MANUAl_de_PRÀTICAS_DE_PARASITOLOGIA_BÁSICA_E_CLÌNICA-provisório

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UNIVERSIDADE PARANAENSE - UNIPAR 
RECONHECIDA PELA PORTARIA - MEC Nº 1580, DE 09/11/93 - D.O.U. 10/11/93 
MANTENEDORA ASSOCIAÇÃO PARANAENSE DE ENSINO E CULTURA - APEC 
 
UMUARAMA – TOLEDO – GUAÍRA – PARANAVAÍ – CIANORTE – 
CASCAVEL – FRANCISCO BELTRÃO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 “MANUAL DE PRÁTICAS LABORATORIAIS 
DA DISCIPLINA DE PARASITOLOGIA BÁSICA 
E CLÍNICA” 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO DE FARMÁCIA 
 
 
 
 
 
2016 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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01-NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA 
 
 O padrão para a redução da exposição do trabalhador a patógenos baseia-se na adoção de 
precauções gerais como um método de controle de infecção: 
a) devem ser usadas luvas e jaleco quando se manipulam fezes ou outras amostras; 
b) as mão devem ser lavadas com sabão desinfectante ao entrar no laboratório e após a retirada das 
luvas; 
c) as vestes de laboratório jamais devem ser usadas fora dele; 
d) nada deve ser levado à boca quando se está no laboratório; 
e) evitar tocar o rosto com as mãos, e não colocar objetos de uso pessoal, como óculos ou livros, sobre 
a bancada de trabalho; 
f) deve-se tomar cuidado para deixar toda a área de trabalho limpa e desimpedida. A bancada de 
trabalho deve ser limpa com desinfetante ou uma solução de hipoclorito a 1% antes e depois do 
trabalho; 
g) todos os materiais contaminados devem ser imediatamente colocados em desinfetante ou recipiente 
adequado para descarte; 
h) derramamentos devem ser cobertos com desinfetante ou solução de hipoclorito a 1% e toalhas 
absorventes ou areia. Após 10 minutos, recolher o material contaminado em um saco plástico ou 
outro recipiente adequado. 
 
LUVAS 
• As luvas são usadas como barreira de proteção prevenindo contra contaminação das mãos ao 
manipular material contaminado, reduzindo a probabilidade de que microrganismos presentes nas 
mãos sejam transmitidos durante procedimentos. 
 O uso de luvas não substitui a necessidade da LAVAGEM DAS MÃOS. 
• Usar luvas de látex SEMPRE que houver CHANCE DE CONTATO com sangue, fluídos do corpo, 
dejetos, trabalho com microrganismos e animais de laboratório. 
• Lavar instrumentos, roupas, superfícies de trabalho SEMPRE usando luvas. 
• NÃO usar luvas fora da área de trabalho, NÃO abrir portas, NÃO atender telefone. 
 
JALECO 
• Os jalecos são usados para fornecer uma barreira de proteção e reduzir a oportunidade de 
transmissão de microrganismos. Previnem a contaminação das roupas do pessoal, protegendo a 
pele da exposição a sangue e fluidos corpóreos, salpicos e derramamentos de material infectado. 
 
• São de uso constante nos laboratórios. 
• Devem sempre ser de mangas longas, confeccionados em algodão ou fibra sintética (não 
inflamável). 
 Uso de jaleco é PERMITIDO somente nas ÁREAS DE TRABALHO. NUNCA EM REFEITÓRIOS, 
ESCRITÓRIOS, BIBLIOTECAS, ÔNIBUS, ETC. 
 Jalecos NUNCA devem ser colocados no armário onde são guardados objetos pessoais. 
• Devem ser descontaminados antes de serem lavados. 
 
 
Manuseio de Amostras 
Tomar sempre muito cuidado ao manusear as amostras laboratoriais, usando sempre luvas de borracha. 
 
Amostras de sangue – devem sempre ser consideradas potencialmente infecciosas. Patógenos muito sérios 
podem ser transmitidos pelo sangue, tais como o vírus da imunodeficiência humana e o vírus da hepatite B, 
assim é preciso muito cuidado em sua colheita e processamento. São riscos particulares: 
1. Cortes e ferimentos 
 agulhas ou lancetas usadas devem ser descartadas em recipiente que possa ser incinerado ou enterrado 
em recipiente descartável com solução desinfetante 
 não reutilizar lancetas 
 não deixar lancetas e agulhas jogadas sobre as superfícies de trabalho 
 não utilizar como descartes recipientes de vidro que estejam lascados ou estilhaçados, ou de metal que 
esteja enferrujado 
 
2. Contaminação da pele machucada ou de membranas mucosas: 
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 cubra qualquer machucado com curativos impenetráveis 
 evite derrubar sangue na pele ou em membranas mucosas 
 se houver contato da pele com o sangue, lave imediatamente a área afetada com água e sabão 
 se os olhos forem atingidos, lavar imediatamente com grande quantidade de água 
 não pipetar com a boca 
 
Amostras de fezes: 
Amostras de Fezes 
 Evitar o contato com a pele; 
 Após o exame do material colocar a amostra em solução desinfetante e posteriormente recipiente de 
descarte. 
 
Lâminas utilizadas em exames microscópicos 
 Descartar em recipiente com solução de hipoclorito ou em recipiente para descarte se não puder ser limpa 
para reutilização. 
 descartar as lâminas num recipiente com solução de hipoclorito a 1% 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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02-MICROSCÓPIO 
 
O microscópio é usado em muitos setores dos laboratórios clínicos para visualizar estruturas ou células 
pequenas demais para serem vistas a olho nu. 
Devido ao fato do microscópio ser um instrumento delicado e caro, cuidados especiais devem ser 
tomados com o seu uso, limpeza e armazenamento. 
 
Partes de um microscópio: 
 
Ajuste grosseiro ou macrométrico - o controle que ajusta a posição das objetivas do microscópio; usado 
para o focar inicialmente o microscópio. 
Ajuste fino ou micrométrico – o controle que ajusta a posição das objetivas; usado para o foco preciso do 
objeto depois de ter sido focado com o macrométrico. 
Ocular - lente de aumento que está mais próxima do olho do examinador. O aumento usual é de 10 vezes (10 
x). 
Objetiva - lente de aumento que está mais próxima do objeto a ser examinado no microscópio. A objetiva 
pode ser de pequeno aumento (10 x), objetiva de grande aumento (40,43 ou 45 x) e a objetiva de imersão a 
óleo (95, 97 ou 100 x). 
Condensador – aparelho localizado abaixo da platina do microscópio que direciona a luz para a objetiva se 
for baixado ou elevado. Baixando o condensador vai haver um aumento de espécimes não corados. 
Diafragma – aparelho que regula a quantidade de luz que chega ao espécime examinado no microscópio. 
Distância de trabalho - é a distância entre a objetiva e a lâmina quando o objeto está em foco bem nítido. 
Quanto maior o aumento, menor a distância. O macrométrico não deve ser usado quando se usa o maior 
aumento, para evitar que a objetiva acidentalmente bata na lâmina e esta seja danificada. 
 
 
Precauções 
 Use o ajuste macrométrico somente com objetivas de pequeno aumento. 
 Use o óleo de imersão sempre que usar a lente de imersão. 
 Use o óleo de imersão somente com lente de imersão. 
 Limpe as oculares e objetivas após o uso. 
 Sempre baixar a luz antes de desligar o microscópio. 
 Para carregar o microscópio, segure com uma mão o braço do microscópio e com outra a base. 
 Evite vibrações e batidas no microscópio. 
 Guarde o microscópio coberto com uma capa para protege-lo do pó. 
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03-PREPARAÇÃO E EXAME DE AMOSTRAS FECAIS: 
 
Exame de fezes: parasitos intestinais 
 
 Outros materiais: urina, escarro, secreção urogenital, aspirados, tecidos, etc... 
 
 Estágios usuais de diagnóstico: ovos, larvas de helmintos, cistos, oocistos,trofozoíto de 
 protozoário. 
 
Colheita e Preservação = identificação segura e correta de um parasita (morfologia) 
 
1.1.EXAME MACROSCÓPICO 
*OBS: Exame macroscópico antecede exame microscópico. 
 Material fecal varia quanto a sua consistência e é classificada em: 
- Fezes formadas. 
- Semiformadas. 
- Pastosas. 
- Líquidas (diarréia). 
Realização do exame macroscópico: 
 Simples observação 
 Tamização 
OBS: Poderão ser encontrados helmintos adultos nas amostras fecais e ausência dos ovos. 
 
