RELATORIO DE PARASITOLOGIA

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FACULDADE UNIFASIPE DEPARTAMENTO DE BIOMEDICINA
ESTÁGIO SUPERVISIONADO PARASITOLOGIA 
NOME: EDINÉIA CORREIA LOPES 
PROF. (A). DANIELA DE QUADROS FERREIRA
SINOP/MT
2021
EDINÉIA CORREIA LOPES 
ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM PARASITOLOGIA
Trabalho de Estágio Supervisionado apresentado a Faculdade de Sinop – FASIPE, como requisito para avaliação de evolução e desenvolvimento desta disciplina.
Aprovado em / / 	.
Daniela de Quadros Ferreira 
Professora Supervisora Departamento de Biomedicina - FASIPE
Silmara A. Bonani de Oliveira
Coordenadora do Curso de Biomedicina Departamento de Biomedicina – FASIPE
SINOP/MT
2021
Sumário
10
INTRODUÇÃO
PARASITOLOGIA
O EPF (Exame parasitológico de fezes) é uma análise laboratorial utilizada para pesquisa e identificação de ovos ou larvas de helmintos e cistos, trofozoítos ou oocistos de protozoários que parasitam o intestino. O exame deve ser realizado a partir de uma ou mais amostras de fezes, devidamente coletadas em frasco adequado fornecido pelo laboratório sem contato com o vaso sanitário. É importante que o frasco seja identificado corretamente e fechado. Caso este não seja direcionado imediatamente ao laboratório, deve ser refrigerado. Da mesma forma, a amostra deve ser mantida sob refrigeração no laboratório até o momento de sua análise. Antes da análise microscópica, deve-se avaliar a amostra macroscopicamente, a fim de observar características como cor, odor, consistência presença de sangue ou muco. Além disso, podem-se encontrar vermes adultos, como proglotes de Taenias sp., Enterobius vermicularis que migram para o ânus, Ascaris lumbricoides que também podem ser eliminados inteiros nas fezes. Estes dados são importantes para o resultado final do exame. É importante ressaltar que a presença de um parasita no intestino não levará obrigatoriamente a um resultado laboratorial positivo, pois a presença de cistos ou ovos dependerá do ciclo em que o parasita se encontra. Por isso, é indicada a realização de exame de fezes de três amostras, sendo estas coletadas com intervalos de 2 a 3 dias entre elas.
As principais formas de transmissão de parasitas são a ingestão de alimentos contaminados com cistos ou ovos destes, isso quando os mesmos não são lavados nem cozidos adequadamente, assim como o uso de água contaminada. Os vetores mecânicos tais como moscas, baratas, formigas também são disseminadores em potencial de parasitas. A falta de higiene domiciliar, e a falta de saneamento básico também são importantes fatores que contribuem para que haja dispersão destes (NEVES, 2005). 
Os parasitas vivem dependentes de outro organismo denominados como hospedeiros, então,eles precisam se alojar em um hospedeiro para a obter nutrientes, no entanto grande parte das vezes estes parasitas causam danos a seus hospedeiros (ESTRIGDE, REYNOLDS, 2011).
Através do exame parasitológico de fezes (EPF) detecta-se infecções parasitárias ou distúrbios do sistema gastrointestinal. Para sua isso são utilizados vários métodos pelos quais é possível observar a presença de parasitas em seus diversos estados de evolução como ovos e larvas de helmintos, e as formas císticas e vegetativas de protozoários (MORAES, 2008).
Este exame acontece em duas etapas, a primeira é a análise macroscópica em que se avalia a aparência das fezes, observando sua consistência, odor, presença de muco ou sangue e se há presença de verme na forma adulta. A outra etapa é o exame microscópio onde serão observados ovos ou larvas de helmintos, e também a presença de cistos, oocistos, e trofozoítos de protozoários (NEVES, 2005).
