Apostila Microbiologia

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CENTRO UNIVERSITÁRIO ESTÁCIO DE BELO HORIZONTE 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Apostila de Aulas Práticas 
SDE3898 – Fundamentos de Microbiologia e Imunologia 
 Biomedicina e Enfermagem 
Diurno/Noturno 
 
 
 
 
 
 
 
Professora Responsável 
Valéria dos Santos Carvalho 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Belo Horizonte, Agosto de 2019. 
 
 
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Sumário 
 
Normas de Trabalho durante as aulas práticas no Laboratório de 
Microbiologia..........................................................................................................3 
 
Prática 1. Uso do Microscópio ...............................................................................10 
 
Prática 2. Técnicas de Pipetagem .........................................................................14 
 
Prática 3. Coloração de Gram ...............................................................................18 
 
Prática 4. Averiguação da presença de microrganismos no ambiente e na pele 
............................................................................................................................... 21 
 
Prática 5. Antibiograma .........................................................................................24 
 
Pratica 6. Esfregaço sanguíneo para identificação de células...............................29 
 
Prática 7. Grupos sanguíneos – Sistema ABO .....................................................30 
 
Prática 8. Teste rápido de BhCG ..........................................................................34 
 
Prática 9. Teste rápido de FR e PCR ...................................................................36 
 
Referências ..........................................................................................................38 
 
Anexo....................................................................................................................39 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
 
Normas de Trabalho durante as aulas práticas no Laboratório de 
Microbiologia: 
 
• No início de cada aula, traçar um plano de trabalho considerando o tempo 
necessário para a realização da prática; 
• Trabalhar sempre de maneira ordenada, tranquila, constante e metódica, evitando 
movimentos desnecessários, bem como corrente de ar no laboratório; 
• Limpar e desinfetar as superfícies das mesas, balcões e etc., no começo e no final 
de cada aula prática; 
• Efetuar anotações sobre a aula prática, como os materiais, equipamentos e 
amostras utilizadas; estas anotações serão necessárias para se fazer os relatórios 
de cada aula prática; 
• Identificar as amostras com o nome da equipe, bem como o material a ser 
utilizado, antes de iniciar a prática. As amostras em geral não devem ser 
descartadas até obter-se os resultados; 
• Tocar o material a analisar apenas com materiais estéreis (nunca com as mãos); 
• No caso de derramamento de material contaminado, proceder imediatamente a 
desinfecção e esterilização; 
• Todo o material utilizado na análise, tais como lâminas, pipetas, etc., devem ser 
colocados em recipientes contendo solução desinfetante para descarte; 
• O material utilizado deve receber a seguinte sequência de tratamento (*) 
– Esterilização 
– Lavagem 
– Secagem 
– Embalagem e esterilização 
– Armazenamento 
(*) Porém, os alunos deverão deixar lavados apenas os materiais utilizados durante 
a aula, que não estão contaminados. Os materiais contaminados serão 
esterilizados pela equipe de apoio dos laboratórios. 
• Os cultivos após leitura devem ser esterilizados; 
• Observar a temperatura das estufas e banhos termostatizados, quando forem 
utilizá-los; 
• Ler com atenção o rótulo do produto a ser utilizado; 
• Manipular todos os reagentes e solventes com o máximo de cuidado; 
• Não cheirar reagentes e meios de cultura; 
• Se não for possível trabalhar em fluxo laminar utilizar o bico de Bunsen, entre o 
material a ser analisado e o analista; 
• Deve-se utilizar luvas cirúrgicas descartáveis quando da manipulação de 
microrganismos altamente infecciosos; 
• Se não for utilizar pipetador automático, todas as pipetas deverão ter algodão na 
extremidade de sucção, para evitar contaminação do analista; 
• Seguir as normas de uso dos aparelhos; 
• Flambar alças, agulhas e pinças, antes e após o uso; 
• Deixar o laboratório limpo e organizado ao final de cada aula prática. 
• Colocar o material contaminado (pipetas, espátulas, lâminas e lamínulas) após a 
sua utilização em recipientes próprios contendo desinfetante. 
• Materiais para descontaminação (com cultivo microbiano) devem ser colocados 
antes do descarte em lugar apropriado e previamente identificado. 
 
 
 
 
 
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Normas de higiene e ordem pessoais 
 
• Usar avental ou guarda-pó (jaleco) e, se possível, touca e máscara; 
• Manter no laboratório exclusivamente os materiais necessários aos trabalhos de 
análises; 
• Se for portador de algum ferimento nas mãos, não deve participar dos trabalhos 
de análise. No caso de necessidade extrema, fazer uma boa sanificação das mãos, 
especialmente do ferimento, e utilizar luvas, procedendo também a sanificação das 
mesmas. 
• Lavar e utilizar sanificante nas mãos ao entrar, sempre que for necessário e ao 
sair do laboratório; 
• Não fumar, comer ou ingerir líquidos no laboratório; 
• É proibido o uso de qualquer aparelho de som e imagem, tais como rádios, 
televisões, aparelhos de MP3, reprodutores de CDs e DVDs e telefones celulares, 
entre outros; 
• Evitar tocar o corpo e especialmente os olhos, boca, nariz com as mãos durante 
os trabalhos no laboratório. Em caso de necessidade de fazê-lo proceda à lavagem 
e sanificação das mãos antes e após o ato; 
• É proibido o uso de medicamentos e a aplicação de cosméticos nas dependências 
dos laboratórios. 
• É proibido o manuseio de lentes de contato nas dependências dos laboratórios. 
• Deve-se evitar trabalhar com roupas folgadas, fios, pulseiras ou outro tipo de 
adornos que coloquem em risco a segurança. 
• Não umedecer etiquetas ou outro material do laboratório com a língua; 
• Não utilizar lenços de uso pessoal ou avental para limpar objetos ou instrumentos 
de trabalho no laboratório; 
• Vestuário, livros e outros objetos de uso pessoal, não necessários ao trabalho 
prático, deverão ser colocados em locais apropriados, nunca nas áreas de trabalho. 
• Em aulas práticas, os alunos de graduação só deverão ter acesso ao laboratório 
com a presença do professor responsável, do professor da disciplina usuária ou do 
técnico responsável, e durante o horário de expediente; o professor ou técnico 
deverá permanecer com os alunos durante todo o período de desenvolvimento das 
atividades. Exceções serão admitidas apenas mediante autorização por escrito do 
professor responsável. 
• Os usuários não deverão deixar o laboratório sem antes se certificar de que os 
equipamentos, bancadas, ferramentas e utensílios estejam em perfeita ordem, 
limpando-os e guardando-os em seus devidos lugares, de forma organizada. 
• Utilizar as tomadas elétricas exclusivamente para os fins a que se destinam, 
verificando se a tensão disponibilizada é compatível com aquela requerida pelos 
aparelhos que serão conectados. 
• Em casos de acidentes com ferimentos e cortes, proceder imediatamente a 
lavagem e a desinfecção; 
• Comunicar imediatamente qualquer suspeita de haver contraído uma enfermidade 
no laboratório. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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A) Materiais mais utilizados no laboratório de microbiologia: 
 
1. Alça de inoculação; 
2. Autoclave; 
3. Balanças; 
4. Balão de fundo chato; 
5. Bastão de vidro; 
6. Becker; 
7. Bico de gás; 
8. Cálice; 
9. Chapa elétrica; 
10. Conta-gotas; 
11. Erlenmeyer; 
12. Escova para limpeza de vidrarias; 
13. Espátulas; 
14. Estante para tubos de ensaio; 
15. Estufa; 
16. Esterilizador; 
17. Pisseta ou pissete 
18. Funil; 
19. Lâminas; 
20. Lamínulas; 
21. Microscópio; 
22. Pera; 
23. Pinças; 
24. Pipetas; 
25. Placa de Petri; 
26. Provetas; 
27. Tela de amianto; 
28. Tripé; 
29. Tubos1) ALÇA DE INOCULAÇÃO: 
– Arame de liga metálica e cabo; 
– Transfere por toques leves, a amostra infectada para culturas 
 
2) BALANÇA: 
– Determina a massa de um corpo (“peso’’) 
– Balança analítica elétrica: cuidar com a conservação 
– Balança analítica eletrônica: Estágio mais avançado – décimo do grama ao 
milésimo do miligrama 
 
3) BALÃO DE FUNDO CHATO: 
– Balão de Florence ou Florença; 
– Vários usos; 
– Condicionamento e preparo de meios de cultura; 
 
4) BASTÃO DE VIDRO: 
– Muito usado; 
– Agitação de soluções; 
– Cuidado: não ser danificado nem danificar o recipiente; 
 
5) BECKER: 
– Copo de Becker, copo de Griffin, copo de Berlim; 
– Vários usos; 
– Pesagem e diluição 
 
6) BICO DE GÁS: 
– Chamas de diferentes intensidades; 
– Vários tipos; 
– Bico de Bunsen, Bico de Tirril, Bico de meker; 
 
– Cuidados no acendimento: 
1. Segurar o fósforo aceso acima e ao lado do tubo; 
2. Abrir cautelosamente a torneira de gás; 
3. Chama acesa (ajustá-la): 
• Amarelada e fumacenta: Falta ar 
• Desprendendo do bico: Excesso de gás; 
6 
 
• Bico queimado por dentro: Mistura de ar e gás não está bem regulada – apagar 
imediatamente o bico. 
Esfriar; 
 
Como acender corretamente o bico de gás: 
1. Fechar a entrada de gás; 
2. Abrir o gás e acender a chama; 
3. Abrir o ar até obter uma chama totalmente azulada; 
4. Se a chama não estiver azul e estiver totalmente aberto, diminuir o gás. 
 