1.2. EXAME MICROSCÓPICO: 
 Método Direto 
 Técnicas de concentração 
 
RESULTADO DO E.P.F.: É qualitativo – deve-se usar “Não foram encontrados cistos, ovos ou larvas de 
parasitas na amostra analisada ”.1.3.COLHETA DE MATERIAL 
 Fezes emitidas espontaneamente 
 Amostras múltiplas 
 Fezes emitidas através de laxantes: 
 
1.4. . ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS 
 
1.5. PRESERVAÇÃO: (amostras fecais não enviadas imediatamente ao laboratório). 
 Temporária 
 Permanente 
 
 
 
 
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04-EXAME DIRETO 
 
1 – OBJETIVO 
 
Finalidade: Método simples e eficiente para exame de fezes, que permite observar trofozoítos vivos dos 
protozoários e também permite ao microscopista ter uma visão geral do material que será analisado. Várias 
formas de desenvolvimento dos parasitas, pelo uso de diferentes soluções, podem ser determinadas e 
identificadas. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Material fecal 
salina 
Bastão de vidro ou palito de madeira 
Lâmina 
Lamínula 
Lugol 
Microscópio 
 
Procedimento: 
 
a) Identificar a lâmina com um lápis de cera; 
b) Colocar uma gota de salina no centro da metade esquerda da lâmina e uma gota de lugol na 
metade direita da lâmina; 
c) Com o auxílio de um abaixador de língua ou um palito, peque uma pequena porção da 
amostra e misture com a gota de solução salina; 
 
 
d) Da mesma forma, misture uma porção de fezes com a solução de lugol; 
 
e) Coloque uma lamínula sobre cada uma das gotas, tomando o cuidado para não formar 
bolhas de ar; 
 
 
 
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f) Percorra todos os campos da lâmina. 
 
 
 
 
OBS: Uma boa homogeneização ou diluição permite ler as letras de um jornal colocado por baixo da 
lâmina 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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05-IDENTIFICAÇÃO DE RESÍDUOS FECAIS 
 
 
1 - OBJETIVO 
Identificação de resíduos fecais a fim de diferenciá-los de estágios diagnósticos de parasitas. 
 
2.FUNDAMENTAÇÃO 
 
 A maioria dos parasitos intestinais é diagnosticada pelo exame de fezes, embora outros materiais 
como escarro, urina, secreções urogenitais, aspirados, tecidos, conteúdo duodenal e espécimes obtidos por 
biópsia, possam ser utilizados para identificação de certas espécies. Os estágios usuais de diagnóstico são 
ovos e larvas de helmintos e trofozoítos, cistos, oocistos e esporos de protozoários. 
 Freqüentemente fragmentos de alimentos, células vegetais, grãos de pólen, leucócitos, células de 
tecido animal e outros artefatos podem se assemelhar-se a certas espécies de parasitos, desta forma um 
cuidadoso exame revelará características que determinarão o diagnóstico do parasita. 
 
3 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Amostra de fezes 
Lâmina 
Lamínula 
Lugol 
Microscópio 
 
 
Procedimento: 
Identificar e representar esquematicamente os resíduos fecais presentes na amostra analisada 
 
 
ÁCARO 
 
 
 Grãos de pólen 
 
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 Bolha de ar 
 
 
 
Fibras musculares: mal digerida 
 
 
Leucócitos nas fezes Grãos de pólen, esporos e células vegetais 
 
 
 
 
 
 
 
 
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06-Soluções empregadas nas técnicas para diagnóstico das 
enteroparasitoses 
 
1 - OBJETIVO 
Preparação de soluções utilizadas na rotina laboratorial do setor de Parasitologia Clínica. 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais e Procedimento: 
 
2.1. Solução de lugol (corante temporário): 
 
Iodo.....................................................................0,5g 
Iodeto de Potássio................................................ 1g 
Água destilada q.s.p............................................100mL 
 
Colocar o iodeto de potássio no balão de vidro. Acrescentar aproximadamente 20mL de água destilada para 
dissolvê-lo; adicionar o iodo (triturado na capela) e, após a completa dissolução do iodo - iodeto, juntar o 
restante de água destilada. Guardar a solução em frasco âmbar 
 
2.2. Solução conservadora de MIF: 
 
a) Solução concentrada de Timerosal ( mertiolato) 
Glicerina.............................................................5 mL 
Solução de Formaldeído 10%...........................25 mL 
Tintura de Timerosal ( mertiolato) a 1:1000 .....200mL 
Agua destilada...................................................250mL 
 
Misturar todos os componentes da fórmula. Guardar em frasco âmbar por período não superior a 3 meses. 
 
Solução de Formaldeído 10% 
Solução comercial de formaldeído a 37%..............10mL 
Água destilada........................................................90mL 
 
Meça a solução de formalina em uma proveta graduada e coloque em uma garrafa de 100ml com tampa de 
vidro ou tampa com rosca. Adicione água destilada e agite. 
Rotule a garrafa: Formalina 10%. Datar. Esta solução tem um prazo de durabilidade em torno de 2 anos. 
 
a) Solução iodada de lugol a 5% 
Iodo.....................................................................5g 
Iodeto de Potássio.............................................10g 
Água destilada q.s.p............................................100mL 
 
b) No momento de uso misturar: 
Solução concentrada de timerosal.......................9,4 mL 
Solução iodada de lugol a 5%..............................0,6 mL 
 
2.3. Solução fixadora de SAF: 
Acetato de sódio....................................................1,5g 
Acido acético glacial..............................................2,9 mL 
Formol 40%...........................................................4,0 mL 
Agua destilada......................................................92,5 mL 
 
Misturar todos os componentes da fórmula 
 
 
 
 
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07- PREPARAÇÃO DE LÂMINAS – GOTA ESPESSA E GOTA ESTENDIDA 
 
 
Gota espessa: 
 
 Colocar em uma lâmina de microscopia 3 a 4 gotas de sangue; 
 Com a ponta de outra lâmina e com movimentos circulares, contínuos, reunir as gotas, criando 
uma área de aproximadamente 2cm; continuar com os movimentos circulares , do centro para 
periferia, durante 30 segundos; 
 Deixar secar; 
 Após a secagem mergulhar a preparação rapidamente em água para que ocorra a 
desemoglobinização; 
 Deixar secar e proceder a coloração. 
Obs: nos casos de colorações utilizando-se corantes dissolvidos em água não é necessário efetuar 
hemólise
 
 Gota espessa 
Gota estendida 
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Gota estendida: 
 
 Colocar uma pequena quantidade de sangue sobre a lâmina próximo a uma de suas extremidades; 
 Com outra lâmina, apoiada sobre a primeira em ângulo de 35º a 45º graus de inclinação, fazer com que 
o sangue se espalhe por capilaridade por toda superfície de contato; 
 Distender a gota deslocando a segunda lâmina sobre a primeira de modo a afastá-la da posição inicial, 
até que se esgote o volume de sangue; 
 Secar a preparação agitando a lâmina durante alguns segundos ao ar 
 Fixar e corar. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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08-TÉCNICAS DE COLORAÇÃO 
 
 
 
Coloração de Giemsa 
 
1. Fixar a preparação com metanol durante 2 a 3 minutos (esfregaço estendido); 
2. Esfregaços espessos não fixar; 
3. Cobrir a preparação com corante Giemsa previamente diluído (Giemsa a 5% em tampão de fosfatos pH 
7,2); 
4. Deixar corar por 30 minutos ( o tempo é variável de acordo com a preparação que se deseja corar); 
5. Lavar em água corrente; 
6. Deixar secar naturalmente e observar ao microscópio. 
 
 
Coloração de Leishman 
 
1. Sobre a preparação não fixada, colocar 8 a 10 gotas de corante de Leishman gota a gota, cobrindo toda 
a lâmina; 
2. Deixar corar por 1 minuto; 
3. Adicionar 15 a 20 gotas de água destilada, homogeneizando soprando-se o corante com a pipeta a fim 
de fazer com que a mistura de água e corante fique uniforme; 
4. Deixar corar por 10 minutos; 
5. Lavar a preparação com água corrente; 
6. Deixar a lâmina secar à tempertura ambiente e examinar. 
 
