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Exame parasitológico de fezes Conteúdo abordado Tipos de métodos Exame macroscópico Exame microscópico Conservantes Métodos de conservação Conceitos iniciais Objetivo do exame parasitológico de fezes (EPF): Diagnosticar os parasitas intestinais através da pesquisa das diferentes formas parasitárias que são eliminadas nas fezes Exame macroscópico: Permite a verificação: o Da consistência das fezes o Do odor o Da coloração: Cor normal: marrom, com variação desde preta até cor de argila. Cores anormais sugerem que o paciente está sob o efeito de alguma medicação específica o Da presença de elementos anormais: Muco Sangue Pus Vermes inteiros ou partes deles Exame microscópico: Permite a visualização de: o Ovos ou larvas de helmintos o Cistos, trofozoítos ou oocistos de protozoários. Pode ser de dois tipos: quantitativo ou qualitativo Quantitativo: o São aqueles nos quais se faz a contagem de ovos nas fezes, permitindo avaliar a intensidade do parasitismo o São pouco utilizados o Mais conhecidos: Método de Kato-Katz (mais empregado) Método de Stoll-Hausheer Qualitativo: o São mais utilizados o Demonstram a presença de formas parasitárias sem quantifica-las Processos de enriquecimento Sedimentação espontânea: Permite o encontro de ovos e de larvas de helmintos e de cistos de protozoários. Método de Hoffman, Pons e Janer (Lutz). Sedimentação por centrifugação: Usado para a pesquisa de ovos e de larvas de helmintos, cistos e alguns oocistos de protozoários. Método de Blagg Método de Ritchie Coprotest (MIFC) Flutuação espontânea: Indicado para a pesquisa de ovos leves, principalmente os de ancilostomídeos. Método de Willis Centrífugo-flutuação: Usado para a pesquisa de cistos e oocistos de protozoários. Também permite o encontro de ovos leves Método de Faust Concentração de larvas de helmintos por migração ativa, devido ao hidrotropismo e ao termotropismo positivo: Indicado para a pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis. Coleta e conservação das fezes A coleta, o armazenamento e a conservação das fezes são de fundamental importância na qualidade do EPF. Coleta: As instruções de coleta devem ser claras e passadas ao paciente por escrito. É na coleta adequada que se inicia a qualidade do EPF Evacuação: o Deve ser feita em recipiente limpo e seco e parte das fezes transferida para um frasco próprio, de boca larga, bem fechado e identificado. Identificação: o Deve conter: Nome do paciente Idade Data da coleta Se possível, horário da coleta. No caso de fezes frescas: o A remessa para o laboratório deve ser imediata Conservação: Formol a 10%: o Vantagens: É de fácil preparação Preserva amostras por muito tempo É de longa validade Conserva por mais de um mês os ovos ou larvas de helmintos e os cistos de oocistos de protozoários. o Desvantagens: Não preserva adequadamente a morfologia de parasitos para montagens permanentes Trofozoítos se desintegram e não podem ser recuperados da amostra Seu uso é considerado um risco em potencial para a saúde. Álcool polivinílico: o Composto de um pó de madeira plástica que atua como um adesivo para a amostra de fezes quando se preparam lâminas para coloração. o Vantagens: Pode ser utilizado para preparação de montagens com coloração permanente. Amostras preparadas com APV possuem validade longa quando estocadas em temperatura ambiente. o Desvantagens: A solução de Schaudinn contém cloreto de mercúrio. SAF – Acetato de sódio-ácido acético-formalina o É uma alternativa para o APV e fixador de Schaudinn o Vantagens: É de fácil preparo Possui validade longa Pode ser utilizado quando se emprega a técnica acidorresistente de detecção de oocistos e de coccídeos. o Desvantagens: Devido às suas pobres propriedades adesivas, a adição de albumina pode ser necessária para garantir adesão da amostra à lâmina de microscopia. A morfologia de protozoários não é bem conservada
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