Na maioria dos casos a quantidade de parasitas eliminados nas fezes pode ser reduzida no decorrer da contaminação e aparecimento de sintomas, porém existem alguns procedimentos que dever ser realizadas que auxiliam na observação destes na amostra. As técnicas mais utilizadas são: método de sedimentação espontânea também conhecido como método de Hoffman, flutuação espontânea chamado também de método de Willis, centrífugo-flutuação que é o método de Faust (por sulfato de zinco), e concentração de larvas de helmintos por migração ativa e hidrotropismo, o método de
Rugai (NEVES, 2005). Por serem variáveis quanto às formas, tamanhos, peso, e maneiras de sobreviver no ambiente externo, os parasitas devem ser pesquisados selecionando a melhor técnica, logo, nenhum método será totalmente eficaz no diagnóstico, uns são específicos e outros são gerais, sendo assim o profissional deve observar e decidir qual a técnica a ser executada que apresenta mais sensibilidade e exatidão (NEVES, 2005).
1.0 ROTINA LABORATORIAL
No decorrer do estágio foi possível ter a percepção de como se trabalhar no setor de parasitologia em um laboratório. Uma vez que o contato com amostras potencialmente infecciosas é grande, é necessário que se tenha medidas de controle e proteção. Os equipamentos de proteção individual foram utilizados em todas as aulas, sendo de uso obrigatório.
Na rotina laboratorial também foi possível estar atentos para alguns fatores que podem determinar grandes erros, como por exemplo, o cuidado com a identificação e cadastro correto de amostras e pacientes.
Em relação ao estágio em urinálise procedeu-se com grande atenção, tomando os cuidados devidos e notando uma evolução durante as aulas, isso, em relação ao número de exames confeccionados por aula, além de maior noção do que está patogênico ou não. Da mesma forma ocorreu com o material para espermograma.
2.1.2 MATERIAIS E MÉTODOS
· Água destilada;
· Cálice de sedimentação cônico;
· Centrífuga;
· Espátula de madeira;
· 
Fita adesiva;
· Frasco coletor de fezes;
· Gaze;
· Microscópio
· Peneira de plástico;
· Sulfato de Zinco;
· 
Solução Salina;
· Lugol;
Antes de realizar as técnicas é feito o exame físico, nessa avaliação se observa a cor da amostra, a consistência, o odor e a presença de macroestruturas. Os conservantes de amostra de fezes mais utilizados são: o MIF (mercúrio, iodo e formol), formol 10%, refrigeração e SAF (Acetato de sódio), esse último utilizado em especial para fezes diarreicas.
MÉTODO DIRETO (Á FRESCO)
O exame direto ou a fresco é realizado quando se espera encontrar formas trofozoíticas na amostra, que deve ter sido emitida recentemente e diluída com solução fisiológica. Assim, podem ser reconhecidas, por exemplo, amebas, giárdias e tricomônas, com exceção dos detalhes estruturais. Por se tratar de um exame preliminar
de direcionamento, os resultados encontrados devem ser confirmados através dos demais métodos (REY, 2011).
Um método simples de fazer um explanado na lâmina é o método direto que consiste em fazer uma extensão, um esfregaço na lâmina com uma pequena porção de fezes e visualizar. Importante ressaltar que é preciso realizar pelo menos uma das técnicas citadas anteriormente para confirmação caso encontre algum parasita.
HOFFMAN
Com o cálice de sedimentação colocou-se a peneira sobe a boca do mesmo, e a gaze sobe a peneira. Adicionou-se água destilada no pote coletor de amostra com a mesma em seu interior e com auxílio de uma espátula de madeira homogeneizou-se a amostra de fezes com a água até sua consistência apresentar liquida.
Após esses procedimentos, passou-se a amostra de fezes homogeneizada para o cálice de sedimentação com a peneira e a gaze, os quais tem como função de filtrar a amostra, ficando na peneira os resíduos indesejáveis. Posterior a isto, completou-se o volume do cálice de sedimentação cônico com água destilada. Finalizando, permanece em repouso 24 horas para a sedimentação das estruturas. Após esse período, pipeta-se uma porção de sedimento do fundo do cálice e coloca-se sobre a lâmina, cobrir com lugol, colocar a lamínula e visualizar no microscópio de campo claro, com luz e condensador baixo, em lente objetiva de 40x (NEVES, 2009).
