vegetal. Havia,
portanto, uma distinção errônea ou pelo menos parcial de que havia na “matéria viva”, orgânica
e a “matéria morta”, inorgânica, diferenciadas por algum fator místico chamado de “flogisto”,
fluído vital, etc... Assim sendo, até cerca de 1850, pensava-se que os compostos orgânicos se
originavam apenas dos organismos vivos e que jamais se poderia sintetizar a partir de materiais
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inorgânicos. Mas, isto foi feito por F. Wohler, em 1828, que descobriu a formação da uréia
(composto orgânico dos seres vivos) a partir do aquecimento de cianato de amônio (composto
inorgânico).
NH4+NCO- NH2 NH2
O
Δ
No século XVIII, experimentos de analise elementar feitos por Lavoisier e Berzelius
demonstraram que os compostos orgânicos eram formados principalmente pelo elemento
carbono. E apesar de até hoje a divisão entre compostos orgânicos e inorgânicos se manter
similar, pode-se dizer com mais precisão que os compostos orgânicos são aqueles formados
essencialmente de carbono e onde as ligações são covalentes. Os compostos inorgânicos seriam
os outros compostos formados pelos mais diferentes átomos e de ligações geralmente iônicas.
Apesar da importância da Química Inorgânica, a Química Orgânica (a química dos
compostos de carbono) constitui a essência de todas as coisas vivas do planeta; desde os
alimentos até o DNA, passando pela clorofila, enzimas e mesmo todo o nosso corpo. O carbono
com suas características múltiplas de poder formar ligações covalentes fortes, em tetravalência
com diversos átomos (H, N, O, Cl, S, P, etc...) e sob diversos arranjos (lineares, cíclicos,
poliméricos) permitiu à natureza sua multiplicidade de manifestação nos organismos vivos.
Propriedades Físicas
As diferentes ligações químicas levam a diferentes interações interatômicas/
intermoleculares que acarretam diferenças nas propriedades físicas como: solubilidade, pontos
de ebulição e fusão, outros.
Assim os sólidos iônicos têm interações eletrostáticas entre os átomos (íons: cations e
anions) tão fortes que sua fusão só é possível a temperaturas muito altas (Ex, Pf NaCl = 8010 C)
e sua vaporização só a temperaturas altíssimas, as ordem de milhares de graus Celsius (Ex. Pe
NaCl = 1413 0C). Entretanto, é preciso considerar a presença de solvente nos sólidos, o que
normalmente altera as temperaturas de fusão, e a presença de impurezas, o que normalmente
alarga a faixa de fusão (intervalo entre as temperaturas de inicio e termino da fusão) do solido.
Por esses motivos, o ponto de fusão constitui um dos critérios de pureza mais utilizados para
substancias solidas.
Os compostos que tem ligações covalentes apresentam em geral pontos de ebulição e
fusão menores, pois as interações intermoleculares neles existentes são bem mais fracas:
interações dipolo-dipolo são mais fortes que as dipolo induzido – dipoloinduzido e isto explica
porque o metano (CH4) é gás, enquanto que o iodometano (CH3I) é um liquido, à pressão
ambiente.
A solubilidade, a possível dissolução (de solido), ou miscibilidade (de liquido) em liquido
qualquer, também é influencia pelo tipo de interação intermolecular existente. Em relação a
miscibilidade observa-se que misturas substancias, polares são miscíveis em líquidos também
polares e que líquidos apolares são miscíveis em líquidos apolares. E do mesmo modo, sólidos
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polares são solúveis em líquidos polares e sólidos apolares são solúveis em líquidos apolares
(“semelhante dissolve semelhante”). Cabe ressaltar que sólidos iônicos são praticamente bem
solúveis somente em solventes de alta constante dielétrica (capacidade de separação de cargas
elétricas opostas) como a água (H2O).
Esta experiência visa a observação experimental das diferentes propriedades físicas em
relação as ligações intermoleculares e intramoleculares e, especialmente, a diferenciação entre
compostos orgânicos e inorgânicos.
Material e Reagentes
- tubos de ensaio - mufa - acetanilida
- suporte para tubo de ensaio - espátula - acetato de sódio
- tudo de Thiele - termômetro - cloreto de sódio
- tubos capilares - béquer de 50 mL - acetona
- bastão de vidro - suporte universal - tolueno
- vidro de relógio - bico de bunsen - água destilada
- conta-gotas - fósforo - detergente
- garra tridente
- garra para bureta
- p-nitroacetanilida ou
naftaleno ou uréia
- gominha de látex ou fita
crepe
- pinça de madeira - glicerina
1- Determinação do ponto de fusão:
Utilizando um sistema apropriado com tubo de Thiele (Figura 1), determine as faixas de
fusão (valores de temperatura de início e término da fusão) para a acetanilida (C6H5NHCOCH3),
para a p-nitroacetanilida (p-O2NC6H4NHCOCH3) e para o acetato de sódio. Observe atentamente
o comportamento do o acetato de sódio (CH3COONa). Para isso, pegue um capilar de fusão e
feche uma das extremidades girando-o ao leve contato com a chama do bico de gás (até verificar
formação de uma “perola” na extremidade). Coloque um pouco de acetanilida num vidro de
relógio e introduza a substância no capilar tocando-a com a extremidade aberta do mesmo
(talvez seja necessário pulverizar o sólido: use um bastão de vidro ou a espátula). Com auxílio
de um tubo longo de vidro, compacte o sólido no fundo do capilar (deixando o tubo capilar cair
até atingir a bancada, com a extremidade fechada para baixo e dentro do tubo longo de vidro).
Verifique a quantidade de sólido no tubo capilar (cerca de 2 mm de altura no capilar) e codifique
o tubo capilar utilizando caneta hidrocor ou pincel atômico. Devolva o resíduo de acetanilida
para o frasco e limpe o vidro de relógio com o papel higiênico.
Repita este procedimento para a para-nitroacetanilida e para o acetato de sódio,
tomando o cuidado de codificá-los diferencialmente.
Como auxílio de uma gominha de látex ou fita crepe fixe cuidadosamente os três tubos
capilares ao termômetro de modo que as substancias fiquem na mesma altura do bulbo do
termômetro e a gominha o mais próximo possível das extremidades abertas dos capilares.
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Figura 1 – Sistema de determinação de ponto de fusão com tubo de Thiele.
Verifique se o termômetro tem um pedaço de tubo de látex na extremidade superior e
prenda-o, a uma garra de modo que o bulbo do termômetro atinja o nível da saída superior da
alça do tubo de Thiele e esteja totalmente submerso na glicerina. Cuide para que gominha não
seja atingida pela glicerina, nem mesmo após o aquecimento (se for necessário, remova parte
da glicerina). Confira se a escala do termômetro está acessível (para um faixa de 60° a 220° C).
Veja a figura esquemática.
Aqueça cuidadosamente o sistema sempre com a chama tocando apenas a alça do tubo
Thiele. Atente para a variação na temperatura (que não dever ser muito rápida), para o aspecto
físico das substancias e para a temperatura na qual se verificou a mudança de aspecto,
principalmente em torno de 60°, 100°-130° e 160°-220° C).
O aquecimento deve ser interrompido ao se verificar a fusão (ou a decomposição) da
para-nitroacetanilida. A temperatura de fusão do acetato de sódio é consideravelmente elevada
e não será visualizada com esse sistema.
2- Avaliação da solubilidade:
Coloque um ponta de espátula de Cloreto de Sódio, Acetanilida e Acetato de Sódio,
separadamente, em 3 tubos de ensaio, codifique-os e adicione água destilada com conta-gotas.
Agite o tubo após cada adição de duas gotas, anote o número de gotas necessárias para a
dissolução de cada sólido e classifique-os em solúvel, parcialmente solúvel e insolúvel.
Repita o procedimento agora utilizando acetona como solvente e depois utilizando
tolueno.
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3- Avaliação da miscibilidade:
Coloque água em um tubo de ensaio (cerca de 2 cm de altura no tubo). Pingue uma gota de
detergente e observe. Agite e observe novamente. Repita o procedimento utilizando tolueno
no tubo de ensaio. Compare os resultados observados.
Questões sobre as atividades
1- Consultem na literatura os pontos de fusão da acetanilida e da para-nitroacetanilida e explique
a diferença em termo de polaridade das moléculas (momento dipolar) e a estrutura.
2- Consulte na literatura a respeito do processo de fusão do acetato de sódio. Explique seu alto
ponto de fusão, já que o acetato de sódio é considerado composto orgânico, e as variações
observadas na atividade.
3- Consulte na literatura a solubilidade dos compostos abaixo. Explique as diferenças de
solubilidade e compare com dados obtidos na atividade.
4- Qual a estrutura molecular dos detergentes comuns? E dos amaciantes? Explique porque os
detergentes produzem espuma.
Bibliografia Recomendada:
Voguel, Arthur I., Química Orgânica (analise orgânica qualitativa) Vols. 1, 2 e 3
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Atividade Prática nº 2
Reconhecimento de funções orgânicas
Objetivos:
- Investigar a natureza orgânica de um composto através da caracterização de alguns grupos
funcionais.
- Diferenciar algumas classes de compostos orgânicos.
Introdução ao assunto:
São mais comuns, dentre as funções orgânicas, os Alcanos (hidrocarbonetos saturados),
Alquenos, Alquinos e Hidrocarbonetos Aromáticos (hidrocarbonetos insturados), Álcoois,
Aldeídos, Cetonas, Ácidos Carboxílicos, Haletos de Alquila e Fenóis. Cada uma dessas classes de
compostos apresenta reações químicas específicas que podem ser utilizadas para sua
caracterização.
