Modelo_relatorio estagio curricular supervisionado

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Douglas Fragoso Moreira
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO EM BIOMEDICINA 
Cuiabá
11
2019
Douglas Fragoso Moreira
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO EM BIOMEDICINA 
Relatório de estágio curricular supervisionado apresentado a instituição FASIPE – CPA como requisito parcial para a aprovação da disciplina 1/2.
Local de estágio: Faculdade FASIPE - CPA
Supervisor no local de estágio: Prof. Me. Luiz de Pádua Queiroz Júnior 
Cuiabá
2019
SUMÁRIO	
INTRODUÇÃO	3
Rotina Laboratorial	4
Exames realizados	4
CONDIÇÕES PARA A COLETA	4
A COLETA COM SERINGA E AGULHA DESCARTÁVEIS	5
COLETA COM SISTEMA A VÁCUO E COLETA MÚLTIPLA	6
ESFREGAÇO SANGUÍNEO	7
 sequência e metodologia do preparo do esfregaço:	8
Coloração de lâmina	9
TÉCNICA:	9
HEMOGRAMA	9
Tipagem sanguínea	11
Procedimento	11
Bioquímica	12
GLICOSE	12
APLICAÇÃO CLÍNICA	12
COLESTEROL	13
AMOSTRA	13
URÉIA	15
AMOSTRA	15
TGO/AST	16
TGP/ALT	17
Imunologia	18
PCR	18
ASLO	19
Fator reumatóide (FR)	20
Urinálise	22
EAS SIMPLES	22
Primeira parte: Exame Físico	22
Parasitologia	24
Métodos passados em teoria:	24
Realizados em pratica:	27
Método de Hoffman, Pons e Janer ou Lutz	27
Conclusão	28
REFERÊNCIAS	29
INTRODUÇÃO
Este relatório apresenta as atividades desenvolvidas no decorrer do estágio de biomedicina que foram desenvolvidas atividades na área de análises clínicas com exames dos setores de imunologia, bioquímica, hematologia, parasitologia e urinálise, realizado pelo acadêmico Douglas Fragoso Moreira. Realizado a primeira etapa do estágio com carga horaria de 360 horas no laboratório escola da Faculdade FASIPE – CPA, localizado em Cuiabá - MT., onde o mesmo foi supervisionado pelo professor Me. Luiz de Pádua Queiroz Júnior. Essa primeira etapa teve início no mês de fevereiro de 2019 e seu término foi no dia 10 de dezembro de 2019 totalizando assim uma carga horária de 300 horas.
O estágio supervisionado é uma matéria obrigatória e de suma importância para o curso de Biomedicina e aprendizado teórico-prático do acadêmico onde são realizados os ensinos teóricos e são postos em pratica fazendo então uma junção de pratica com teoria, trata-se de um passo muito importante na formação integral do acadêmico e na preparação do mesmo para ingressar no mercado de trabalho.
No estágio foram desenvolvidas atividades práticas que contribuem para a capacitação e aprendizagem do acadêmico e só engrandece sua experiência e contribui para formação de profissionais totalmente aptos para o mercado de trabalho.
Para o acadêmico, todo conhecimento prático e teórico obtidos no estagio fornece uma base para o trabalho que exercerá futuramente. 
Rotina Laboratorial
A rotina laboratorial no estágio era de segunda feira a sexta feira, com uma escala de rotina de 6 horas na segunda feira e na quarta feira, nesses 2 dias da semana dava-se inicio na rotina as 16:00 horas e com termino as 22:00 horas, nos demais dias da semana iniciava-se às 16:00 horas com término as 19:00 horas.
Para o aprendizado de cada exame dava-se uma aula teórica e posteriormente a pratica, assim foram para todos os exames ministrados no estágio e para as realizações das pratica eram feitas as coletas das amostras pelos estagiários e consecutivamente eram realizados os exames práticos.
Exames realizados
Técnica de coleta: Podemos dizer que existem três tipos de coleta de sangue: por meio de seringa e agulha, coleta de sangue a vácuo e punção digital. Para estes procedimentos são adotados alguns métodos que são comuns a todos e outros específicos.
CONDIÇÕES PARA A COLETA
· Sala bem iluminada e ventilada
· Pia
· Cadeira reta com braçadeira regulável ou maca
· Garrote
· Algodão hidrófilo
· Álcool iodado a 1% ou álcool etílico a 70%
· Agulha descartável
· Seringa descartável
· Sistema a vácuo: suporte, tubo e agulha descartável
· Tubos de ensaio com tampa
· Pinça
· Pipetas Pasteur
· Etiquetas para identificação de amostras
· Caneta
· Recipiente de boca larga, com parede rígida e tampa, contendo
· hipoclorito de sódio a 2%
· Avental e máscara
· Luvas descartáveis
· Estantes para tubos
A COLETA COM SERINGA E AGULHA DESCARTÁVEIS
Como fazer coleta de sangue com seringa e agulha descartáveis
1- Coloque a agulha na seringa sem retirar a capa protetora, não toque na parte inferior da agulha;
2- Movimente o êmbulo e pressione-o para retirar o ar;