PREPARAÇÃO DOS CORANTES 
 
 
O corante Giemsa pode ser preparado de duas formas: 
 
A) 
Giemsa em pó............................................................... 3,8g 
Glicerina ............................................................... 125,0 mL 
Metanol ( P.A)............................................................... 375,0 mL 
 
B) 
Azur II eosina ................................................................. 3,0g 
Azur II ................................................................. 0,8g 
Glicerina ................................................................. 250,0 mL 
Metanol (P.A) .................................................................. 250,0 mL 
 
Adicionar o(s) pó(s) a um almofariz, juntamente com a glicerina. Triturar até a dissolução do(s) pó(s). Deixar 
em repouso por 24-48 horas. Juntar o metanol. Armazenar a mistura em frasco âmbar bem fechado e filtrar 
após uma semana ( no mínimo) ou apenas no momento do uso. 
Guardar em vidro âmbar com tampa esmerilhada, bem fechado, e protegido da luz intensa. 
 
 
 
 
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SOLUÇÃO TAMPÃO DE FOSFATOS, pH 7,2 
Diidrogenofosfato de potássio anidro ........................................0,49g 
Hidrogenofosfato dissódico diidratado .......................................1,09g 
Água destilada – deionizada, q.s.p ......................................1.000 mL 
 
Dissolver KH2PO4 e Na2HPO4.2H2O em água e misturar bem. 
Armazenar a solução tampão em frasco de vidro com tampa esmerilhada. 
 
GIEMSA A 5% EM TAMPÃO DE FOSFATOS pH 7,2 
Giemsa ( concentrado) ..................................... 5 mL 
solução tampão de fosfatos, pH 7,2 ..................................... 95 mL 
 
 
CORANTE LEISHMAN 
 
Eosina- azul – de – metileno, segundo Leishman ................................... 0,15g 
Álcool metílico...........................................................................................100 mL 
 
Agitar o recipiente freqüentemente por três dias, quando estará pronta para o uso. Filtrar a solução. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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09-Trypanossoma cruzi – Doença de Chagas 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1. Identificar formas evolutivas do parasita: Amastigota, Epimastigota, Tripomastigota 
1.2. Reconhecer o material biológico no qual as formas evolutivas estão presentes. 
1.3. Selecionar os métodos aplicáveis para o diagnóstico da doença. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Microscópio 
Lâminas permanentes das formas: amastigota, , tripomastigota, epimastigota 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas a fim de reconhecer as formas evolutivas presentes com a finalidade 
de realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva cada forma diagnóstica observada indicando onde são encontradas. 
 
 
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10- Exame parasitológico do sangue 
1- OBJETIVO 
 
 
1.1.Realização de procedimentos para o diagnóstico de hemoparasitas: Exame de sangue a fresco, 
esfregaço espesso e esfregaço estirado. 
 
 
2.FUNDAMENTAÇÃO 
 
a) Exame do sangue a fresco: É o processo mais simples consistindo na pesquisa do parasito a 
fresco, em sangue periférico, obtido por meio de punção digital ou sangue venoso (com anticoagulante). A 
gota de sangue é examinada entre lâmina e lamínula. 
 
b) Gota espessa: Processo que apresenta sensibilidade um pouco superior ao exame de sangue a 
fresco. Duas ou três gotas de sangue são depositadas em uma área de 1cm da lâmina que após des-
hemoblobinização e coloração pelo método de Giemsa, são examinadas com a objetiva de imersão.. 
 
c) Esfregaço: É um processo que não oferece vantagens devido a sua baixa sensibilidade. É 
indicado para o estudo morfológico dos parasitos para identificação segura da espécie. Giemsa e Leishman 
são os corantes utilizados nestas preparações. 
 
2 – METODOLOGIA 
Método direto (T. cruzi ) 
 
 Colocar uma gota de sangue, obtida por punção de polpa digital ou de sangue venoso colhido com 
anticoagulante, no centro de uma lâmina, adicionar uma gota de salina e cobrir com lamínula. 
 Examinar exaustivamente ao microscópio em objetiva de (40x). 
 Obs: em face dos pequenos volumes de sangue examinado a cada vez, o método necessita ser repetido 
várias vezes ao dia ou mesmo em dias consecutivos até que o parasito seja detectado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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11-Leishmaniose 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1.Identificar formas evolutivas do parasita: Amastigota, promastigota, paramastigota 
1.2. Reconhecer o material biológico no qual as formas evolutivas estão presentes. 
1.3. Selecionar o melhor método aplicável para o diagnóstico da doença. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Microscópio 
Lâminas permanentes das formas: amastigota, promastigota, paramastigota 
 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas a fim de reconhecer as formas evolutivas presentes com a finalidade 
de realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva cada forma diagnóstica observa indicando onde são encontradas. 
 
 
 
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12-PESQUISA DE GORDURA NAS FEZES 
 
1 – OBJETIVO e FUNDAMENTAÇÃO 
 
Em uma dieta normal, a gordura nas fezes representa até 20% do total de sólidos. Os lipídios são 
medidos com ácidos graxos: < 7g/24 h. 
 Este é o teste padrão no diagnóstico da esteatorréia, que apóia o diagnóstico das síndromes de mal 
absorção. 
 As fezes típicas são espumosas, gordurosas, moles, pastosas e fétidas. 
 
IMPLICAÇÕES CLÍNICAS 
 Aumentos da gordura fecal e dos ácidos graxos estão associados à síndrome de mal absorção: 
- Doença Celíaca (Espru não-tropical) 
- Doença de Crohn – colite ulcerativa 
- Fibrose cística 
- Enterite 
- Insuficiência pancreática, biliar 
- Remoção cirúrgica de uma seção do intestino 
 
FATORES QUE INTERFEREM 
 Pode haver aumento da gordura neutra nas seguintes condições não patológicas: 
- Uso de medicações como bário, bismuto, supositórios e medicações que diminuem a absorção de 
gorduras; 
- Ingestão de óleo de rícino ou óleo mineral, maionese dietética de baixa caloria, dieta rica em fibras 
ou Metamucil; 
- Período neonatal; 
- Contaminação com urina; 
- A amostra aleatória de fezes é de pouco valor diagnóstico. 
 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
PREPARO DO PACIENTE 
 O ideal é coletar amostras durante 48 a 72 horas. O paciente deve fazer uma dieta de 60 a 100g de 
gorduras, 100g de proteínas e 180 g de carboidratos, por 6 dias antes e durante a coleta. Após a coleta, o 
paciente deve seguir dieta normal. 
 
Procedimento: 
 
 Fazer uma suspensão de fezes e colocar uma gota sobre a lâmina. Acrescentar uma gota de álcool 
a 96% e uma gota de Sudam III a 1%. 
 As gorduras neutras apresentam-se sob a forma de pequenas gotículas muito refringentes e 
fracamente coradas pela bile. Coram-se de laranja pelo Sudam III. Os ácidos graxos apresenta-se sob a 
forma de agulhas finas longas e entrecruzadas. Aquecendo-se a lâmina, dissolvem e assumem o aspecto 
de glóbulos. 
 Normalmente, aparecem 2 gotas de gorduras neutras por campo. 
 
REATIVO DE SATOFF – SUDAM III 
Sudam III.......................................................2g 
Álcool a 96%.................................................10 mL 
Ácido acético glacial.....................................90 mL 
 
 
 
 
 
 
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13-Plasmodium sp - Malária 
 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1. Identificar as estruturas morfológicas que compõe o protozoário 
1.2. Identificar as formas evolutivas de cada espécie de Plasmodio: 
esporozoítas,, trofozoíto jovem, trofozoíto maduro ,esquizonte, rosácea, merozoíta e gametócitos. 
1.3. Selecionar os métodos aplicáveis para o diagnóstico da doença. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Microscópio 
Lâminas permanentes de esporozoítas, merozoíta 
Lâminas permanentes de esfregaço sanguíneo e gota espessa de: trofozoíto jovem, trofozoíto maduro, 
esquizonte, rosácea e gametócito das espécies Plasmodium vivax, Plasmodium falciparum e Plasmodium 
malariae 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes a fim de reconhecere diferenciar as formas evolutivas 
das espécies de Plasmodio com a finalidade de realizar um diagnóstico seguro. 
Identifique as formas evolutivas. 
Caracterize-as de acordo com as espécies de Plasmodium encontradas no Brasil. 
 
 
 
 
A) P. vivax 
B) P. ovale 
C) P. malariae 
D) P. falciparum 
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14-PESQUISA DE LEUCÓCITOS NAS FEZES 
 
1 – OBJETIVO 
O exame microscópico de leucócitos nas fezes é útil na diferenciação de determinadas doenças 
bacterianas nas quais os leucócitos estão ausentes. Raramente é observado pus nas fezes. 
 