Na presente atividade faremos uso de algumas dessas reações para ensaiar e identificar
grupos funcionais, conforme apresentado abaixo.
1) Diferenciação de Hidrocarbonetos Saturados e Insaturados
-CH=CH- MnO4- -CHOH-CHOH- MnO 2
-CH=CH- Br2 -CHBr-CHBr-
+
+
+
2) Características e Diferenciação de Álcoois:
ZnCl2 HCl(concentrado) halogenante
ROH Cl- R + R-Cl
+
+ +
3) Caracterização de Haletos de Alquila:
RX AgNO 3 AgX RONO 2+ +
4) Caracterização e Diferenciação de Aldeídos e Cetonas:
R
R
O
NO2
N
H
NH2
NO2
NO2
N
H
N
NO2
R
R+
(Hidrazona)R ou H
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RCHO Cu
-
COONa
COOK
O H
HO
+
COONa
COOK
OH H
HOH
HO- RCOOH + + Cu2O Cu-+
5) Caracterização de Ácidos Carboxílicos:
R-COOH NaHCO3 R-COONa CO2 H2O+++
6) Caracterização de Fenóis:
6ArOH FeCl3 [Fe(OAr)6]3- 3H+ 3HCl+ + +
Material:
- tubos de ensaio - 2,4-dinitrofenilidrazina - cicloexanol ou sec-butanol
- estante para tubos - Reagente Fehling - terbutanol
- pinça de madeira - bicarbonato de sódio 10% - acido acético
- bico de Bunsen - cloreto férrico 10% (etanólica) - formol
- fósforos - Br2/CCl4 - acetona
- solução de KMNO4 4% - cicloexano- cloreto de terbutila
- Reagente de Lucas - cicloexeno - fenol 10% (aquoso) ou ácido
salicílico 10% (alcoólico)- solução de AgNO3 10% - etanol ou n-butanol
Procedimentos:
Para facilitar os procedimentos, considere a aproximação: 1mL = 20 gotas.
● Teste com permanganato de potássio (teste para insaturaçao):
Coloque 1 mL (menos que 1 cm no tubo de ensaio) do composto 1 num tubo de ensaio
e adicione 2 gotas de solução de KMnO4. Faça o mesmo com o composto 2. Observe. O
descoramento da solução de KMnO4 e formação de um precipitado marrom caracterizam um
hidrocarboneto insaturado ou indicam a presença de ligação múltipla entre carbonos num
composto que não seja hidrocarboneto.
● Teste com Br2/CCl4 (utilize esse teste para confirmar o resultado anterior):
Coloque cerca de 1 mL do composto insaturado (indicado pelo teste anterior) num tubo
de ensaio limpo. Adicione, então, cuidadosamente, 2 gotas de uma solução de bromo em
tetracloreto de carbono. O desaparecimento (imediato) da cor do bromo (avermelhado)
confirma a presença de ligação múltipla carbono-carbono.
● Teste de Lucas (diferenciação entre álcoois primários, secundários e terciários):
Pegue 3 tubos de ensaio e coloque 1 mL de reagente de Lucas em cada um deles.
Adicione 5 gotas do composto 3 no primeiro tubo de ensaio, 5 gotas do composto 4 no segundo
10
e 5 gotas do composto 5 no terceiro tubo. Observe se houve aparecimento de turvação ou
formação de uma segunda camada líquida. Dois compostos demorarão um pouco mais, 5-15
minutos, para responderem ao teste. Observe-os periodicamente. Caso não haja turvação, agite
os 2 tubos e observe a formação de emulsão (só será evidenciada se os tubos forem agitados
sobre a palma da mão, simultaneamente).
● Teste com nitrato de prata (teste de haletos)
Adicione 1 mL do composto 6, em um tubo de ensaio. Junte 3 gotas da solução de nitrato
de prata. Agite e observe a formação de precipitado. Isto indicara a presença de um hatelo
orgânico alifático (nesse caso a velocidade de reação depende da natureza de-R), alílico ou
benzílico, bem com a natureza do haleto.
● Teste com 2,4-dinitrofenil-hidrazina (teste para grupo carbonila)
Em um tubo de ensaio coloque 2 gotas do composto 7 e adicione 1 mL do reagente 2,4-
dinitrofenil-hidrazina. Repita o mesmo procedimento com o composto 8. Observe se há
formação de precipitado colorido (ou mudança de cor do meio).
● Teste com reagente de Fehling (teste para diferenciar carbonila de aldeído e cetona)
Pegue um tubo de ensaio, adicione 1 mL da solução A de Fehling e 1 mL da solução B.
Agite o conteúdo do tubo. Em seguida, adicione 3 gotas do composto 7, aqueça cuidadosamente
o tubo num bico de gás (da superfície para o fundo, nunca diretamente no fundo, pois pode
haver projeção) e observe. Repita o mesmo procedimento com o composto 8. O aparecimento
de um precipitado marrom tijolo (ou um espelho de cobre nas paredes do tubo) comprova a
presença de carbonila de aldeído.
● Teste com bicarbonato de sódio: (teste para acido)
Coloque 1 mL do composto 9 num tubo de ensaio e adicione cerca de 1 mL de solução
de NaHCO3. A evolução de dióxido de carbono (borbulhamento) indica a presença de grupo
carboxila.
● Teste com cloreto férrico: (teste para fenóis)
Coloque 1 mL do composto 10 em tubo de ensaio, adicione 2 gotas da solução de cloreto
férrico e observe se há aparecimento de cor intensa. Cor intensa “de azul a vermelho” revela a
presença de fenol do meio.
QUESTÕES SOBRE A ATIVIDADE:
1) Caracterize quimicamente cada uma das funções: alcano, alqueno, álcool, cetona e
éster.
2) Escreva a equação química da reação entre acido carboxílico e bicarbonato.
3) Por que uma cetona dá resultado negativo na reação de Fehling?
Bibliografia Recomendada: Shrine, Ralph L, Identificaçao Sistematica dos Compostos (manual
de Laboratorio). Voguel, Arthur , Quimica Organica (Analise Organica Qualitativa), Vols 1, 2 e 3.
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Atividade Prática nº 3
Cromatografia em camada delgada (CCD)
Objetivos:
● Introduzir a técnica da cromatografia em camada delgada (CCD)
● Estudar a fotoisomerização cis-trans dos azobenzeno.
Introdução ao Assunto:
1-CROMATOGRAFIA
Cromatografia é um processo de analise que se presta a purificação, separação,
identificação ou doseamento de substancias orgânicas e inorgânicas tendo como base a
diferença de velocidade com que as substancias se movem através de um meio poroso (fase
estacionaria) quando arrastadas por um solvente (eluente) em movimento.
Acredita-se que o termo cromatografia foi utilizado pela primeira vez pelo bioquímico
russo, Michael Tswett, quando em 1906, separou a clorofila de uma mistura de pigmentos
vegetais. Ele utilizou uma pequena coluna de Vidor empacotada com carbonato de cálcio em pó
e então, eluiu-se a amostra com éter de petróleo. Quando a amostra migrou ao longo da coluna
os componentes da mistura migraram com diferentes velocidades. Devido à natureza dos
pigmentos da amostra, cada banda apresenta-se com uma cor diferente. Assim, o termo
cromatografia derivou dos termos cor e escrever, a partir do grego (cromato, grafia)
Separações ou analises cromatográficas podem ser feitas de acordo com métodos a
seguir.
Cromatografia em papel monodirecional ascendente:
Este método, algumas vezes, chamado cromatografia de partição em papel, é o mais
elementar e consiste em gotejar a solução contendo a mistura a ser analisada próximo à
extremidade de uma folha de papel de filtro quadrangular, ou retangular e a folha de papel é
colocada em contato com o solvente que se encontra em um recipiente fechado (câmara
cromatográfica), de maneira a facilitar a ascensão do solvente por capilaridade. O solvente passa
sobre a mancha arrastando os componentes com velocidade diferentes. O sistema é um
complexo envolvendo o solvente e a mistura de compostos, o papel e a água (umidade que esta
normalmente no papel.
Na cromatografia em papel, algumas vezes desejável, para objetivos analíticos, deve-se
obter os chamados valores de “fator de retenção” (Rf) que são calculados por meio da equação:
= â ââ
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Os valores de Rf devem ser menores que a unidade. Quando este for igual a zero conclui-se que
a substancia não se deslocou e quando for igual à unidade conclui-se que a substancia se move
junto com o solvente. Em ambos os casos, deve-se mudar a fase móvel (solvente). Veja figura 1.
Cromatografia em camada delgada:
Este método, foi introduzido pro Stahl. Nele uma placa de vidro (ou uma folha de
plástico, ou mesmo metálica) é revestida com uma fina camada de um material adsorvente
(sílica, alumina, celulose, etc.) formando as cromatoplacas (Figura 2). A amostra a ser analisada
é aplicada numa extremidade e o desenvolvimento do cromatograma deve ser feito em
atmosfera saturada com o solvente empregado, numa cuba de eluição. Muitas das substancias
analisadas por este processo não são coloridas mas a cor pode ser desenvolvida
momentaneamente por exposição do sistema à luz ultra-violeta, ou então estas substancias
incolores podem ser convertidas a derivados coloridos quando a cromatoplaca é pulverizada
com um reagente apropriado (ex: sulfato cérico) ou exposto à atmosfera de um reagente
apropriado (ex. iodo).
d1 d2
Rf = ________d1
d2
Figura 1
Figura 2 – Esquema de placas de Cromatografia em camada delgada.
