Manual de Aulas Práticas de Hematologia - 2015

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Faculdade Sudoeste Paulista 
(Mantida pela ICE – Instituição Chaddad de Ensino S/C Ltda) 
 
 
 
 
 
 
 
 
Manual de Aulas Práticas de Hematologia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AVARÉ 
 2015 
 
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Faculdade Sudoeste Paulista 
(Mantida pela ICE – Instituição Chaddad de Ensino S/C Ltda) 
 
 
 
 
 
 
 
 
Manual de Aulas Práticas de Hematologia 
 
Manual de Técnicas Laboratoriais em 
Hematologia. 
Disciplina de Hematologia dos Cursos de 
Farmácia e Biomedicina da Faculdade 
Sudoeste Paulista – FSP / Avaré - SP. 
 
Profª. Dra. Aline Carbonera Luvizon 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2015 
 
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SUMÁRIO 
 
 
1. COLETA DE SANGUE VENOSO....................................................................... 03 
2. CONFECÇÃO E COLORAÇÃO DE LÂMINAS HEMATOLÓGICAS......... 06 
3. ANÁLISE MICROSCÓPICA DA SÉRIE BRANCA, VERMELHA E 
PLAQUETÁRIA.................................................................................................... 
 
10 
4. CONTAGEM MANUAL DE LEUCÓCITOS..................................................... 13 
5. CONTAGEM MANUAL DE ERITRÓCITOS E PLAQUETAS...................... 17 
6. DOSAGEM DE HEMOGLOBINA E DETERMINAÇÃO DO 
HEMATÓCRITO.................................................................................................. 
 
20 
7. VHS.......................................................................................................................... 21 
8. HEMOGRAMA AUTOMATIZADO................................................................... 24 
9. DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS.................................................................... 25 
10. ANÁLISE DAS ALTERAÇÕES MORFOLÓGICAS DA SÉRIE BRANCA.. 33 
11. ANÁLISE DAS ALTERAÇÕES MORFOLÓGICAS DA SÉRIE 
VERMELHA.......................................................................................................... 
 
35 
12. ANTÍGENOS ERITROCITÁRIOS (TIPAGEM ABO/RH) E REAÇÃO DE 
COOMBS. .............................................................................................................. 
 
40 
 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS....................................................................... 45 
 ANEXOS....................................................................................................................... 46 
 
3 
 
1. COLETA DE SANGUE VENOSO 
 
 
A punção sanguínea pode ser realizada pelo sistema a vácuo ou com seringa e agulha. No 
primeiro, o cuidado que se deve ter é que o sangue seja aspirado por completo. Os tubos para 
coleta a vácuo já vem anticoagulados e com a marca de até onde o sangue deve ser aspirado. 
O preenchimento com sangue até a marca do tubo significa que a relação entre a quantidade 
de sangue e o anticoagulante está sendo respeitada. 
 Para a coleta dos exames hematológicos, a preferência é pela coleta de sangue venoso 
e a partir da punção das veias do antebraço: cefálica, intermédia ou basílica. Sempre ambos os 
antebraços devem ser observados e a punção realizada na veia mais visível. 
 
4 
 
 É interessante que o laboratório oriente e esclareça o paciente sobre os riscos de uma 
punção sanguínea, que é um processo invasivo que pode ter como consequência o 
aparecimento de hematomas, o que judicialmente caracteriza lesão corporal. No dia da 
coleta, o paciente não deve realizar tarefas que exijam esforço físico com o braço puncionado. 
Estas orientações podem estar afixadas na sala de coleta (em local perfeitamente visível ao 
paciente) ou entregues ao mesmo antes da coleta. 
O tempo de garroteamento não deve ultrapassar 1 minuto e logo após a entrada do 
sangue no bisel da agulha, o garrote deve ser liberado. O garroteamento prolongado ocasiona 
hemoconcentração com aumento do hematócrito e da atividade fibrinolítica. 
 
1.1 Anticoagulantes 
 O anticoagulante de escolha para o hemograma é o ácido etilenodiaminotetracético 
(EDTA), que pode ser encontrado na forma de um sal dissódico, dipotássico ou tripotássico. 
O sal dipotássico é mais solúvel e causa menos alterações celulares. Deve ser utilizado 
preferencialmente na forma líquida na relação sangue:anticoagulante de 1,5 + 0,25 mg de 
EDTA/ml de sangue. A anticoagulação é conseguida porque o EDTA é um quelante de cálcio, 
sendo este por sua vez necessário para a coagulação sanguínea. 
 A heparina é outro composto que pode ser utilizado como anticoagulante e sua ação 
se dá por ser um inibidor da trombina, uma enzima necessária para que ocorra a coagulação. É 
um bom anticoagulante porque preserva a forma e o volume dos eritrócitos e é usado em 
vários testes que avaliam a série vermelha. A contraindicação da heparina é que as extensões 
sanguíneas realizadas com ela apresentam uma coloração de fundo avermelhada e as bordas 
celulares ficam realçadas. A heparina é usada na concentração de 10 a 20 UI/ml de sangue. 
 O anticoagulante de escolha para o estudo dos fatores da coagulação é o citrato de 
sódio e a concentração recomendada é de 0,106M. 
 