IMPLICAÇÕES CLÍNICAS 
Grande quantidade de leucócitos está associada a patologias como: 
- colite ulcerativa crônica 
- disenteria bacilar 
- abscessos 
- fístulas do sigmóide, reto e ânus 
- Shigelose 
- Salmonelose 
- Yersinia 
- diarréia por Escherichia coli entero-invasiva 
 
Ausência de leucócitos está associada a: 
- cólera 
- diarréia inespecífica 
- diarréia viral 
- colite amebiana 
- diarréia por E. coli não invasiva 
- parasitas – Giardia, Entamoeba 
 
2 – METODOLOGIA 
 
PREPARO DO PACIENTE 
- O laboratório deve explicar ao paciente o propósito do teste. 
- O paciente deve trazer ao laboratório uma amostra aleatória de fezes. 
- Procedimentos com bário e laxativos devem ser evitados por 1 semana antes do teste. 
- A antibioticoterapia deve ser suspensa até a coleta. 
 
Procedimento: 
- Colocar uma gota de solução de Azul de Metileno no centro da lâmina. 
- Com o auxílio de um bastão de madeira ou um palito, peque uma pequena porção da amostra 
de fezes e misture completa e cuidadosamente com a gota de solução de azul de metileno. Dê 
preferência pela porção de fezes que tiver muco. 
- Colocar uma lamínula sobre a mistura e deixar em repouso por 3-5 minutos para corar os 
núcleos. 
- Observar no microscópio em campo de 40X. 
- Focalizar 10 campos microscópicos, contando a eventual presença de leucócitos 
polimorfonucleares. Quando a soma for igual ou superior a 50 leucócitos em 10 campos, indica 
agressão do trato intestinal. 
 
OBS: Pode-se utilizar também a coloração de GRAM. 
 
 
 
 22 
 
12-Toxoplasmose 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1. Identificar as estruturas morfológicas que compõe o T. gondii 
1.2 Identificar as formas evolutivas do parasita: taquizoíto, bradizoíto, esporozoítos e oocisto 
1.3. Reconhecer o material biológico no qual as formas evolutivas estão presentes. 
1.4. Selecionar os métodos aplicáveis para o diagnóstico da doença. 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Microscópio 
Lâminas permanentes de taquizoíto, bradizoíto, esporozoíto e oocisto. 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes a fim de reconhecer a formas evolutiva presente com a 
finalidade de realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva cada forma diagnóstica observada indicando onde são encontradas. 
 
 
____________________________ 
 
 
____________________________ 
 
 
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 23 
 
 
13-PESQUISA DE SANGUE OCULTO NAS FEZES 
 
1 – OBJETIVO 
 
 A pessoa elimina em torno de 2,0 a 2,5 mL de sangue pelo TGI diariamente. A eliminação de mais 
de 2,8 mL de sangue nas 24 horas é um sinal importante de hemorragia do TGI. Este teste rastreia úlcera 
gástrica, carcinoma de cólon, hemorróidas, fissuras, colite ulcerativa, diverticulite, hérnia, além de outras 
fontes de sangramento oculto. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
 Reativo de Meyer – Johannessen 
 Água oxigenada 10 volumes 
 
Procedimento: 
PREPARO DO PACIENTE 
 
- Recomenda-se que o paciente consuma uma dieta adequada 4 dias antes da coleta. A dieta deve 
incluir, preferencialmente, grande quantidade de fibras. Deve-se evitar frutas e vegetais que 
possuam grande quantidade de peroxidase, como nabo, couve-flor, brócolis, rabanete. O paciente 
não deve comer cerne vermelha, nem mal passada. Não é recomendada a ingestão de álcool, 
aspirina ou vitamina C ,2 dias antes do exame. 
 
FATORES QUE INTERFEREM 
 
- Drogas como salicilatos, ferro, esteróides, indometacina, ácido bórico, brometos, iodo, agentes 
oxidantes; 
- Vegetais com atividade peroxidase e carne vermelha ou mal cozida; 
- Não se deve coletar após maratonas e durante o período menstrual. 
 
FUNDAMENTO 
 
 A pesquisa de sangue oculto deve ser realizada em material recentemente emitido ao laboratório. 
 A pesquisa é baseada na Reação de Meyer, a qual a fenolftaleína é reduzida pelo zinco para anidro 
ftálico que, oxidado pela água oxigenada, desprende oxigênio pela ação do sangue, transformando-se 
novamente em fenolftaleína, assumindo cor vermelha no meio alcalino. 
 
METODOLOGIA 
 
 Fazer uma suspensão de fezes de aproximadamente 5%. Passar 5 mL para um tubo de ensaio e 
juntar 1 mL de Reativo de Meyer. Inverter várias vezes e acrescentar 3 a 4 gotas de água oxigenada. 
 A positividade da reação é considerada quando se desenvolve coloração vermelha imediata. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 24 
 
14- Giardíase 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1. Identificar através de lâminas coradas permanentes as formas evolutivas do parasita: trofozoíta e cisto 
e diferencia-los. 
1.2. Selecionar o melhor método aplicável para o diagnóstico desta parasitose. 
 
 
.2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Microscópio 
Lâminas permanentes de Trofozoíto e cistos de Giardia lamblia 
Material a fresco de cisto de Giardia lamblia 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e à fresco a fim de reconhecer as formas evolutivas 
presentes com a finalidade de realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva cada forma diagnóstica observada. 
 
 
 
____________________________ 
 
 
 
 
 
 
_______________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 25 
 
15-TÉCNICA DE FAUST E COLS: 
1 – OBJETIVO 
 
TÉCNICA DE FLUTUAÇÃO: 
 Princípio: Fundamenta-se no princípio da diferença de densidade específica entre ovos de helmintos, 
cistos e oocistos de protozoários e o material fecal, a fim de que esse organismos flutuem na superfície de 
um reagentes com alta densidade específica, neste caso, sulfato de zinco 33%, densidade igual a 1,180 
g/cm
3
. 
 Finalidade: Pesquisa de ovos leves de helmintos e cistos de protozoários 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Material fecal 
Água 
Frasco borrel 
Bastão de vidro ou palito de madeira 
Gaze dobrada em quatro 
Peneira ou funil 
Cálice de sedimentação 
Tubo de centrifugação (de wassermann) 
Estante porta tubos 
Centrífuga 
Alça de platina 
Solução de sulfato de zinco 33% 
Bico de bunsen 
Lâmina 
Lamínula 
Lugol 
Microscópio 
 
Procedimento: 
1.Preparar uma suspensão de 1 parte de fezes para 10 partes de água. 
2.Filtrar em gaze dobrada 4 vezes. 
3.Recolher o filtrado em tubo de centrifugação. 
4.Centrifugar por 2 minuto a 1.500 rpm. 
5.Decantar o sobrenadante e ressuspender o sedimento em  1 mL de água e completar o volume com 
água. 
6.Centrifugar novamente, repetindo a mesma operação até que o sobrenadante torne-se transparente. 
7.Decantar o sobrenadante da última lavagem e ressuspender o sedimento em  1 mL de solução de 
sulfato de zinco a 1,180 g/ml de densidade e completar o volume com a mesma solução. 
8.Centrifugar 2 minuto a 1.500 rpm. 
9.O material a examinar será retirado da película superficial, empregando-se uma alça bacteriológica 
dobrada em anel. Fazer 3-4 tomadas, a fim de se obter maior quantidade de material a ser examinado. 
 