A cromatografia em camada delgada apresenta algumas vantagens em relação à
cromatografia em papel, tais como maior nitidez, alta sensibilidade, grande rapidez e ainda, a
possibilidade do emprego de solvente e reveladores que são nocivos ao papel (à base de ácidos
concentrados e complexos fortemente oxidantes) e de utilização de aquecimento até 3000C; o
que torna mais visivel o cromatograma. A analise em CCD permite avaliar o grau de
complexidade de uma mistura e a identificação de compostos através da comparação com
amostra autentica.
Pode-se utilizar a CCD como um processo de separação de substanciasquímicas. Nesse
caso, a cromatoplaca deve ser maior e é denominada cromatoplaca preparativa.
Preparo dos cromatoplacas:
Utiliza-se como suporte de adsorvente, placas de vidro de 5x10 cm ou laminas de
microscópio. Estas placas devem ser lavadas com água e sabão, posteriormente com solução
sulfocromica e finalmente
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Limpas com algodão embebido em acetona ou etanol, para retirar gorduras. Faz-se uma
suspensão do adsorvente com água(em alguns casos é necessária a adição de ácidos, bases ou
soluções tamponadoras a fim de obter uma consistência adequada).
OBS: Para uma consistência ideal, utiliza-se um volume de água correspondente ao dobro da
massa da sílica acrescido de 2 mL.
A aplicação é feita por meio de espalhadores apropriados. Após efetuada a aplicação da
suspensão sobre a placa esta é levada a uma estufa com aquecimento(1000C a 1050C) durante
30 minutos para secar. Estas placas devem ser guardadas em dessecadores contendo: Al2O3,
CaCl2 anidro ou sílica gel, ou pré aquecida em estufa quando forem utilizadas.
Cromatografia em coluna:
Neste processo um tubo de vidro é empacotado com um material adsorvente. A coluna
é colocada na posição vertical e a solução dos compostos passa de cima para baixo. A eluição é
feita de modo a obter frações que podem conter mistura de compostos ou compostos puros
(veja figura 4). Essa eluiçao normalmente é acompanhada por analise em CCD.
Cromatografia gás-liquido:
Os componentes da mistura que estão sendo separados estão no estado de vapor
quando eles passam através de uma coluna empacotada. Os vapores são arrastados através da
coluna por um gás transportador, que é normalmente hélio, o nitrogênio ou hidrogênio. O
método é empregado primariamente para objetivos analíticos, embora equipamentos sejam
disponíveis para separar pequenas quantidades de substancias. Um registrador automático
constrói um gráfico da concentração relativa versus o tempo de retenção na coluna.
A cromatografia gasosa constitui um dos melhores recursos para se avaliar a pureza de
uma substancia química ou a complexidade de uma mistura. Acoplada ao espectrômetro de
massa permite a caracterização e identificação de cada um dos componentes da mistura.
2-FOTOISOMERIZAÇÃO DO AZOBENZENO
Da mesma forma que os alcenos dissubstituídos existem como isômeros cis e trans os
compostos com ligação dupla entre nitrogênios, denominados azocompostos (-N=N-) também
apresentam isomeria.
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CH3
HH
CH3
CH3
CH3
H
H
N N
C6H5 H5C6
N N
C6H5
H5C6
 CIS TRANS
As ligações duplas carbono-carbono são fortes e a isomerização cis-trans só é possível em
condições muito energéticas. No entanto, os azo-derivados tem a ligação N=N, que é
fotoquimicamente sensível na região do visível e leva facilmente a isomerização.
Material e Reagentes:
- tubos capilares - cuba eluidora - benzidrol
- cromatoplaca - papel de filtro - benzofenona
- béquer de 10 mL - acetona - azobenzeno
- espátula - tolueno - chapa de aquecimento
- frascos de penicilina - iodo sólido - algodão
Procedimentos:
1- Isomerismo cis-tras no azobenzeno
Aplique, cuidadosamente e usando um tubo capilar, a 1,0-1,5 cm de altura da placa, uma
gota de solução de azobenzeno (conforme figuras 1 e 2). Ao fazer a aplicação, cuide para que na
transferência do líquido o capilar não toque o adsorvente, fique o mais vertical possível e a
mancha não ultrapasse um diâmetro de 5 mm. Faça a aplicação levando em conta que outra
amostra será aplicada na mesma placa (aplique mais próximo a uma das bordas latera).
Exponha a placa ao sol por, pelo menos, 15 minutos, levando-a para a parte externa do
laboratório.
Verifique se o solvente a ser usado na eluição se encontra em cuba já preparada. Caso a
cuba esteja seca, adicione o solvente de modo a atingir não mais que 1 cm de altura. A presença
de um pedaço de papel de filtro permite saturar de vapor a cuba. Enquanto isso de
prosseguimento ao item 2 da parte experimental.
Após o tempo necessário de exposição ao sol, pegue a placa e faça uma segunda
aplicação de azobenzeno na placa usando a solução que permaneceu no escuro e com o cuidado
de não utilizar a mesma extremidade do capilar.
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Introduza a placa na cuba de eluição (conforme figura 3), tampe-a e deixe que o solvente
suba ate atingir uma altura correspondente a cerca de 1 cm abaixo da extremidade superior da
placa.
Remova a placa para o exterior e marque, imediatamente, com auxilio de lapiseira ou
outro material fino, a posição atingida pela eluente (frente do solvente). Observe a diferença
das posições e o número de manchas na cromatoplaca. Deixe o solvente evaporar e meça as
distâncias entre o ponto de aplicação da amostra e a frente do solvente, bem como do ponto de
aplicação e o centro de cada uma das manchas para calculo dos Rfs.
Associe as manchas ao cis-azobenzeno e ao tran-azobenzeno.
2- Identificação dos compostos benzidrol e benzofenona.
Transfira uma pequena quantidade da substancia A (uma pontinha de espátula) para um
frasco pequeno (béquer ou vidro de penicilina) para um frasco pequeno (béquer ou vidro de
penicilina) e adicione três gotas de acetona para dissolver a substância. Aplique a solução na
placa, de modo que o ponto de aplicação esteja mais próximo a uma das bordas laterais da placa.
Reabasteça o capilar e faça uma segunda aplicação no mesmo ponto.
Pegue um segundo frasco pequeno e de modo semelhante dissolva pequena quantidade
da substancia B em pequena quantidade de acetona. Aplique a nova solução num ponto mais
próximo à outra borda lateral da placa e de modo que os dois pontos de aplicação não fiquem
muito juntos (afastados cerca de 1 cm).
Proceda à eluição da placa. Remova a placa, marque a frente do solvente, espere até a
total evaporação do solvente (5-10 minutos numa estufa com temperatura apropriada) e, então,
introduza a placa numa cuba reveladora (contendo iodo).
Aguarde até a complexação do iodo para visualização das manchas. Remova a placa,
contorne as manchas com auxilio de material pontiagudo (lápis, por exemplo) e faça as medidas
para o cálculo dos Rf s.
Associe as manchas ao benzidrol e à benzofenona. Despreze o adsorvente em frasco
apropriado, os capilares em local indicado pelo professor e lave o material utilizado.
QUESTÕES SOBRE A ATIVIDADE.
1- Complete a tabela abaixo:
Substancia Estrutura Polaridade
(ordem decrescente)
Rf
Cis-azobenzeno
Trans-azobenzeno
Benzidrol
benzofenona
16
2- Qual azobenzeno foi utilizado na atividade? Qual deles é o mais estável? O que ocorreu
durante a irradiação de luz? Equacione a reação química correspondente ao processo
3- Identifique as substancias A e B. Como a confirmação da identidade dessas substancias
poderia ser feita, utilizando CCD?
Bibliografia Recomendada:
Shrine, Ralph L, identificação Sistemática dos Compostos Orgânicos (manual de laboratório).
Collins, Carol H. & Braga, Gilberto L., Introdução a Métodos Cromatográficos, 1987.
Solomons, T.W.G., Química Orgânica, 6a edição, vols. 1 e 2.
17
Atividade Prática nº 4
Cromatografia em coluna (CC): Extração e fracionamento de pigmentos
vegetais.
Objetivos:
 Introduzir a técnica da cromatografia de adsorção em coluna;
 Extrair pigmentos vegetais e fracioná-los por meio de CC
Introdução do Assunto:
Neste processo um tudo de vidro é empacotado com um material adsorvente (fase
estacionária). A coluna é colocada na posição vertical e a solução dos compostos passa de cima
para baixo arrastada por um ou mais solventes (fase móvel). A eluição normalmente é
acompanhada por análise e CCD.
A cromatografia em coluna (Figura 4) fundamenta-se no fato de que os componentes
de uma mistura movem-se com o solvente pela coluna com velocidades diferentes, dependendo
de vários fatores, tais como a natureza de cada substancia, a natureza do solvente e a atividadedo adsorvente. A separação dos constituintes de uma mistura é efetuada através da passagem
do solvente pela coluna e baseia-se na interação dos componentes da amostra e do solvente
com a superfície do adsorvente. Um adsorvente sólido ativo tem uma grande área superficial,
dispondo de inúmeros sítios polares que podem se combinar reversivelmente ou adsorver
pequena concentração de substâncias, através de forças de atração eletrostática. O solvente
movendo-se pela superfície do adsorvente compete com a amostra adsorvida e com o
adsorvente, e então desloca seus constituintes reversivelmente e continuamente pela coluna.
Este processo pode ser visualizado com uma competição entre a amostra, o solvente e
o adsorvente e pode ser expresso pelo equilíbrio a seguir:
AMOSTRAADSORVENTE SOLVENTEAMOSTRASOLVENTE.
A velocidade de eluição dos componentes depende da natureza de cada um destes.