1.1.1 Alterações celulares causadas pelos anticoagulantes 
 As amostras sanguíneas normais devem ser processadas até 4 horas após a coleta e as 
anormais até 1 hora após a coleta. A dificuldade no laboratório é saber se a amostra é normal 
ou não. Portanto, deve-se estabelecer um tempo limite para o processamento das amostras, 
sendo este tempo o mais breve possível. 
 Na série vermelha, a alteração morfológica inicial é a crenação, posteriormente a 
formação de esferócitos e, por final, a hemólise. O EDTA em excesso pode causar 
microcitose com diminuição do volume globular e hemoglobina. Nos granulócitos a 
5 
 
cromatina torna-se picnótica, há um aumento da lobulação nuclear e vacúolos podem ser 
vistos no citoplasma. Nos mononucleares (linfócitos e monócitos) podem ocorrer lobulação 
nuclear e vacúolos no citoplasma. O excesso de EDTA pode diminuir a contagem global de 
leucócitos. As plaquetas podem aumentar de tamanho e desintegrar-se. As alterações citadas, 
para as três séries, ocorrem à temperatura ambiente; quando o sangue é refrigerado, as 
alterações ocorrem mais lentamente. 
 
1.2 PRÁTICA: Como realizar uma coleta sanguínea com seringa e agulha 
Seguir atenciosamente os seguintes passos: 
 Receber o paciente de forma educada e segura. Analisar suas veias. 
 Preparar a agulha, seringa e tubos (não esquecer de identificar os tubos). Sempre 
desencapar a agulha e a seringa na frente do paciente. 
 Aplicar o garrote em torno de 10 cm acima do local que será puncionado. Não deixar 
o garrote por mais de 1 minuto. Se exceder 1 minuto, soltar o garrote e deixar o 
paciente em repouso por 2 minutos antes de colocar o garrote novamente. 
 Realizar a limpeza do local, friccionando um algodão embebido em álcool em 
movimentos retos (em um diâmetro de 5 cm do local a ser puncionado). Deixar a pele 
secar para prevenir hemólise e sensação de queimação. Não toque na região da 
coleta após assepsia. 
 Posicionar a agulha alinhada com a veia e com o bisel voltado para cima. Segure o 
braço do paciente em local próximo da venipuntura, usando o polegar para manter 
firme a pele do braço e evitar mobilidade da veia. Puncionar a veia. 
 Após a entrada do sangue no bisel soltar o garrote e aspirar a quantidade necessária de 
sangue. Retirar a agulha e pressionar com ligeira pressão o local da punção com 
algodão seco. 
 NÃO dobrar o braço do paciente! 
 Encapar a agulha “pescando” a capa. Descartar, COM CUIDADO, a agulha da 
seringa. Transferir o sangue parao tubo contendo anticoagulante. Homogeneizar com 
movimentos suaves de inversão. 
 Verificar se o paciente não está mais sangrando. Se não, liberá-lo; do contrário, 
aguardar até que o mesmo pare de sangrar. 
 
6 
 
2. CONFECÇÃO E COLORAÇÃO DE LÂMINAS HEMATOLÓGICAS 
 
 Para que se possa confeccionar uma extensão sanguínea de boa qualidade deve-se ter 
como primeiro cuidado a qualidade da lâmina que receberá a extensão. Para que a extensão 
fique adequada, as lâminas devem estar bem limpas e desengorduradas. 
 A lâmina extensora deve ter a borda uniforme e sem nenhuma ranhura. A boa 
extensora contribui muito para que a extensão fique adequada. 
 A extensão ideal ocupa ¾ da lâmina e o sangue termina em uma “prainha” 
arredondada. 
 
2.1 Fatores que influenciam a extensão sanguínea: 
 
 Volume de sangue 
 Velocidade do movimento com a extensora 
 Ângulo formado entre a extensora e a lâmina 
 Suavidade e uniformidade do movimento 
 