Solução de Sulfato de Zinco a 33% (d= 1,180): 
Sulfato de Zinco.................................................................................................. 33g 
Água destilada aquecida q.s.p........................................................................100 mL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 26 
 
16- Entamoebas 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1. Identificar as estruturas morfológicas que compõe o protozoário 
1.2 Identificar as formas evolutivas do parasita: Trofozoíto, pré-cisto, metacisto e cisto 
1.3. Diferenciar as espécies de amebas que parasitam o homem 
1.4.Selecionar o melhor método aplicável para o diagnóstico destas parasitoses.. 2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Microscópio 
Lâminas permanentes de Trofozoíto, pré cisto, metacisto e cisto de Entamoeba histolytica 
Lâminas permanentes de Trofozoíto e cisto maduro de e Entamoeba coli 
Lâminas permanentes de Trofozoíto e cisto de Endolimax nana 
Lâminas permanentes de Trofozoíto e cisto de Iodamoeba butschlli 
Material a fresco de cistos de amebas 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e à fresco a fim de reconhecer as formas evolutivas 
presentes com a finalidade de realizar um diagnóstico seguro. 
Diferenciar e representar esquematicamente todas as formas evolutivas observadas 
 
 
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___________________________________ ________________________________________ 
 
_________________________________ __________________________________________ 
 
 
 27 
 
 
17- Trichomoníase 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1. Identificar e indicar na figura abaixo as estruturas morfológicas que compõe o protozoário 
1.2. Reconhecer a forma evolutiva do parasita: Trofozoíto 
1.3. Selecionar o melhor método aplicável para o diagnóstico da doença ( coleta, conservação e coloração). 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Microscópio 
Lâminas permanentes de Trofozoíto de T. vaginalis 
 
Procedimento: 
 Observação microscópica das lâminas permanentes a fim de reconhecer a formas evolutiva presente com 
a finalidade de realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva cada forma diagnóstica observada. 
 
 
______________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 28 
 
18-Protozoários emergentes 
 
Sarcocystis, Isospora, Cyclospora e Cryptosporidium sp 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1. Identificar as estruturas morfológicas que compõe o protozoário 
1.2.Identificar as formas evolutivas dos parasitas: Merontes (esquizontes), sarcocistos (cistos de 
bradizoítos), oocistos 
 1.3.Selecionar técnicas aplicáveis para o diagnóstico de cada emergente. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Microscópio 
Lâminas permanentes de sarcocisto muscular de Sarcocystis sp 
Lâminas permanentes de oocistos de Isospora belli, Cryptosporidium sp, Cyclospora cayetanensis e 
Sarcocystis sp 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes a fim de reconhecer a forma evolutiva presente com a 
finalidade de realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva cada forma diagnóstica observada indicando a espécie a qual pertence. 
 
 
 
 
 
 
 
 29 
 
 
19-COLORAÇÃO DE KINYOUN – MODIFICADA: 
1 – OBJETIVO 
Recomendada para a pesquisa de coccídeos parasitas intestinais. 
 
Materiais: 
Fucsina Carbólica de Kinyoun 
Solução de Azul de metileno a 1%: 
Solução de álcool-ácido clorídrico: 
Formalina tamponada 10%: 
Éter etílico ou acetato de etila 
Microscópio 
 
Procedimento: 
1.Fazer esfregaço fino e deixar secar à temperatura ambiente ou na chama do bico de Bunsen. 
2.Fixar o esfregaço em metanol por 5 minutos. 
3.Corar com Fucsina Carbólica de Kinyoun por 3 minutos. 
4.Lavar cuidadosamente com água destilada. 
5.Gotejar solução álcool-ácida 0,5% sobre o esfregaço, até que esta solução escora pela lâmina e se 
torne incolor. 
6.Lavar cuidadosamente com água destilada. 
7.Contracorar com solução de Azul de metileno a 1% por 1 minuto. 
8.Lavar com água corrente, secar a temperatura ambiente. 
9.Examinar ao microscópio óptico comum em objetiva de imersão (1000X) 
 
 
Fucsina Carbólica de Kinyoun: 
Fucsina básica........................................................................................................4g 
Cristais de fenol......................................................................................................8g 
Álcool etílico 95%...............................................................................................20mL 
Água destilada.................................................................................................100mL 
 
Solução de Azul de metileno a 1%: 
Azul de metileno.....................................................................................................1g 
Água destilada.................................................................................................100mL 
 
Solução de álcool-ácido: 
Ácido clorídrico concentrado.............................................................................0,5mL 
Álcool etílico 70%.............................................................................................100mL 
 
 
 
 30 
 
20-TÉCNICA DE FLUTUAÇÃO DE SHEATHER 
1 – OBJETIVO 
 
TÉCNICA DE CENTRÍFUGO FLUTUAÇÃO EM SOLUÇÃO DE SACAROSE 
Princípio: 
 Finalidade: Pesquisa de oocistos 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Material fecal 
Formalina tamponada 10% 
Solução de sacarose ( Sheather) 
Frasco borrel 
Bastão de vidro ou palito de madeira 
Gaze dobrada em quatro 
Peneira ou funil 
Tubos de centrifugação 
Lâmina 
Lamínula 
Lugol 
Microscópio 
 
Procedimento: 
1.Suspender 2g de fezes em 10 ml de formalina tamponada. 
2. Filtrar a suspensão através de gaze dobrada duas vezes. 
3.Transferir 2ml da suspensão para tubo de centrifugação rosqueado. 
4.Acrescentar 8ml de solução de Sheather. 
5.Agitar por inversão do tubo 
6.Centrifugar por 15 minutos até 500g. 
7.Pipetar com cuidado a camada superior da solução de açúcar ou utilizar a alça de platina. 
8.Colocar em lâmina e observar os oocistos em microscópio óptico comum ( x 400) ou de contraste 
de fase. 
9.Depois da lâmina seca, fixar e corar o material. 
 
 
Solução de açúcar de Sheather: 
Sacarose.............................. 500g 
Fenol.................................... 6,5g 
Água destilada.................... 320ml 
Ferver a solução de sacarose até clarificar e adicionar ,com cuidado, o fenol. Deixar esfriar à temperatura 
ambiente antes de usar 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 31 
 
21-Schistosoma mansoni - Esquistossomose 
 
1 – OBJETIVO 
1.1 Identificar e diferenciar as características morfológicas de todas os estágios evolutivos: 
ovo, miracídio, cercária, macho e fêmea adultos 
1.2.Selecionar técnicas específicas para o diagnóstico deste helminto. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Lâmina de ovo – método Kato 
Lãmina de cercaria 
Lâmina de verme adulto (casal) 
Lâmina cercaria – pele 
Lâmina de granuloma (corte histológico)-fígado 
Lâmina de granuloma (corte histológico)-intestino 
Material à fresco de ovos 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e à fresco a fim de reconhecer as formas evolutivas 
presentes e realizar um diagnóstico seguro. 
Identificar e representar e descrever esquematicamente todas as formas observadas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 32 
 
22-MÉTODO DE KATO – KATZ 
 
 
1 – OBJETIVO 
 
ESFREGAÇO ESPESSO DE CELOFANE 
 
Princípio: Esse método quantifica um pequena porção de fezes, combinando um cartão retangular de 
papelão ( ou plástico) com pequeno orifício central e o esfregaço espesso de fezes 
 
Finalidade: Pesquisa de ovos de helmintos principalmente de S. mansoni. 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Material fecal 
Kit quantitativo – OPG – 
Lâmina de vidro 
Lamínula de papel celofane 
Tela metálica (orifícios correspondentes a 200 micras) 
 
Procedimento: 
 
1.Depositar uma pequena quantidade de fezes sobre um pedaço de papel absorvente 
2.Comprimir as fezes com uma espátula sobre uma tela ; 
3.Colocar sobre uma lâmina de microscopia o cartão retangular contendo no seu centro um orifício de 
6mm de diâmetro 
4.Retirar as fezes que passaram pela tela até preencher o orifício do cartão 
5.Retirar o cartão sobre as fezes e colocar a lamínula de papel celofane previamente embebida em 
solução de verde malaquita, água e glicerina, durante 24 h; 
6.Inverter o conjunto lâmina- fezes-lamínula sobre papel absorvente e comprimir com o polegar sobre 
a lâmina, até que o material fecal se distribua de maneira uniforme. 
7.Deixar a preparação em repouso,à temperatura ambiente, para clarificação do material pela 
glicerina 
8.Examinar ao microscópio, com objetiva de 10x. O número de ovos encontrados multiplicados por 24 
corresponderá ao número de ovos por grama de fezes 
Preparo das lamínulas de papel celofane 
 
Mergulhar as lamínulas ou tiras de papel celofane pelo menos 24 horas em uma solução contendo: 
Glicerina.............................................................100mL 
Agua destilada....................................................100mL 
Solução aquosa de verde malaquita.......................1mL 
Escorrer o excesso da solução, deixando as tiras de papel apenas umedecidas. Guardá-las em um placa de 
Petri fechada 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 33 
 
23-Fasciola hepatica 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Identificar e diferenciar as características morfológicas de todas os estágios evolutivos: 
ovo, miracídio, espocisto, rédias, cercária, metacercária, forma adulta 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Lâminas permanentes de ovos 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e a fim de reconhecer as formas evolutivas presentes 
e realizar um diagnóstico seguro. 
 