Compostos polares ou polarizáveis, tais como alcoóis, ácidos carboxílicos, amidas, aminas são
adsorvidos mais fortemente e eluídos menos prontamente do que compostos pouco polares,
tais como compostos halogenados, alcalóides, cetonas, éteres e hidrocarbonetos.
A atividade do adsorvente solido também determina a velocidade com que as
substancias são eluidas. A atividade é determinada pelo seu conteúdo de agua e pela granulação
das partículas.
O solvente empregado também afeta a velocidade de eluiçao. Quanto mais polar for o
solvente, mais rapidamente os componentes se moverão. Decorre daí que a escolha do solvente
seja um fator preponderante na eficiência da separação e deve ser conduzida de acordo com a
natureza dos componentes a serem separados. Solventes pouco polares são empregados para
18
substancias fracamente adsorvidas enquanto solventes polares são para aquelas fortemente
adsorvidas.
Alguns solventes comumente utilizados estão listados a seguir na ordem de aumento da
polaridade.
 Hexano
Tetracloreto de carbono
 Benzeno
 Diclorometano
 Éter etílico
 Acetato de etila
 Etanol
 Metanol
 Água
Faremos uso da presente atividade para ilustrar os fundamentos da cromatografia de
adsorção em coluna num processo de extração e fracionamento de pigmentos vegetais. Serão
isoladas misturas de carotenos e de clorofilas, pigmentos comuns em folhas verdes.
Materiais:
- coluna cromatográfica com torneira - hexano
- sílica gel 60 - éter etílico
- pipeta de Pasteur - funil de vidro
- bastão de vidro - suporte universal
- garra para bureta - chapa de aquecimento
- béqueres de 50 e 250 mL - algodão
- erlenmeyer de 125 mL - água destilada
- grau e pistilo - papel toalha
- proveta de 100 ou 250 mL - papel filme
- balão de fundo redondo de 100 mL - gelo
- evaporador rotativo
19
 1 2 3
Materia para análise
Adsorvente
Mistura
Eluição
Frente da banda
Banda 2
Banda 1
Composto polar, B
Composto apolar, A
 4 5 6 7
Banda 2
Banda 1
Banda 2
Banda 2
Intervalo
Composto A Composto B
Figura 4 – Esquema de montagem de Cromatografia em coluna (CC).
20
Procedimentos
1) Empacotamento da coluna
Fixe a coluna de vidro verticalmente em um conjunto suporte. Feche a torneira, transfira
cerca de 10 mL de hexano e introduza um pequeno chumaço de algodão empurrando-o com um
bastão ou um tudo de vidro até a conexão do corpo do tubo com a torneira. Ele servirá para
impedir a saída de pequenas partículas juntamente com o eluente e não deve ser muito
comprido para não reduzir a vazão e permitir a expulsão do ar contido nele, pelo liquido.
Adicione mais do solvente, ate cerca de 1/3 de seu volume, e depois uma suspensão
contendo cerca de 5g de sílica. Essa transferência precisa ser feita de modo que a acomodação
do adsorvente ocorra homogeneamente, sem interrupções para evitar quebra no
empacotamento.
Abra a torneira e deixe escoar o líquido. Se a coluna se encheu de solvente antes da total
transferência da suspensão, vá completando a transferência simultaneamente com o
recolhimento de eluente, mas não recolha o liquido no mesmo frasco da suspensão.
Após a completa transferência da suspensão, continue recolhendo solvente para
acertar o enchimento e até que o nível de solvente atinja o topo da fase estacionária.
Feche a torneira e tampe a coluna enquanto prepara a mistura a ser analisada.
2) Preparo do extrato.
Pese 10g de folha de espinafre (aproximadamente 10 folhas), remova as nervuras centrais
e ferva as folhas em 100 mL de água destilada, por 2 minutos, num béquer de 250 mL. Despreze
a água na pia, resfrie rapidamente as folhas utilizando água gelada e enxugue-as utilizando papel
absorvente.
Triture as folhas em almofariz com éter etílico até obter uma solução verde. Transfira a
solução para um béquer pequeno.
3) Eluição da coluna cromatográfica
Transfira a solução para o topo do recheio utilizando uma pipeta de Pasteur, tomando o
cuidado de não deixar furar a camada superior de adsorvente e nem escorrer extrato pela
parede da coluna.
Abra a torneira até a solução atingir o topo do recheio, feche-a, adicione um pouco de éter
de petróleo utilizando pipeta de Pasteur e de modo a lavar a parede da coluna e abra-a até o
solvente atingir novamente o topo.
Feche a torneira e adicione eluente para proceder a eluição da coluna. Recolha a primeira
banda quando ela começar a sair da coluna. Substitua o frasco de coleta e continue recolhendo
até o eluente perder a cor e de modo a atingir o topo.
Substitua o eluente por acetona, substitua o frasco coletor e recolha o eluente ate verificar
mudança de cor novamente.
21
Substitua, então, o frasco coletor e recolha a segunda banda.
Compare as cores dos eluatos obtidos.
Utilize o evaporador rotativo para remover o solvente de cada uma das frações recolhidas
e transfira os respectivos resíduos para frascos devidamente identificados.
Remova o adsorvente das colunas com auxilio de jato d’água deixando-o em local
indicado. Despreze os restos de folha no lixo e lave todo o material.
Questões sobre a atividade
1-Consulte na literatura as estruturas dos carotenos e das clorofilas.
2-Considerando que os carotenos apresentam cores próximas do amarelo enquanto as
clorofilas são verdes, avalie as polaridades das misturas obtidas e identifique o conteúdo das
mesmas.
3- Correlacione a polaridade com a estrutura dos componentes das misturas.
22
Atividade Prática nº 5
Introdução a Polarimetria. Lei de Biot.
Objetivos:
Introdução a polarimetria. Determinação do poder rotatório especifico de substâncias
quirais utilizando a lei de Biot. Estudo envolvendo soluções de sacarose, açúcar invertido e
aminoácidos.
Introdução ao assunto:
Em física, polarização é uma propriedade de ondas eletromagnéticas. Ao contrário de ondas
mais familiares como as ondas aquáticas ou sonoras, as ondas eletromagnéticas são
tridimensionais e a polarização é uma medida da variação do vetor do campo elétrico dessas
ondas com o decorrer do tempo. A Polarimetria é a ciência da medição da polarização da luz.
A manifestação mais simples, para visualização, é a de uma onda plana, que é uma boa
aproximação para a maioria das ondas luminosas. Numa onda plana as direções dos campos
magnético e elétrico estão, em qualquer ponto, perpendiculares à direção de propagação.
Simplesmente porque o plano é bidimensional, o vetor campo elétrico no plano num dado ponto
do espaço pode ser decomposto em duas componentes ortogonais. Chamemos as componentes
de x e y (seguindo as convenções da geometria analítica). Para uma onda harmônica, onde a
amplitude do vetor do campo elétrico varia senoidalmente, as duas componentes têm
exatamentea mesma frequência. Contudo, estas duas componentes têm duas outras
características que podem diferir. Em primeiro lugar, as duas componentes podem não ter a
mesma amplitude. Em segundo, as duas componentes podem não ter a mesma fase, isto é,
podem não alcançar os seus máximos e mínimos ao mesmo tempo, no plano fixo que temos por
base.
Considerando a forma traçada num plano fixado pelo vetor campo elétrico à medida que
uma onda plana o percorre, obtemos a descrição do estado de polarização. As imagens seguintes
correspondem a alguns exemplos da propagação do vetor do campo elétrico (azul) no tempo,
com as suas componentes x e y (vermelha/esquerda e verde/direita, respectivamente) e a forma
desenhada pelo vetor no plano (roxo):
Fig.1. Tipos de polarização da luz
23
Considere em primeiro lugar o caso especial (esquerda), onde as duas componentes
ortogonais estão em fase. Neste caso a intensidade das duas componentes é sempre igual ou
proporcional a uma constante, daí que a direção do vetor campo elétrico resultante (vetor que
resulta da soma destas duas componentes) irá sempreredundar num segmento de reta no
plano. Designamos este caso especial de polarização linear. A direção desta linha irá depender
da amplitude relativa destas duas componentes. A direção pode ser em qualquer ângulo sobre
o plano.
Agora considere outro caso especial (ao centro), onde as duas componentes ortogonais têm
exatamente a mesma amplitude que é de 90º em fase. Neste caso uma componente é igual a
zero quando a outra componente está na amplitude máxima ou mínima. Neste caso especial o
vetor do campo elétrico no plano formado pela soma dos dois componentes vai rodar num
círculo. Chamamos a este caso especial de polarização circular. A direção de rotação irá
depender da relação entre as fases. Chamemos a estes casos de polarização circular direita e
polarização circular esquerda, dependendo da rotação do vetor.
Todos os outros casos, em que as duas componentes não estão em fase nem têm a mesma
amplitude e/ou não estão com 90º fora de fase, encaixam na designação de polarização
elíptica!..
Com a ajuda de instrumentos óticos conhecidos como polarizadores é possível converter
um feixe de luz não polarizado em num feixe de luz com qualquer polarização. Veja o exemplo
abaixo para um polarizador do tipo linear.
Placa polarizada Olho
Se introduzirmos outro polarizador igual com um angulo de 90 graus em ralação ao anterior
a luz será completamente atenuada.
Placa polarizada Analisador
P1 P2
Olho
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Se a luz incidente num polarizador já é linearmente polarizada numa direção que forma um
ângulo q com a sua direção de polarização, a componente do campo elétrico E na direção de
polarização, que será a transmitida, será dada por := ø (1)
e, conseqüentemente, a intensidade transmitida (que é proporcional ao quadrado da
amplitude) será dada por: = ´ø (2)
A equação (2) é conhecida como lei de Malus.