SUBSTÂNCIA REDUTORA 
FAUST
No método de Faust deve-se transferir 10 ml do sedimento obtido no método de Hoffman para um tubo de plástico, em seguida, centrífugar otubo contendo o sedimento por 2 minuto a 2.500rpm, despreza-se então o líquido sobrenadante e completar o tubo com água destilada, centrifugar novamente por 2 minuto a 2.500rpm, e assim repetindo este procedimento por mais duas vezes. Ao final das centrifugações, deve-se desprezar todo o líquido sobrenadante, e completar o volume do tubo com sulfato de zinco, centrifugando pela ultima vez por 2 minutos à 2.500 rpm. Como alguns cistos e oocistos de protozoários e ovos leves da amostra de fezes, permanecem na parte superior do tubo, recolhe-se essa película sobrenadante com uma alça de platina e coloca-se em uma lâmina, goteja-se o lugol, cobre com lamínula e visualiza-se no microscópio em lente objetiva de 40x (NEVES, 2005).
RUGAI
Coletar uma pequena porção da amostra de fezes e fazer uma trouxinha com gaze. Essa trouxinha fica suspensa no cálice que contém um determinado volume de água destilada aquecida a 45º C, sendo esse volume suficiente para que toque as fezes na gaze e entre em contato com a água destilada aquecida. Deixar em repouso por uma hora. Passado esse tempo, retira-se o sedimento do fundo do cálice e coloca-se uma quantidade da amostra na lâmina, gotejar o lugol e cobrir com lamínula. Visualizar no microscópio de campo claro em lente objetiva de 40x. Esse método é utilizado pois as
larvas de helmintos, devido ao hidrotropismo e termotropismo positivo, migram para o fundo da solução (NEVES, 2005).
TESTE DE SANGUE OCULTO
Para verificar se há presença de sangue na amostra de fezes realiza-se o seguinte procedimento: em um tubo adiciona-se 1ml de Reagente de Meyer, que clarifica a amostra, após, 3ml do cado de fezes proveniente da técnica de Hoffman é passado para o mesmo tubo. Em seguida, 5 gotas de peróxido de hidrogênio é gotejado no tubo. O resultado positivo se dá quando há alteração de cor, mudando para um tom de vermelho/rosa. Considera-se negativo quando não há alteração de cor.
RESULTADOS E DISCUSSÕES
4.0 PARASITOLOGIA
	Analise Macroscópica
	Paciente: 
	Resultados
	Cor:
	Marron-castanho
	Odor:
	Fétido
	Aspecto:
	Sólido
	Macro- estruturas:
	Negativo
	Analise Microscópica
	Método
	Resultado
	Á fresco
	Presença de endolimax nana
	Hoffman
	Presença de endolimax nana
	Analise Macroscópica
	Paciente: 
	Resultados
	Cor:
	Marron
	Odor:
	Fétido
	Aspecto:
	Sólido
	Macro- estruturas:
	Negativo
	Analise Microscópica
	Método
	Resultado
	Á fresco
	Negativo
	Hoffman
	Negativo
	Sangue Oculto
	Negativo
	Analise Macroscópica
	Paciente: 
	Resultados
	Cor:
	Marron-castanho
	Odor:
	Fétido
	Aspecto:
	Pastosa
	Macro- estruturas:
	Negativo
	Analise Microscópica
	Método
	Resultado
	Á fresco
	Presença de giardia lamblia
	Hoffman
	Presença de endolimax nana
Presença de giardia Lamblia
	Analise Macroscópica
	Paciente: 
	Resultados
	Cor:
	Castanho
	Odor:
	Fétido
	Aspecto:
	Sólido
	Macro- estruturas:
	Negativo
	Analise Microscópica
	Método
	Resultado
	Á fresco
	Negativo
	Hoffman
	Presença de endolimax nana