 
 
 
 
•Uma alça de inoculação pode ser 
esterilizada colocando-se na chama 
do bico de Bunsen por alguns 
segundos. 
•Quando a alça de inoculação é 
colocada na chama, gotículas podem 
ser formadas, resultando em 
propagação de organismos vivos. 
•Para prevenir, deve-se colocar a alça 
primeiramente na porção mais fria 
(combustão incompleta) da chama e 
só depois colocá-la na parte mais 
quente (combustão completa). 
 
 
 
 
 
7) CÁLICE: 
– Copo de precipitação ou sedimentação 
– Usado em decantação ou substâncias quando em suspensão 
 
8) CHAPA ELÉTRICA: 
– Fonte de calor (resistência elétrica); 
– Protegida por material refratário (ex. Amianto); 
– Uso: Aquecimento de substâncias inflamáveis 
 
9) CONTA – GOTAS: 
– Colorações 
 
10) ERLENMEYER: 
– Aquecer substâncias; 
– Boca estreita: substâncias voláteis ou inflamáveis (Vantagens sobre o Becker) 
– Agitação / destilação 
 
– Acondicionar meios de cultura 
11) ESCOVA PARA LIMPEZA DE VIDRARIAS: 
– Cuidado: evitar atrito entre sua parte metálica e o material a ser lavado 
 
12) ESPÁTULA: 
– Pesagem de sólidos e pastosos; 
– Aço inoxidável, níquel, porcelana, madeira, osso, plástico. 
 
 
(-) LARANJA 
(+) AZUL 
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13) ESTANTE PARA TUBOS DE ENSAIO: 
– Suporta tubos na posição vertical; 
 
14) ESTUFA: 
– Estufa para cultura bacteriológica e estufa para secagem e esterilização de 
materiais; 
– Parede dupla: Interna – chapa de aço com anticorrosivo 
Externa – aço ou madeira de lei 
– Isolamento térmica: lã de vidro entre as paredes 
– Regular a estufa 
– Vidraria: 
– Impecavelmente limpa e escorrida; 
– Boca dos frascos sempre para cima; 
– Retirar tampas; 
– Retirar qualquer parte de plástico; 
– Arrumar de maneira que não caia ou role quando abrir a estufa; 
– Os tubos de ensaio devem ficar na estante; 
– Feita a secagem, desligar a estufa e guardar a vidraria. 
 
15) FRASCO LAVADOR, PISSETA OU PISSETE: 
– Colocar água 
 
16) FUNIL: 
– Transposição de substâncias 
– Filtração 
– Haste: longa – maior rapidez de filtração; curta: menor rapidez de filtração 
 
17) LÂMINA: 
– Usada em microscopia 
– Deve estar limpa e desengordurada para ser utilizada; 
 
18) LAMÍNULA: 
– Dá cobertura ao material colocado sobre a lâmina; 
 
19) MICROSCÓPIO 
 
20) PERA DE BORRACHA: 
– Uso: sopro ou sucção 
– Ex. Pipetar ácidos 
 
21) PINÇAS: 
– Uso variado 
– Madeira: tubos de ensaio levados ao fogo; 
 
22) PLACAS DE PETRI: 
– Par de placas 
– Acondiciona meios de cultura; 
 
23) PIPETAS: 
– Graduadas ou volume fixo 
a) escoamento total 
b) escoamento parcial 
– volumétricas ou transferidoras 
_ Micropipetas. 
 
8 
 
24) PROVETA: 
– Medir volumes sem grande previsão 
 
25) TELA DE AMIANTO: 
– Tela de arame com cimento à base de amianto 
– Amianto: distribui o calor uniformemente; 
 
26) TRIPÉ: 
– Sustentam recipientes que devem ser aquecidos com o bico de Bunsen 
 
27) TUBOS: 
– Uso variado 
– Diâmetro e comprimento variam 
 
 
PROVETAGEM: 
– Proveta: cilindro graduado / medir volumes 
– Não é utilizado para volumes com alta precisão 
– Calibração à 20C 
– Substância – Becker – proveta 
– Becker – bastão de vidro – proveta (paredes) 
– Graduação 
 
LEITURA: 
1. Analisar a proveta (capacidade, subdivisões) 
2. Medida desejada – parte inferior do líquido – menisco – solução transparente; 
3. Parte superior do menisco – substância opaca 
4. Leitura: menisco à altura dos olhos do observador; 
Obs. – A proveta deverá estar de repouso, se segurar com as mãos a leitura é 
incorreta. 
 
PIPETAGEM: 
1. Mergulhar a pipeta limpa e seca na solução (a ponta não deve tocar o fundo, 
nem ficar muito na superfície) 
2. Sucção: até acima do volume desejado 
3. Controlando com o dedo indicador ajustar o volume desejado (menisco) 
4. Retirando o dedo o volume escoa rapidamente 
OBS. 
– Nunca pipetar líquidos corrosivos ou venenosos com a boca e sempre com a 
pera; 
– Ao encher a pipeta deixar sempre a ponta da mesma abaixo da solução; 
– A ponta da pipeta deve ficar em contato com a parede interna para o volume 
escoar completamente; 
– Uma pequena quantidade sempre permanece na ponta da pipeta – previsível 
 
AUTOCLAVE: 
– Vários modelos: horizontais, verticais, gás, vapor; 
– Laboratórios de microbiologia: 
– Caldeira cilíndrica de paredes resistentes; 
– Tampa com borracha: perfeita vedação 
– Interior: suporte para cesta metálica; 
– Fundo: espaça – água (onde fica mergulhada a resistência) 
– Tampa: orifício de escapamento, válvula de segurança e manômetro (pressão e 
temperatura) 
Obs. Ar residual – forma uma película no material, evitando a penetração do calor 
9 
 
- O vapor tem ação esterilizante pois se condensa na superfície fria dos objetos 
cedendo-lhes seu calor latente. 
 
 
 
 
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Prática 1: Uso do Microscópio Óptico (Luminoso) 
 
A) ROTEIRO TEORIA: 
 
Microscópio Luminoso: 
• Partes Mecânicas: base ou pé, platina, presilhas, charriot, revólver, canhão, 
botões macrométrico e micrométrico, botões de controle coaxiais x e y, 
condensador, diafragma, botões do condensador, botão de abertura do 
diafragma. 
• Lentes oculares 
• Lentes objetivas 
• Objetiva de imersão (Óleo de imersão) 
• Poder de resolução do microscópio (comprimento de onda da luz) 
 
B) RESUMO TEORIA: 
 
1) Microscopia Luminosa (Microscópio Luminoso ou Óptico): 
- Produz ampliação máxima de cerca de 1000 vezes o tamanho original da 
amostra 
- Possui dois tipos de lentes: Objetivas e Oculares 
- São obtidas ampliações com poder de resolução de até 0,25 mícron (μm). A 
ampliação do microscópio é limitada pelo seu poder de resolução. 
1.1) Poder de Resolução: 
- Consiste em distinguir dois pontos vizinhos, mostrando-os como detalhes 
separados e não como borrão ou soma de duas imagens; 
-Partículas colocadas a uma distância menor que 0,25 μm entre se são vistas 
como uma partícula só. 
1.2) Aumento Total do Microscópio Óptico: 
- É determinado pelo fator de ampliação da objetiva e o fator de ampliação da 
ocular, como mostra a tabela abaixo: 
 
Designação da objetiva Ampliação da objetiva Ampliação da ocular Ampliação 
total 
 
Baixo poder 5 10 50 
Médio poder 10 10 100 
Alto poder 40 10 400 
Imersão 100 10 1000 
 
1.3) Partes do Microscópio Luminoso: 
- Base ou pé: apoio para a parte óptica; 
- Platina: local onde se põea lâmina contendo o material para análise; 
- Espelho ou fonte de luz (lâmpada de halogênio) 
- Condensador e diafragma: concentram os raios luminosos sobre a lâmina e o 
material em exame; 
- Tubo ou canhão: contém as lentes oculares e o revólver; 
- Revólver: peça giratória na qual se prendem as lentes objetivas; 
- Objetivas: ampliam a imagem do material observado. Gira-se o revólver da 
objetiva de menor aumento para a de maior poder de ampliação. 
- Objetiva de imersão: é a objetiva de maior aumento, caracterizada por um anel 
fino em sua extremidade; 
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- Óleo de imersão: colocado entre a lâmina e a lente. O uso deste óleo permite 
que se captem os feixes de raios luminosos que seriam desviados pelas 
superfícies da lâmina e ar. 
- Lentes oculares: amplia a imagem já ampliada pelas objetivas; 
- Botões macrométrico e micrométrico: aproximam ou afastam a platina com a 
lâmina da objetiva para proporcionar um bom foco; 
- Macrométrico: faz aproximações e afastamentos amplos; 
- Micrométrico: faz aproximações e afastamentos pequenos; 
 