Figura 02. Interpolação de polarizadores
Figura 02. Figura mostrando dois polarizadores um em cima do outro. O eixo dos palarizadores é mostrado.
Quando os polarizadores estão no mesmo eixo, consegue-se ver o outro lado, caso estejam com eixos virados para lados
distintos, não se consegue ver, ficando escuro.
A polarimetria é a ciência da medição da polarização da luz. Um feixe de luz polarizada ao
passar através de uma molécula sofre quase sempre uma pequenina rotação no respectivo plano
devido à interação com as partículas carregadas eletricamente da molécula. Dependendo da
molécula pode haver um desvio do plano de rotação da luz polarizada.
Numa amostra pura de um único enantiômero nenhuma molécula pode servir de imagem
da outra; não se produz, portanto, a anulação de rotações de moléculas individuais e o resultado
é o aparecimento de certa rotação. Na maioria dos compostos, dada a distribuição aleatória do
imenso número de moléculas e por cada molécula que a luz encontra existe outra molécula que,
pela sua orientação, se apresenta como imagem da primeira num espelho plano, e cujo efeito
sobre o feixe luminoso anula exatamente o efeito da primeira molécula resultando numa
rotação nula. O equipamento utilizado para fazer essa medição é conhecido como polarímetro.
Atividade ótica (rotação específica)
Quando um feixe de luz plano-polarizada e monocromático atravessa uma coluna de
comprimento L (em unidade de dm) de uma solução, contendo uma substância oticamente
25
ativa (substância capaz de girar o plano da luz polarizada) de concentração c (em unidade de
g/mL ou g/cm3), a rotação do plano de polarização da luz é dada pela lei de Biot:= [ ] (3)
onde α é o ângulo de rotação e[ ]ᵗ é uma constante chamada de poder rotatório
específico, característico da substância oticamente ativa. Esta constante depende do
comprimento de onda λ e da temperatura t. As vezes [ ]ᵗ é encontrado na literatura como[ ] onde "20" é a temperatura da medição em graus centígrados, "D" é a linha D do espectro
de emissão do sódio (598 nm).
Usando essa fórmula é possível calcular a concentração ou a atividade ótica e
eventualmente identificar o tipo de isômero.
- Exemplo 1: a molécula é conhecida, porém não a sua concentração: Se temos sacarose,
sua [ ] = + 66,5 e a medição mostra + 10,1, então temos:
10,1 = 66,5 × 1 dm × c g/mL, logo a concentração será: 0,152 g/mL, ou 152 mg/mL.
- Exemplo 2: se sei a concentração da amostra "pura", por exemplo, 0,25 g/mL e meço a
atividade ótica, digamos 19 graus, então teremos:
19,0 = [ ] × 1 dm × 0,25 g/mL, e podemos calcular a rotação específica como sendo de 76,0º.
Tendo uma tabela podemos concluir a respeito da identidade do isômero ou se trata de uma
mistura de isômeros.
Lembre que a atividade ótica é uma medida experimental, e não confunda com as designações
"D" e "L" da convenção de Fischer!
O ângulo de rotação pode ser medido em um polarímetro, cujo esquema é mostrado a seguir.
0 º
180º
2
3
5
6
4
Luz
1
Figura 03. Polarímetro
26
O aparelho é formado por uma fonte de luz (1), um filtro polarizador fixo (2), um tubo (3)
contendo a amostra (4) e um filtro polarizador para análise (6), que ao ser girado registra o
sentido levógiro (-) ou dextrógiro (+) e o ângulo em graus (de 0 a 180). Observe na figura o desvio
do plano ao sair a luz do compartimento da amostra (5). O analisador pode girar em torno do
eixo longitudinal do instrumento, enquanto o prisma polarizador é fixo.
Quando o tubo polarimétrico contiver uma substância que não possuir atividade ótica (água,
por exemplo) e o analisador estiver cruzada com o polarizador, nenhuma luz passará e o campo
visual do instrumento apresentar-se-á escuro. Esta será a situação correspondente ao zero
gravado no limbo do instrumento. Se o tubo estiver uma substância oticamente ativa, o feixe
luminoso, ao atravessá-lo, sofrerá um desvio no seu plano de polarização - para que o campo
visual volte a ficar escuro será necessário girar o analisador até cruzá-lo com a nova direção da
polarização da luz. Este desvio poderá ser lido no limbo do instrumento e constituirá o ângulo
desvio da luz polarizada.
O polarímetro tem um dispositivo auxiliar que torna a medida do ângulo de rotação mais
precisa. Graças a ele (prisma de Nicol auxiliar) o campo visual do instrumento fica dividido em
duas metades, uma clara e outra escura, quando o analisador está um pouco antes da posição
cruzada; um pouco além, a situação se inverte: a metade do campo que estava escura torna-se
clara e a outra fica clara. Uma posição intermediária, em que as duas metades do campo visual
fiquem igualmente pouco iluminadas, corresponde à posição de leitura do ângulo
detalhes sobre o aparato experimental utilizado nesta pratica pode ser visto no documento em
anexo.
Levógiro(L) x Dextrogiro(D)
Moléculas que desviam a luz para a direita são chamadas dextrógiras(D); quando o desvio é
para a esquerda, as moléculas são chamadas levógiras(L).A importância disso reside no fato de
que uma molécula dextrógira e uma levógira da mesma substância são imagens especulares
uma da outra. Como em bioquímica, a disposição dos átomos é crucial na determinação da
atividade biológica, a mesma substância com distinta quiralidade pode não apresentar efeito
biológico. Por exemplo: os aminoácidos biologicamente ativos são sempre levógiros(L). Os
aminoacidos dextrógiros (D) não têm ação biológica.
O açúcar de cozinha é uma molécula do tipo dextrógira, sendo seu principal constituinte a
molécula de D-sacarose ([α]=+65,5º). A seguir temos o teor de sacarose em alguns vegetais:
pêssego (7%); abricó (5,8%); beterraba (6,11%); cenoura (4,2%) melão (5,7%) e cana de açúcar
(de 14 a 24%). Um outro tipo de açucar encontrado nas frutas é a frutose. Os açúcares de um
modo geral são substâncias quirais (a molécula tem um átomo de carbono assimétrico ou seja
está ligada a 4 grupos diferentes), isto é fazem rodar o plano de polarização da luz polarizada.
Como vimos, a rotação especifica é uma constante físico-química, que é medida com um
polarímetro, sendo importante para caracterização das substâncias quirais. O termo quiral é um
termo usado em Química, para definir objetos não sobreponíveis à sua própria imagem no
espelho. Estes objetos usualmente são moléculas e o estudo da quiralidade está associado a um
fenômeno cada vez mais atual. Por conseguinte, uma molécula é quiral quando não é
sobreponível à sua imagem no espelho. A quiralidade das moléculas é de grande importância na
estereoquímica.
27
Figura 04. Dois enantiômeros
O açúcar invertido é um ingrediente utilizado pela indústria alimentícia e consiste em um
xarope quimicamente produzido a partir do açúcar comum (D-Sacarose). É usado
principalmente na fabricação de rebuçados/balas, doces e sorvetes, para evitar que o açúcar
cristalize e dê ao produto final uma desagradável consistência arenosa. Além de conferir textura
adequada aos produtos em que é utilizado como matéria prima, o açúcar invertido também
auxilia na formação de cor e de aroma. A inversão do açúcar provoca a quebra da sacarose em
dois açúcares que formam a sua molécula: D-glicose e L-frutose. A molécula de glicose formada
é dextrógira ([α]=+52,5º) mas a molécula de frutose formada é muito levógira ([α]=-92,5º).
OH2 + OH
H H
HH
OH H
OH
OH
O
O H
CH2OHOH
H
H
OH
CH2OH
INVERTASE
(é uma hidrólise)
OH
H
OH
OH
OH
HH
OH H
OH
+ O HCH2OHH
H
H
H
H
CH2OH
Sacarose (D) Glicose (D) Frutose(L)
Uma substância natural com características semelhantes ao açúcar invertido
industrialmente produzido é o mel de abelhas. As abelhas secretam a enzima invertase, que
transforma grande parte da sacarose contida no néctar proveniente dos vegetais em glicose (D)
e frutose (L). O mel é constituído por quantidades variáveis de sacarose e açúcares redutores,
com predominância de L-frutose (~38%) e D-glicose (31%), dessa forma ele apresenta uma
atividade ótica predominantemente levógira.
Como usar o polarímetro:
a) Encha o tubo do polarímetro de cerca de 2 decímetros de comprimento com o líquido sob
investigação e coloque-o no instrumento. Tenha o cuidado de não deixar bolhas de ar no interior
do tubo e de limpar e secar as superfícies externas dos opérculos que fecham o tubo em suas
extremidades;
28
b) Acenda a lâmpada e ajuste a ocular do polarímetro de modo a enxergar com nitidez as
metades clara e escura do campo visual.
c) Gire o dial do instrumento até observar que a metade que no início era escura fica clara e
a que era clara torna-se escura. Retorne um pouco com o dial (atenção!!!... após inverter a
situação de claro/escuro, basta retornar o dial um pouco mesmo) e procure a posição em que
as duas metades ficam igualmente pouco iluminadas. Determine cuidadosamente este ponto
de igual penumbra para as duas metades do campo visual, na posição em que o claro/escuro
inverte, e anote em graus o ângulo desvio correspondente. O décimo de grau do ângulo desvio
deve ser lido com o vernier;
Observação: A situação de igual luminosidade para as duas metades do campo visual e,
portanto, o ângulo desvio que se mede se repetirão se girarmos o dial de 1800. Deve-se, no
entanto, adotar como ângulo desvio o de menor valor.