3- Ajuste o garrote e escolha a vela;
4- Faça a antissepsia do local da coleta com algodão umedecido em álcool a 70% ou álcool iodado a 1 %. Não Toque mais no local desinfetado;
5- Retire a capa da agulha e faça a punção;
6- Solte o garrote assim que o sangue começar a fluir na seringa;
7- Colete aproximadamente 10 ml de sangue. Em crianças, colete de 2 a 5 ml;
8- Separe a agulha da seringa com o auxílio de uma pinça, descarte a agulha em recipiente de boca larga, paredes rígidas e tampa, contendo hipoclorito de sódio a 2%;
9- Oriente o paciente a pressionar com algodão a parte puncionada, mantendo o braço estendido, sem dobrá-lo;
10- Transfira o sangue para um tubo de ensaio, escorra delicadamente o sangue pela parede do tubo. Este procedimento evita a hemólise da amostra. Descarte a seringa no mesmo recipiente de descarte da agulha
COLETA COM SISTEMA A VÁCUO E COLETA MÚLTIPLA
Como proceder quando a coleta é feita com sistema a vácuo
1- Rosqueie a agulha no adaptador (canhão). Não remova a capa protetora de plástico da agulha;
2- Ajuste o garrote e escolha a veia;
3- Faça a antissepsia do local da coleta com algodão umedecido em álcool a 70% ou álcool iodado a 1%. Não toque mais no local desinfetado;
4- Remova o protetor plástico da agulha. Faça a punção;
5- Introduza o tubo no suporte, pressionando-o até o limite;
6- Solte o garrote assim que o sangue começar a fluir no tubo;
7- Separe a agulha do suporte com o auxílio de uma pinça. Descarte a agulha em recipiente de boca larga, paredes rígidas e tampa, contendo hipoclorito de sódio a 2%;
8- Oriente o paciente a pressionar com algodão a parte puncionada, mantendo o braço estendido, sem dobrá-lo.
ESFREGAÇO SANGUÍNEO
A confecção do esfregaço sanguíneo é etapa significativa em um hemograma, pois possibilita a leucometria, diferencial, a estimativa do número de leucócitos e plaquetas por microlitro de sangue, a avaliação morfológica das células sanguíneas e também a pesquisa de parasitas sanguíneos. Os materiais necessários para confeccionar o esfregaço de sangue são: lâminas de vidro limpas, desengorduradas e secas; lâminas extensoras e a própria amostra de sangue.
A confecção do esfregaço sanguíneo é o ponto crucial para a realização de um hemograma confiável e por isso a sua padronização deve ser a principal exigência. Para realizar a técnica dos esfregaços sanguíneos, é utilizada uma lâmina limpa, sem resquícios de gordura ou outros materiais e outra lâmina distensora igualmente limpa. O esfregaço ideal deve ser livre de falhas e paradas, não muito espesso, nem fino demais e sem falhas na cauda. Na observação ao microscópio deve-se ser feita na parte final do esfregaço onde são realizadas as contagens de células ou a observação da lâmina, devem apresentar os eritrócitos mais separados e os leucócitos bem distribuídos.
 sequência e metodologia do preparo do esfregaço:
fonte: google
Coloração de lâmina
A confecção do esfregaço sanguíneo é etapa significativa em um hemograma, pois possibilita a leucometria diferencial, a estimativa do número de leucócitos e plaquetas por microlitro de sangue, a avaliação morfológica das células sanguíneas e também a pesquisa de parasitas sanguíneos. Os materiais necessários para confeccionar o esfregaço de sangue são: lâminas de vidro limpas, desengorduradas e secas; lâminas extensoras e a própria amostra de sangue.
TÉCNICA:
Colocar a lâmina no suporte de coloração.
1- Recobrir o esfregaço com 20 gotas do corante May - Grünwald. Deixar atuar por 3 minutos.
2- Decorrido este tempo, acrescentar 20 gotas de água de torneira. Misturar a solução nos diversos pontos da lâmina. Evitaro extravasamento do corante. Esperar 2 minutos.
3- Desprezar a mistura que recobre a lâmina e, sem lavar, cobri-la com 20 gotas da solução diluída de Giemsa, preparada no momento da coloração (uma gota de Giemsa para cada mililitro de água destilada – em média utiliza-se 3 mL para cada lâmina). Esperar de 12 a 15 minutos.
4- Desprezar o corante, lavar a lâmina em água corrente.
5- Deixar secar em posição vertical.
6- Examinar com objetiva de imersão.
HEMOGRAMA 
O Hemograma é o exame laboratorial que avalia os elementos figurados do sangue, ou seja, as células sanguíneas. Pela quantidade e qualidade de informações que vai transmitir ao clínico, certamente é o exame mais prescrito pelos médicos. Consiste na avaliação de três componentes: leucócitos, hemácias e plaquetas. Para cada um destes componentes, apresenta uma estratificação de resultados que auxiliará no diagnóstico clínico.
