RELATÓRIO_PRÁTICA_FISIOLOGIA_VEGETAL_FERNANDA_MORAIS_FINAL

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Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul 
Faculdade de Biociências 
Disciplina de Morfofisiologia Vegetal Comparada 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Relatório de Aulas Práticas 
 
 
 
 
 
 
 
Aluna: Fernanda Morais 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Porto Alegre 
15 de novembro de 2020 
 
 
 
Potômetro 
Introdução: 
O Potômetro mede as taxas de perda de água de uma planta, ou de um ramo, diretamente 
pela taxa de absorção de água., considerando-se que a perda por transpiração é equivalente a 
absorção. 
 
Material: 
a) Ramo de uma planta com folhas largas 
b) Mangueira de borracha ou silicone 
c) Barbante 
d) Recipiente com água 
e) Bureta 
f) Ventilador, lâmpadas 
 
Montagem do experimento: 
a) Encha um recipiente com água 
b) Corte rapidamente um ramo de uma árvore e coloque-o com a região cortada imerso na água 
c) Com auxílio de uma tesoura, corte mais uma vez a ponta seccionada do ramo, mantendo 
submerso para que os vasos xilemáticos não sejam preenchidos com ar. 
d) Ainda submerso, adapte e amarre firmemente a mangueira de borracha na extremidade 
cortada. (Tome cuidado para que não fique bolhas de ar dentro da mangueira) 
e) Preencha o restante da mangueira com água e fixe-a na bureta. Preencha a bureta até um 
determinado nível. 
 
Testando o sistema: 
a) Ilumine o ramo cortado e observe o nível da água na bureta 
b) Utilize uma luminária e observe o nível da água 
c) Utilize um secador de cabelos. 
 
Área foliar: 
a) Destaque o máximo de folhas do ramo com tamanhos diferentes 
b) Desenhe o contorno das folhas em um pedaço de papel com uma área conhecida (meça a 
largura e o comprimento do papel - cm2 ) 
c) Pese o papel 
d) Recorte o desenho da folha (respeitando a área desenhada) 
e) Pese o papel que você recortou (com o contorno da folha desenhada) 
f) Faça uma regra de três e descubra qual é a área da folha do vegetal em relação a área do papel. 
g) Com base na média das áreas foliares calculadas, expresse a taxa de transpiração usando a 
seguinte unidade: uL/cm2 /min. 
 
O ramo utilizado para o experimento de Potometria, foi coletado da árvore Chal-Chal 
(Allophylus edulis). A planta com a mangueira de silicone é montada na bureta, formando um 
sistema de conexão entre os folíolos, a superfície transpirante conectado com a mangueira e a 
mesma conectada na bureta (Figura 1A). Após a montagem, o qual o nível da água bureta 
encontrava-se em 9.0 mL, foi aguardado alguns instantes até o equilíbrio do sistema e 
acrescentado a presença de luz com auxílio de luminária acesa (Figura 1B). Depois de decorridos 
5 minutos o nível da água baixou para 0,125 mL. Logo em seguida, junto com a luz é adicionado 
mais um fator o vento quente, com o uso de secador, o processo e realizado por mais 5 minutos e 
após e realizado a análise de diminuição de perca de água da planta pela transpiração o nível da 
água baixou 0,22 mL. Foi retirado do ramo da planta 186 folíolos, os quais foram desenhados até 
completar toda a superfície da folha A4 e em seguida e feito o recorte de 32 folíolos desenhados. 
A folha A4 obtém uma área de valor 623, 7 cm 2 e peso de 4,32g, já a pesagem do recorte dos 
folíolos foi de 3,26g, com as informações obtidas e possível verificar e determinar a superfície 
foliar. Realizado a equação (623,7 * 3,26) / 4.32 = 470,66 cm2, o resultado é a área dos recortes 
de folíolos. Após o resultado dessa área é possível descobrir a área do ramo, que através do 
resultado da equação (470,66 * 186) / 32 = 2.735,71 cm2 esse é a área do ramo foliar. 
Ao levar em conta só a presença de luz, o nível da água baixou 0,125 mL, a taxa de 
transpiração é 0,000009138 mL/ cm2 / min (considerando 0,125mL/ 2.735,71 cm2/ 5 minutos). 
 Já se considerarmos a presença de luz e o vento do secador, o nível da água baixou 0,22 
mL, a taxa de transpiração é 0,00001608 (0,22 mL/2.735,71 cm2 /5min). 
 