 
 
 
 
 
 
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24-Teníase - Taenia solium e T. saginata 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Identificar e diferenciar as características morfológicas de todas os estágios evolutivos: 
ovo – cisticerco – adulto (escólex, colo, estróbilo, ventosas, proglotes) 
1.2. Selecionar os métodos aplicáveis para o diagnóstico desta parasitose. 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Lâminas permanentes de escólex e proglotes grávidas de T. solium e T. saginata 
Material à fresco de ovos de Taenia sp 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e à fresco a fim de reconhecer as formas evolutivas 
presentes com a finalidade de realizar um diagnóstico seguro. 
Representar esquematicamente todas as formas observadas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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25-Tamisação das fezes 
 
1 – OBJETIVO 
 
1.1. Pesquisa de Proglotes de Taenia ou partes de eliminação 
 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Material fecal 
Água 
Bastão de vidro 
Tamis metálico de 80 a 100 malhas por cm
2
 
Lâmina de vidro 
 
Procedimento: 
1.Deve-se coletar todas as fezes emitidas ( em geral após uso de purgantes salinos) 
2.Emulsionar as fezes em àgua com auxílio de um bastão de vidro, coar todo material em tamis metálico de 
80 a 100 malhas por cm
2
 sob uma tormeira aberta 
3.Atentamente, coletar as proglotes ou vermes eventualmente retidos na peneira 
 
 
Obs: Não raro são levados ao laboratório proglotes de Taenia para exame e identificação. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 36 
 
26-Identificação de Proglotes de Taenia – Método do Ácido acético 
 
 
1 – OBJETIVO 
 
1.1. Reconhecer especificamente proglotes grávidas da Taenia solim e T. saginata pelo seu alto significado 
clínico uma vez que a Taenia solium desenvolve a cisticercose humana. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Proglotes 
Ácido acético glacial 
Lâmina de vidro 
 
 
Procedimento: 
 
01. Colocar a(s) proglote(s) a ser(em) identificada(s) em pequeno recipiente contendo ácido acético glacial. 
02. Decorridos pelo menos 15 minutos, retira-la e comprimi-la entre duas lâminas. 
03. Examinar sob iluminação intensa (artificial). 
04. Os caracteres do útero e suas ramificações permitirão distinguir se a proglote grávida em exame é de T. 
solium ou T. saginata. 
05. É aconselhável utilizar lâminas largas para comprimir as proglotes como medida de cautela para uma 
eventual contaminação do examinador, através de ovos do parasita (principalmente em se tratando da T. 
solium). 
06. O mecanismo de ação do ácido acético está baseado na dissolução de sais, calcários e carbonato de 
cálcio que impregnam o corpo do parasita. 
♠Taenia saginata: proglotes grávidas: útero com ramificações laterais finas, dicotômicas e 
numerosas. 
♣Taenia solium: proglotes grávidas: útero com ramificações espessas, dendríticas e em 
pequena quantidade. 
*OBS.: pelo encontro de ovos de taenia nas fezes não podemos dizer se a espécie é solium ou 
saginata. RESULTADO: OVOS DE Taenia sp. Somente pelo encontro de proglotes, podemos 
determinar a espécie, após executar a técnica diferencial. 
 
 
Atividade: Esquematize as proglotes grávidas de T. solium e T. saginata: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 37 
 
 
27-Hymenolepis nana e H. diminuta 
 
 
1 - OBJETIVO 
1.1 Identificar e diferenciar as características morfológicas de todas os estágios evolutivos: 
ovo, verme adulto 
1.2.Selecionar técnicas aplicáveis para o diagnóstico deste helminto. 
 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Lâmina de ovo de H. nana e H. diminuta 
Lâmina de proglotes 
Lâmina de escólex 
Material à fresco de ovo de H. nana 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e à fresco a fim de reconhecer as formas evolutivas 
presentes. 
Diferenciar ovos de H. nana e H. diminuta com a finalidade de realizar um diagnóstico seguro. 
Representar esquematicamente todas as formas observadas. 
 
 
 
_________________ 
 
 
 
 
 
_________________ 
 
 
 
 
 
 38 
 
28-Ascaris lumbricoides 
 
 
1 - OBJETIVO 
1.1 Identificar e diferenciar as características morfológicas dos estágios evolutivos: ovo (corticado, 
decorticado e infértil) e vermes adultos 
1.2.Selecionar técnicas específicas para o diagnóstico deste helminto. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
 
Lâmina de ovo 
Lâmina de adulto (corte transversal) 
Espécime adulto macho 
Espécime adulto fêmea 
Material á fresco de ovo (corticado, decorticado e infértil) 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e a fim de reconhecer as formas evolutivas presentes 
e realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva morfologicamente cada forma observada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 39 
 
29-TÉCNICA DE LUTZ ( Hoffmann, Pons e Janer): 
 
 
1 – OBJETIVO 
 
TÉCNICA DE SEDIMENTAÇÃO: 
 Princípio: Sedimentação espontânea de fezes em água pela força da gravidade 
 Finalidade: Pesquisa de ovos e larvas de helmintos e cistos de protozoários 
 
3 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Material fecal 
Água 
Frasco borrel 
Bastão de vidro ou palito de madeira 
Gaze dobrada em quatro 
Peneira ou funil 
Cálice de sedimentação 
Canudo ou pipeta de pasteur 
Lâmina 
Lamínula 
Lugol 
Microscópio 
 
 
Procedimento: 
1.Em cálice graduado ou copo descartável, homogeneizar, com auxílio de bastão de vidro ou palito 
de madeira, cerca de 2 – 4 g de fezes em  20 mL de água; 
2.Filtrar a suspensão por meio de gaze dobrada 4 vezes, em cálice de fundo cônico apropriado, com 
capacidade de 125 mL; 
3.Completar o volume com água e deixar em repouso por no mínimo 2 horas para que ocorra 
sedimentação espontânea; 
4.Após, com auxílio de canudinho (refrigerante) ou pipeta vedada pelo dedo indicador, recolher do 
fundo do cálice amostra da porção inferior do sedimento, depositar sobre lâmina, adicionar 1 gota de 
lugol, cobrir com lamínula e proceder a leitura microscópica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 40 
 
 
30-Ancilostomídeos: Ancylostoma duodenale e Necator americanus 
 
 
1 - OBJETIVO 
1.1 Identificar e diferenciar as características morfológicas dos estágios evolutivos: 
ovo, larva rabditoide, larva filarioide, verme adulto (macho e fêmea) 
1.2.Selecionar técnicas específicas para o diagnóstico deste helminto. 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
 
Lâmina de larvas rabditoides e filarioides de ancilostomideos 
Lâminas de ovos de ancilostomídeos 
Lâmina de Ancylostoma duodenale - macho 
Lâmina de Ancylostoma duodenale – fêmea 
Lâmina de Necator americanus - macho 
Lâmina de Necator americanus – fêmea 
Material à fresco de ovos de ancilostomídeos 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentese material a fresco a fim de reconhecer as formas 
evolutivas presentes e realizar um diagnóstico seguro. 
Reconhecimento e diferenciação das larvas rabditóides e filarióides de ancilostomídeos ( vestíbulo bucal, 
primórdio genital, cauda) 
 
 
 
 
____________________ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 41 
 
31-TÉCNICA DE WILLIS, 1921 
 
1 – OBJETIVO 
 
FLUTUAÇÃO SIMPLES: 
 Princípio: Fundamenta-se na dupla propriedade que apresentam certos ovos de helmintos de flutuarem 
na superfície de uma solução de densidade elevada, neste caso, Cloreto de sódio (NaCl), densidade igual a 
1,20 g/ml e de aderirem ao vidro. Cistos de protozoários se retraem, ficando irreconhecíveis. 
Preparação da Solução: Aproximadamente 40g de NaCl em 100 ml de água quente ou em ebulição, 
controlar a densidade com densitômetro.filtrar em papel de filtro. 
 