2.2 PRÁTICA: Confecção da extensão sanguínea 
 Pegar uma lâmina limpa e desengordurada que esteja imersa em etanol absoluto e 
secá-la com gaze. 
 A manipulação das lâminas deve ser feita sempre com luvas. 
 Limpar a borda da extensora que será utilizada. 
 Uma ou duas gotas pequenas de sangue devem ser colocadas na borda (de um dos 
lados) da lâmina. 
 Quanto maior a quantidade de sangue a ser estendida, mais grossa ficará a extensão e 
quanto menor a quantidade, mais fina. 
 A lâmina extensora deve ser colocada na frente do sangue. 
 Posteriormente, puxa-se a extensora para trás e esta deve estar com toda a superfície 
encostada na lâmina. 
 Quando a extensora tocar o sangue, espera-se que este se espalhe igualmente por toda 
a superfície da extensora. 
 Caso a distribuição do sangue não esteja igual por toda a extensora, deve-se, com um 
movimento delicado e sem levantar a extensora, movê-la para os lados (esquerdo e 
direito) para que o sangue distribua-se uniformemente. 
7 
 
 Quando esta situação for atingida, o movimento da extensão deve ser executado. 
 A velocidade do movimento e o ângulo formado entre a lâmina e a extensora 
determinam o comprimento da extensão. 
 A suavidade e a uniformidade determinam a qualidade da extensão – quando se 
imprime muita força, a extensora vai parando ao longo da extensão. 
 Deixar a extensão secar naturalmente. 
 
 Partes da extensão sanguínea 
8 
 
2.3 PRÁTICA: Coloração da extensão por LEISHMAN 
As colorações hematológicas são feitas com corantes derivados dos corantes de 
ROMANOWSKY – chamada de Panóptica (o que tudo vê). Esses corantes são formados por 
sais ácidos (eosina) e sais básicos (azul e azures de metileno). 
O corante de Leishman (eosina-azul de metileno segundo Leishman) é uma mistura 
dos derivados do azul de metileno com sais de eosina-azul de metileno. 
 
2.3.1 Técnica 
• Sobre a lâmina, colocar o corante de Leishman, cobrindo-a totalmente. Deixar por 4 
minutos; 
• Sem retirar o Leishman, adicionar igual quantidade de água sem derramar o corante. 
Deixar por 10 minutos; 
• Lavar a lâmina em água corrente, limpando a parte de trás para retirar os restos de 
corante; 
• Deixar a lâmina secar ao ar. 
 
2.4 PRÁTICA: Coloração da extensão por MAY GRÜNWALD-GIEMSA 
O corante May-Grünwald tem afinidade por estruturas citoplasmáticas, enquanto o 
Giemsa tem maior afinidade por estruturas nucleares. 
 
2.4.1 Técnica: 
• Sobre a lâmina, colocar o corante de May-Grünwald até cobrir a extensão. Deixar 3 
minutos; 
• Sem retirar o May-Grünwald, adicionar a mesma quantidade de solução tampão ou 
água sem derramar o corante. Deixar 1 minuto; 
• Retirar a solução da lâmina; 
• Cobrir a lâmina com o corante de Giemsa (diluído para uso). Deixar entre 15 e 20 
minutos; 
• Lavar a lâmina em água corrente, limpar a parte de trás para retirar os restos de corante 
e deixar a lâmina secar ao ar. 
 
 
 
 
9 
 
2.5 PRÁTICA: Coloração da extensão por CORANTE RÁPDO 
 Os corantes tradicionais levam em média de 15 a 20 minutos para a coloração de uma 
lâmina, na coloração rápida o tempo não ultrapassa 1 minuto. A coloração rápida pode ser 
bastante adequada desde que seja realizada com rigor técnico. 
 Para que ocorra a coloração, são compostos de 3 corantes: o corante 1 é à base de 
metanol e tem a finalidade de fixar as extensões; o corante 2 é à base de eosina e tem a 
finalidade de fazer a coloração citoplasmática; e o corante 3 à base de azul de metileno ou dos 
azures de metileno, e tem a finalidade de fazer a coloração de estruturas nucleares. 
 
2.5.1 Técnica: 
• Colocar a lâmina no corante 1 e deixar por 10 segundos; 
• Retirar a lâmina e deixar escorrer; 
• Colocar a lâmina no corante 2 e deixar por 10 segundos; 
• Retirar a lâmina e deixar escorrer; 
• Colocar a lâmina no corante 3 e deixar por 20 segundos; 
• Retirar a lâmina e deixar escorrer; 
• Lavar em água corrente. 
 
2.6 Identificação de uma boa coloração 
• Eritrócitos: coloração salmão (rosa) 
• Eosinófilos: laranja vivo – se cora por corantes ácidos (eosina) 
• Basófilos: preto – se cora por corantes básicos (azul de metileno) 
• Monócitos: citoplasma azul claro com grânulos finos na cor vermelha/púrpura suave 
• Plaquetas: azuladas com grânulos púrpura 
10 
 