 
 Figura 1A. Montagem do experimento de Potometria. Figura 1B. Luminária com lâmpada que 
foi utilizada para o acréscimo de luz. As duas imagens foram retiradas do vídeo de aula prática 
disponibilizado pelo professor Leandro Astarita. 
 
 
 
 
 
Determinação do potencial Hídrico em tecidos vegetais 
Introdução 
De um modo simplificado, pode-se dizer que os valores de potencial hídrico representam 
a energia com que a água se desloca de uma célula para outra, quando estes valores são diferentes 
em ambas as células. O potencial hídrico, em termos de células, resulta basicamente da 
conjugação de dois outros valores: potencial osmótico, dado pelos diversos solutos dos vacúolos, 
e o potencial de pressão, compreendendo a pressão exercida pela parede celular. A soma destes 
dois valores resulta em um número negativo. 
 
Procedimento: 
1 - Corte os cilindros de batata em 16 pequenos segmentos de tamanhos iguais (+/- 0,5 cm 
comprimento); 
2 - Pesar rapidamente estes segmentos, em uma balança de precisão, anotando os valores de cada 
um (cuidado para não misturar os valores); 
3 – Coloque aproximadamente 15 mL de cada uma das soluções de sacarose (0,1 – 0,3 – 0,4 – 
0,5M) em cada placa de Petri; 
4 – Coloque 4 segmentos em cada placa de Petri; 
5 - Tomar o cuidado de identificar na placa cada um dos segmentos; 
6 - Deixar o material descansar por 50 min; 
7 - Retirar os segmentos de batata das soluções (tome cuidado para não misturar os materiais!). 
8 - Secar brevemente as superfícies dos cubos com auxílio de um papel filtro ou toalha de papel. 
9 - Pesar rapidamente e individualmente os segmentos de batata, anote os valores. 
 
Molari- 
dade 
Sacarose 
Peso inicial (Pi) Peso final (Pf) 
Amostra 
1 
Amostra 
2 
Amostra 
3 
Amostra 
4 
Amostra 
1 
Amostra 
2 
Amostra 
3 
Amostra 
4 
0,1 0,234 0,256 0,300 0,221 0,258 0,260 0,320 0,228 
0,3 0,204 0,198 0,204 0,208 0,232 0,214 0,210 0,221 
0,4 0,194 0,128 0,210 0,208 0,200 0,130 0,215 0,220 
0,5 0,213 0,199 0,210 0,220 0,182 0,200 0,197 0,172 
Tabela 1. Apresenta os pesos iniciais e finais para cada uma das amostras e concentrações de 
solução de sacarose. 
 
 
Molaridade 
Sacarose 
% Variação de peso 
Amostra 1 Amostra 2 Amostra 3 Amostra 4 
0,1 10,26 1,56 6,66 3,17 
0,3 13,72 8,08 2,94 6,25 
0,4 3,09 1,56 2,38 5,77 
0,5 - 14,55 0,50 - 6,19 - 21,81 
Tabela 2. Apresenta as porcentagens da variação de peso para cada uma das amostras e 
concentrações de solução de sacarose. 
 
Discutir no relatório: 
1) Construa um gráfico colocando no eixo das ordenadas a porcentagem de variação de peso 
fresco e no eixo das abcissas o potencial osmótico empregado, conforme valores indicados: 
Soluções de sacarose 0,1M (-0,54MPa); 0,3M (-0,73MPa); 0,4M (-0,83MPa); 0,5M (-0,93MPa). 
 
Figura 2A. No Gráfico 1, podemos observar a variação do peso de acordo com a osmolaridade 
aplicada. 
 
 
 
 
 
2) Determine por interpolação o potencial osmótico no qual não foi verificado variação de peso 
(concentração isotônica). 
Figura 2B. No Gráfico 2, observamos a variação do peso de acordo com a osmolaridade aplicada 
e ao mesmo tempo a interpolação, o qual apresenta o ponto onde o potencial osmótico não é 
alterado. 
 