 
 
 
C) ROTEIRO PRÁTICA: 
1. Observar as lâminas em objetivas de 5, 10 e 40 vezes 
2. Observar as lâminas em objetiva de imersão 
 
PROCEDIMENTO: 
 
Procedimento Geral: 
1. Ligar o cabo elétrico na tomada. 
2. Ligar a lâmpada. 
3. Colocar o preparado no microscópio. 
4. Ajustar a distância interpupilar e a dioptria. 
5. Colocar a objetiva de 10x no trajeto de luz. 
6. Encostar o condensador na lâmina. 
7. Regular a intensidade luminosa com o botão de ajuste correspondente, 
quando existir este dispositivo. A intensidade luminosa deve ser ajustada para 
cada tipo de objetiva. Quanto maior a capacidade de aumento, maior será a 
necessidade de iluminação. 
8. Colocar a lente auxiliar em posição, nos microscópios com este dispositivo. 
9. Fixar o preparado microscópico, montado em lâminas perfeitamente limpas, 
no "charriot" e colocar na posição desejada por meio dos controles coaxiais 
(Controles nas coordenadas X e Y). 
10. Focalizar com o macrométrico. 
11. Realizar a focalização fina com o controle micrométrico. 
12. Movimentar o controle micrométrico para evidenciar estruturas existentes em 
vários níveis do preparado. 
13. Movimentar toda lâmina através dos controles coaxiais de modo regular até 
encontrar a estrutura procurada. 
12 
 
14. Se necessitar de maior aumento, colocar as lentes correspondentes em 
posição e focalizar. 
NOTA: A lente frontal do condensador deverá estar na sua posição mais alta 
para que se possa aproveitar toda a sua capacidade. 
 
Observação com aumento de 10x e 20x: 
– Geralmente utilizada para organismos grandes como helmintos e seus ovos e 
para focalização de lâminas. 
 
Observação com aumento de 40x: 
– É possível a observação de alguns organismos maiores ou células neste 
aumento. 
– É utilizado para pré-focagem do campo, pois torna mais cômoda a focalização 
fina com a objetiva de 100x. 
– Para observação com este aumento é necessário a utilização de lamínulas. 
– A espessura da lamínula não deve ultrapassar a 0,17 mm Esta medida vem 
gravada na objetiva de 40x. 
– A espessura da montagem da peça (corte histológico ou esfregaço mais meio 
de montagem e lamínula) deve ser o mais fina possível. 
– A espessura excessiva interfere na formação da imagem devido à difração da 
trajetória do feixe luminoso. 
 
Observação com aumento de 100x (em óleo de imersão) 
- É necessário utilizar óleo de imersão para que os raios luminosos não sejam 
desviados pela camada de ar entre a lente e a lâmina. 
- Focalizar o preparado com a objetiva de 40x; 
- Colocar uma gota de óleo de imersão sobre o preparado (o óleo de imersão 
deve apresentar índice de refração ne = 1,518 e de dispersão de g = 43); 
- Colocar a objetiva de imersão (100x) em posição; 
- Encostar a lente frontal da objetiva no óleo por meio da manipulação dos 
controles coaxiais do "charriot"; 
- Focalizar através do controle micrométrico. 
 
UTILIZAÇÃO DE LÂMINAS E LAMÍNULAS 
 
As lâminas devem ser transparentes, livres de manchas e devem medir um 
milímetro de espessura. As lamínulas devem medir 0,17 mm de espessura para 
permitir a formação de uma boa imagem. 
• Preparo: 
- Lavar as lâminas e lamínulas com detergente comum, esfregando uma a uma; 
- Enxaguar em água destilada duas vezes para retirar os resíduos; 
- Secar e manter em frascos com álcool etílico comercial até o momento do uso. 
 
• Descarte: 
- As técnicas de coloração nem sempre são suficientes para inativar o organismo 
presente na lâmina ou lamínula. 
- As lâminas e lamínulas devem ser tratadas como as demais vidrarias de 
laboratório, depositadas em frascos contendo desinfetante após o uso e 
descartadas por meio de tratamento pelo calor úmido. 
 
13 
 
CUIDADOS COM O MICROSCÓPIO 
 
Durante o uso: 
• Nunca soprar as lentes para retirar a poeira, pois micropartículas de saliva 
podem se depositar nas lentes. 
• Nunca usar lenços faciais para limpeza de lentes pois estes podem conter 
filamentos de vidro que riscam a lente. Poderão ser usados tecido de linho ou 
algodão hidrófilo. 
• Seguir rigorosamente as instruções do fabricante do equipamento quanto ao 
uso de solventes para a limpeza. 
• Nunca usar álcool para limpeza de lentes, pois a cola usada na montagem das 
mesmas é frequentemente solúvel em álcool. 
• Limpar o óleo residual das objetivas ao final de cada uso com algodão hidrófilo, 
ou uma flanela macia, umedecido em xilol ou em éter-acetona 1:1. 
• Nunca deixar os orifícios de conexão das objetivas e oculares abertos. 
• Mantê-los fechados por plug de proteção adequados ou com as próprias 
oculares ou objetivas. 
• Não tocar nas lentes com as mãos. 
• Somente usar óleo de imersão que atenda a especificação estabelecida pelo 
fabricante. 
• Nunca usar óleo de imersão para trabalhos com objetivas que não sejam de 
imersão. Estes óleos danificam as substâncias de montagem destas objetivas. 
• Os microscópios devem ser colocados em superfícies isentas de vibrações e 
não são recomendadas mudanças de localização. 
 
Limpeza: 
Corpo: 
– Usar álcool ou uma flanela levemente umedecida com água para limpeza do 
corpo do microscópio. 
– Quando usar a flanela úmida, secar imediatamente com uma flanela seca. 
– Lubrificar as partes móveis com lubrificante derivado do petróleo, como a 
vaselina, ou outro lubrificante recomendado pelo fabricante. 
 
Lentes e partes óticas: 
– Retirar a poeira usando ar expulso por bulbo de borracha. 
– Para limpar as lentes, usar tecido especial para limpeza de lentes levemente 
umedecido em solução limpadora (ex.: Kodak), específica para lentes de 
microscópios e equipamentos óticos. 
– Resíduos de corantes podem ser retirados com algodão hidrófilo embebido em 
xilol. 
 
Atividades: 
1- Como é constituído o sistema de ampliação de um microscópio? 
2- Se você estiver observando uma estrutura ao microscópio óptico em que a 
ocular fornece aumento de 10 vezes e a objetiva de 25 vezes, em quanto estará 
sendo aumentado o seu objeto de estudo? 
3. Explique de forma simplificada, o que se consegue analisar utilizando um 
microscópio de campo claro e um microscópio de contraste de fase. 
 
 
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Prática 2: TÉCNICA PARA A UTILIZAÇÃO DE PIPETAS 
 
1. Objetivos: 
 
Ensinar as técnicas corretas para a utilização de pipetas graduadas de vidro e 
pipetas automáticas, visando facilitar a execução dos protocolos experimentais 
que serão realizados durante a disciplina. 
Pipetar volumes determinados repetidas vezes para observar o coeficiente de 
variação. 
 
2. Material por bancada: 
 
2 pipetas graduadas de 10,0 mL 
2 pipetas volumétricas de 10,0 mL 
1 pipeta automática de 10 μL 
1 pipeta automática de 1000 μL 
1 Pipetador PI-PUMP 
1 caixa de Ponteiras de 0-10 e de 10-1000 μL 
1 Pipeta de Pasteur 
1 Pera 
2 Estantes para tubos de ensaio 
10 Tubos de ensaio 
6 béqueres pequenos (50,0 mL) 
1 frasco grande de Solução de KMnO4 (Permanganato de Potássio) a 10% (p/v) 
2 Frascos com água destilada 
 
3. Aprendendo a utilizar as pipetas 
 
Graduadas:-pipeta, pressionando a marca superior. 
-pipeta. 
 
ara que a solução seja aspirada, vagarosamente, até 
um pouco acima da marca zero. Não se esquecer de observar o menisco. 
absorvente. 
rca lateral da pró-pipeta, para 
acertar o menisco na marca zero da pipeta. 
 
-pipeta da pipeta. 
 A – VÁCUO (esvaziar) 
 
 
S - ASPIRAR 
E – LIBERAR 
15 
 
MANUAIS 
• Pipeta Graduada: Possui graduações ao longo de sua estrutura que possibilita 
a sucção de variadas quantidades de líquido. A mesma não pode ser aquecida 
e é utilizada para a medição de pequenos volumes e volumes variáveis pré-
determinados – não são consideradas exatas para medir amostras e padrões. 
De uma maneira mais detalhada, esse tipo de pipeta consiste de um tubo de 
vidro graduado uniformemente em seu comprimento. Há dois tipos: 
– Pipeta graduada de escoamento parcial: calibrada entre duas marcas, 
apresenta no topo duas linhas coloridas; 
– Pipeta graduada de escoamento total (sorológica): esta é graduada até a 
extremidade inferior e apresenta no topo uma linha colorida. 
 