3. ANÁLISE MICROSCÓPICA DA SÉRIE BRANCA, VERMELHA E 
PLAQUETÁRIA 
 
3.1 Microscópio 
 Na lâmina corada e seca, colocar uma gota do óleo de imersão. 
 Espalhar com o auxílio de outra lâmina formando uma fina camada de óleo. 
 Verificar se o microscópio está conectado na tomada – se não estiver, conectá-lo. 
(OBS: sempre que for ligar um aparelho na tomada, verificar a tensão da rede!!!) 
 Certificar-se de que a luz do microscópio está diminuída. 
 Ligar o microscópio no botão ao lado ou atrás. 
 Abaixar todo o charriot do microscópio. 
 Colocar o carrossel na objetiva de menor aumento. 
 Colocar a lâmina com a extensão voltada para cima no microscópio. 
 Aumentar a intensidade de luz. 
 Olhando no microscópio, elevar o charriot (com o macrométrico) até que a lâmina 
seja focalizada. 
 Quando isto ocorrer, NÃO mexer mais no macrométrico. 
 Mudar a objetiva para um maior aumento e focalizar com o auxílio do micrométrico. 
 Depois de focalizado, mudar novamente para um aumento maior (40x) e focalizar com 
o auxílio do micrométrico. 
 Observar a lâmina. 
 Localizar a região ideal de leitura, onde os eritrócitos estão lado a lado (geralmente na 
“na prainha”). 
 
 Colocar uma gota de óleo de imersão e mudar a objetiva para o aumento maior (100x). 
 Focalizar com o auxílio do micrométrio. 
 Observar a lâmina. 
11 
 
OBS: após o término da utilização do microscópio, reduzir a intensidade de luz 
do mesmo, desligá-lo no botão ao lado e limpar a objetiva com gaze (ou papel 
higiênico macio) imerso em álcool isopropílico e cubra-o com sua capa. Estes 
procedimentos são importantes para a conservação dos microscópios. 
 
Observar: 
3.1.1 Eritrócitos 
 
3.1.2 Leucócitos 
 
 
 
3.1.3 Plaquetas 
 
 
12 
 
 
 
13 
 
4. CONTAGEM MANUAL DE LEUCÓCITOS 
 
A contagem manual das células sanguíneas é realizada na câmara de Neubauer 
(Neubauer Improved). 
 
Os leucócitos são contados nos quatro quadrantes laterais (A, B, C e D), os eritrócitos 
e as plaquetas são contados no quadrante central (E). 
 
 
Princípio da exclusão: 
Para que a contagem na câmara de Neubauer seja fidedigna, é preciso utilisar o 
princípio da exclusão. Para as células que encostarem-se à linha que delimita a área de 
14 
 
contagem,deve-se proceder da seguinte maneira: contam-se as células que encostarem-se a 
dois lados e excluem-se as células que encostarem-se aos outros dois lados. 
Ex: 
 
Cálculos: 
 
Volume (V) = lado x lado x altura V = 1mm x 1mm x 0,1mm V = 0,1 mm
3
 
Como a contagem é feita em 4 quadrantes (A, B, C e D):
 
0,1 mm
3
 x 4 (quadrantes) = 0,4 mm
3
 
Portanto, tudo o que eu contar de células nos 4 quadrantes (A, B, C e D) está em 0,4 mm
3
 
E como 1mm
3
 = 1L 0,4 mm3 = 0,4 L 
O resultado do exame deve sair em número de células por 1 L (e não por 0,4 L), portanto, 
devo fazer um cálculo para achar quanto de células temos por microlitros:
 
 
15 
 
 
 
 
Como foi realizada uma diluição inicial do sangue, para obter-se o valor real de 
leucócitos por microlitro deve-se multiplicar o valor obtido pela diluição (que para leucócitos 
normalmente é 20 x). 
 
EXERCÍCIO 
Quantos leucócitos por microlitro há na amostra abaixo? (diluição utilizada: 1:20) 
 
16 
 
4.1 PRÁTICA: Contagem de leucócitos 
Fazer uma diluição de vinte vezes (1:20) do sangue do sangue com líquido de Turk (ácido 
acético glacial 2% v/v H2O). Este diluente destrói células anucleadas (eritrócitos e plaquetas). 
Para a diluição: 
- Pipetar 4,75 ml do líquido de Turk + 250 l de sangue homogeneizado; 
- Homogeneizar bem; 
- Preencher a câmara de Neubauer; 
- Realizar a leitura nos 4 quadrantes laterais (A, B, C e D) da câmara em objetiva de 10x. 
 
OBS: utilizar o fator de exclusão para a contagem 
17 
 
5. CONTAGEM MANUAL DE ERITRÓCITOS E PLAQUETAS 
 
5.1 Eritrócitos 
A contagem de eritrócitos é realizada em 5 quadrados contidos no quadrante E. São 
contadas as células nos 4 quadrados laterais (dos cantos) e no quadrado central. 
 
O cálculo segue o mesmo raciocínio que foi utilizado para a contagem de leucócitos. 
 