Verificou-se o potencial hídrico em tecidos vegetais, com a utilização de uma batata em 
quatro amostras, para que não tivéssemos erros. Em quatro molaridades diferentes com passagem 
inicial e final, foi medido o potencial osmótico (Tabela 1). Constatou-se a entrada de água na 
grande maioria das amostras, tanto nas com osmolaridade baixa quanto alta e verificou, que as 
mesmas obtiveram uma variação de peso de valor positivo (Tabela 2). 
O potencial hídrico tem que diminuir à medida que a concentração de molaridade de 
sacarose aumenta. Mas, ao analisarmos os resultados, verificamos o contrário na molaridade 0,4 
possui uma variação positiva em todasas amostras. Também, as amostras precisam ser 
consistentes e todas as amostras da molaridade 0,5 teriam que ser negativas, porém a amostra 2 é 
positiva. Os dados da tabela 1, está representado pelo gráfico 1 e no gráfico 2 é apresentado uma 
linha média por interpolação dos dados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Absorção de carga pela matriz do solo 
 
Introdução 
Na composição do solo, dentre as diversas substâncias que o integram, está a matriz. Esta 
massa denominada matriz em muitos casos constitui a maior parte do solo propriamente dito. 
Ela é composta de areia e pedras que têm carga negativa e afeta diretamente a permanência ou 
não de substâncias no interstício. 
 
Materiais 
20ml de solução de azul de metileno 0,1% 
20ml de solução de eosina 0,1% 
20ml de mistura de solução de azul de metileno 0,1% + solução de eosina 0,1% 
3 funis 
3 provetas 
3 bastões pequenos 
3 Erlenmeyer 
Algodão 
150g de areia branca fina lavada 
 
Procedimento 
a) Coloque os funis sobre os Erlenmeyers 
b) Coloque um pouco de algodão nos funis, o suficiente para bloquear a passagem da areia 
c) Deposite um pouco de areia em cada um dos funis 
d) Depois, com o auxílio do bastão, abra uma pequena cavidade na areia 
e) Despeje cada uma das soluções nos conjuntos (funil +Erlenmeyer) previamente 
identificados 
f) Deixe que o líquido escorra por completo 
g) Observe o líquido que escorreu e a areia 
 
Considere na discussão do relatório: 
 
Como você poderia explicar os resultados observados? 
 
Observando o primeiro Erlenmeyer (Figura 2A e 2B), com a solução de Eosina, após a 
passagem pelo filtro que continua algodão e areia o líquido continuou laranja. Já no segundo e 
terceiro Erlenmeyer (Figura 2A e 2B), que também passaram pelo filtro de algodão e areia o 
líquido estava incolor. Podemos justificar para os resultados com coloração diferentes é a 
diferentes cargas da areia, eosina e do azul de metileno, sendo os colóides da areia na sua grande 
maioria negativos. O azul de metileno, possui carga positiva, o mesmo se prendeu à areia e não 
permaneceu dissolvido na água e assim ligando-se aos colóides da areia. Já a eosina, possui carga 
negativa, porque não é atraída aos colóides de areia e continua sendo dissolvida na água. Na 
mistura de eosina e azul de metileno, ocorreu uma ligação das moléculas negativas da eosina com 
as moléculas positivas do azul de metileno, com isso ligou-se à areia e com isso os compostos 
coloridos permaneceram retidos na areia e o líquido após passar pelo filtro ficou incolor. 
 
 
 
 
 
Figura 3A e 3B. Nas imagens da esquerda para a direita: solução com Eosina, solução com azul 
de metileno e solução mistura. Nas duas imagens, podemos observar que somente o líquido 
laranja encontra-se no primeiro Erlenmeye. As duas imagens, foram retiradas do material de aula 
prática disponibilizado pelo professor Leandro Astarita. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Determinação do Conteúdo de Clorofilas nas Folhas 
Introdução 
Os teores de clorofilas nas folhas dos vegetais variam conforme o ambiente e o período 
do ano em que se encontra, podendo alterar não só a quantidade, mas também a proporção entre 
as clorofilas "a" e "b". Na maioria dos métodos as clorofilas não podem ser medidas diretamente 
no extrato, sendo necessário a separação através da purificação. O uso do espectrofotômetro 
possibilita realizar medições em faixas estreitas de comprimento de onda, possibilitando medições 
precisas das clorofilas mesmo estando misturadas em solução. 
 