Procedimento experimental:
EXPERIMENTO 1 - Angulo de desvio de diferentes soluções de sacarose.
a) Pese em um béquer 40g de sacarose e junte água apenas o suficiente para a completa
dissolução do açúcar. Transfira a solução obtida para um balão volumétrico de 200ml, complete
o volume com água destilada, agite bem e obtenha, assim, uma solução de 20% (massa/volume)
ou a 0,20 g/mL de sacarose.
OBS. O comprimento dos portas-amostras cilíndricos do polarímetro são: L=10cm=1dm
(pequeno) e L=20cm=2dm (grande).
b) A partir dessa primeira solução, usando pipetas e balões volumétricos de 100mL, prepare as
outras soluções da seguinte maneira:
 solução a 15% (ou a 0,15g/mL): tome 75mL da solução a 20% e complete até 100mL com
água;
 solução a 10% (ou a 0,10g/mL): tome 50mL da solução a 20% e complete até 100mL com
água;
 solução a 5% (ou a 0,05g/mL): tome 50mL da solução a 10% e complete até 100mL com
água;
 solução a 2,5% (ou a 0,025g/mL): tome 50mL da solução a 5% e complete até 100mL
com água.
29
Após preparar cada solução e antes de obter a seguinte, homogenize-a com boa agitação.
Anote a temperatura em que realizou as medidas
c) Meça com o polarímetro (veja a seguir como usar o instrumento) os ângulos desvios (
água pura e das cinco soluções anteriormente preparadas; Organize os resultados obtidos em
uma tabela cujo modelo é o seguinte:
SOLUÇÕES AQUOSAS DE SACAROSE
Concentração (g/ml) 0,000 0,025 0,050 0,100 0,150 0,200
Ângulo de desvio (α)
d) Com os dados da tabela acima, construa o gráfico de L × c. Verifique a linearidade
dos pontos experimentais no gráfico e determine o coeficiente angular da melhor reta de
ajuste. Calcule então, pela lei de Biot, o poder rotatório específico da sacarose pela
expressão: [ ] = (coeficiente angular) =
e) Utilizando o gráfico do item estime qual seria o valor do angulo de desvia para
concentrações de 0,07 g/mL e 0,30 g/mL.
f) Limpe todo o material usado e deixe-o em ordem.
EXPERIMENTO 2 - Determinando o teor de açúcar (sacarose) em refrigerantes e água de
coco.
OBS. Neste experimento consideramos que a única substancia que possui atividade ótica
nestes refrigerantes é a sacarose.
a) Determine o Ângulo de desvio da luz dos refrigerantes abaixo.
Produto Angulo do desvio medido Ângulo calculado para as
soluções puras (100%)
Coca-cola (25%)
Coca-zero (25%)
Guaraná (25%)
Fanta (25%)
Água de Coco (25%)
Obs. Neste experimento utilize o tubo cilíndrico de comprimento L=10cm=1dm.
30
b) Utilizando o poder rotatório especifico da sacarose determinado no experimento 1 e a
eq. (3) calcule a concentração de sacarose nos produtos do item a.
Produto Concentração de sacarose
Coca-cola
Coca-zero
Guaraná
Fanta
Água de coco
c) Determine qual dos produtos apresenta a maior concentração de açúcar e qual apresenta
a menor concentração.
d) discuta os resultados encontrados.
e) Limpe todo o material usado e deixe-o em ordem.
EXPERIMENTO 3 - Medições do poder rotatório do açúcar invertido.
a) Pese em um béquer 40g de açúcar invertido e junte água apenas o suficiente para a
completa dissolução do açúcar. Transfira a solução obtida para um balão volumétrico de 200ml,
complete o volume com água destilada, agite bem e obtenha, assim, uma solução de 20%
(massa/volume) ou a 0,20 g/mL de sacarose.
b) A partir dessa primeira solução, usando pipetas e balões volumétricos de 100ml, prepare
as outras soluções da seguinte maneira:
- solução a 15% (ou a 0,15g/mL): tome 75ml da solução a 20% e complete até 100mL com
água;
- solução a 10% (ou a 0,10g/mL): tome 50ml da solução a 20% e complete até 100mL comágua;
- solução a 5% (ou a 0,05g/mL): tome 50ml da solução a 10% e complete até 100mL com
água;
- solução a 2,5% (ou a 0,025g/mL): tome 50ml da solução a 5% e complete até 100mL com
água.
Após preparar cada solução e antes de obter a seguinte, homogenize-a com boa agitação.
Anote a temperatura em que realizou as medidas
31
c) Meça com o polarímetro (veja a seguir como usar o instrumento) os ângulos desvios (
da água pura e das cinco soluções anteriormente preparadas; Organize os resultados obtidos
em uma tabela cujo modelo é o seguinte:
SOLUÇÕES AQUOSAS DE AÇUCAR INCERTIDO
Concentração (g/ml) 0,000 0,025 0,050 0,100 0,150 0,200
Ângulo de desvio (α)
d) Com os dados da tabela acima, construa o gráfico de L × c. Verifique a linearidade
dos pontos experimentais no gráfico e determine o coeficiente angular da melhor reta de ajuste.
Calcule então, pela lei de Biot, o poder rotatório específico da sacarose pela expressão:[ ] = (coeficiente angular) =
e) Utilizando o gráfico do item estime qual seria o valor do angulo de desvia para
concentrações de 0,07 g/mL e 0,30 g/mL.
f) Limpe todo o material usado e deixe-o em ordem.
EXPERIMENTO 4 - Medições do poder rotatório do açúcar invertido no mel (L-frutose).
O mel é constituído por quantidades variáveis de sacarose e açúcares redutores, com
predominância de frutose (~38%) e glicose (~31%). A frutose do mel é um açúcar do com
atividade ótica do tipo levógira, ou seja, desvia o plano da luz polarizada no sentido anti-horário
(esquerda).
a) Meça com o polarímetro os ângulos desvios ( ão de mel e discuta os
resultados encontrados.
b) Limpe todo o material usado e deixe-o em ordem.
EXPERIMENTO 5 – Inversão da Sacarose (Opcional)
Uma solução de sacarose analisada em um polarímetro revela que ela é dextrorrotória, ou
seja, um feixe de luz polarizada ao atravessar uma solução de sacarose, tem sua direção desviada
para a direita.
A sacarose ao ser hidrolisada leva a formação de dois monossacarídeos: glicose e frutose. A
glicose é dextrorrotatória como a sacarose. A frutose formada logo após a hidrólise, apresenta
a estrutura furanosídica e é dextrorrotatória. A forma furanosídica é instável e passa à estrutura
piranosídica que é mais estável e altamente levorrotatória e predominantemente na mistura
formada.
32
A molécula de glicose formada é dextrógira ([α] = + 52,5º) mas a molécula de frutose é
muito levógira ([α] = - 92,5º)
No processo, ocorre a inversão da rotação óptica da solução inicial, por isso o processo de
hidrólise da sacarose é conhecido como inversão da sacarose. O produto final é conhecido como
açúcar invertido.
Sacarose hidrólise ácida
ou enzimática glicose + frutofuranose frutopiranose(dextrorrotatória)(dextrorrotatória)(dextrorrotatória) (levorrotatória)
Açúcar invertido é uma mistura de glicose e frutose em iguais proporções, resultante da
hidrólise da sacarose. Se a hidrólise não for completa, essa mistura apresenta os três açucares:
sacarose, frutose e glicose.
O açúcar invertido tem uma grande aplicação na industria de alimentos e na industria
farmacêutica. Dada a presença de frutose, ele é mais doce que a solução de sacarosedeu origem.
Por ser uma mistura de açucares, é mais difícil de cristalizar, visto que cristalização é uma
característica de substância polares.
Materiais e Reagentes:
- Solução de Sacarose: 40g de D-sacarose em 100 mL de água destilada.
- Solução ácida: 50 mL de HCl (2 M). Obs. Para o frasco com título de 36-37% a concentração
é de ~ 12Molar.
- Solução básica: 50 mL de NaOH (2 M).
Experimentos Propostos:
a) Colocar água destilada no tubo polarímetro e realizar a leitura. Este será o zero.
b) Solução original à temperatura ambiente.
Determine o angulo de desvio da solução original de D-sacarose à temperatura ambiente
usando o polarímetro.
Anote o valor da temperatura ambiente.
c) Solução original na presença de catalisador (meio ácido) à temperatura ambiente.
Separe 25 mL da solução original e adicione 5 mL da solução de HCl (2 M). Aguarde 10
minutos e adicione 5 mL da solução de NaOH (2 M) para neutralizar. Em seguida resfrie a solução
à temperatura ambiente e determine o angulo de desvio da solução usando o polarímetro.
d) Solução original aquecida à ~100ºC por 10min.
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Separe 25 ml da solução original e aqueça-a 100 ão à
temperatura ambiente determine a angulo de desvio da solução usando o polarímetro.
e) Solução original na presença de catalisador (meio ácido) à ~100 C por 10min.
Separe 25 ml da solução original, adicione 5 mL da solução de HCl (2 M) e aqueça-a 100ºC
por 10min. Após desligar a chama, adicione 5 mL da solução de NaOH (2 M) para neutralizar e
resfria solução à temperatura ambiente. Em seguida determine a angulo de desvio da solução
usando o polarímetro.
f) discuta os resultados encontrados
g) Limpe todo o material usado e deixe-o em ordem.
EXPERIMENTO 6 - Angulo de desvio de solução de aminoácidos D, L e DL. (OPCIONAL)
Repetir procedimento do experimento 1 com aminoácidos D, L e uma mistura de igual
partes.