 
 
 
Pipeta Volumétrica: Esse modelo possibilita o transporte de apenas uma 
determinada quantidade de volume – possui um bulbo cilíndrico contendo um 
tubo estreito em cada extremidade, e a marca do volume fica gravada na parte 
superior do tubo. Também não pode ser aquecida devido a sua grande precisão 
de medida. 
 
 
 
 
Automáticas 
 
 
promover a aspiração. 
-a pressionada, introduzir a ponta da ponteira na solução a ser 
pipetada. 
ponteira, liberar a solução ainda no frasco. 
16 
 
o polegar a ponta da pipeta até o primeiro estágio, 
para promover a aspiração. 
absorvente. 
estágio. 
 
 
 
Pipeta de Pasteur: Conformação bem simples geralmente produzida em 
plástico e são descartáveis, criada pelo médico francês Louis Pasteur. Não 
apresenta abertura no topo, apenas em sua base para entrada de líquido. Possui 
um “balão” que, quando pressionado, expele o ar para o exterior da pipeta e 
posteriormente o líquido é sugado para o interior. 
 
 
 
 
 
4. Procedimentos experimental (individual) 
 
a) Pipetar em um tubo de ensaio 4,5 mL de água + 0,2 mL de KMnO4. 
Identificar o tubo e Comparar o valor obtido com os dos colegas de grupo e com 
valores fornecidos pelos professores. 
 
Repare se a faixa de volume atenderá a demanda e atente-se para não confundir 
as unidades de medida do volume: 
– μL = microlitro; 
– mL = mililitro 
– 1 mL = 1.000 μL. 
17 
 
Utilize a pipeta sempre na vertical. Quando for observar o menisco – marcação 
de um liquido em um recipiente, contendo um determinado volume – os olhos 
devem estar posicionados na altura do mesmo, conforme imagem abaixo: 
 
 
• Jamais pipete com a boca – utilize sempre um dispositivo para auxiliá-lo. 
• Utilize pipetas limpas e secas. 
• Utilize pipetas com volume total o mais próximo possível do volume a ser 
medido. 
• O fluxo do líquido deve ser contínuo (tanto na aspiração, quanto na 
dispensação). 
Erros mais comuns ao pipetar: 
• Não encaixar a ponteira corretamente; 
• Remover a ponteira antes da completa aspiração; 
• Trabalhar muito rápido; 
• Pressionar e soltar o botão de maneira rápida; 
• Não pré-enxaguar a ponteira; 
• Ângulo incorreto na pipetagem; 
 
 
 
ATIVIDADES: 
 
1) Qual dessas pipetas é a mais precisa? 
2) Por que usamos vidraria nos laboratórios e não materiais plásticos? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
18 
 
Prática 3: Coloração de Gram 
 
 
1. Princípio 
 
A coloração de Gram foi desenvolvida em 1884, por Hans Christian Gram. É um 
dos procedimentos de coloração mais utilizados dividindo as bactérias em dois 
grandes grupos: as bactérias Gram positivas, ou Gram (+), e as bactérias Gram 
negativas, ou Gram (-). Nesse procedimento, o esfregaço fixado pelo calor é 
coberto por um corante básico violeta, geralmente, o cristal violeta. O corante 
confere cor violeta a todas as células e é denominado corante primário. Após um 
curto período de tempo, o corante violeta é removido e o esfregaço coberto com 
lugol (I2+ KI), um mordente que fixa o corante aos componentes celulares. 
Quando o mordente é lavado os dois tipos de bactérias, Gram (+) e Gram (-), 
aparecem com uma cor violeta escura ou roxa. Em seguida, a lâmina é lavada 
com etanol ou com solução etanol-acetona. Esta solução, chamada de solução 
de descoloração, remove a cor violeta de algumas espécies de bactéria, mas 
não de outras. Após a remoção do excesso do álcool, a lâmina é recoberta com 
um segundo corante básico (fucsina com cor rósea). O esfregaço é lavado 
novamente e, depois de retirado o excesso de água com um papel de filtro, 
observado ao microscópio. 
Na primeira coloração, todas as células coram-se em violeta ou roxo. As 
bactérias que retém a cor violeta após o tratamento com álcool são classificadas 
como Gram (+) e as bactérias que perdem a coloração violeta são classificadas 
como Gram (-). Como essas últimas perdem a coloração violeta com o 
tratamento com álcool, elas não poderão ser facilmente observadas. Por isso a 
fucsina (um corante básico) é aplicada ao esfregaço, corando essas bactérias 
com coloração rósea. Surge daí o nome de contracorrente para o segundo 
corante (fucsina). 
Como as bactérias Gram + retêm a cor violeta, elas não são afetadas pela 
coloração rósea da fucsina. Diferenças estruturais na parede celular das 
bactérias Gram (+) e Gram (-) afetam a retenção ou a liberação do complexo 
cristal Violeta-mordente. 
Entre essas diferenças destaca-se a espessa camada de peptideoglicano, 
parede celular das bactérias Gram (+). Ao contrário, a parede das bactérias 
Gram (-) mostra-se delgada e inclui a membrana externa rica em 
lipopolissacarídeos (LPS), não encontrado na parede das bactérias Gram (+). 
 
Soluções: Kit de Gram 
 
-Violeta de Genciana: Cristal violeta (1 g), Ácido Fênico (2g), Álcool Absoluto (10 
ml) e Água Destilada (100 ml). 
- Lugol: Iodo (1 g), Iodeto de Potássio (2 g) e Água destilada (300 ml). 
- Álcool-acetona: Álcool etílico (800 ml) e acetona (200 ml) 
- Fucsina Diluída: Fucsina (0,25 g em 10 ml álcool etílico) e Água destilada (90 
ml). 
 
 
 
 
19 
 
Materiais (POR BANCADA): 
 
- 2 Estantes para tubos de ensaio 
- 1 caixa de Lâminas para microscopia 
- 1 Suporte por pia para coloração de lâminas 
- 2 Alças de platina 
- 2 Bicos de Bunsen 
- 1 caixa de Fósforo 
- 3 Microscópios 
- 3 Óleos de Imersão 
- 3 placas com Cultura de bactérias 
 
 
Prática 
 
a. Esterilizar a alça de platina na parte mais quente da chama do bico de Bunsen 
(limite da chama azul) até incandescer, formando um ângulo de 450C. 
b. Preparo do esfregaço de culturas de bactérias: Colocar uma gota (ou 
colônia) de cada uma das culturas bacterianas (Escherichia coli, Bacillus subtilis, 
Staphylococcus aureus e Streptococcus mutans) sobre uma lâmina de vidro, 
misturar gentilmente com o auxílio da alça (um micro-organismo para cada 
lâmina). 
Esperar secar o esfregaço. Fixar o esfregaço pelo calor flambando rapidamente 
a lâmina. Esperar esfriar a lâmina para não ocorrer a cristalização do corante. 
c. Técnica da coloração de Gram: 
1. Colocar o corante Violeta de Genciana sobre o esfregaço e deixar em repouso 
por 1 minuto. 
2. Escorrer o corante da lâmina. Não lavar a lâmina com água. Adicionar a 
solução de lugol em quantidade suficiente para cobrir todo o esfregaço. Esperar 
por um minuto. 
3. Escorrer o lugol da lâmina e em seguida lavar com água. 
4. Descorar o esfregaço gota a gota com álcool-acetona por 15 segundos. Não 
gotejar diretamente sobre o esfregaço. 
5. Corar o esfregaço com fucsina diluída e esperar por 1 minuto. 6. Lavar a 
lâmina com água corrente e secar com papel de filtro. Não esfregar a lâmina com 
o papel. 
d. Visualizar o material utilizando o microscópio ótico. Observe e anote a 
coloração e morfologia das bactérias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
Observação e anotação dos resultados 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 E. coliBacillus sp. Staphylococcus sp. Streptococcus sp. 
 
Descrição dos resultados: Exemplos 
1) Bactéria Gram negativa 
2) Bactéria Gram negativa 
3) Bactéria Gram positiva 
4) Bactéria Gram positiva 
 
 
QUESTÕES PARA O RELATÓRIO 
 
1. Descreva a estrutura e composição da parede celular das bactérias Gram-
positivas e Gram-negativas. 
2. Explique o fundamento da técnica da coloração de Gram. Qual a etapa crucial 
na execução da coloração de Gram. 
3. Desenhe e Descreva cada tipo de bactéria visualizada na aula prática: 
 
Pergunta a ser respondida pelo grupo 
 
1 – Durante a aula prática você teve oportunidade de utilizar microscópios óticos 
convencionais (microscopia de luz) para observar a forma e a reação frente a um 
procedimento de coloração de diferentes espécies de bactérias. Que outras 
técnicas de microscopia são empregadas no estudo de bactérias? Cite pelo 
menos duas técnicas e comente sobre o princípio de ação de cada uma delas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
Prática 4: Averiguação da presença de microrganismos no ambiente e na 
pele 
 
INTRODUÇÃO 
O meio aquático foi, provavelmente, o ambiente de origem dos microrganismos 
que, posteriormente, se especializaram e colonizaram o ambiente terrestre. 
Hoje, eles são encontrados em toda parte, em suspensão ou assentados com 
poeira em várias superfícies. Como os microrganismos estão presentes nas 
partículas de poeira, são passíveis de entrar no organismo do indivíduo cada vez 
que se respira. O ar deposita-se nos cabelos, nas roupas, na pele e nas 
mucosas. Do ar passam para o alimento e para a bebida. Felizmente, na sua 
maioria, os microrganismos são inócuos ou benéficos. São relativamente poucos 
os que causam prejuízos ao homem. 
As mãos, constituem um dos elos mais importantes na cadeia da infecção 
cruzada. A quantidade de microrganismos constituintes da microbiota normal da 
pele deve ser reduzida, de modo a eliminar possíveis microrganismos 
patogênicos aí presentes. 
 