Material Vegetal 
Folhas de plantas em diferentes condições de luminosidade 
Acetona 80% em água, balança, gral e pistilo 
Aparelho espectrofotômetro de luz visível, cubeta 
 
Procedimento 
a) Coletar folhas de plantas no sol e na sombra. 
b) Pesar cerca de 0,2 gramas de folhas e colocar no gral (descarte a nervura central) 
c) Adicione cerca de 0,01g de CaCO3 no gral 
d) Adicione cerca de 5 ml da solução de acetona 80% 
e) Macere por cerca de 5 minutos em luz difusa 
f) Despejar o extrato em um tubo de ensaio, lavando o gral com mais 15 ml da solução de acetona. 
(Volume final no tubo deve ser de 20 ml) 
g) Filtrar o extrato passando através de um funil com algodão. 
h) Guarde o extrato filtrado em um tubo de ensaio coberto com papel opaco para evitar a luz. 
i) Medir a absorbância do extrato em espectrofotômetro nos comprimentos de onda de: 663nm, 
645nm e 652nm. Anote os valores das absorbâncias. 
 
Calcule: 
O teor de clorofila "a"; "b" e clorofila total, através das fórmulas: Unidade: (mg de clorofila/0,20g 
peso fresco de folha). Substitua o termo ABS na equação, pela leitura da absorbância obtida para 
cada clorofila. 
 
Clorofilas na planta NO SOL: 
 
1) Clorofila “a” Leitura à 663 nm 
 
((12,7 x 1,123) – (2,69 x 0,743)) x (20) / 1.000 x 0,2 = 1,226 
 
2) Clorofila “b” Leitura à 645 nm 
 
 ((22,9 x 0,743) – (4,68 x 1,123)) x (20) 1.000 x 0,2 = 1,175 
 
3) Clorofila total Leitura à 652 nm 
 
((1,5 x 1.000) / 34,5) x (20) / 1.000 x 0,2 = 4,347 
 
 
Clorofilas na planta NA SOMBRA: 
 
1) Clorofila “a” Leitura à 663 nm 
((12,7 x 1,024) – (2,69 x 0,86)) x (20) / 1.000 x 0,2 = 1,069 
2) Clorofila “b” Leitura à 645 nm 
((22,9 x 0,86) – (4,68 x 1,024)) x (20) / 1.000 x 0,2 = 1,490 
3) Clorofila total Leitura à 652 nm 
((1,75 x 1.000) / 34,5) x (20) / 1.000 x 0,2 = 5,072 
Considere na discussão do relatório: 
Por que as folhas analisadas apresentam valores diferentes? 
Qual a vantagem de existir estas diferenças no mesmo vegetal? 
Por que não se utilizou comprimento de onda na faixa do azul (em torno de 400nm) para a 
quantificação das clorofilas "a" e "b"? 
 