Finalidade: Pesquisa de ovos leves de helmintos (principalmente ancilostomídeos) 
 
2– METODOLOGIA 
 
Procedimento: 
1.Dissolver cerca de 5g de fezes em solução saturada de NaCl; 
2.Filtrar em gaze dobrada em quatro em frasco de borrel e completar com solução saturada de NaCl 
até formar um menisco convexo na boca do frasco; 
3.Colocar uma lâmina por sobre as bordas do frasco para que fique em contato com o líquido de 5 - 
15 minutos no máximo; 
4.Levantar rapidamente a lâmina, invertendo sua posição, virando-a para cima; 
5.Adicionar ao líquido retido na superfície do vidro, uma gota de solução de Lugol e examinar ao 
microscópio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 42 
 
 
32-Strongyloides stercoralis 
 
 
1 – OBJETIVO 
1.1 Identificar e diferenciar as características morfológicas dos estágios evolutivos: 
fêmea partenogenética, larva rabditoide, larva filarioide 
1.2.Selecionar técnicas específicas para o diagnóstico deste helminto. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Lâmina de larvas rabditoides 
Lâmina de larvas filarioides 
Lamina de fêmea partenogenética 
Material à fresco para observação de larvas 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e material a fresco a fim de reconhecer as formas 
evolutivas presentes e realizar um diagnóstico seguro. 
Reconhecimento e diferenciação das larvas rabditoides e filarioides de Strongyloide stercoralis 
( vestíbulo bucal, primórdio genital, cauda) 
 
Diferenciação de larvas rabditoides e filarioides de ancilostomídeos e Strongyloides stercoralis 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 43 
 
 
33-COPROCULTURA DE HARADA MORI 
 
1 – OBJETIVO 
 
 Princípio: Migração de larvas de nematóides de amostras fecais cultivadas no papel de filtro em tubo de 
ensaio. 
 Finalidade: Diagnóstico de infecções humanas pelo Necator americanus, Ancylostoma duodenale, 
Strongyloides stercoralis. 
Amostra: Fezes frescas. 
 
2 – Procedimento 
1. Preparar uma fita de papel de filtro de 15x1cm ou 15x2cm, com dobradura no meio; 
2.Espalhar 0,5g de fezes frescas no papel-filtro, formando um esfregaço fino e uniforme, em um dos lados 
da fita, exceto nas áreas de 4cm distante de ambas as extremidades; 
3. Introduzir a fita em tubo de ensaio de 18x180mm ou 20x200mm ou em tubo cônico de centrifuga de 
maneira que a água não contacte com as fezes; 
4. Fechar o tubo com rolha de borracha, conservando-o na posição vertical durante 10 a 14 dias, à 
temperatura de 25-30°C. 
5. No fim do período de incubação colher a água no fundo do tubo a fim de observar se existem larvas 
filarioides. 
6. Em caso positivo, retirar a rolha e em seguida o papel de filtro. 
7. Colocar o tubo em banho de água a 50°C durante 15 minutos e transferir a água para um tubo de 
centrifugação e centrifugar a 500 x g por 1 minuto. Decantar e colocar as larvas em uma lâmina e eaminar 
em pequeno aumento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 44 
 
 
34-Enterobius vermiculares 
 
 
1 - OBJETIVO 
1.1 Identificar e diferenciar as características morfológicas dos estágios evolutivos: 
ovo, vermes adultos (macho e fêmea) 
1.2.Selecionar técnicas específicas para o diagnóstico deste helminto. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Lâmina de adulto macho e fêmea 
Lamina de ovos 
Material à fresco para identificação de ovos 
 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e material a fresco a fim de reconhecer as formas 
evolutivas presentes e realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva morfologicamente a forma observada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 45 
 
 
35-MÉTODO DE GRAHAM (OU FITA ADESIVA) 
 
1 - OBJETIVO 
 
Pesquisa de Enterobios vermiculares (coleta local) 
 
 
2 – METODOLOGIA 
Materiais: 
 
Lâminas de vidro 
 Fita durex 
Tubo de ensaio 
Lugol 
 
Procedimento: 
 
01. Ao despertar pela manhã, antes que o paciente faça higiene ou troque de roupas, fazer a coleta do 
material. 
02. Fixar sobre uma lâmina limpa e desengordurada uma tira de fita durex um pouco menor que o 
comprimento da lâmina. Nas extremidades colar 2 tiras de papel, as quais servirão de suporte para 
segurar e também para a identificação. 
03. No momento de usar, retirar cuidadosamente a fita da lâmina. Com a face adesiva voltada para 
fora, colocar um tubo de ensaio (ou abaixador de língua) na face interna (sem cola), como suporte, 
segurando nas tiras de papel. 
04. Afastar os glúteos do paciente e encostar rápida e firmemente a fita adesiva sobre o ânus. 
05. Após a coleta, colar novamente sobre a lâmina, procurando evitar a formação de bolhas de ar. 
06. Examinar ao microscópio com pequeno aumento, percorrendo todos os campos. 
OBS.: 
- Pode-se utilizar 1 a 2 gotas de lugol entre a fita adesiva e a lâmina. 
- É freqüente o encontro de ovos de Taenia sp. 
- Outros métodos com papel de celofane não superam a técnica descrita e são menos higiênicos. 
 
 
 
 
 
 
 46 
36-Trichuris trichiura 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Identificar e diferenciar as características morfológicas dos estágios evolutivos: 
ovo e vermes adultos 
1.2.Selecionar técnicas específicas para o diagnóstico deste helminto. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Lâmina de adulto macho e fêmea 
Lamina de ovos 
Material à fresco para identificação de ovos 
 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes e material a fresco a fim de reconhecer as formas 
evolutivas presentes e realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva morfologicamente a forma observada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 47 
 
 
37-TÉCNICA DE RUGAI, MATTOS E BRISOLA: 
 
 
1 – OBJETIVO 
 
 Princípio: Fundamenta-se no termohidrotropismo de larvas pela ação da gravidade 
 Finalidade: Pesquisa de larvas de helmintos 
 Amostra: Fezes frescas 
3 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Material fecal 
Água morna 
Gase 
Frasco borrel 
Bastão de vidro ou palito de madeira 
Gaze dobrada em quatro 
Peneira ou funil 
Cálice de sedimentação 
Canudo ou pipeta de Pasteur 
Lâmina 
Lamínula 
Lugol 
Microscópio 
 
Procedimento: 
 
1.Estender sobre a boca da latinha contendo as fezes um pedaço de gaze dobrada 2 a 4 vezes, 
conforme a consistência das fezes, e repuxar as extremidades da gaze para trás da lata, formando 
uma ”trouxinha”. 
2.Emborcar a “trouxinha” com a abertura voltada para baixo em cálice cônico com capacidade de 125 
mL, fixando-a por pressão contra as paredes, em posição levemente inclinada. 
3.Encher o cálice com água aquecida a 40ºC - 45
o
C até que o nível de água alcance as fezes 
contidas na “trouxinha” emborcada. 
4.Deixar em repouso cerca de 90 minutos. As larvas, quando presentes, dirigiam-se para o fundo do 
cálice. 
5.Sem retirar a trouxinha”, introduzir até o fundo do cálice um canudinho ( que pode estar adaptado a 
uma ponteira) para aspirar rapidamente o conteúdo final. 
6.Passar o material para um vidro de relógio e examinar em pequeno aumento ou passar o material 
para uma lâmina, adicionar 1 gota de lugol e observar ao microscópio.48 
 
 
38-TÉCNICA DE BAERMAN E MORAES 
 
 
1 – OBJETIVO 
 
 Princípio: Fundamenta-se no termohidrotropismo de larvas pela ação da gravidade 
 Finalidade: Pesquisa de larvas de helmintos. 
Amostra: Fezes frescas 
2 – Procedimento 
1. Monta-se um aparelho extrator de larvas, utilizando-se um funil de vidro com cerca de 12 cm de diâmetro, 
tendo na extremidade inferior da usa haste um pequeno pedaço de tubo de látex conectado. Ao mesmo, 
prende-se uma pinça ou similar para impedir o escoamento de água. 
2. Coloca-se o funil em um suporte e um vidro de relógio de 10cm de diâmetro sob o tubo de borracha 
pinçado; 
3. Sobre o funil é ajustada uma tela metálica e, em cima desta, um pedaço de gaze dobrado 4 vezes; 
4. Enche-se o funil com água aquecida a 40 – 42°C, até ultrapassar a parte inferior da tela contida no funil. 
5. Sobre a gaze dobrada, deposita-se 8 a 10 gramas de fezes; 
6. Após uma hora, as larvas existentes nas fezes passam para a água, acumulando-se no tubo de borracha; 
7. Abre-se a pinça, deixando cair 3 a 5 mL de líquido no vidro de relógio, examinando-se ao microscópio em 
pequeno aumento; as larvas são pescadas com uma pipeta de pasteur, colocadas em uma lâmina e 
identificadas após coloração com solução de lugol. 
Obs: Fezes pastosas devem ser colocadas em gaze dobrada maior número de vezes. Material líquido não 
se presta para esse método. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 49 
 