OBJETIVOS 
 Averiguar a presença de microrganismos no ambiente e na pele; 
 Averiguar o efeito da higienização das mãos: Observar a presença de 
bactérias nos dedos dos alunos em 3 diferentes momentos: sujos, limpo 
com água e sabão e com álcool 70%. 
 
MATERIAIS: 
Placa de petri com Agar 
Observar o aparecimento de colônias isoladas nas placas de Agar 
 
 
PROCEDIMENTO 
A. - Verificação de contaminação ambiental 
1. Remover a tampa de uma placa de Petri com ágar nutriente e expô-la em uma 
determinada condição de sua preferência. 
colocar a placa sobre o parapeito da janela e remover a poeira ao redor com um 
pano. 
agitar vigorosamente os cabelos em direção à superfície da placa; 
superfície do ágar; 
2. Utilizar como controles uma placa com meio estéril fechada e outra aberta, por 
cerca de 60 segundos, próximo ao bico de Bunsen aceso; 
3. Abrir um dos tubos de caldo nutriente, deixando-o aberto ao ambiente por 
alguns minutos; 
4. Identificar as placas e os tubos; 
5. Fazer a incubação das placas e dos tubos à temperatura ambiente por 7 dias. 
As placas devem ser incubadas invertidas, para evitar que o meio se desidrate 
e que água de condensação caia sobre a superfície do meio; 
6. Após o período de incubação, anotar a presença e a diversidade morfológica 
das colônias microbianas que cresceram sobre a superfície do ágar. 
22 
 
 
B- Experimento de Price 
1. Dividir o fundo da placa de Petri com ágar em três partes, com lápis marcador, 
e identificar a placa. 
2. Retirar um swab (zaragatoa) do tubo com assepsia e umedecê-lo em salina 
estéril; 
3. Esfregar sobre a pele da palma da mão; 
4. Semear em um terço da placa de ágar, identificando-o como “mão sem lavar” 
5. Lavar as mãos com detergente, vigorosamente, em todas as superfícies, 
durante 5 minutos; 
6. Pegar outro swab esterilizado, umedecê-lo com salina e esfregá-lo nas palmas 
das mãos lavadas; 
7. A seguir, semear o segundo swab em um terço da placa, identificando-o como 
“mãos lavadas”; 
8. Desinfetar as mãos pré-lavadas com álcool iodado (durante 1 minuto) ou 
álcool a 70% (também durante 1 minuto); 
9. Pegar outro swab esterilizado, umedecê-lo com salina e esfregá-lo nas palmas 
das mãos lavadas e desinfetadas; 
10. Semear na terceira parte do meio de cultura e identificá-la como “mãos 
desinfetadas”; 
11. Realizar a incubação a incubação a 37°C, por 48 horas, e fazer a leitura. 
 
EXERCÍCIOS DE FIXAÇÃO 
 
1. Em relação às placas com ágar nutriente (ar, pele, cabelo e respiração), 
enumere e caracterize as colônias que cresceram na superfície das 
placas, quanto a tamanho, cor e forma. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 AR RESPIRAÇÃO PELE OU CABELO 
 
 
Placa Número Cor Forma Tamanho 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2. Em relação às placas com ágar sangue, esquematize o resultado obtido 
com a experiência de Price. 
 
 
 
23 
 
Nome do aluno Mãos sem lavar Mãos lavadas Mãos 
Desinfetadas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3. Qual a utilidade do bico de Bunsen no laboratório de microbiologia? 
 
 
4. O que ocorreu com os controles? Justifique os resultados e tire suas 
conclusões sobre essa aula. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
24 
 
Prática 5. Antibiograma - Teste de sensibilidade dos microrganismos aos 
agentes antimicrobianos 
 
Agentes quimioterápicos são agentes químicos utilizados no tratamento de 
doenças infecciosas. Seus modos de ação implicam na interferência com o 
metabolismo microbiano sem causar efeito lesivo à célula hospedeira. 
 
Antibióticos - São sintetizados e secretados por certas bactérias, actinomicetes 
e fungos que matam ou inibem o crescimento de outros microrganismos. 
Atualmente, alguns antibióticos são sintetizados ou modificados em laboratórios, 
contudo, originam-se dos organismos vivos. 
 
Exemplos: 
Ampicilina- Impede a incorporação do ácido murâmico no componente 
mucocomplexo da parede da célula, inibindo assim, a síntese da parede celular. 
Estreptomicina - Tem afinidade pelos ribossomos bacterianos, causando erros 
de leitura no códon do mRNA, interferindo assim, na síntese proteica. 
Cloranfenicol - Tem afinidade pelos ribossomos bacterianos, impedindo a 
formação da ligação peptídica entre os aminoácidos durante a síntese proteica. 
Tetraciclina - Tem afinidade pelos ribossomos bacterianos, impedindo a ligação 
de hidrogênio entre o anticódon no complexo aminoácido-tRNA e o códon no 
mRNA durante a síntese proteica. 
 
Agentes ou drogas sintéticas são agentes quimioterápicos sintetizadas em 
laboratório. 
 
Exemplos: 
Sulfadiazina (sulfanamida) - tem o efeito de inibição competitiva. Isto é, o 
componente ativo da droga, age como um antimetabólico que compete com um 
metabólito essencial, o ácido p-aminobenzóico (PABA), durante a síntese do 
ácido fólico na célula bacteriana. O ácido fólico é uma coenzima celular essencial 
para a síntese de aminoácidos e purinas. 
 
Antibiograma: Método de Difusão em ÁGAR (Método de Kirby-Bauer) 
O antibiograma é um teste que permite a verificação “in vivo” da sensibilidade de 
uma bactéria aos antibióticos. Esta sensibilidade é demonstrada pela zona ou 
halo de inibição de crescimento que se forma em volta do disco de antibiótico. 
De acordo com o DIÂMETRO do halo de inibição diz-se que a bactéria é sensível 
ou resistente ao antimicrobiano testado. 
 
Material (POR BANCADA): 
Culturas bacterianas crescidas por 18 horas (105 células por mL); 
Placas com meio de cultura Müller-Hinton; 
Embalagem com Discos de antibióticos; 
2 swabs e 2 pinças esterilizados; 
- 2 Bicos de Bunsen; 
- 1 caixa de Fósforo 
- 2 Estantes para tubos de ensaio 
- 2 frascos de Solução Fisiológica 
- 2 Tubos de ensaio com tampa de rosca 
25 
 
- 4 Tubos de ensaio 
 
 
Procedimento: 
 
1) Com a alça de semeadura, transferir 3 a 4 colônias (teste indireto) com a 
mesma morfologia e inocular em 2,0 a 3,0 mL de solução fisiológica estéril, caldo 
MH ou caldo TSB. Esperar 15 minutosobservando a turbidez da solução. Utilizar 
como referência de turbidez o tubo 0,5 da escala de McFarland. 
Escala de McFarland • Padrão de turvação utilizado para determinar a 
intensidade de multiplicação bacteriana em meios de culturas líquidos • O grau 
de turvação indica a concentração das bactérias. • O método consiste em uma 
escala de onze tubos 0,5 a 10 com diferentes quantidades de cloreto de bário e 
ácido sulfúrico para se obter diferentes concentrações de sulfato de bário. 
 