APLICAÇÕES: 
· HEMOGRAMA – CÂMARA DE NEUBAUER 
· TÉCNICA UTILIZADA – CONTAGEM EM CAMARA DE NEUBAUER 
· 4mL de cloreto de sódio 0,9% ou salina (soro fisiológico) + 20 µl da amostra - contagem de série vermelha (deixar descansar no tubo por 10 minutos, pipetando 10 µl a 20 µl em da câmara – leitura no microscópico – lente de 40x contar os 5 campos e multiplicar por 10.000
· Contagem de plaquetas - esfregaço sanguíneo – LÂMINA DE VIDRO
· 10 µl da amostra (corado com Maygruwold, agua destilada e giemsa ou panótico rápido) – após o esfregaço, deixar a lâmina secar, preencher a mesma com o auxílio da pipeta com o corante Maygruwold, deixando descansar por 5 minutos, preencher novamente com agua destilada, deixando agir por 3 minutos, preencher com Giemsa e deixar agir por 18 minutos, lavar com agua corrente e deixar secar a lamina) contagem de plaquetas na lâmina em lente de 100x – (contar 5 campos e multiplicar pelo no de hemácias).
· Hemoglobina – ANALISADOR BIOQUÍMICO SEMIAUTOMATICO – BIOPLUS 2000 – 
Modo: 
· Selecionar dosagem de hemoglobina 
· No tubo de ensaio colocar 50 µl de Drabkin + 20 µl da amostra do paciente (teste)
· No tubo de ensaio colocar 50 µl de Drabkin + 20 µl da amostra controle (padrão)
· Deixar descansar por 10 minutos 
· Dosar no aparelho 
· Hematócrito – centrifuga de hematócrito VITCH-LAB – leitura no tubo capilar lacrado com massinha de modelar ou massa odontológica.
· No capilar cola-se 3/4 da amostra do paciente tubo EDTA 
· Sela com massinha de modelar 
· Centrifugar por 5 minutos em 10.000rpm
· Ler na régua de hematócrito 
· 
· ÍNDICE HEMATIMÉTRICO – 
· VCM= (Ht/nº eritrócitos) x 10
· HCM= (Hb/Nº eritrócitos) x 10
· CHCM= (Hb/Ht) X100
Tipagem sanguínea
Tipagem sanguínea é um teste realizado por profissionais de saúde (geralmente por biólogos, biomédicos e farmacêuticos) para estabelecer qual tipo sanguíneo e fator Rh (positivo ou negativo) que um indivíduo possui. É um procedimento largamente utilizado nas transfusões de sangue e centros de hemoterapia.
Procedimento
Separar, identificar e colocar uma gota dos reagentes nos 4 tubos (Anti - A, Anti - B, Anti - D e Controle de Rh). Em um outro tubo diluir 50 ml de sangue com solução salina e homogenizar. Em cada tudo com os reagentes colocar 50 ml da diluição sanguínea e levar para a centrífuga de 3 à 5 minutos a 3.500 rpm. PESQUISA Rh D FRACO - Selecionar amostras com aglutinação no microtubo “D” em intensidade igual ou menor que 2+ e negativas; - Preparar nova suspensão de hemácias a 1%, utilizando 1000uL de LISS e adicionando 12,5uL de concentrado de hemácias; - Marcar dois microtubos do cartão de LISS/COOMBS com o número seqüencial da amostra, sendo que o primeiro será identificado como “D” e o segundo como “CT”; - Dispensar 50uL da suspensão de hemácias preparada aos dois microtubos; - Dispensar 25uL de soro anti-D (IgM+IgG) ao microtubo “D”; - Dispensar 25uL de soro controle RH ao microtubo “CT; Centrifugar durante 10 min a 1000 rpm; - Realizar a leitura, observando presença ou ausência de aglutinação.
Bioquímica
GLICOSE
APLICAÇÃO CLÍNICA
A dosagem da Glicose no sangue é empregada na avaliação do metabolismo da glicose (controle de produção, consumo e armazenamento), diagnosticando os diversos estados de hiper e hipoglicemias. 
AMOSTRA
Preparo do Paciente
Colher sangue pela manhã adulto: após jejum 8 a 12 horas
Crianças entre 1 a 5 anos: 6 horas
Crianças menores que 1 ano: 3 horas
Salvo orientações médicas.
Amostras utilizadas 
Plasma, Soro, Líquor e Líquidos Ascítico, Pleural e Sinovial.
Estabilidade e armazenamento da amostra
Nas amostras fluoretadas, a estabilidade da glicose é de 3 dias entre 2 a 8°C, não havendo contaminação bacteriana.
As amostras de sangue não contendo antiglicolítico devem ser centrifugadas imediatamente após a coleta, e o plasma ou soro separados das células ou coágulo. Nas amostras de líquor e de líquidos as cítico, pleural e sinovial adicionar também o anticoagulante Fluoreto na mesma proporção usada para as amostras de sangue e centrifugar antes de fazer a dosagem.
Critérios para rejeição da amostra
Os anticoagulantes heparina, EDTA, oxalato e fluoreto não interferem na reação de dosagem.
Técnica de Análise
1- Identificar 3 tubos de ensaio com "Branco", "Teste" e "Padrão”:
	Tubos
	Branco 
	Teste
	Padrão
	Amostra
	