	Rugai
	Negativo
	Substancia Redutora
	Negativo
	Sangue Oculto
	Negativo
	Analise Macroscópica
	Paciente: 
	Resultados
	Cor:
	Castanho escuro
	Odor:
	Fétido
	Aspecto:
	Sólido
	Macro- estruturas:
	Negativo
	Analise Microscópica
	Método
	Resultado
	Á fresco
	Negativo
	Hoffman
	Presença de endolimax nana
	Rugai
	Negativo
	Substancia Redutora
	Negativo
	Sangue Oculto
	Positivo
	Analise Macroscópica
	Paciente: 
	Resultados
	Cor:
	Marrom
	Odor:
	Fétido
	Aspecto:
	Sólido
	Macro- estruturas:
	Positivo
	Analise Microscópica
	Método
	Resultado
	Á fresco
	Presença de endolimax nana
	Hoffman
	Presença de endolimax nana e entamoeba Coli
	Substancia Redutora
	Negativo
	Sangue Oculto
	Positivo
	Analise Macroscópica
	Paciente: 
	Resultados
	Cor:
	Marron
	Odor:
	Fétido
	Aspecto:
	Sólido
	Macro- estruturas:
	Positivo
	Analise Microscópica
	Método
	Resultado
	Á fresco
	Negativo
	Hoffman
	Negativo
	Substancia Redutora
	Negativo
	Sangue Oculto
	Negativo
	Analise Macroscópica
	Paciente: 
	Resultados
	Cor:
	Castanho
	Odor:
	Fétido
	Aspecto:
	Sólido
	Macro- estruturas:
	Negativo
	Analise Microscópica
	Método
	Resultado
	Á fresco
	Negativo
	Hoffman
	Presença de endolimax nana
	Substancia Redutora
	Negativo
	Sangue Oculto
	Negativo
	Analise Macroscópica
	Paciente: 
	Resultados
	Cor:
	Castanho escuro
	Odor:
	Fétido
	Aspecto:
	Sólido
	Macro- estruturas:
	Negativo
	Analise Microscópica
	Método
	Resultado
	Á fresco
	Presença de endolimas nana
	Hoffman
	Presença de endolimax nana e entamoeba coli
	Substancia Redutora
	Negativo
	Sangue Oculto
	Negativo
Parasitoses
A Endolimax nana, com pseudópodes grossos e hialinos, é a menor ameba que vive no homem, sem causar nenhum mal. Seu núcleo não é visível e seu citoplasma mostra-se claro e cheio de vacúolos digestivos com fungos e bactérias fagocitadas. A Iodamoeba butschlii é considerada uma simples comensal do intestino, transmitida por cistos ingeridos em água ou alimentos contaminados por fezes humanas. Seu citoplasma é muito vacuolizado e de aspecto granuloso, e seus cistos se caracterizam pela forma irregular e por conterem uma ou duas áreas de glicogênio. Já a E. coli, que se nutre de bactérias e detritos alimentares, apresenta endoplasma bastante granuloso e ectoplasma escasso, tendo cistos esféricos, com parede espessa e contendo até oito núcleos (REY, 2011).
Dentre outras amebas que podem ser encontradas no organismo, estão a Entamoeba histolytica, a Iodamoeba butschlii e a E. coli. A Entamoeba histolytica, causadora da amebíase, é a única que pode exercer ação patogênica no organismo ao agredir a mucosa intestinal, invadir a submucosa e formar úlceras ou outras lesões necróticas. Seu diagnóstico é feito pela visualização de trofozoítos com hemácias fagocitadas em fezes diarreicas, e para preveni-la, é preciso cuidar da higiene pessoal, da alimentação, ter condições sanitárias adequadas, tratamento dos doentes e da água. A terapêutica ainda é problemática, mas inclui dieta leve rica em sais minerais, reposição de líquidos e uso de medicamentos como anfotericina B, miconazol e rifampicina (MORAES, 2008; NEVES, 2010).