Cálculos: 
V = lado x lado x altura V = 0,2 mm x 0,2 mm x 0,1 mm V = 0,004 mm
3
 
Como a contagem é feita em 5 quadrados: 0,004 mm
3
 x 5 (quadrados) = 0,02 mm
3
 
Portanto, tudo o que eu contar de células está em 0,02 mm
3
 
E como 1mm
3
 = 1L; 0,02 mm3 = 0,02 L 
Como o resultado do exame deve sair em número de células por 1 L (e não por 0,02 L), eu 
devo fazer um cálculo para achar quanto de células eu tenho por microlitros:
 
 
 
 
E como foi realizada uma diluição inicial do sangue, para obter-se o valor real de eritrócitos 
por microlitro deve-se multiplicar o valor obtido pela diluição (que para eritrócitos 
normalmente é 200 x). 
18 
 
5.2 Plaquetas 
A contagem de plaquetas é realizada em todos os quadrados contidos no quadrante E 
(total de 25 quadrados). O cálculo segue o mesmo raciocínio que foi utilizado para a 
contagem de leucócitos e eritrócitos. 
 
Cálculos: 
 
 
 
V = lado x lado x altura V = 0,2 mm x 0,2 mm x 0,1 mm V = 0,004 mm
3 
 
Como a contagem é feita em 25 quadrados (todos): 0,004 mm
3
 x 25 (quadrados) = 0,1 mm
3
 
Portanto, tudo o que eu contar de células está em 0,1 mm
3
, que é igual a 0,1 L. 
 
 
 
 
 
E como foi realizada uma diluição inicial do sangue, para obter-se o valor real de 
plaquetas por microlitro deve-se multiplicar o valor obtido pela diluição (que para plaquetas 
normalmente é 200 x). 
 
 
 
 
19 
 
5.3 PRÁTICA: Contagem de eritrócitos e plaquetas 
 
Fazer uma diluição de duzentas vezes (1:200) do sangue do sangue com líquido de 
Hayem. Este diluente destrói leucócitos. 
Para a diluição: 
- Pipetar 5 ml do líquido de Hayem + 25 l de sangue homogeneizado; 
- Homogeneizar bem; 
- Preencher a câmara de Neubauer; 
- Realizar a leitura em 5 quadrados (central e os 4 laterais do quadrante E) da câmara para 
eritrócitos e em 25 quadrantes (todos quadrados do E) para plaquetas em objetiva de 40x. 
OBS1: utilizar o fator de exclusão para a contagem. 
OBS2: para a contagem de plaquetas é necessário deixar a câmara em repouso por 25 minutos 
em câmara úmida (placa de petri com algodão embebido em água). 
 
 
20 
 
6. DOSAGEM DE HEMOGLOBINA E DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 
 
6.1 Dosagem de Hemoglobina 
 O método de escolha para a dosagem da hemoglobina é o da cianometemoglobina, que 
utiliza o líquido de Drabkin (ferrocianeto de potássio, K3FeCN6, cianeto de potássio, KCN e 
fosfato de potássio anidro, KH2PO4). A amostra sanguínea adicionada ao líquido de Drabkin é 
hemolisada e a hemoglobina livre é transformada em metemoglobina (ferro hemoglobínico na 
forma férrica) que, por ação do cianeto de potássio, transforma-se em cianometemoglobina, 
um composto estável que absorve luz em 540 nm. A concentração da hemoglobina da amostra 
é calculada a partir de um padrão comercial de hemoglobina. 
PRÁTICA: 
 Tubo branco Tubo amostra Tubo padrão 
Líq. Drabkin 5 ml 5 ml 5 ml 
Amostra sangue - 20 l - 
Padrão - - 20 l 
 Homogeneizar os tubos e deixar 5 minutos em repouso. Ler as absorbâncias em 540 nm. 
 
6.2 Determinação do Hematócrito 
 O hematócrito (Ht) fornece, em porcentagem, a relação da quantidade de eritrócitos 
em 100 ml de sangue total. Para obter-se o valor do Ht deve-se preencher com sangue o tubo 
de microematócrito, selar um dos lados e centrifugar na centrífuga de microematócrito. Após 
a centrifugação, lê-se o valor do Ht em uma escala de leitura própria. Muitas vezes o Ht é 
chamado de volume globular (VG) e vice-versa, e a diferença entre os dois é técnica e clínica. 
Tecnicamente o Ht é obtido por centrifugação e em centrífuga própria, enquanto o VG é 
obtido por automação e pelo princípio da impedância. A diferença clínica é que na 
centrifugação fica retido o plasma entre os eritrócitos e por impedância não. Por esse motivo, 
o Ht é maior que o VG. Geralmente, o Ht é de 2 a 3 pontos percentuais acima do VG em 
situações fisiológicas e a diferença pode ser bem mais acentuada na anemia falciforme, nas 
anemias microcíticas e hipocrômicas, na esferocitose e na macrocitose. 
 Algumas situações podem falsear o resultado do Ht para mais ou para menos: excesso 
de anticoagulante diminui o valor do Ht devido à concentração eritrocitária, e a 
homogeneização inadequada do sangue pode elevar ou diminuir o Ht dependendo de qual 
parte da amostra se pegou em maior quantidade (plasma ou células). 
 A leitura do tubo de microematócrito deve ser realizada até 10 minutos após a 
centrifugação. Caso contrário, pode haver aumento. 
21 
 
7. VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO – VHS 
 
A velocidade de hemossedimentação (VHS) é a distância medida em milímetros que 
os eritrócitos percorrem em um tubo vertical durante um determinado período de tempo. A 
membrana citoplasmática eritrocitária tem carga negativa devido à presença de ácido siálico, 
carga negativa que cria um potencial de repulsão entre os eritrócitos, chamado de potencial 
zeta. Este potencial de repulsão impede que os eritrócitos se empilhem (roleaux) e 
sedimentem rapidamente, fazendo com que os valores de referência da VHS, para pessoas 
normais, sejam baixos na primeira hora de sedimentação. 
 
Quando ocorrem alterações nas concentrações plasmáticas de moléculas, como 
fibrinogênio e imunoglobulinas, o potencial zeta é vencido, o empilhamento é formado e a 
velocidade de sedimentação aumenta fornecendo um valor mais elevado que o da referência, 
na primeira hora. 
 A técnica manual da VHS éfeita na pipeta de Westergren, um tubo de vidro ou 
plástico com 30 cm de comprimento, 2,5 mm de largura e aferido em uma escala de zero 
(início da escala) a 200 (final da escala) milímetros. Na técnica original de Westergren, o 
sangue venoso é coletado com citrato de sódio a 0,106 M na proporção de uma parte de 
22 
 
anticoagulante para 4 partes de sangue. Após a homogeneização durante 5 minutos, a pipeta 
de Westergren é preenchida, colocada na estante de Westergren e após 60 minutos a leitura é 
realizada e o resultado é expresso em milímetros. No método de Westergren modificado, o 
sangue venoso é coletado com EDTA. Após homogeneização, durante 5 minutos, 1,5 ml do 
sangue são diluídos em 0,5 ml de soro fisiológico ou citrato de sódio 0,106 M. a mistura é 
homogeneizada durante 5 minutos e a pipeta de Westergren é preenchida e colocada na 
estante. Após 60 minutos, o grau de sedimentação é medido na escala milimetrada. A VHS 
também pode ser feita por automação, sendo o resultado dado em 20 minutos, pois a 
sedimentação é acelerada pela inclinação de 18º. A automação é preferível ao método manual 
porque elimina interferentes grosseiros, é mais rápido e a quantidade de sangue varia entre 30 
e 150 microlitros. 
 
Valores de Referência para a VHS 
HOMENS Abaixo de 50 anos 0 a 15 mm 
Acima de 50 anos 0 a 20 mm 
MULHERES Abaixo de 50 anos 0 a 20 mm 
Acima de 50 anos 0 a 30 mm 
CRIANÇAS 0 a 10 mm 
 
Tecnicamente a VHS é um exame muito grosseiro porque tem muitos interferentes. Se 
o ângulo formado entre a pipeta de Westergren e o plano da estante estiver acima de 3º o 
resultado da VHS é afetado, temperaturas abaixo de 15º C ou acima de 30º C interferem no 
resultado. Também interferem com o resultado da VHS a incidência da luz solar direta, 
estante colocada na mesma bancada em que está alguma centrífuga e mudança de local da 
estante quando a VHS está sendo processada. 
As hemácias sedimentam mais rapidamente quando há um aumento na concentração 
plasmática de fibrinogênio, imunoglobulinas ou outras proteínas de fase aguda pela alteração 
da viscosidade plasmática. Alterações na morfologia ou contagem eritrocitária afetam o 
resultado da VHS, na anemia falciforme, apesar da anemia ser moderada ou intensa, a VHS 
está dentro dos valores de referência, podendo, inclusive, não haver sedimentação das 
hemácias; isto ocorre pela intensa pecilocitose que impede o empilhamento eritrocitário. Na 
policitemia vera e nas eritrocitoses, a VHS tende a estar diminuída e nas anemias sem 
alteração de morfologia, está aumentada. Variações fisiológicas como gestação e ciclo 
23 
 