	10 L
	
	Padrão (1)
	
	
	10 L
	Reagente de Cor (2)
	1000 L
	1000 L
	1000 L
2- Homogeneizar e incubar os tubos em banho-maria a 37°C por 10 minutos. O nível de água do banho-maria deve ser superior ao nível dos reagentes nos tubos.
3- Ler a absorbância do Padrão (AP) e do Teste (AT), zerando o aparelho com o Branco em 505 nm (490 a 510 nm).
A cor é estável durante 30 minutos.
COLESTEROL
A dosagem do colesterol no sangue, juntamente com a de triglicérides e de colesterol HDL, é empregada principalmente na avaliação de risco de doença arterial coronariana e no monitoramento de pacientes com hipotireiodismo, diabéticos e obesos.
AMOSTRA
Preparo do Paciente
A amostra de sangue deve ser colhida após um jejum de 12 a 14 horas para evitar a interferência da lipemia pós-prandial que geralmente está presente em amostras obtidas sem jejum, abster-se de álcool durante as 72 horas que antecedem a coleta de sangue. Manter a dieta habitual e o peso por, pelo menos, 2 semanas antes da realização do exame. Não fazer nenhuma atividade física rigorosa nas 24 horas que antecedem o exame. Informar os medicamentos utilizados.
Amostras utilizadas
Soro. 
Estabilidade e armazenamento da amostra
O analito é estável por 7 dias a 2-8 ºC.
Critérios para rejeição da amostra
Não utilizar amostras fortemente hemolisadas.
Técnica de Análise
1-Identificar 3 tubos de ensaio com “Branco”,” Teste” e “Padrão” e proceder:
	Tubos
	Branco
	Teste
	Padrão
	 
 Soro
	
---------
	
10 µL
	
--------
	
 Padrão (1)
	
-------
	
-----
	
10 µL
	
 Reagente de Cor (2)
	
1000 µL
	
1000 µL
	
1000 µL
1- Homogeneizar e incubar em banho-maria a 37°C por 10 minutos.
O nível de água do banho-maria deve ser superior ao nível dos reagentes nos tubos.
2- Fazer as leituras fotométricas do Padrão (AP) e do Teste (AT), zerando o aparelho com o Branco em 500 nm (490 a 510 nm).
A cor é estável durante 1 hora.
URÉIA
A dosagem da Uréia no sangue é empregada principalmente para avaliar doenças renais e hepáticas.
AMOSTRA
Preparo do Paciente
Colher sangue pela manhã após jejum de 8 horas, salvo orientações médicas.
Amostras utilizadas
Soro ou Plasma e Urina.
O Fluoreto em altas doses é inibidor da urease.
A urina de 24 horas deve ser colhida em frasco contendo 2,0 mL de HCI a 50% e centrifugada antes do uso.
Estabilidade e armazenamento da amostra
O analito é estável por 7 dias entre 2-8C.
Critérios para rejeição da amostra
Não utilizar amostras hemolisadas ou com sinais de contaminação bacteriana.
Técnica de Análise
1- Identificar 3 tubos de ensaio “Branco”, “Teste” e “Padrão” e proceder:
	Tubos
	Branco 
	Teste
	Padrão
	Amostra
	
	10 L
	
	Padrão (1)
	