 
 
2) Com um swab estéril, semear a solução no Agar Mueller-Hinton. • Aguardar 5 
minutos à temperatura ambiente para que o inócuo seja completamente 
absorvido pelo ágar. • Colocar o disco com o auxílio de uma pinça previamente 
flambada. – Os discos devem ter uma distância de 2,5cm – Máximo de 12 discos 
em placas de 15 cm e 5 discos em placas de 9 cm 
3) Após 15 minutos da colocação dos discos, as placas são invertidas e 
incubadas • Incubar de 18 a 24 horas à 35 +/- 1º C • Medir o diâmetro dos halos. 
• Classificá-los quanto a resistência, sensibilidade intermediária e sensibilidade. 
Resultado: Leitura e interpretação Leitura realizada no fundo da placa com 
auxílio de uma régua. 
26 
 
Antibióticos: 
* Inibição da síntese de parede celular e Lesão de membrana plasmática 
– Betalatâmicos: Ligam-se a PLPs (proteínas de ligação da penicilina) e enzimas 
responsáveis pela síntese de peptideoglicano. 
• Penicilina: oxacilina, amoxicilina, meticilina, etc. 
• Cabapenens: imiprenem, meropenem, etc. 
• Cefalosporina – Antibiótico polipeptídico 
• Bacitracina – Antibióticos glicopeptídicos 
• Vancomicina 
 
* Inibição da síntese de proteínas 
 – Tetraciclina: Impede o alongamento do polipeptídeo no ribossoma 30S – 
Macrolídeo: Impede o alongamento do polipeptídeo no ribossoma 50S 
• Eritromicina, azitromicina, claritromicina, etc. – Aminoglicosídeo: Liga-se a 
proteínas ribossomais 
• Estreptomicina 
 
* Inibição da transcrição e replicação 
– Quinolona: Liga-se a subunidade alfa da DNAdependente 
– Rifampina: Impede a transcrição da RNApolimerase DNA dependente 
 – Metronidazol: Impede a transcrição da RNApolimerase DNA dependente 
 
Resistências bacterianas de importância clínica 
• Klebsiella pneumoniae resistentes à cefoxitina e ceftazidima (cefalosporinas) 
• Enterococcus faecalis e Enterococcus faecium resistentes à vancomicina; 
• Staphylococcus – resistente a -lactâmicos e vancomicina; 
• Streptococcus -hemolíticos – resistente à penicilina; 
• Streptococcus viridans - vancomicina; 
• Neisseria gonorrhoeae - resistente à ceftriaxona; 
• Neisseria meningitidis - resistente à penicilina; 
• Enterobactérias - resistentes ao imiprenem. 
27 
 
 
Resultados 
Leitura e interpretação: Verificar a presença ou ausência de halo de inibição ao 
redor dos discos. Medir o DIÂMETRO dos halos, vide figura a seguir, e verificar 
se o microrganismo é resistente, parcialmente resistente ou sensível. A seguir 
tem uma tabela que mostra alguns halos de inibição de crescimento para alguns 
antibióticos testados em aula. 
 
 
 
Tabela de Kirby & Bauer de sensibilidade aos antibióticos (em mm) 
Antibiótico Conc. Sigla Resistente Intermediário Sensível 
Antibiótico Conc. Sigla Resistente Intermediário Sensível 
Gentamicina 10ug GEN 12 ou - 13 a 14 15 ou + 
 
Ceftazidima 30ug CAZ 14 ou - 15 a 17 18 ou + 
 
Amicacina 30ug AMI 14 ou - 15 a 16 17 ou + 
 
Ciprofloxacin 5ug CIP 15 ou - 16 a 20 21 ou + 
 
Cefepime 30ug CPM 14 ou - 15 a 17 18 ou + 
 
Sulfazotrim 25ug SUT 10 ou - 11 a 15 16 ou + 
 
Cloranfenicol 30ug CLO 12 ou - 13 a 17 18 ou + 
 
Rifampicina 5ug RIF 11 ou - 12 a 18 19 ou + 
 
Tetraciclina 30ug TET 14 ou - 15 a 18 19 ou + 
 
 Sigla 
 
28 
 
Perguntas a serem respondidas no relatório 
1 – Que procedimentos deveriam ser tomados para a determinação da 
concentração inibitória mínima (MIC) dos antibióticos testados? 
2 - Que fatores podem interferir no perfil de sensibilidade a antibióticos em uma 
linhagem bacteriana? 
3 – A resistência a antibióticos expresso por uma linhagem bacteriana pode ser 
considerada um fator de virulência? Justifique. 
4- Quais são os halos para os demais antibióticos (Resistente, Intermediário e 
Sensível), que não estão descritos na Tabela de Kirby & Bauer acima. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
29 
 
 
 
 
 
Aula 6- Observação de esfregaço sanguíneo corado 
 
Objetivo: Visualizar e identificar os principais tipos celulares presentes no 
sangue 
 
Materiais: 
Kit para coleta de sangue (seringa, agulha, garrote, algodão, álcool) 
Lâminas e Kit corante panótico rápido 
Microscópio óptico e Óleo de imersão 
 
Procedimentos: 
1- Observe a lâmina a olho nu e identifique uma área menos densa. 
2- Coloque no microscópio e observe do menor para o maior aumento 
3- Pingue uma gota do óleo de imersão e observe no aumento maior 
4- Conforme a descrição abaixo identifique e desenhe as diversas células 
encontradas neste esfregaço. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Neutrófilo 
Eritrócitos - Coloração rósea; 
Plaquetas - Coloração azulada a púrpura, com finas granulações azurófilas 
Neutrófilos - Citoplasma: Coloração rósea com granulações finas, específicas na cor 
vermelha-violeta. Núcleo: Coloração vermelha-violácea intensa 
Eosinófilos - Citoplasma: Coloração rósea e granulações eosinófilas em vermelho 
brilhante com leve tom alaranjado; Núcleo: coloração vermelha-violácea intensa; 
Basófilos - Citoplasma: granulações específicas de coloração parda escura a preta; Núcleo: 
coloração vermelha-violácea 
Linfócitos - Citoplasma: Coloração azul-celeste; Núcleo: cromatina nuclear densa em 
coloração violeta-púrpura intensa. 
Monócitos - Citoplasma: Coloração cinza-azulado com granulações azurófilas; Núcleo: 
Coloração violácea, com cromatina nuclear, frouxa e estriada; 
30 
 
Prática 7: Determinação de grupo sanguíneo – Teste em lâmina 
 
IMUNO-HEMATOLOGIA: É o termo utilizado para designar o estudo e 
classificação dos grupos sanguíneos através de reações imunológicas entre 
aglutinógenos e anticorpos. 
 
AGLUTINÓGENOS: O termo refere-se a estruturas presentes na membrana das 
hemácias, as quais são herdadas geneticamente dos pais e determinam os 
diversos grupos sanguíneos. 
ANTICORPOS: São proteínas responsáveis pela defesa imunológica do 
organismo (defendem o organismo contra corpos estranhos). 
 
Abaixo iremos relacionar alguns dos testes realizados neste setor, 
demonstrando seus princípios e finalidades. 
1- Determinação Sanguínea ABO: A importante descoberta de que as 
hemácias humanas pertenciam a diferentes grupos sanguíneos foi realizada por 
Landsteiner em 1900, que identificou o sistema ABO. Este sistema foi então 
dividido em quatro grupos sanguíneos: A, B, AB e O; onde os indivíduos 
classificados como: 
"A" possuem aglutinógenos A nas hemácias e anticorpos contra B no plasma. 
"B" possuem aglutinógenos B nas hemácias e anticorpos contra A no plasma. 
"AB” possuem aglutinógenos A e B nas hemácias e não possuem anticorpos no 
plasma. 
"O" não possuem aglutinógenos nas hemácias e possuem anticorpos contra A e 
B no plasma. Para a determinação do tipo sanguíneo utilizamos a pesquisa de 
aglutinógenos nas hemácias (tipagem Direta), e para a confirmação destes 
mesmos grupos sanguíneos realizamos a tipagem Reversa, onde detectaremos 
os seus respectivos anticorpos. 
Na tabela a seguir poderemos observar a relação existente entre aglutinógenos 
e anticorpos correspondentes nos respectivos grupos sanguíneos. 
 
 
 
2- Determinação do fator Rh: O fator Rh foi descoberto em 1940 por 
Landsteiner e Wiener. À partir daí foram descobertos aproximadamente 40 ou 
mais aglutinógenos diferentes no sistema Rh, porém na prática procura-se 
determinar a presença ou ausência de um deles, especificamente o aglutinógeno 
31 
 
D. A presença do aglutinógeno "D" irá caracterizar o indivíduo como RhPositivo 
e sua ausência como Rh Negativo 
3- Teste da Antiglobulina Direto (Coombs Direto): A principal finalidade deste 
teste é a detecção de hemácias revestidas de anticorpos, ou seja, hemácias 
sensibilizadas "in vivo". Ë muito utilizado na investigação de reações 
transfusionais, no diagnóstico de doença hemolítica perinatal e de anemias 
hemolíticas auto-imunes. 
4- Teste da Antiglobulina Indireto (Coombs Indireto) : Consiste na Pesquisa 
de Anticorpos Irregulares(P.A.I.), onde iremos determinar a ausência ou a 
presença de anticorpos livres no soro ou plasma de doadores e pacientes. 
Quando obtivermos um P.A.I. Positivo, será indicativo da presença de um 
anticorpo irregular no plasma deste paciente ou doador de sangue, o que nos 
levará a realização de um outro teste denominado de Identificação de Anticorpos 
Irregulares(I.A.I.), onde iremos determinar a especificidade deste anticorpo, ou 
seja, contra que aglutinógeno específico este anticorpo é voltado. 
5- Provas de Compatibilidade: As provas de compatibilidade pré-
transfusionais, também denominadas de " provas cruzadas", são realizadas com 
o intuito de confirmar se o sangue a ser transfundido é realmente compatível com 
o do receptor. Deve-se observar rigorosamente a tipagem ABO, visto que a 
maioria dos acidentes transfusionais graves ocorrem por este tipo de 
incompatibilidade. 
Abaixo iremos demonstrar um esquema que pode ser utilizado nas transfusões 
de concentrado de hemácias. 
 