Atividade Prática nº 6
Reatividade dos Álcoois: Preparação do cloreto de t-butila. Introdução
de Métodos de Separação: Extração e Destilação Simples.
Objetivos:
● Introduzir as técnicas de extração por solubilidade, eliminação de água de produto de síntese
de destilação simples;
● Preparar o cloreto de t-butila numa reação de substituição nucleofílica do t-butanol.
Introdução ao assunto:
Os alcoóis reagem com acido clorídrico, numa reação de substituição, originando os
cloretos de alquila.
ROH HCl RCl H 2O++
Esta reação se processa através da protonação do álcool e formação posterior de um
carbocátion (num mecanismo Sn1), o qual originará o haleto de alquila pelo ataque do íon
cloreto. Em álcool primário a reação se processa preferencialmente pelo ataque do íon à espécie
protonada (num mecanismo Sn2).
Para favorecer a ionizaçao inicial, é comum, nesta reação, acrescentar-se um ácido de
Lewis, como por exemplo, ZnCl2, que aumenta a velocidade da reação.
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Ocorrida uma reação, segue-se o processo de elaboração da reação que consiste na
separação das substancias envolvidas e na purificação do produto obtido. Um dos recursos mais
utilizados para separação do produto em meio liquido é a extração liquido-liquido utilizando um
solvente no qual apenas o produto obtido seja solúvel. Nem sempre isso é possível e o
pesquisador lança Mao de outras técnicas como precipitação, cristalização, destilação,
decantação, ou mesmo cromatografia. Muitas vezes, faz-se necessário um conjunto de medidas
em seqüência como uma marcha química envolvendo lavagens e tratamento com solução acida
ou básica dependendo do meio racional. Geralmente, o produto obtido não se encontra
totalmente puro e, nesse caso o produto ainda terá que ser submetido a algum processo de
purificação. Quando o produto é solido a recristalização constitui uma boa técnica e quando o
produto é um liquido a destilação geralmente é utilizada.
Na reação de preparação do cloreto de ter-butila faremos uso das técnicas de extração
e destilação simples, nos processos de elaboração da reação e purificação do produto.
Materiais e Reagentes:
- funil de separação de 250 mL - espátula
- proveta de 10 mL - suporte universal
- proveta de 50 mL - tubos de ensaio
- erlenmeyer de 125 mL - suporte para tubo
- suporte universal - argola de ferro para funil
- garra tridente para bureta - mangueiras de silicone
- garra tridente para condensador - balão de fundo redondo de 125 mL
- mufas - manta de aquecimento de 125
- condensador reto - alonga de vidro
- cabeça de destilação - funil de vidro simples
- termômetro - álcool butílico terciário
- rolha para termômetro - ácido clorídrico concentrado
- béquer de 25 ou 50 mL - cloreto de cálcio anidro
- bequer de 250 mL - solução de NaHCO3 5%
-proveta de 25 mL - solução de AgNO3 10 %
Procedimentos:
Num funil de separação de 250 mL, coloque 10 mL de álcool t-butilico e 33 mL de acido
clorídrico concentrado. Tampe o funil adequadamente e segure-o de modo que a haste fique
inclinada e voltada para cima (conforme figura 1). Cuidado, não agite o sistema! Libere o gás de
seu interior abrindo delicadamente a torneira. Agite, cautelosamente, a mistura e libere o gás
de seu interior. Continue agitando a mistura, em intervalos, durante 15 minutos, abrindo-se
sempre a torneira, com o funil invertido e inclinado, para diminuir a pressão interna.
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Deixe o funil suspenso num suporte acoplado com anel por alguns minutos até que a
camada inferior ácida fique perfeitamente límpida. Remova a tampa do funil e separe esta
camada, controlando a torneira do funil e recolhendo-a num béquer ou erlenmeyer (veja figura
2)
Coloque 20 mL de água destilada no funil, para lavar a fase orgânica (agite suavemente)
e, novamente, recolha a camada aquosa no béquer ou erlenmeyer. Lave a fase orgânica com 20
mL de NaHCO3 a 5% e novamente com água. Descarte a solução aquosa na pia, sob água
corrente.
Transfira a fase orgânica para um balão de destilação (utilize um funil de haste longa) de
125mL e adicione CaCl2 até que o liquido fique perfeitamente límpido (geralmente a quantidade
de agente secante necessária é pequena, o suficiente para cobrir o fundo do recipiente). O
agente secante CaCl2 dispensa utilização de porcelana na destilação, desde que não esteja
totalmente pulverizado.
Destile o liquido, cuidadosamente, com auxílio de uma montagem apropriada (veja
figura 3). Cuidado, faça a montagem o mais distante possível do aquecimento! Fique atento para
a colocação das mangueiras de água e do termômetro. Deixe a alonga por último e só a coloque
no momento de executar a destilação. Recolha a fração de ponto de ebulição 45°-55°C, numa
proveta que permite a medida da quantidade de liquido obtido (geralmente, inferior a 10 mL).
Logo que terminar a destilação, remova a alonga.
As densidades do álcool (reagente) e do cloreto (produto) deverão ser consultadas em
literatura apropriada para o cálculo do rendimento da reação.
Transfira o produto para um frasco identificado, conforme indicado pelo professor.
Faça o teste de reconhecimento de haletos, na própria proveta utilizando apenas o
resíduo do produto e duas gotas de solução de nitrato de prata, para confirmar a natureza do
produto obtido. A formação de precipitado branco (ou turvação) caracteriza um cloreto de
alquila.
Desmonte o sistema, lave o material e deixe a vidraria “escorrendo” de forma que o
risco de quebra seja menor possível (nunca na parte superior da bancada).
Questões sobre a atividade:
1) Determine o rendimento obtido na reação, procurando antes, em tabelas adequadas,
as densidades do álcool e do haleto de alquila.
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2) Explique a diferença de reatividade abaixo:
CH3
CH3
CH3
OH
CH2
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
Cl
H2SO4 20%
 800c
HCl 37%
250C/30min
Figura 5 – Manuseamento do funil de separação (A) e esquema da montagem do
sistema de separação (B).
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Figura 6 - esquema da montagem para destilação simples.
Atividade Prática nº 7
Destilação sob arraste a vapor
Objetivos:
● Introdução a técnica da destilação por arraste a vapor;
● Isolar componentes essências de plantas através de destilação á vapor.
Introdução do Assunto:
Muita das substancias de interesse industrial, medicinal ou biológico são de origem
natural. Sabores e odores característicos de frutos são, geralmente, provenientes de compostos
orgânicos. O limoneno, o citral e o citronelol são exemplos típicos de constituintes de óleos
essenciais. Pertencem a uma classe de substancias naturais denominadas terpenos, compostos
cujos esqueletos carbônicos são constituídos por unidades isoprenicas (o isopreno, 2-metil-1,3-
butadieno, é um dieno de ocorrência natural) o limoneno é o principal terpeno encontrado em
muitos óleos, incluindo o limão, laranja e mexerica enquanto citral e citronelol são encontrados
no óleo do capim cidreira.
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Esses óleos podem ser obtidos submetendo determinadas partes da planta a uma
destilação por arraste a vapor. O vapor da água passa pela membrana das células e arrasta
consigo substancias (solúveis e insolúveis em água). Uma posterior extração utilizando solventes
orgânicos nos permite separar esses óleos e essências das plantas.
A destilação à vapor é um meio muito utilizado para separação e purificação de
compostos orgânicos. Essencialmente, a operação consiste em volatizar uma substancia, que
seja insolúvel ou muito pouco solúvel em água, passando-se vapor em uma mistura aquosa do
composto. Caso o composto desejado tenha uma pressão de vapor apreciável a 1000C (pelo
menos 5-10 mmHg), ele destilará com o vapor e pode ser separado do destilado, já que é
imiscível em água. A destilação a vapor tem lugar á uma temperatura abaixo do ponto de
ebulição da água e, portanto, em numerosos casos, bem abaixo do ponto de ebulição do
composto desejado.
Dessa forma a destilação a vapor constitui um bom recurso para purificação de
substancias de alto ponto de ebulição, principalmente aquelas que se decompõe ao serem
destiladas a pressão atmosférica.
A destilação a vapor encontra suporte na Lei de Dalton das pressões parciais, na qual
uma mistura de vapores de liquidos (mesmo sendo completamente imiscíveis) terá uma pressão
total correspondente á soma das pressões parciais de cada componente.
Figura 7 – Esquema da montagem de um sistema de destilação por arraste à vapor.
MATERIAL:
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- Condensador reto - mangueiras para condensador
- balão de destilação - perolas de vidro
- balão de fundo redondo - funil de vidro simples
- tubos de vidro curvo - pequenos pedaços de planta
- tubos de látex - Na2SO4 anidro
- alonga de vidro - éter etílico
- proveta de 10 mL - funil de separação
- erlenmeyer - evaporador rotativo
- termômetro - sistema para destilação simples
- garras - reagentes para reconhecimento de funções
químicas
- mufa
- suporte universal
PROCEDIMENTOS
Parte 1: Obtenção do óleo:
Faça a montagem do sistema a ser utilizado na destilação (fig.1).
Corte as partes da planta em pedacinhos fazendo uso de faca ou tesoura (laranja ou
limão, precisão ser descascados devagar para evitar perdas de óleo e as cascas devem sair bem
finas de modo que a polpa, a parte branca, permaneça no fruto). Pese o material antes de
transferi-lo para o balão apropriado. É necessário um mínimo de 50 gramas de planta.
Coloque no balão gerador de vapor um volume de água aproximadamente igual a
metade da sua capacidade (até um pouco acima do meio do balão). No outro balão menor, no
qual passará o vapor, adicione as partes trituradas da planta.