	
	10 L
	Urease Tamponada
	1000 L
	1000 L
	1000 L
2- Homogeneizar e incubar os tubos durante 5 minutos a 37ºC
3-Adicionar aos tubos:
	Tubos
	Branco
	Teste
	Padrão
	Oxidante de Uso1000 L
	1000 L
	1000 L
2- Homogeneizar e incubar os tubos por 5 minutos a 37ºC.
3- Fazer as leituras fotométricas do Padrão (AP) e do Teste (AT), zerando o aparelho com o Branco em 600 nm.
A cor é estável por 2 horas.
TGO/AST
A enzima TGO é encontrada em diversas células do corpo, essa enzima também é produzida no fígado e músculos. Em indivíduos saudáveis, os níveis de TGO no sangue são baixos. Quando o fígado está danificado essas quantidades sobem, o exame é pedido em conjunto com o exame de transaminase glutâmico pirúvica (TGP). Isso porque as duas enzimas são encontradas no fígado e ficam elevadas quando as células do órgão estão danificadas. A comparação das quantidades de TGO e TGP é útil para encontrar a causa de dano hepático ou entender que os altos níveis de TGO se dão por outro problema, como dano cardíaco ou muscular.
AMOSTRA:SORO, PLASMA(EDTA, Heparina) e LÍQUOR. Aatividade enzimática é estável por 4 dias entre 2-8 ºC. Não utilizar amostras hemolisadas.
PREPARO DO REAGENTE DE TRABALHO
De acordo com o número de testes, misturar suavemente os reagentes 1 e2 na seguinte proporção:
4 volumes de Tampão (1) mais 1 volume de Coenzima (2).
O Reagente de Trabalho é estável por 10 dias entre 2-8°C.
Pipetar:
	Reagente de Trabalho
	1000 L
	Amostra
	100 L
-Homogeneizar e inserir a banho maria termostatizado 37ºC e acionar o cronômetro.
Após 1 minuto, fazer a leitura da absorbância inicial (A0) no aparelho bioplus 2000.
TGP/ALT
O exame da alanina aminotransferase, também conhecido como ALT ou TGP, é um exame de sangue que ajuda a identificar lesões e doenças do fígado devido à presença elevada da enzima alanina aminotransferase, também chamada de transaminase glutâmico pirúvica, no sangue, que normalmente se encontra entre as 7 e 56 U/L de sangue.
AMOSTRA: SORO ou PLASMA(EDTAou heparina). O analito é estável por 4 dias entre 2-8 ºC. Não utilizar amostras hemolisadas.
Preparo do Reagente de Trabalho De acordo com o consumo, misturar suavemente os reagentes 1 e 2 na seguinte proporção: 4 mLde Tampão (1) mais 1 mLde Coenzima (2). O Reagente de Trabalho é estável por 14 dias entre 2-8°C.
Pipetar:
	Reagente de Trabalho
	1000 L
	Amostra
	100 L
-Homogeneizar e inserir a banho maria termostatizado 37ºC e acionar o cronômetro.
Após 1 minuto, fazer a leitura da absorbância inicial (A0) no aparelho bioplus 2000.
Imunologia 
PCR
 O exame que mede a dosagem de proteína C reativa (PCR) serve para investigar o estado inflamatório do indivíduo e avaliar o risco de doença cardiovascular, como infarto e derrame cerebral. A proteína C reativa, produzida no fígado, é o principal marcador de fase aguda de processos inflamatórios e necróticos (morte do tecido) que ocorrem no organismo, principalmente processos inflamatórios associados a infecções bacterianas.
O exame de proteína C reativa é usado ainda para detectar manifestações exacerbadas de doenças inflamatórias, como artrite reumatoide, lúpus ou vasculite. Através dos níveis de PCR, também é possível saber se o anti-inflamatório usado para tratar alguma doença ou condição está sendo eficiente ou não.
MÉTODO
 Aglutinação do látex.
FINALIDADE
 Reagentes para a determinação qualitativa e semi-quantitativa da Proteína C Reativa (PCR) no soro. Somente para uso diagnóstico in vitro.
FUNDAMENTO
 O teste baseia-se na aglutinação das partículas de látex sensibilizadas com anticorpos anti-PCR humana (antígeno), quando misturadas com soro de pacientes contendo uma concentração de Proteína C Reativa (PCR) igual ou superior a 6 mg/L.
AMOSTRA
 SORO. Não usar amostra hemolisada ou lipêmica. No soro, o analito é estável por 7 dias entre 2-8 ºC.
1- Antes da realização do teste, deixar os reagentes e amostras atingirem a temperatura ambiente. 2- Em uma área da placa de reação, pipetar 50 µLde soro a ser analisada. 3- Em outras áreas, colocar uma gota dos controles Pe N. 4- Homogeneizar o Látex PCR (antígeno) com suavidade antes do ensaio. Adicionar em cada área, uma gota de Látex PCR próxima aos soros. 5- Misturar com ajuda de um palito descartável, procurando estender a mistura por toda a superfície interior da área. Empregar palitos distintos para cada amostra. 6- Agitar a placa a 100 r.p.m. durante 2 minutos ou incliná-la para frente e para trás, com movimentos oscilatórios em planos diferentes, por 2 minutos. Imediatamente após, verificar a presença ou não de aglutinação macroscópica, comparando o resultado da amostra com os padrões obtidos com os controles.
