Exames complementares do sistema digestório

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Exames complementares do 
Sistema Digestório 
CONF 3 – HABILIDADES 2 
EXAME DA MICROBIÓTA ORAL 
• Abra a boca do animal 
• Passe o swab em movimentos circulares, suaves e 
rápidos na mucosa palatal, sulco gengival ou dorso 
da língua 
PROCEDIMENTO - COLORAÇÃO DE GRAM 
1. Espalhe o conteúdo do swab no centro de uma 
lâmina limpa 
2. Espere secar e fixe o esfregaço passando a lâmina 
3 a 4 vezes pela chama rapidamente 
3. Cubra o esfregaço com cristal violeta (corante 
primário) e deixe-o agir por 1 minuto 
4. Escorra solução 
5. Cubra o esfregaço com solução de lugol (fixador) 
por 1 minuto 
6. Escorra a solução e lave com água 
7. Cubra com solução álcool-acetona (descolorante) 
por 15 segundos 
8. Escorra bem o álcool e cubra com fucscina 
(corante secundário) por 30 segundos 
9. Lave com água e deixe secar 
10. Tira as luvas e avalia no microscópio (4x,10x, 40x 
>>> 100x com óleo de imersão) 
 
RESULTADO: 
• Bactérias gram+ : violeta >> formato de cocos 
(redondo) 
• Bactérias gram- : rosa >> formato de bastonetes 
(bastão) 
 
COLETA E EXAMES PARASITOLÓGICOS DE FEZES 
(COPROLÓGICOS) 
EXAME MACROSCÓPIO DO ANIMAL E DAS 
FEZES 
• Fazer a identificação do animal e a anamnese 
• Tentar observar a frequência de defecação ou 
perguntar ao tutor 
• Consistência, odor, cor, presença de sangue 
(hemorragias TGI), muco (ulceração), parasitos 
adultos (cestodas e nelmatodas – helmintos) ou 
outras condições anormais 
• Tentar relacionar alterações nas fezes com 
possíveis patologias 
RECAPITULANDO... 
Os helmintos (vermes parasitas) podem se classificar 
em 3 grandes grupos: 
• Neomatodas (vermes cilíndricos) 
• Cestodas (vermes chatos) 
• Trematodas (corpo em forma de folha) 
Protozoários: 
• Trofozoíto: é a forma ativa do protozoário, na qual 
ele se alimenta e se reproduz por diversos 
processos 
• Cisto de oocisto: são formas de resistência 
COLETA DAS FEZES 
• Proceder a coleta de fezes diretamente do reto do 
animal (ou quando impossível, do solo – porção 
central do bolo fecal) 
• 20g de fezes por animal. No caso de rebanhos, 
colher de 10 a 15 amostras de cada faixa etária. 
Utilizar 1 frasco por animal. 
• Resfriar o recipiente para transporte entre +2°C a 
+8°C (num isopor) 
EXAME MICROSCÓPICO DAS FEZES 
• Permite a visualização dos cistos, oocistos e 
trofozoítos de protozoários, ovos e larvas dos 
helmintos 
• Como rotina, realizar: 
- Exame direto das estruturas morfológicas dos 
parasitas 
- Técnicas de concentração de parasitas 
PROTOZOÁRIOS 
 
HELMINTOS 
TÉCNICAS 
• Flutuação: aplicadas para visualização de ovos de 
helmintos e oocistos e cistos de protozoários 
considerados leves, necessário a adição de solução 
saturada (açúcar ou sal) 
Ex: Willis-Mollay, McMaster (OPG), Faust 
• Sedimentação: aplicadas para visualização de ovos 
de helmintos e oocistos e cistos de protozoários 
considerados pesados, onde a solução utilizada é 
apenas água 
Ex: Hoffman e Lutz 
• Empregadas para a análise de movimentação e 
aspectos morfológicos de larvas de helmintos 
Ex: Roberts e O’Sullivan (coprocultura) e Baerman – 
Moraes 
TÉCNICAS DA PRÁTICA 
• Exame quantitativo: contagem de ovos para se 
avaliar a carga parasitária. A mais utilizada na 
veterinária é a OPG (ovos por grama de fezes) e 
coprocultura (grandes animais) 
• Exame qualitativo: demonstração das formas 
parasitárias. A mais utilizada é a técnica de Willis-
Mollay (pequenos animais), OPG e coprocultura 
(grandes animais) 
• OPG e coprocultura: quantitativos e qualitativos 
TÉCNICA DE OPG 
• Se baseia no princípio da flutuação dos ovos de 
helmintos, oocistos e cistos de protozoários 
• É uma técnica qualitativa (ovos de cestodas e 
trematodas e protozoários) e quantitativa (ovos de 
nematodas) 
• Protocolo laboratorial a ser usado: peso de 2g de 
fezes para um volume de 28mL de solução 
saturada (pequenos animais) ou 4g de fezes para 
um volume de 56mL de solução saturada (grandes 
animais) 
• Materiais e equipamentos: 
- Fezes recém colhidas ou refrigeradas (no máx 1 
semana) 
- Seringa com o bico cortado ou balança analítica 
- Becker (1) e um bastão de vidro 
- Proveta com capacidade de 50 ou 100mL 
- Solução saturada (sal ou açúcar) (1 litro de água 
para 1 kg de sal/açúcar) 
- Gaze e peneira (filtração) 
- Pipeta Pasteur 
- Becker (2) para deposição da mistura após a 
filtração 
- Câmara de McMaster 
- Microscópio com objetivas de 10x e 40x 
 