 
39-TÉCNICA DO FORMOL – ÉTER MODIFICADO: 
1 – OBJETIVO 
 
TÉCNICA DE SEDIMENTAÇÃO POR CENTRIFUGAÇÃO: 
Princípio: Os organismos são sedimentados pela centrifugação, sendo necessário o uso de éter ou 
acetato de etila para separação das gorduras. 
 Finalidade: Pesquisa de oocistos 
 
4 – METODOLOGIA 
Materiais: 
Material fecal 
Água 
Frasco borrel 
Bastão de vidro ou palito de madeira 
Gaze dobrada em quatro 
Peneira ou funil 
Tubos de centrifugação 
Lâmina 
Lamínula 
Lugol 
Microscópio 
 
Procedimento: 
1. Homogenizar 1 g de fezes em 10 mL de formalina tamponada a 10%, pH 7,0 em PBS. 
2. Filtrar em gaze e tranferir o filtrado para flaconetes. 
3. Se necessário, conservar em geladeira até a próxima etapa. 
4. Colocar 4 mL do material em formalina em tubo de centrífuga e adicionar 2 mL de éter etílico. 
5. Centrifugar por 10 minutos a 1500 rpm. 
6. Desprezar o sobrenadante e limpar as paredes do tubo com um “cotonete”. 
7. Confeccionar o esfregaço com o sedimento em lâminas bem limpas e desengorduradas. 
8. Realizar coloração 
 
Formalina tamponada 10%: 
Formaldeído 37 – 40%......................................................................................10mL 
PBS q.s.p.........................................................................................................100mL 
Éter etílico ou acetato de etila 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 50 
 
40-Filarias 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Identificar as características morfológicas de todas os estágios evolutivos: 
microfilária e verme adulto 
1.2.Diferenciar microfilárias das espécies Wuchereria bancrofti, Onchocerca volvulus, Mansonella ozzardi 
1.3.Selecionar técnicas específicas para o diagnóstico dessas parasitoses. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Lâminas de microfilárias de Wuchereria bancrofti 
Lâminas de microfilárias de Onchocerca volvulus 
Lâminas de microfilárias de Mansonela ozzardi 
 
Procedimento: 
Observação microscópica das lâminas permanentes a fim de reconhecer as formas evolutivas presentes e 
realizar um diagnóstico seguro. 
Descreva e esquematize morfologicamente as formas observadas indicando as técnicas apropriadas para o 
encontro das mesmas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 51 
 
 
 
41-Artrópodes (Características Gerais) 
 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, diferenciar e desenhar as características morfológicas externas, principais dos artrópodes. 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Utilizando-se do desenho esquemático, anexo, localizar nos espécimes preparados para a aula as 
características gerais dos artrópodes. 
Ilustrações: 
 
 
 
Fig. 1 - Esquema do corpo de um inseto (gafanhoto) com as suas regiões separadas (adapt. de Herms); a - 
antena; ant - asa anterior; aps - asa posterior; cx - coxa mediana; f1, f2 e f3 - fêmur anterior, médio e 
posterior; g- garra; oc - ocelo; ocp - olho composto; <ov - ovopositor; <sp - espiráculo; <t - 
tímpano; p; tb-tíbiamediana; >trtrocante rmediano; ts - artículos tarsais. 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre preparo de espécimes em laboratório 
 52 
 
 
 
42-Artrópodes (Classe Insecta) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, diferenciar e desenhar as características morfológicas do aparelho bucal dos insetos 
 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Utilizando-se do desenho esquemático, abaixo, localizar nos espécimes preparados para a aula as 
características gerais do aparelho bucal da Classe Insecta. 
Ilustrações: 
Aparelho bucal dos insetos (esquemático:) 
M - mastigador; L - lambedor; S - sugador maxilar; P - sugador labial (pungitivo); g - espirotromba; h - 
hipofaringe; lb - lábio; Ir - labro; Ire - labro-epifaringe; mn - mandíbula; mx - maxíla; plb - palpo labial; pmx - 
palpo maxilar (adapt. de Forattini, Ennt. Méd. 1962). 
 
 
 
 
 
 
 
 53 
 
 
 
43-Artrópodes (Ordem Hemíptera) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, diferenciar e desenhar as características morfológicas da Ordem Hemíptera 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Utilizando-se do desenho esquemático, abaixo, localizar nos espécimes preparados para a aula as 
características gerais da Ordem Hemíptera. 
Ilustrações: 
 
Ordem Hemíptera - Triatoma infestans: detalhes da morfologia externa. Em separado, as extremidades 
do abdômen, mostrando as diferenças entre macho e fêmea. 
A - Detalhe do sulco estridulatório, na base do esterno. 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros da Família Reduviidae, Subfamília 
triatominae 
 54 
 
 
 
44-Artrópodes (Família Psychodidade) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, diferenciar e desenhar as características morfológicas da Família Psychodidae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família Psychodidae - 
Flebotomíneos 
Ilustrações: 
 
 
 
 
 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 55 
 
 
 
45-Artrópodes (Família Culicidae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Família Culicidae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família Culicidae – 
Anophelinos 
 
 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 56 
 
 
 
 
46-Artrópodes (Subfamília Culicinae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Subfamília Culicinae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Subfamília Culicinae 
Gênero: Aedes sp; Culex sp 
 
Ilustrações: 
 
 
Aedes sp 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 57 
 
 
 
 
 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa subfamília. 
 
 
 
 
 
 
 
 58 
 
47-Artrópodes(Família Simuliidae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, diferenciar e desenhar as características morfológicas da Família Simuliidae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família Simuliidae - 
borrachudos 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 59 
 
48-Artrópodes (Família Ceratopogonidae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar,desenhar e diferenciar as características morfológicas da Família Ceratopogonidae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família 
Ceratopogonidae.Gênero Culicoides 
 
 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 60 
 
 
49-Artrópodes (Família Muscidae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Família Muscidae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família Muscidae – musca 
doméstica 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 61 
 
50-Artrópodes (Família Muscidae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Família Muscidae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família Muscidae – Musca 
doméstica 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 62 
 
51-Artrópodes (Família Cuterebridae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Família Cuterebridae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família Cuterebridae- berne 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 63 
 
 
52-Artrópodes (Família Calliphoridae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Família Calliphoridae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família Calliphoridae. – 
“varejeiras” 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 64 
 
53-Artrópodes (Família Sarcophagidae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Família Sarcophagidae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família Sarcophagidae. 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 65 
 
54-Artrópodes (Família Tabanidae) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Família Tabanidae 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Família Tabanidae – 
“mutucas” 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 66 
 
 
55-Artrópodes (Família Siphonaptera) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Ordem Siphonaptera 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Ordem Siphonaptera - 
Pulgas 
 
 
Ilustrações: 
 
 
 
 
 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 67 
 
56-Artrópodes (Família Anoplura) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Ordem Anoplura 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Ordem Anoplura.- piolhos 
 
 
Ilustrações: 
 
 
 
 
Pediculus humanus 
 
 
 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
 
 
 
 
 68 
 
 
57-Artrópodes (Subclasse Acari) 
 
 
1 - OBJETIVO 
 
1.1 Observar, desenhar e diferenciar as características morfológicas da Subclasse Acari 
 
2 – METODOLOGIA 
 
Materiais: 
Fotos em transparências 
Espécimes preparados 
 
 
Procedimento: 
Localizar nos espécimes preparados para a aula as características gerais da Subclasse Acari – 
carrapatos e ácaros 
 
Exercícios: 
 
Fazer pesquisa sobre as diferenças entre os principais gêneros dessa família 
 
 
BIBLIOGRAFIA CONSULTADA 
 
VALLADA, E.P. Manual de Exame de Fezes: coprologia e parasitologia, Editora Atheneu, 1995. 
 
DE CARLI, G. A. Parasitologia Clínica: seleção de métodos e técnicas d laboratório para o 
diagnóstico das parasitoses humanas. São Paulo: Atheneu, 2001. 
 
 NEVES, D. P.; MELO, A. L.; GENARO, O.; LINARDI. P. M. Parasitologia Humana, 10ª ed. São Paulo: 
Atheneu. 2000. 
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Disciplina de Parasitologia Básica e Clínica: MSc Cibeli Lunardeli de Oliveira e Esp. Liane Terezinha 
Dezanet S. - Campus - Toledo