ASLO
O exame ASLO, também chamado de ASO, AEO ou da antiestreptolisina O, tem como objetivo identificar a presença de uma toxina liberada pela bactéria Streptococcus pyogenes, a estreptolisina O.
MÉTODO
 Aglutinação do látex.
FINALIDADE
 Reagentes para a determinação qualitativa e semi-quantitativa de anticorpo contra a estrptolisina O, Somente para uso diagnóstico in vitro.
FUNDAMENTO
 O teste baseia-se na aglutinação das partículas de látex sensibilizadas com anticorpos anti-estreptolisina O, quando misturadas com soro de pacientes contendo uma concentração de anticorpo antiestreptolisina O, igual ou superior a 200 mg/L.
AMOSTRA
 SORO. Não usar amostra hemolisada ou lipêmica. No soro, o analito é estável por 7 dias entre 2-8 ºC.
Antes da realização do teste, deixar os reagentes e amostras atingirem a temperatura ambiente. 2- Em uma área da placa de reação, pipetar 50 µLde soro a ser analisada. 3- Em outras áreas, colocar uma gota dos controles Pe N. 4- Homogeneizar o Látex ASLO (antígeno) com suavidade antes do ensaio. Adicionar em cada área, uma gota de Látex ASLO próxima aos soros. 5- Misturar com ajuda de um palito descartável, procurando estender a mistura por toda a superfície interior da área. Empregar palitos distintos para cada amostra. 6- Agitar a placa a 100 r.p.m. durante 2 minutos ou incliná-la para frente e para trás, com movimentos oscilatórios em planos diferentes, por 2 minutos. Imediatamente após, verificar a presença ou não de aglutinação macroscópica, comparando o resultado da amostra com os padrões obtidos com os controles.
Fator reumatóide (FR)
é um anticorpo contra a porção Fc da IgG, que por sua vez é um anticorpo. O fator reumatóide e a IgG se unem para formar complexos imunes que contribuem para causar doenças reumatológicas.
O fator reumatóide pode ser medido através de exame de sangue em pacientes com suspeita de artrite reumatóide.
FINALIDADE 
Teste para doseamento do fator reumatóide (FR) em amostras de soro.
MÉTODO
 Aglutinação do látex.
FINALIDADE
 O teste baseia-se na aglutinação das partículas de látex sensibilizadas com gama-globulina humana (antígeno), quando misturadas com soro de pacientes contendo fatores reumatóides (FR).
AMOSTRA 
Soro não usar amostra hemolisada ou lipêmica. No soro, o analito é estável por 2 dias entre 2-8 ºC.
Realização 
1-Antes da realização do teste, deixar os reagentes e amostras atingirem a temperatura ambiente. 2- Em uma área da placa de reação, pipetar 25 µLde soro a ser analisado. 3- Em outras áreas, pipetar 25 µLdos controles Pe N. 4- Homogeneizar o Látex FR (antígeno) com suavidade antes do ensaio. Pipetar em cada área, 25 µLde Látex FR próximo aos soros. 5- Misturar com ajuda de um palito descartável, procurando estender a mistura por toda a superfície interior da área. Empregar palitos distintos para cada amostra. 6- Agitar a placa a 100 r.p.m. durante 2 minutos ou incliná-la para frente e para trás, com movimentos oscilatórios em planos diferentes, por 2 minutos. Imediatamente após, verificar a presença ou não de aglutinação macroscópica, comparando o resultado da amostra com os padrões obtidos com os controles.
Urinálise
A urinálise é o exame não invasivo de grande importância para avaliar a função renal. Com o auxílio deste exame pode-se diagnosticar diversas patologias, monitorar o progresso destas doenças no organismo, acompanhar a eficácia do tratamento e ainda constatar a cura.
EAS SIMPLES
Preparo
Preferencialmente deve ser colhida a primeira urina da manhã, caso isso não ocorra, ficar sem urinar por pelomenos duas horas que antecedem a coleta. Para exame parcial de urina ou cultura, uma higiene prévia deve ser feita antes da coleta, os órgãos genitais devem ser limpos com água e sabão neutro, ou com uma solução anti-séptica suave para não haver interferência química nos resultados. A amostra deve ser colhida em recipiente apropriado fornecido pelo laboratório e identificada com nome, data e horário da coleta. Se a coleta não for realizada no laboratório, a entrega da urina deve proceder-se imediatamente, caso isso não ocorra, refrigerar e enviar no máximo em 1 hora.
Técnica de Análise
Primeira parte: Exame Físico
A primeira informação que encontramos é o Volume, que nos informa apenas a quantidade de líquido presente no frasco, indicando se o paciente coletou ou não a quantidade correta (cerca de 40ml são suficientes).