 
Materiais (POR BANCADA): 
 1 caixa de Lâminas de microscopia 
 6 Lancetas para punção digital 
 1 Kit de tipo sanguíneo ABO (anti-A, anti-B, anti-D = Rh) 
 1 frasco de álcool 70 % 
 1 pote com algodão 
 
Procedimentos: 
 Separar duas lâminas de microscopia. 
 Adicionar duas gotas de sangue em cada lâmina. 
32 
 
 Adicionar sobre cada gota, 1 gota do reagente Anti-A, anti-B, anti-AB e anti-
D. 
 Homogeneizar e observar o resultado. 
 
Perguntas: 
1. Qual o princípio do teste? 
2. Qual o grupo sanguíneo do indivíduo avaliado? 
3. O que estamos pesquisando, antígeno ou anticorpo? 
4. O que é prova direta e prova cruzada ou reversa? Qual delas foi realizada 
na aula prática? 
 
o = Ausência de Aglutinação 
+ = Presença de Aglutinação 
 
A definição do grupo sanguíneo de um indivíduo se dá por duas provas: 
- Prova Direta (ou Beth-Vincent): pesquisa dos antígenos fixados nas hemácias 
do paciente. Deve ser feita com soro Anti-A, Anti-B e Anti-A, B. 
- Prova Reversa (ou prova de Simonin): pesquisa do anticorpo no soro do 
paciente. Deve ser feita com hemácias tipadas A e B, com atenção para o fato 
de que o anticorpo B costuma ser mais fraco (título fraco) que os demais 
anticorpos. A prova reversa é uma contra-prova fundamental para a conclusão 
do exame. 
 
5. Por que não podemos liberar o resultado Rh negativo? Qual procedimento 
deve ser realizado, para a correta liberação desse resultado? Explique. 
 
 
PROVA DIRETA PROVA REVERSA 
Reação com antissoros 
(antígenos) 
Reação com hemácias- 
teste (anticorpos) 
GRUPO 
SANGUÍNEO 
Anti-A Anti – B Anti-A, B A1 B O 
+ o + o + o “A” 
o + + + o o “B” 
+ + + o o o “AB” 
o o o + + + “O” 
33 
 
RESULTADOS: 
 
Paciente 1 
 
Anti-A Anti-B Anti-D 
 
 
Paciente 2 
Anti- A Anti-B Anti-D 
 
 
 
Aglutinação 
 
 
Não aglutinação 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
Prática 8: Teste rápido de Beta-hCG 
 
O Teste Ultra hCG de Gravidez Em Um Só Passo Em Tira (Urina/Soro) é um 
imunoensaio cromatográfico rápido para a detecção qualitativa da Gonadotrofina 
Coriônica Humana na urina ou soro, para o diagnóstico precoce da gravidez. O 
teste utiliza duas linhas para indicar os resultados. O teste utiliza uma 
combinação de anticorpos que incluem um anticorpo monoclonal hCG para 
detectar seletivamente níveis elevados de hCG. A linha de controle está 
composta por anticorpos policlonais de cabra e partículas de ouro coloidais. O 
teste se realiza inserindo a tira de análise em uma amostra de urina ou soro e 
observando a formação de linhas de cor. A amostra migra por ação capilar pela 
membrana para reagir com o conjugado de cor. 
 
As amostras positivas reagem com o conjugado de cor do anticorpo específico 
anti-hCG para formar uma linha de cor na região da linha do teste da membrana. 
A ausência desta linha de cor sugere um resultado negativo. Para servir como 
controle de procedimento, sempre aparece uma linha de cor na região da linha 
de controle, indicando que o volume de amostra foi apropriado e que a absorção 
da membrana ocorreu. 
 
MATERIAL (POR BANCADA): 
 2 kits Beta-hCG (=6) 
 1 Pote para coletar urina (=3) 
 2 Cronômetros (=6) 
 
 Amostras: Urina (preferencialmente primeira da manhã) 
Procedimento: 
Deixe que a tira, a amostra de urina ou soro e/ou os controles alcancem a temperatura 
ambiente (15-30°C) antes de realizar o teste. 
 
1. Deixe que o envelope ou o frasco alcance a temperatura ambiente antes de abrir. 
Remova a tira de teste do envelope selado ou do frasco fechado e usa-a o quanto antes 
possível. 
 
NOTA: Para a embalagem de frasco, imediatamente feche o frasco firmemente depois 
que remover o número de tiras de teste requerido. Registre a data de abertura no frasco. 
Uma vez que o frasco tenha sido aberto, os testes restantes são estáveis por apenas 90 
dias. 
 
2. Com as setas apontando para a amostra de urina ou soro, insira a tira verticalmente 
na amostra de urina ou soro por pelo menos 10-15 segundos. Quando inserir a tira, não 
passe da linha máxima (MAX). Veja a seguinte ilustração abaixo. 
 
3. Coloque a tira em uma superfície plana não absorvente, acione o cronômetro e espere 
até que apareçam uma ou duas linhas coloridas. O resultado deve ser lido aos 3 minutos 
35 
 
quando se analisar uma amostra de urina ou aos 5 minutos quando se analisar uma 
amostra de soro. 
 
NOTA: Uma concentração baixa de hCG poderia dar lugar, depois de um período de 
tempo prolongado, à aparição de uma débil linha na região do teste (T); portanto, não 
interprete o resultado depois de 10 minutos. 
 
RESULTADO: 
 
Amostra 1 = 
Amostra 2 = 
 
PERGUNTAS: 
1. Qual o princípio do teste? 
2. Qual o significado clínico dessa determinação? 
3. Libere o resultado do paciente. 
4. Qual o limite de detecção dessa metodologia? 
5. Qual a diferença entre o uso da urina e do soro? 
 
 
 
 
 
 
 
 
36 
 
Prática 9: Teste rápido de FR e Proteína C Reativa 
 
Material utilizado: 
 Tubo para coleta de soro 
 Material para coleta utilizando o sistema a vácuo (canhão e agulha), seringas (5 e 
10ml) e agulhas. 
 Garrotes, algodão, álcool 70%, esparadrapo, pinça, Descarpack e vasilhas para 
descarte (hipoclorito). 
 Kits para detecção de PCR e fator reumatóide (aglutinação látex) 
 Placas de fundo escuro. 
 Varetas e/ou palitos de plástico. 
 Pipetas e ponteiras. 
 Tubos de vidro 
 Soro fisiológico. 
 
FR (látex) - Detecção do Fator Reumatóide 
 
1. Método Quantitativo: 
 Adicionar ao primeiro círculo da lâmina 50ul de controle positivo, e ao segundo 
círculo 50ul de controle negativo. No terceiro círculo adicionar 50ul do amostra (soro 
total). 
 Homogeneizar o látex sensibilizado e adicionar 1 gota do mesmo em cada círculo. 
 Homogeneizar as duas gotas com uma vareta plástica. 
 Imprimir movimentos rotatórios à placa durante 2 minutos. 
 Fazer a leitura com a seguinte interpretação: 
 
Teste positivo: nítida aglutinação 
Teste negativo: suspensão homogênea. 
VR: Soros com teores superiores a 8 U.I/ml de FR provocam aglutinação no látex. 
 
2. Método semi-quantitativo. 
 Proceder às diluições do soro positivo, iniciando com a diluição 1:2. 
 
37 
 
 
Perguntas - FR: 
a.Libere o resultado encontrado em título e concentração 
b. Qual o provável diagnóstico do paciente? 
c. Qual o importância clínica de se realizar a pesquisa do FR? 
d. Qual o princípio da técnica? 
e. Pode-se utilizar o plasma? Justifique. 
 
 
PCR - Detecção da Proteína C Reativa 
1. Método Quantitativo: 
 Adicionar ao primeiro círculo da lâmina 50ul de controle positivo, e ao segundo 
círculo 50ul de controle negativo. No terceiro círculo adicionar 50ul do amostra (soro 
total). 
 Homogeneizar o látex sensibilizado e adicionar 1 gota do mesmo em cada círculo. 
 Homogeneizar as duas gotas com uma vareta plástica. 
 Imprimir movimentos rotatórios à placa durante 2 minutos. 
 Fazer a leitura com a seguinte interpretação: 
 
Teste positivo: nítida aglutinação 
Teste negativo: suspensão homogênea. 
VR: Soros com teores superiores a 6 mg/L provocam aglutinação no látex. 
 
2. Método semi-quantitativo. 
 Proceder às diluições do soro positivo, iniciando com a diluição 1:2. 
 
Perguntas - PCR: 
a. Libere o resultado encontrado em título e concentração 
b. Qual o provável diagnóstico do paciente? 
c. Qual o importância clínica de se realizar a pesquisa da PCR? 
d. Qual o princípio da técnica? 
e. Pode-se utilizar o plasma? Justifique. 
 