• Metodologia: 
- Macerar bem as fezes dentro do saco 
- Colher as fezes com a seringa na marca dos 2,5 
ml (-2mg) 
- Colocar 28mL de solução saturada com a fezes 
no becker 
- Misturar bem para ter uma solução homogênea 
- Filtrar essa solução na peneira forrada com gaze 
no Becker – aguardar 2 min 
- Pipetar 3mL da área mais próxima da superfície 
e preencher os dois campos da câmara de 
McMaster e evitar a formação de bolhas de ar na 
área a ser analisada 
- Limpar a câmara e retirar as luvas antes de levar 
ao microscópio 
• Fórmula: 
ÍNDICE DE CONTAGEM DE OVOS (NEMATODAS) 
- Até 500 ovos >>> baixo 
- De 501 a 1500 >>> moderado 
- Acima de 1500 ovos >>> alto 
Lembrando que categoria do animal (filhote, gestante e 
etc) e a gravidade dos sinais clínicos é relevante 
TÉCNICA DE WILLIS-MOLLAY 
• Materiais: 
- Fezes recém colhidas ou refrigeradas (no máx 1 
semana) 
- Seringa com o bico cortado ou balança analítica 
- Becker (1) e um bastão de vidro 
- Proveta com capacidade de 50 ou 100mL 
- Solução saturada (sal ou açúcar) (1 litro de água 
para 1 kg de sal/açúcar) 
- Gaze e peneira (filtração) 
- Pipeta Pasteur 
- Tubo de ensaio de 5mL para deposição da mistura 
após filtração 
- Lâmina e lamínula 
- Microscópio com objetivas de 10x e 40x 
 
• Metodologia: 
- Macerar bem as fezes dentro do saco 
- Colher as fezes com a seringa na marca dos 2,5 
ml (-2mg) 
- Colocar 10mL de solução saturada com a fezes no 
becker 
- Misturar bem para ter uma solução homogênea 
- Filtrar essa solução na peneira forrada com gaze 
no becker 
- Encher o tubo de ensaio (pipeta de Pasteur) até 
formar um menisco positivo 
- Colocar a lamínula sobre o menisco e aguardar no 
mínimo 10 minutos 
- Após o tempo colocar a lamínula sobre a lâmina 
- Retirar as luvas e levar ao microscópio 
 
TÉCNICA DE COPROCULTURA 
• Mimetiza o ciclo do parasita no ambiente 
• Técnica qualitativa e quantitativa complementar ao 
OPG 
• Medição da cauda, região posterior e aspectos 
morfológicos da parte anterior das larvas de 3° 
estágio (forma infectante), sendo capaz de 
determinar quais gêneros de nematodas (helmintos) 
e estimar a frequência (%) de parasitas que o 
animal apresenta 
• Material utilizado: 
- Fezes recém colhidas ou refrigeradas (no máx 1 
semana) 
- Copo para deposição da mistura 
- Bastão de vidro 
- Placa de Petri, identificada com os dados da 
amostra 
- Barbante, algodão ou gaze 
- Água 
- Pipeta Pasteur 
- Tubo de ensaio 
- Lâmina e lamínula 
- Microscópio (objetivas de 4x, 10x e 40x) 
 
• Metodologia: 
1° etapa: 
- Colocar as fezes no copo (20 a 30g) já 
misturadas e não compactar 
- Tampar o copo e deixar um espaço entre a placa 
e o copo com barbante 
- Esperar por 7 dias 
 
2° etapa 
- Adicionar água no copo até cobrir a amostra 
- Virar o copo com a placa de Petri 
- Colocar água no espaço entre o copo e a placa de 
Petri 
- Esperar 15 min para as larvas migrarem 
- Retirar com a pipeta Pasteur e colocar num tubo 
de ensaio 
- Esperar 30 min ou centrifugar 
- Coletar no fundo do tubo com pipeta Pasteur 
- Colocar na lâmina e na lamínula 
- Analisar no microscópio