Em seguida temos o aspecto, que define visualmente como ela se apresenta, do límpido ao turvo, podendo variar de acordo com os mais diversos fatores, não possuindo grande relevância clínica isoladamente. Essas alterações costumam ser fisiológicas, variando com a presença de debris, esperma, descamações, bactéria A coloração da urina padrão adotada pelos laboratórios geralmente é o “amarelo citrino”, variando fisiologicamente (de acordo com a concentração) desde o transparente até o amarelo escuro ou alaranjado. Não obstante, por mais que você possa nunca ter ouvido falar, podem ser observadas diversas cores (vermelho, verde, azul, roxo, preto etc.) de acordo principalmente com doenças do indivíduo ou uso de medicações, que devem sempre ser investigadas. s ou outras substâncias.
Segunda Parte: Exame Químico
Agora à parte que começa a apresentar maior relevância clínica para nossos pacientes. O exame químico, realizado através das fitas reagentes.
· pH
· Densidade;
· Glicose;
· Corpos cetônicos;
· Bilirrubina;
· Urobilinogênio;
· Nitrito;
· Hemoglobina;
· Proteínas.
Parasitologia
A realização das aulas realizadas no setor de parasitologia foi envolvido uma parte teoria e outra prática.
Na teoria foi passado o passo a passo dos exames realizado no setor e sobre as amostras e seus achados como: presença de protozoários e larvas de helmintos ou ovos. Os estágios de protozoários encontrados em fezes são trofozoítas e cistos. Os estágios de helmintos normalmente encontrados em fezes são ovos e larvas, ainda que possam ser vistos vermes adultos ou segmentos de vermes. Vermes adultos ou segmentos de tênia são normalmente visíveis a olho nu, mais ovos larvas, trofozoitas, e cistos podem ser vistos somente com microscópio
Métodos passados em teoria:
• Esfregaço fecal espesso em celofane para diagnosticas esquistossomoses intestinais (técnica de Kato-Katz)
Essa técnica tem provado uma eficiência significante dos diagnósticos de esquistossomoses e helmintos intestinais. A técnica não é conveniente para examinar larvas, cistos ou ovos de certos parasitas intestinas.
• Método direto
No método direto as fezes são examinadas ao microscópio, entre lamina e lamínula, diluídas numa densidade que dá para se ler as letras de um jornal através do preparado.
Fezes preservadas são úteis para a detenção de cistos de protozoários e de ovos e larvas de helmintos, mas a pesquisa de trofozoítos deve ser feita, pelo método direto, com fezes frescas, não preservadas.
• Métodos de concentração de fezes
Foram descritos vários métodos de concentração de parasitos encontrados de fezes.
Eles facilitam o encontro de parasitas diminuindo as matérias fecais na preparação a ser observada ao microscópio. Concentrando os parasitos baseando nas diferenças de densidade existente entre as formas dos parasitos e o material fecal ou fazendo com que certas larvas migrem para o material fecal e sejam concentrados no fundo de um funil.
Os três métodos envolvem: a) Sedimentação, com os parasitos sendo concentradas no sedimento obtido por gravidade ou centrifugação; b) Flutuação, onde os parasitos flutuam ou são condensados num sedimento por meio de uma solução de densidade diferente da sua; c) Migração, onde certas larvas vivas migram para fora do material fecal e são coletadas no fundo de um funil.
• Método de concentração por sedimentação (ou método Hoffmann)
Este método é recomendado para a pesquisa de ovos pesados, como o do Shistosoma mansoni, revelando também ovos e larvas de outros helmintos. Mesmo não sendo ideal para a pesquisa de cistos, estes poderão ser observados, especialmente se for corado a preparação.
• Método de concentração por flutuação
Os métodos de flutuação se utilizam da centrifugação para a lavagem do material fecal, seguida da suspensão desse material em liquido de densidade determinada, cuja constituição e modo de uso dependem do método empregado.
São encontrados Schistosoma, larvas de Strongyloides, assim como cistos de protozoários,
• MIF
Centrífugo-sedimentação em um sistema éter-mertiolate. É indicado na pesquisa de larvas, ovos de helmintos e cistos de protozoários.
• Método de Ritchie
Tem como atributo principal a concentração que realiza de cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos. Útil para coccídios.Esta técnica é também referida como processo pelo formol-éter
• Método de Willis (ou método da solução saturada de cloreto de sódio)