menstrual influenciam o resultado da VHS. Determinados medicamentos (contraceptivos 
orais, penicilina) e tabagismo também podem interferir, nem sempre está elevado em pessoas 
com alguma patologia e pode atingir valores entre 35 e 40 mm em idosos saudáveis. Pessoas 
com doença hepática ou carcinomas tendem a ter uma VHS diminuída pela incapacidade de 
produzir proteínas de fase aguda. Pacientes com VHS aumentado sem explicação devem ser 
pesquisados quanto a gamopatias monoclonais. A VHS está aumentada em doenças malignas, 
colagenoses, doenças reumática e em estados de doença crônica. É útil no acompanhamento 
de doenças inflamatórias e para monitorar a recidiva de linfomas Hodgkin e não-Hodgkin. 
Clinicamente, é útil para o monitoramento da progressão de doenças como artrite reumatóide 
ou tuberculose. Entre as condições clínica mais freqüentes associadas ao aumento da VHS 
destacam-se a hemodiluição (anemias agudas ou crônicas, sem alteração de morfologia), 
aumento de proteínas de fase aguda (doença reumática), presença de proteínas plasmáticas 
anormais (mieloma múltiplo), aumento de imunoglobulinas (processos infecciosos ou 
inflamatórios) e neoplasias malignas. Muitos autores consideram que o aumento da VHS se 
constitui no principal sinal biológico de inflamação, sendo empregado como um exame de 
screening e na documentação de processos inflamatórios. 
 
PRÁTICA: 
 Preencher a pipeta de Westergren com sangue diluído (3 ml de sangue + 1 ml de soro 
fisiológico) 
 Colocar na estante de VHS 
 Aguardar 60 minutos e anotar os milímetros 
 
24 
 
8. HEMOGRAMA AUTOMATIZADO 
 
O CC-530 (CELM) é um sistema semiautomático para hematologia que permite 
determinar 3 parâmetros, utilizando pequeno volume de amostra, apenas 20 l. 
O princípio utilizado para contagem de células do sangue in vitro é a variação de 
impedância. Este processo baseia-se na transformação do volume de uma partícula não 
condutiva num sinal elétrico. Células sanguíneas são colocadas em suspensão em uma solução 
isotônica líquida condutiva, aspiradas mecanicamente através de um orifício microscópico no 
qual circula uma corrente elétrica constante. No instante em que cada célula passa através do 
orifício, a impedância do sistema é modificada. Consequentemente, pulsos elétricos 
proporcionais ao tamanho de cada célula são gerados, amplificados e processados 
digitalmente. 
Para determinar a concentração da hemoglobina é utilizado o princípio de Lambert-
Beer de integração fotométrica. 
Diluição: 
1:501,5 – WBC (white blood cell – células sanguíneas brancas – leucócitos), com 2 gotas de 
CELLMLISE II 
1:49999 – RBC (red blood cell – células sanguíneas vermelhas – eritrócitos) 
 
8.1 PRÁTICA: Contagem de eritrócitos, leucócitos e dosagem de hemoglobina 
• Fazer a diluição para leucócitos (posição WBC): com o tubo da amostra de sangue na 
agulha, apertar uma vez o botão para aspirar o sangue, limpar o excesso com papel 
absorvente e apertar novamente o botão para fazer a diluição (em frasco próprio). 
• Para a diluição de eritrócitos, utiliza-se a diluição previamente realizada para 
leucócitos. Deve-se mudar a chave para RBC. Aspirar a solução diluída (para 
leucócitos) e diluir em frasco próprio. 
• Adicionar 2 gotas de CELLMLISE II ao frasco de diluição de leucócitos. Aguardar 1 
minuto. 
• Homogeneizar e realizar a leitura das amostras. 
25 
 
9. DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS 
 
 Existem 5 classes diferentes de leucócitos: 
 NEUTRÓFILOS (Segmentados e Bastonetes) 
 EOSINÓFILOS 
 BASÓFILOS 
 MONÓCITOS 
 LINFÓCITOS 
 
 
Para fazer o diferencial de leucócitos, deve-se contar um total de 100 leucócitos. 
 
 
 
26 
 
9.1 Neutrófilos 
Podem ser encontrados neutrófilos segmentados e neutrófilos bastonetes no sangue 
periférico. Não possuem granulações primárias, somente secundárias. 
Bastonete: núcleo em bastão – forma de U. Neutrófilo mais jovem (mais imaturo) que o 
segmentado. 
Segmentado: apresenta constrições unidas por filamentos de cromatina que formam 2 ou + 
lóbulos nucleares 
Metamielócito Bastonete 
 
Segmentado 
 
 
 
27 
 
9.2 Eosinófilos 
Possuem granulações globosas que ocupam todo o citoplasma e não se sobrepões ao 
núcleo. Coram-se pela eosina – laranja. 
 
 
 
 
28 
 
9.3 Basófilos 
Possuem granulações grandes, planas e grosseiras, que se distribuem por todo o 
citoplasma e sobrepõem-se ao núcleo. Coram-se pelo azul de metileno – preto. 
 
 
 
 
29 
 
9.4 Monócitos 
Variam em tamanho e forma. Os núcleos podem assumir forma irregular, grande, ovalado, 
convoluto e com cromatina delicada e frouxa. O citoplasma é abundante e cora-se em tom 
azulado. Apresenta granulações bastante finas que se coram em tom róseo. 
 