Os diferentes valores apresentados de clorofila total são por causa de diferentes 
quantidades da clorofila “a” e “b” presentes nas folhas que estavam no sol e as que estavam na 
sombra. 
As folhas que estavam expostas diretamente a luz, clorofila "a" foi predominante e teve 
sua absorção máxima aos 663 nm. Isto significa que picos de absorção, condiz com as ondas de 
luz mais intensas, dessa forma sua a exposição direta à luz solar o seu funcionamento é melhor. 
A clorofila “b” sua absorção máxima foi aos 645 nm, sendo assim uma melhor absorção de luz 
indiretamente a iluminação. Então, os níveis presentes de clorofila em cada folha, está relacionado 
com o tipo de iluminação que é predominante na folha, estimular absorção total de luz na planta. 
Essas informações analisando as folhas que estavam expostas ao sol. 
Diante disso, era previsto que as plantas que tivessem mais exposta ao sol a absorção total 
seria maior e na clorofila "a" também. Mas com o experimento, a quantidade de absorção total 
nas folhas sombreadas foi maior, juntamente com a quantidade de clorofila “b”. A possível 
justificativa de que as folhas que estavam na sombra sua absorção total ter uma quantidade maior 
é por causa da iluminação do local, a mesma recebe uma iluminação artificial e uma iluminação 
indireta da luz solar. 
Não foi utilizado o comprimento de onda em torno de 400 nm, pois a planta apresentava 
nas folhas carotenoides, os quais absorvem ondas de luz de comprimento de 400 nm a 500 nm. 
Por esse motivo, seria improvável diferenciar a absorção dos tipos de clorofila e dessa forma o 
resultado ia ser influenciado, pois os carotenoides também estariam presentes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Efeitos do 2,4-D no alongamento de Raízes 
Introdução: 
 As raízes são extremamente sensíveis a auxinas quando comparadas com coleóptilos e 
caules (cerca de 2.000 vezes para AIA exógeno). Como as auxinas aparentemente não são 
sintetizadas na ponta da raiz, mas vem da parte aérea, por transporte polar acrópeto (nas raízes), 
o seu papel regulador no alongamento é duvidoso. 
As raízes sintetizam etileno. Sabe-se que o etileno inibe o alongamento radicular com a 
mesma eficiênciacom que inibe o alongamento do caule (exceto em plantas aquáticas, como 
arroz). É possível que a inibição do alongamento das raízes por auxina, em concentrações supra-
ótimas, seja devida ao aumento na produção de etileno pelo tecido radicular. 
 
Objetivo: 
 Avaliar o efeito da auxina sintética (2,4-D), em concentrações crescentes, sobre o 
alongamento de raízes. 
Material: 
1) Placas de Petri ou material semelhante (6) 
2) Tampão-fosfato pH 7,0 (10 mM) 
3) Solução-mãe de 2,4-D, a 1.000 mg.L -¹), preparada em tampão-fosfato 
4) Pipetas de 5 a 10 ml 
5) Régua graduada 
6) Sementes de pepino 
 
Procedimentos: 
 A partir da solução-mãe de 2,4-D (1.000 mg.L-¹), prepare, em tampão, as seguintes 
soluções: 
A - Tampão (controle) 
B – 0,0001 mg.L-¹ de 2,4-D 
C - 1 mg.l-¹ de 2,4-D 
D - 10 mg.L-¹ de 2,4-D 
Coloque no fundo das placas de Petri, um ou dois discos de papel-filtro. Marque as placas 
com as letras correspondentes ao tratamento e coloque 20 sementes de pepino em cada uma. 
Adicione, a cada uma, 10 ml da respectiva solução. 
Coloque o conjunto em lugar escuro e, ao final de uma semana, remova as sementes. 
Meça o comprimento da raiz primária de cada plântula, com aproximação de milímetros. 
Determine as médias dos comprimentos das raízes de cada tratamento e construa um gráfico 
usando o comprimento médio das raízes no eixo das ordenadas contra o logarítimo das 
concentrações de 2,4-D no eixo das abscissas. 
 
 0 0,0001 1 10 
Média das 
soluções 
12,9 18,65 4,35 0,3 
Tabela 3. Representa a média dos comprimentos da raiz primária de cada plântula nas respectivas 
concentrações de 2,4-D. 
Este experimento foi feito para avaliar os efeitos da auxina sintética sobre o alongamento 
de raízes, diferentes concentrações de 2,4-D foram utilizadas em sementes de pepino. A auxina 
facilita o alongamento celular, diferença do tecido vascular, rizogênese, dominância apical, 
formação e desenvolvimento do ovário, só que em altas concentrações, pode inibir o crescimento 
da raiz principal. Analisando o experimento, se observou que conforme as concentrações eram 
maiores o comprimento da raiz primária apresentou o tamanho menor. O tratamento controle, a 
raiz primária, obteve um crescimento de 12,9 mm; a concentração da auxina de 0,0001 mg.L-¹ o 
crescimento foi de 18,65 mm; na concentração de 1 mg.L-¹ o crescimento da raiz foi de 4,35 mm; 
já na concentração de 10 mg.L-¹, a raiz primária obteve o menor tamanho, que foi de 0,3 mm. 
Essas variações de tamanho e concentrações, podem ser observadas no gráfico 3. A auxina 
sintética 2,4-D, usadas em altas concentrações causa inibição do crescimento da raiz primária das 
sementes de pepino. 
 