Tem como fundamento a flutuação de ovos de helmintos e cistos de protozoários em uma solução saturada de NaCl em água a 30%. È indicado na pesquisa de ovos de helmintos e cistos de protozoários.
É um método ainda usado, mas devido à alta possibilidade de contaminar todo o local de trabalho, deve ser abandonado. Deveria ser imediatamente proibido em hospitais, mesmo se forem empregadas fezes preservadas. É substituído em grandes vantagens, pelos outros métodos de rotina (sedimentação e Ritchie).
• Método de Faust
A técnica de Willis (1921) foi modificada por Faust et al. (1939), na qual a solução saturada de cloreto de sódio foi substituída pela solução de sulfato de zinco. Fundamenta-se na propriedade que apresentam certos ovos de Helmintos de flutuarem na superfície de uma solução de densidade elevada e de aderirem ao vidro. Este procedimento simples e eficiente está indicado para pesquisa de ovos com densidade especifica baixa como os de Ancilostomídeos.
Foram descritas várias modificações e hoje serve tanto para fezes frescas como conservados em MIF ou em formalina.
• Métodos de concentração por migração
Baseados na extração de larvas do solo, vários autores adaptaram métodos para a pesquisa de Strongyloides stercoralis em fezes humanas. A larva desse helminto, com grande avidez à água morna, migra através do material fecal até atingir a água e aí, não tendo sustentação, sedimenta no fundo do recipiente.
• Método e Baermann
Este método é baseado no hidro-termo-tropismo positivo das larvas pela ação da gravidade. É um método seletivo para pesquisa de larvas e não específico, pois podemos encontrar cistos e ovos de outros parasitos. Indicado para a pesquisa de larvas de Strongyloides stercorales e de Ancilostomideos.
• Método de Rugai
Rugai simplificou o método de Baermann, utilizando a própria latinha como receptáculo para as fezes e um cálice de sedimentação, em vez de funil. Indicado para a pesquisa de larvas de Strongyloides stercorales e de Ancilostomideos.
Realizados em pratica:
Método de Hoffman, Pons e Janer ou Lutz
Fundamento:
Sedimentação espontânea, ou por ação da gravidade, de elementos parasitários em água.
Uso: 
Pesquisa de ovos mais pesados e larvas de helmintos e cistos de protozoários.
Fonte: http://www.tiraojaleco.com.br/2018/10/metodo-de-hoffman-sedimentacao.html
Técnica: 
1- Em um pequeno recipiente (como um copinho de dose, como mostrado na figura acima) colocar um pouco de água e pequena porção de fezes. Homogeneizar bem com auxílio de um palito de madeira para obter uma suspensão;
2- Transferir a suspensão de fezes para um copo cônico contendo água (um pouco menos que a metade do copo), tendo o cuidado de passar previamente por uma peneira para a obtenção de um filtrado de fezes;
3-  Deixar em repouso de 2a 24 horas;
4- Com o auxílio de uma cânula, retirar pequena porção do sedimento formado e transferir para uma lâmina. Adicionar uma gota de lugol e analisar em microscópio óptico (objetiva de 10 e 40x).
LUGOL:
Iodo 5%
Iodeto de potássio 10%
Preparado em água destilada.
Conservar em frasco escuro.
Conclusão
Durante o cumprimento do estágio foi possível compreender, de uma maneira geral, o funcionamento e as rotinas dos locais e a rotina dos setores designados para os estágios. O estágio realizado trouxe, não só conhecimento técnicos, mas também crescimento pessoal, principalmente por possibilitar aprender a trabalhar em equipe e com responsabilidades e assim compreender o exercício da biomedicina.
REFERÊNCIAS
Glicose; Bioclin. Jun/2019
Lorenzi TF et al – Manual de Hematologia. Propedêutica e clínica. 3ª edição, Editora Médica Científica, São Paulo, 2003.
Maroquio, Ricardo Bernardo. Modelo de Relatório final de Estágio supervisionado. Unes. Cachoeiro de Itapemirim-ES. 2007
Naoum FA, Naoum PC – Hematologia Laboratorial. Leucócitos. Editora Academia de Ciência e Tecnologia, S.J. Rio Preto, 2006
SOUZA, G.C.A.; COSTA, I.C.C. O SUS nos seus 20 anos: reflexões num contexto de mudanças. Revista Saúde e Sociedade, v. 19, n. 3, p. 509-517, 2010.
NAKAMAE, D. D. et alii. Exame de urina: todo o rigor na colheita de amostras. Rev. Esc. Enf. USP, São Paulo, 74(1):51-57, 1980.
APÊNDICE A – TÍTULO
Inserir os documentos elaborados pelo aluno com a finalidade de complementar as informações apresentadas no relatório de estágio.
ANEXO A – título
Inserir os documentos não elaborados pelo aluno e utilizados com a finalidade de complementar as informações apresentadas no relatório de estágio, como listagem de frequência assinada pelo responsável por este controle e outros documentos complementares.