Confira as conexões, introduza uma pequena quantidade de pérolas de vidro e aqueça
o balão gerador de vapor até a água entrar em ebulição. Se o necessário, aqueça
cuidadosamente o segundo balão. Deixe passar vapor através da planta até atingir 50 mL de
destilado no frasco coletor. Recolha pequenas porções (menos de 1 cm de altura) em 3 tubos
de ensaio para testes e continue recolhendo o destilado enquanto ele revelar presença de óleo.
Recolha o volume em um erlenmeyer de 500mL com tampa (200 ou 300 mL, ou até a solução
sair inteiramente límpida). Retire o aquecimento e confirme o volume do destilado.
Proceda aos testes para carbonila, insaturação e álcool. Para isso adicione 3 gotas de
2,4-DNF-Hidrazina a um dos tubos e verifique se há turvação ou formação de precipitado
colorido. Adicione uma gota de KMnO4 a outro tubo e observe se ocorre aparecimento de
precipitado de cor marrom. Adicione 20 gotas de reagente de Lucas ao outro tudo de ensaio e
verifique se há turvação ou modificação na consistência do liquido (pode ser que ocorra
modificação somente após aproximadamente 10 minutos).Rotule o recipiente que contém o destilado para identificar seu grupo e turma, adicione
uma espátula de sal de cozinha e tampe-o adequadamente. Deixe-o em repouso até a aula
seguinte.
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Desmonte o sistema, despreze convenientemente os restos de planta e lave todo o
material.
Parte 2: Extração do óleo:
Transfira o destilado para um funil de separação. Verifique se há formação de duas camadas.
Se isso ocorrer, separe-as, recolhendo a fase aquosa no mesmo erlenmeyer e transferindo a fase
oleosa para um erlenmeyer limpo e seco. Devolva a fase aquosa para o funil de separação,
adicione 10 mL de éter etílico (ou outro solvente orgânico, conforme indicação do professor),
tampe, agite o funil, libere o ar de dentro do funil. Deixe o sistema em repouso, sob um anel,
ate verificar decantação e transfira a fase orgânica para o erlenmeyer (juntando ao óleo).
Repita a extração mais duas vezes juntando duas vezes todas as fases orgânicas (lave
também o erlenmeyer com uma porção de éter). Despreze a fase aquosa e adicione Na2SO4 à
fase orgânica a fim de secá-la.
Transfira a fase orgânica para um balão de fundo redondo de 100 mL com boca esmerilhada
(pese-o antes) e destile o éter em evaporador rotativo. Atende para a temperatura da água do
banho para não haver muita perda de solvente.
Se as quantidades obtidas de óleo forem muito pequenas, talvez seja conveniente destilar
as fases etéreas de mais de um grupo no mesmo balão. Nesse caso, os grupos envolvidos
deverão transferir entre si seus dados para os cálculos do rendimento do processo e da
composição do destilado.
Pese o balão com o óleo para determinar o rendimento do processo. Meça o volume de óleo
obtido (como proveta de 1 a 10 mL) para calcular a composição do destilado.
Faça os testes de reconhecimento de carbonila aldeídica e de insaturação (Fehling e
Br2/CCl4). Para isso, adicione 10 gotas de solução A e também de solução B a um tubo de ensaio,
adicione uma gota do óleo e aqueça cuidadosamente o conteúdo do tudo de ensaio. Verifique
se há modificação na cor de azul para marrom. Transfira o óleo para um vidro apropriado (deixe
um pequeno resíduo na proveta). Remova o resíduo do balão utilizando éter etílico (não mais
que 2mL) e transfira para a proveta. Transfira a solução para um tubo de ensaio, adicione uma
ou duas gostas de solução de bromo e verifique se há desaparecimento da cor do bromo.
Questões sobre a atividade.
1-Determine o rendimento do processo e a composição do destilado.
2- Que grupos funcionais você identificou?
3- Que componente principal você propõe para o óleo, a partir desses grupos?
4- Em que circunstancias a destilação a vapor é recomendada?
Bibliografia Recomendada:
Voguel, Arthur L, Química Orgânica (Analise Orgânica Qualitativa), Vols, 1 e 2.
Shriner, Ralph L, Identificação Sistemas dos Compostos Orgânicos (Manual de Laboratório)
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Atividade Prática nº 8
Preparação e Purificação da Aspirina (AAS)
Objetivos:
 Introduzir técnicas de reação e elaboração através da acetilaçao
 Purificar um produto sólido de reação, por recristalização.
Introdução ao Assunto:
Os fenóis apresentam um hidrogênio acido que determina forte acidez aos
mesmos. Esta acidez, em certas circunstancias, como por exemplo em medicamentos,
é indesejada e deve ser eliminada.
Um dos processos usados para diminuir a acidez de um fenol é fazer-se a sua
acetilaçao, a qual se processa geralmente com anidrido acético em meio acido, acido
acético ou sulfúrico.
O acido acetil salicílico analgésico tradicional é assim facilmente obtido.
HOOC
OH
+
HOOC
OCOCH3
(CH3CO)2O + CH3COOH
Como a reação se processa em meio fortemente acido, uma purificação
posterior deve ser feita e tratando-se de um solido pode-se processar a recristalização
do mesmo.
O principio da recristalização é o de se utilizar um solvente, ou mistura de
solventes, onde o produto seja solúvel a quente e insolúvel a frio. Aquecendo-se a
solução o produto se dissolve e pro resfriamento torna a cristalizar-se. Por outro lado,
as impurezas que o acompanham devem ser totalmente solúveis ou insolúveis tanto a
quente quanto a frio.
Assim, quando se aquece a mistura o produto se dissolve e alguma impureza
insolúvel poderá permanecer visível. Por uma filtração da solução quente eliminam-se
as impurezas totalmente insolúveis. Ao se resfriar a solução, o produto retorna a forma
de cristal e permanecem em solução as impurezas solúveis mesmo a frio. Por uma
nova filtração obtêm-se o produto em maior estado de pureza. Este estado pode ser
verificado pelo ponto de fusão do mesmo.
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Material e Reagentes:
- erlenmeyer de 250 mL - papel de filtro
- erlenmeyer de 125 mL - pisseta
- provetas de 10 mL - placas de petri
- proveta de 50 ou 100 mL - bastão de vidro
- béquer de 100 mL - vidro de relógio
- termômetro - espátula
- béquer 1000 mL - tesoura
- suporte universal - bomba de vácuo
- garra para bureta (para segurar o
erlenmeyer)
- mangueiras
- ácido salicílico
- mufa - anidrido acético concentrado
- anel para funil - ácido sulfúrico concentrado
- funil de vidro - gelo
- kitassato - solução de FeCl3
- funil de Buchner - chapa de aquecimento
- alonga de borracha
Procedimentos
Colocar num erlenmeyer de 250 mL, 2,5g de acido salicílico seco e 7,5g (4,0 mL) de
anidrido acético. Adicionar 2 gotas de acido sulfúrico concentrado e misturar bem.
Aquecer a mistura em banho-maria a 50°-60°C durante 15 minutos, agitando,
cuidadosamente, com bastão de vidro. Se o meio reacional não estiver totalmente
límpido, continue o aquecimento ate 70°C, por 3 minutos. Deixar a mistura esfriar (até
temperatura ambiente) agitando ocasionalmente. Banhar em jato d’água ou em banho
de gelo (perguntar ao professor).
Adicionar 40 mL de água fria á mistura e agitar fortemente. Filtrar o produto cristalino á
vácuo.
Recristalizar a aspirina bruta obtida nesta filtração usando água (cerca de 20 mL)*.
Transferir o sólido para um frasco devidamente identificado (um béquer pequeno) com
tampa improvisada de papel comum.
Testar a água-mãe com FeCl3 para verificar a presença de material de partida. Desprezar
os resíduos em frasco apropriado e lavar todo o material.
Pesar na aula seguinte para cálculo de rendimento.
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Quetões sobre a atividade
1- Calcule a proporção molar dos reagentes e o rendimento da reação. Calcule o
rendimento obtido e analise o resultado.
2- O que ocorreu quimicamente em cada etapa do processo?
3- Explique porque é necessário o uso de H2SO4 concentrado por meio de mecanismo de
reação.
4- Como se pode avaliar ate que ponto a recristalização foi eficiente?
Bibiografia Recomendada:
Pavia, D. L. (2005). Introduction to organic laboratory techniques: a small scale approach,
Brooks/Cole Pub Co.
Shriner, R. L. and H. Macedo Identificação sistemática dos compostos orgânicos: manual de
laboratório, Guanabara Dois.
Solomons, D. (1985). Divisional performance: Measurement and control, Markus Wiener Pub.
Vogel, A. I. "Química Orgânica." Análise Orgânica Qualitativa 2: 423.
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Atividade Prática nº 9
Desidratação de álcoois para obtenção de alquenos
Objetivo: Obtenção do Cicloexeno a partir do Cicloexanol
Introdução ao assunto:
A desidratação de álcoois em meio ácido é um método muito utilizado para a
formação de alcenos, pois utiliza somente quantidades catalíticas de ácido, além de ser
um método prático, rápido, regiosseletiva e de altos rendimentos.
Reação geral:
CH3 CH CH2 OH
OH
CH3 CH CH OH
ácido
Em uma desidratação de álcool o átomo de "H" abstraído está ligado ao carbono
vizinho ao hidroxilado, e a regiosseletividade da reação segue a Regra de Saitsev - "o
hidrogênio removido está ligado ao carbono menos hidrogenado", resultando na
formação do alceno mais substituído e mais estável. Este tipo de reação ocorre em meio
ácido e sob aquecimento.
Um outro método muito utilizado para a obtenção de alcenos é