38 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
1-CISTIA, Camilo Del. Fundamentos de Imunologia e Microbiologia. RJ: Seses, 
2015. 1. 
2- LEWINSON, W.; JAWETZ, E. Microbiologia Médica e Imunologia. 4 ed. Porto 
Alegre: ArtMed, 1998. 
3- MURRAY, P.R. et al. Microbiologia Médica. 4 ed. RJ: Guanabara Koogan, 
2002. 
4- ABBAS, A.K.; Lichtman, A.H. Imunologia Celular e Molecular. RJ: Elsevier, 
2005. 
5- CALICH, V.L.G.; VAZ, C.A.C. Imunologia Básica. SP: Artes Médicas, 1989. 
6-SAMARANAYAKE, L. Fundamentos de Microbiologia e Imunologia na 
Odontologia. 4 ed. RJ: Elsevier, 2012. 
7- VIEIRA, DARLENE ANA DE PAULA; QUEIROZ, NAYARA CLÁUDIA DE 
ASSUNÇÃO. Microbiologia Geral. Inhumas: IFG; Santa Maria: Universidade 
Federal de Santa Maria, 2012. 100 p. 
 
https://edisciplinas.usp.br/pluginfile.php/4101474/mod_resource/content/1/Apos
tila-Praticas-BMM0160-DIURNO.pdf 
 
file:///C:/Users/luiz/Downloads/aulaspraticasmicro%20(2).pdf 
 
https://labtest.com.br/wp-
content/uploads/2016/09/INFOTEC___Uso_correto_de_pipetas-1.pdf 
 
http://lidoc.ccb.ufsc.br/files/2013/10/SPlabor-Boas-pr%C3%A1ticas-de-
pipetagem.pdf 
 
http://bmd-biomedicina3l.blogspot.com/2010/07/hcg-teste-rapido.html 
 
http://www.profbio.com.br 
 
http://www.famema.br/hemocentro/hematologia.htm 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
https://edisciplinas.usp.br/pluginfile.php/4101474/mod_resource/content/1/Apostila-Praticas-BMM0160-DIURNO.pdf
https://edisciplinas.usp.br/pluginfile.php/4101474/mod_resource/content/1/Apostila-Praticas-BMM0160-DIURNO.pdf
file:///C:/Users/luiz/Downloads/aulaspraticasmicro%20(2).pdf
https://labtest.com.br/wp-content/uploads/2016/09/INFOTEC___Uso_correto_de_pipetas-1.pdf
https://labtest.com.br/wp-content/uploads/2016/09/INFOTEC___Uso_correto_de_pipetas-1.pdf
http://lidoc.ccb.ufsc.br/files/2013/10/SPlabor-Boas-pr%C3%A1ticas-de-pipetagem.pdf
http://lidoc.ccb.ufsc.br/files/2013/10/SPlabor-Boas-pr%C3%A1ticas-de-pipetagem.pdf
http://bmd-biomedicina3l.blogspot.com/2010/07/hcg-teste-rapido.html
http://www.profbio.com.br/
http://www.famema.br/hemocentro/hematologia.htm
39 
 
ANEXO: 
 
DESENVOLVIMENTO E ESTRUTURA DE RELATÓRIO PRÁTICO 
 
O aluno deverá ser capaz de, após a realização da aula pratica, elaborar um 
relatório específico, discutindo e analisando os resultados encontrados. 
 
ELABORAÇÃO DOS RELATÓRIOS 
A elaboração dos relatórios é parte integrante das atividades desenvolvidas nas 
aulas práticas. Constitui um dos parâmetros utilizados como avaliação da 
disciplina e para tanto, os mesmo são corrigidos e pontuados. Na semana 
seguinte a conclusão da aula prática, o grupo de alunos (mantidos juntos 
durante a aula prática) deverá entregar o relatório de aula prática pronto 
(um por grupo). 
 
Objetivos do relatório de aula prática: 
1. Unir informações recebidas em aulas teóricas e em aulas práticas, 
possibilitando dessa forma um melhor aprendizado sobre o assunto; 
2. Desenvolver o raciocínio de tal forma que você possa olhar o que está 
acontecendo, procurar entender o que está vendo, e assim aliar 
informações que façam com que exista uma melhor assimilação e 
entendimento do conteúdo estudado; 
3. Procurar aliar afeito observado com mecanismo de ação; 
4. Desenvolver uma vivência de laboratório que possibilite aos interessados, 
treinar habilidades necessárias para melhor desempenho no trabalho 
clínico; 
5. Elaboração de texto, de tal forma, que qualquer pessoa possa reproduzir 
o experimento realizando a mesma técnica. 
6. Aprender a redigir um relatório científico. 
 
Roteiro para relatório de aulas práticas 
Observações gerais: 
 
- o tempo verbal deve ser padronizado num texto. Uma vez passado, sempre 
passado... 
- tente usar a terceira pessoa e evitar: no nosso experimento, meus resultados, 
etc.... preferir: no experimento realizado…, os resultados obtidos.... 
- defina os itens do seu relatório com clareza. Agrupe assuntos semelhantes e 
separe assuntos não relacionados. Use subitens para organizar melhor os 
assuntos; 
40 
 
- sempre procure numerar os itens para facilitar o acompanhamento da 
hierarquia dos itens; 
- use termos técnicos; 
- respeite a grafia corretas de nomes científicos; 
- padronize a formatação: tamanhos e tipos de letras, tanto no texto quanto nos 
títulos; 
- não enfeite demais seu relatório. Ele é um texto técnico e deve ter aspecto 
profissional. 
 
Deve ter uma capa com: 
Nome da Instituição, nome da disciplina, nome do professor da disciplina, 
título da prática, integrantes do grupo, período e turma, data e ano. 
 
Os relatórios deverão ser elaborados de acordo com as seguintes normas: 
1. Introdução 
Um ou dois parágrafos rápidos para contextualizar o assunto de que tratou a 
prática e do qual tratará o relatório. Não é propriamente um resumo, mas uma 
introdução ao assunto. Apenas informações relevantes ao trabalho devem ser 
apresentadas! 
2. Objetivo 
Descrição do objetivo da prática. Pode haver mais de um objetivo, um mais geral 
e outro (s) específicos(s). 
Normalmente os objetivos são apresentados como ações: extrair, observar, 
analisar, caracterizar... etc. 
Exemplo: 
Objetivo geral: 
Objetivo específico: 
3.Material e Métodos 
Descrição do material e dos procedimentos (que são os métodos) utilizados na 
aula. 
4.Resultados e Discussão 
Podem estar agrupados em um único item ou não. Em itens separados, os 
resultados são primeiro descritos e depois, no item de Discussão, são 
analisados. 
41 
 
A apresentação dos resultados é uma das partes mais difíceis do relatório, pois 
você deve descrever os resultados obtidos sem incluir necessariamente a 
interpretação desses resultados. Normalmente os resultados são apresentados 
em figuras, esquemas, tabelas, gráficos etc. que apresentam legendas próprias. 
A descrição do que está na figura deve ser apresentada de forma descritiva no 
texto. 
Você deve considerar que a pessoa que está lendo o relatório não conhece o 
assunto, não fez o procedimento e não tem a menor ideia do que está sendo 
apresentado nos resultados. O segredo é ser o mais direto e sintético possível, 
sem omitir nenhum tido de informação que ajude a compreensão. 
O objetivo da discussão dos resultados é mostrar se estes foram os esperados 
ou não, se atenderam ao objetivo inicial do trabalho ou não, se trouxeram novas 
informações ao que já se conhecia ou não, se são suficientes para definir o 
assunto de que tratam ou se há necessidade de trabalhos complementares e 
quais são eles. 
Num relatório de aula prática, a discussão deve ser relacionada aos problemas 
encontrados durante a realização da prática e aos seus possíveis reflexos nos 
resultados, assim como à providências para minimizar esses problemas.5. Conclusão 
A conclusão do relatório diz respeito diretamente ao seu objetivo. Em suma este 
item deve dizer se o objetivo foi alcançado ou não. 
6. Bibliografia 
Toda a bibliografia consultada deverá ser citada de acordo com as normas da 
ABNT (Associação Brasileira de Normas Técnicas). 
Produto / Resultado 
Formatação: 
 
• Papel: A4 
• Fonte: Times New Roman 
• Tamanho: 12 
• Parágrafo: 1,5 
• Espaçamento: 1,5 linhas 
• Margens: 
- superior e esquerda = 3 cm 
- inferior e direita = 2 cm. 
 
42 
 
MODELO: 
 
 
 
 
 
Fundamentos de Microbiologia e Imunologia (SDE3898) 
 
 
Profa. Valéria dos Santos Carvalho 
 
 
 
 
RELATÓRIO 
 
 
Aula Prática no. 1 - Uso do Microscópio Óptico 
 
 
 
Aluno (s)/Período/Turma/Curso: 
 
 
 
 
 
 
Belo Horizonte 
2019 
Centro Universitário Estácio de Belo Horizonte 
Unidade Floresta 
 
 
 
43 
 
1. Introdução 
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_______________________________________________________________ 
 
2. Objetivo (s) 
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3. Materiais e Métodos 
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_______________________________________________________________ 
 
4. Resultados e Discussão 
 
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5. Conclusão (ões) 
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6. Referências Bibliográficas 
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