A Giardia lamblia, protozoário flagelado responsável pela giardíase, também pode se apresentar nas fezes sob a forma de trofozoíto ou cisto, sendo o protozoário mais frequentemente encontrado dentre as parasitoses intestinais, consideradas um grave problema de saúde pública em países tropicais em desenvolvimento (SOUZA et al., 2012).
O Strogyloides stercoralis é o helminto responsável pela estrongiloidíase, uma helmintose oportunista que pode levar o indivíduo a morte quando o sistema imune encontra-se deprimido. Inserida na mucosa do duodeno, encontra-se a fêmea partenogenética, enquanto que no meio ambiente é possível encontrar larvas filarioides infectantes e machos e fêmeas de vida livre, que liberam ovos de larvas rabditoides que se transformam em larvas filarióides infectantes, responsáveis por penetrar a pele humana por meio do solo (NEVES, 2010).
O Ancylostoma duodenale e o Necator americanus são parasitos semelhantes responsáveis pela ancilostomíase e necatoríase. Vivem presos à mucosa duodenal pela cápsula bucal, que no primeiro é composta por dentes, e no segundo apresenta placas cortantes (SOUZA et al,. 2012).
A Hymenolepis nana raramente apresenta sinais clínicos sem que haja um grande número de parasitos, causando diarreia, desconforto abdominal e irritabilidade. Seus ovos são conhecidos como “chapéu de mexicano, visto por cima”, enquanto a larva é pequena e constituída por um escólex invaginado, com uma membrana em volta. Já a tricurose, causada pelo Trichuris trichiura, também depende da carga parasitária para apresentar sinais clínicos. Os vermes adultos habitam o intestino grosso e apresentam a extremidade anterior fina, em comparação com a extremidade posterior mais espessa, com grande dimorfismo sexual (REY, 2011).
DISCUSSÃO
Um dos exames mais solicitadosna rotina parasitológica é a técnica de Hoffman, essa técnica foi inicialmente desenvolvida para a pesquisa de enteroparasitoses, sendo muito indicada para a pesquisa de ovos de Schistosoma mansoni, responsável pela doença conhecida como esquistossomose ou barriga d’água, que pode ser assintomática ou produzir alterações anatomopatológicas, como lesões hepatosplênicas graves. Alem do Schistossoma mansoni ,com a técnica de Hoffman também e possível encontrar ovos de Ascaris lumbricoidese e Enterobius vermiculares (REY, 2011).
Por apresentar baixo custo e simplicidade ao identificar vários parasitos, o Método de Sedimentação Espontânea é muito utilizado na rotina laboratorial, apresentando desvantagens apenas na demora para a sua realização e por se tratar de um método inespecífico. Para maior eficiência dos exames parasitológicos de fezes é
importante que seja feita a associação de pelo menos duas técnicas com princípios diferentes (NEVES, 2010; MESQUITA et al., 1999).
O método de Faust é uma modificação da técnica de Willis, que não é indicada para a pesquisa de cistos e larvas. Assim, substituiu-se a solução de cloreto de sódio pela solução de sulfato de zinco, fundamentando-se na capacidade de flutuação dos ovos de helmintos em solução de densidade elevada. (CARLI, 2001; CIMERMAN; CIMERMAN, 2001).
A pesquisa de sangue oculto é realizada por meio da “atividade pseudoperoxidase da porção heme da hemoglobina”, com a finalidade de detectar a presença de hemorragias ocultas no trato gastrointestinal, através de alterações na coloração. O sangue oculto pode estar presente em diversos tipos de câncer, como o colorretal, uma das mais significantes causas de mortes por neoplasias (MARTINS et al., 2008; TERRA, 2005).