 
Figura 4. O Gráfico 3, apresenta as variações das médias do comprimento da raiz primária em 
cada concentração crescente de auxina sintética (2,4-D). 
 
 
 
 
 
 
Determinação da Viabilidade de Sementes (teste do Tetrazólio) 
Introdução 
Sementes viáveis são aquelas que colocadas sob condições adequadas, são capazes de 
germinar, ou seja, estão vivas. Existem testes rápidos para verificar se sementes de uma 
determinada amostra são viáveis, com base na existência metabólica do embrião. No experimento 
com Tetrazólio, estima-se o número de sementes viáveis a partir de uma reação de coloração entre 
a solução de Tetrazólio e enzimas hidrolíticas. 
 
Material Vegetal 
Sementes de feijão Solução de Tetrazólio (cloreto de 2, 3, 5-trifeniltetrazólio) 0,5% 
 
Procedimento 
a) Separar um lote com 20 sementes de feijão previamente embebidas em água por 10 horas. 
 b) Cortar as sementes ao meio, procurando passar o corte pelo embrião. Jogue uma das metades 
fora. 
c) Adicione um pouco da solução (3 mL) de Tetrazólio (0,5%) em uma placa de petri, até obter 
uma fina camada da solução. CUIDADO SOLUÇÃO TÓXICA!! 
d) Coloque as metades das sementes com a superfície cortada em contato com a solução (utilize 
a metade em que possa ser observado o embrião). 
e) Feche e cubra a placa com papel alumínio. Aguarde aproximadamente 1 hora 
f) Com o auxílio de pinça, observe as superfícies seccionadas das sementes. 
g) Se a semente estiver viva, o embrião adquirirá uma coloração rósea ou vermelha, enquanto 
partes não vivas, não se corarão. 
h) Conte o número de sementes coradas e não coradas. 
 
Questões para serem discutidas no relatório: 
 Por que as sementes ficaram com a cor rosa? 
Qual a diferença entre embebição e a capacidade da semente para germinar? 
Qual a vantagem de se executar o teste do tatrazólio? 
 
As sementes que apresentam a coloração vermelha, a indicação é presença de mitocôndria 
funcional e possivelmente essa semente vai germinar. As mitocôndrias viáveis ficam com a 
coloração vermelha, pois o tetrazólio é um composto que se liga diretamente nas desidrogenases 
das mitocôndrias. Então ocorreu uma reação do Tetrazólio com as enzimas hidrolíticas. Já as 
sementes que não apresentaram coloração vermelha é porque o tecido está morto, pois teve a 
dificuldade de reduzir o tetrazólio. A embebição das sementes ativação das enzimas, pois elas 
usam da água com o objetivo de iniciar o processo de germinação e a penetração da água na 
semente pode acontecer independente da viabilidade, pois não é preciso a ativação de nenhuma 
rota metabólica para o processo de embebição. 
No experimento foi observado que na placa A 70% das sementes possuíram a coloração 
vermelha e na placa B 60% das sementes tiveram coloração vermelha (Figura 3), isso indica que 
mais da metade das sementes são viáveis e com capacitação de germinação em condições 
adequadas. 
 
 
Figura 5. O resultado da direita é a placa A com 14 sementes na coloração vermelha, com isso 
70% das sementes viáveis. O resultado da esquerda é a placa B com 12 sementes na coloração 
vermelha, tento 60% das sementes viáveis. Imagem foi retirada do vídeo de aula pratica 
disponibilizado pelo professor Leandro Astarita. 
O teste de tatrazólio é vantajoso, pois é um teste que pode ser executado rápido e 
possibilita uma verificação especifica da viabilidade da semente. Porém se tivesse que realizar 
esse teste em plantações de semente, o tempo levado teria que ser maior e a infraestrutura 
adequada para quantidade de sementes testadas. Vários fatores são capazes de afetar a 
funcionalidade da semente após a germinação e dessa forma pode debilitar a verificação da 
viabilidade, outro fator que pode prejudicar o crescimento e a germinação das sementes é 
problemas com o solo.