Vários fatores podem alterar o resultado do exame, sendo assim, é necessário que haja um preparo específico de 3 a 4 dias antes da coleta da amostra, com uma dieta adequada livre de carnes vermelhas e derivados, pois levam a um resultado falso- positivo, assim como amostras colhidas três dias antes ou após o período menstrual, na presença de sangramentos decorrentes de hemorroidas ou quando há presença de sangue na urina. Vegetais verdes, aspirina, antiinflamatórios e medicamentos contendo ferro, bismuto ou cobre também podem interferir no resultado do exame (INCA, 2016; CHAVES; PAZ; ALMEIDA, 2014).
A pesquisa de substâncias redutoras nas fezes apresenta resultado positivo, quando o indivíduo apresenta intolerância à lactose, sendo um bom teste de triagem para esta condição. Pode sugerir uma má absorção de carboidratos ou deficiência secundária da enzima lactase (HOCKENBERRY; WILSON, 2014).
A intolerância à lactose caracteriza-se pela incapacidade total ou parcial do organismo em digerir a lactose, um açúcar presente no leite e seus derivados. Esse quadro se instala quando o organismo deixa de produzir, ou produz em quantidades muito pequenas, a enzima lactase, fazendo com que a lactose se acumule no intestino grosso e sofra fermentação, produzindo ácido lático, gases, cólicas e até diarreia (CAVALCANTI, 2015).
O exame de urina ou tipo I é uma série de análises químicas e microbiológicas, que tem como objetivo observar e avaliar a função renal e o estado de saúde do paciente, trazendo informações sobre a função renal e sobre o sistema coletor, considerado um dos exames mais antigos utilizados na medicina humana (NEVES, 2011).
Nesse exame, são realizados 3 tipos de análises: exame físico, onde é analisado volume, coloração, odor, aspecto e presença de depósitos; exame químico, por meio de tiras reativas que avaliam parâmetros bioquímicos (Figura 12); e a sedimentoscopia, onde é analisado o sedimento urinário para identificação de muco, cristais, cilindros, leveduras, parasitos, bactérias, eritrócitos, leucócitos ou células epiteliais (MUNDT; SHANAHAN, 2012
De acordo com Strasinger e Di Lorenzo (2009), o exame físico da urina fornece informações sobre distúrbios, como hepatopatias, hemorragia glomerular, erros inatos do metabolismo e Itus. As características físicas da urina são a cor, o aspecto, gravidade específica e odor.
A urina que não apresenta nenhuma anormalidade possui diferentes cores, determinadas principalmente pela sua concentração. Variando de amarelo pálido a âmbar escuro, dependendo da concentração dos pigmentos urocromo (amarelo) e, em quantidade menor, urobilina (laranja) e uroeritrina (vermelho). (MUNDT; SHANAHAN 2012).
Pela coloração da urina é possível observar a concentração urinária e o grau de hidratação do paciente. A urina normal apresenta coloração amarelada, podendo sofrer variações de acordo com sua concentração – mais escuras quando concentradas e mais claras quando diluídas. Alimentação, vitaminas e medicamentos também podem alterar sua cor de forma não patogênica. Dentre as colorações anormais, as mais comuns são causadas pela presença de sangue, podendo tornar a urina vermelha, rosada e até negra, devido à presença de sangue (hematúria) ou hemoglobina (hemoglobinúria), além da mioglobina (FUNCHAL; MASCARENHAS; GUEDES, 2008).
A hemoglobinúria e a hematúria podem ser diferenciadas pela análise física da urina, onde a primeira apresenta uma urina vermelha e clara, enquanto a segunda apresenta uma urina vermelha e turva, ou, quando não há alterações na coloração (hematúria microscópica), poderão ser observadas hemácias íntegras no sedimento
5.0 CONDSIDERAÇOES FINAIS
O conhecimento de parasitologia clínica, os tipo de exame é essencial para a vida profissional de um biomédico. Deve-se ter boa infraestrutura de modo a promover uma adequada condição de trabalho, armazenamento e processamento do material além de equipamentos calibrados e matéria-prima específica e de qualidade. A uroanálise é simples, rápida e de fácil diagnostico para presença de alterações, porém deve ser realizada com muita cautela e concentração. A correta análise da lâmina trará resultados que se analisados em conjunto com outros exames poderão dar informações importantes para que seja realizado um diagnóstico preciso e assim garantir o melhor tratamento para o paciente.
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
Bárbara H. Estridge. 5. ed. Porto Alegre : ARTMED, 2011.
CARLI, G. A. Parasitologia Clínica: Seleção de Métodos e Técnicas de Laboratório para o Diagnóstico das Parasitoses Humanas. 2. Ed. São Paulo: Atheneu, 2001.
CAVALCANTI, Alexandre. Guia da Boa Saúde - Viva Bem Sem Lactose. São Paulo: Coquetel – Grupo Ediouro, 2015.
CIMERMAN, B.; CIMERMAN, S. Parasitologia Humana e Seus Fundamentos Gerais.
2. Ed. São Paulo: Atheneu, 2001.
COMPRI-NARDY, Mariane; STELLA, Mércia Breda; OLIVEIRA, Carolina de. Práticas de laboratório de bioquímica e biofísica: uma visão integrada. Rio de Janeiro: Editora Guanabara Koogan, 2011.
CRISTIANE, Rebeka et al. Prevalência de Giardialamblia e Endolimax nana em escolares de duas cidades do estado de Pernambuco, 2009.
ESTRIDGE, Bárbara H.; Reynolds, Anna P. Técnicas básicas de Laboratório Clínico.
FERRAZ L.: A importância do Andrologista no estudo e tratamento do homem infértil. Acta Urológica . 2 0 0 6 ; 2 3 : 1 3 - 1 6
FUNCHAL, Cláudia; MASCARENHAS, Marcelo; GUEDES, Renata. Correlação clínica e técnicas de uroanálise: teoria e prática. Porto Alegre: Editora Sulina, 2008.
HENRY, John Bernard. Diagnostico clínico e tratamento por métodos laboratoriais.
20. Ed. Bararueri, São Paulo: Manole,2008.
HOCKENBERRY, M.; WILSON, D. Wong, Fundamentos de Enfermagem Pediátrica.
9. Ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 2014.
LIMA, A. Oliveira et al. Métodos de laboratório aplicados à clínica: técnica e interpretação. 8 ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2010.
MANUAL DE EXAME. Laboratório Hermes Pardini, 2002.
MORAES, Ruy Gomes de. Leite, Ignácio Costa. Goulart, Enio Garcia. Parasitologia e micologia humana. 5 ed., revista atualizada [por] Reginaldo Peçanha Brazil. Rio de Janeiro: Cultura Medica: Guanabara Koogan, 2008.
MUNDT, Lillian A.; SHANAHAN, Kristy. Exame de urina e de fluidos corporais de Graff. 2. ed. PortoAlegre: Artmed, 2012.
NEVES, David Pereira. Parasitose dinâmica. 3. ed., São Paulo: Atheneu, 2009.
NEVES, Paulo Augusto. Líquidos biológicos: urina, líquidos cavitários e líquido sinovial. São Paulo: Roca, 2011. (Manual Roca de Técnicas de Laboratório, 4)
PASQUALOTTO EB, Pasqualotto FF. : Espermograma e testes de função espermática. Femina. 2006; 34(2):91- 8 . 3
PIANUCCI, Ana. Saber cuidar: procedimentos básicos em enfermagem. 14. ed. São Paulo: Senac São Paulo. 2002.
REY, Luís. Parasitologia: parasitos e doenças parasitárias do homem nos trópicos ocidentais. 4. Ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2011.
	ASSINATURAS
	
ASSINATURA DO(A) ACADÊMICO(A)
ASSINATURA DO(A) PROFESSOR(A)
Sinop-MT	/	/2021