 
 
30 
 
9.5 Linfócitos 
Podem ser de tamanho pequeno, médio ou grande. Possuem núcleo redondo ou ovalado e 
algumas vezes excêntrico. A cromatina é condensada, com grumosde distribuição 
heterogênea. Ocasionalmente pode ser visto um nucléolo. Possuem alta relação 
núcleo/citoplasma (5:1 a 2:1). O citoplasma possui coloração azulada e pode ter grânulos 
azurrófilos. 
 
 
 
 
31 
 
PRÁTICA: 
 Pegue uma lâmina hematológica e focalize conforme orientações anteriores (páginas 8 
a 10). Não se esqueça de observar a lâmina no local ideal para a diferenciação celular (local 
onde as células estão lado a lado, sem muita sobreposição ou muito espaço entre elas). Após 
achar o local ideal, posicione a lâmina focalizada em uma das bordas. Comece a contagem 
diferencial dos leucócitos: 
- A movimentação do campo focal deve ser sempre uniforme em uma direção (ver figura); 
- Conte todos os leucócitos que encontrar, fazendo a diferenciação entre eles – anote o tipo 
específico de leucócito e o total contado; 
- Pare a contagem após contar 100 leucócitos totais. 
 
 Cabeça Corpo Cauda 
 x é o ponto de início da contagem 
 
 
A região de contagem deve ser semelhante a esta: 
 
 
32 
 
Contagem diferencial de leucócitos: 
Para cada leucócito encontrado, marque um X em um dos quadrados do quadro abaixo e um I 
no tipo específico de leucócito. Quando terminar de preencher o quadro, você terá contado 
100 leucócitos. Então é só verificar o diferencial em porcentagem. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Neutrófilos segmentados: 
Neutrófilos bastonetes: 
Eosinófilos: 
Basófilos: 
Linfócitos: 
Monócitos: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Neutrófilos segmentados: 
Neutrófilos bastonetes: 
Eosinófilos: 
Basófilos: 
Linfócitos: 
Monócitos: 
 
33 
 
10. ANÁLISE DAS ALTERAÇÕES MORFOLÓGICAS DA SÉRIE 
BRANCA 
 
Em condições de grande demanda tecidual, o tempo de maturação do neutrófilo pode 
ser reduzido. Essa mitose abreviada tem como consequência a maturação inadequada dos 
neurófilos, ocasionando a presença de células mais jovens e alterações leucocitárias, como 
granulações tóxicas e corpúsculos de Döhle. 
O aparecimento de granulações tóxicas e corpúsculos de Döhle pode ser 
correlacionado com infecção bacteriana severa. 
 
 
Granulação tóxica 
 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
Corpúsculo de Döhle 
 
35 
 
11. ANÁLISE DAS ALTERAÇÕES MORFOLÓGICAS DA SÉRIE 
VERMELHA 
 
Os eritrócitos normais não apresentam variações na sua forma. As alterações na 
morfologia eritrocitária são importantes para auxiliar na elucidação do quadro hematológico. 
As alterações de forma são denominadas pecilocitose ou poiquilocitose – se referem a 
qualquer alteração. 
As inclusões eritrocitárias também são importantes para a determinação do quadro 
hematológico. Entretanto, é preciso tomar cuidado com artefatos, pois eles podem apresentar 
alterações iguais às patológicas. Esses artefatos podem aparecer em situações como na 
confecção da extensão sanguínea e relação sangue:anticoagulante alterada (muito 
anticoagulante). 
Podemos encontrar as seguintes alterações eritrocitárias: 
 
Esferócitos (1) Estomatócitos (5) Drepanócitos (9) 
 Eliptócitos (2) Codócitos (6) Corpúsculos de Howell Jolly (10) 
 Equinócitos (3) Esquizócitos (7) Ponteados Basófilos (11) 
 Acantócitos (4) Dacriócitos (8) Anel de Cabot (12) 
Policromatófilo (13) 
 
 
 
 
 
 
 
 
36 
 
 
(1) (2) 
 
 (3) (4) 
 
 (5) (6) 
 
 (7) (8) 
 
37 
 
 
 (9) (10) 
 
 (11) (12) 
 
(13) 
 
 
 
 
38 
 
ALTERAÇÃO DESCRIÇÃO SITUAÇÕES QUE PODEM SER ENCONTRADOS 
ESFERÓCITOS São células redondas que coram-
se intensamente 
São indicativo de hemólise 
Encontradas em: Esferocitose hereditária, Anemias 
hemolíticas adquiridas, Anemias imunológicas, 
Transfusões sanguíneas 
ELIPTÓCITOS Células com forma elíptica ou 
oval - ovalócitos 
Encontradas em: Anemia ferropriva, Talassemias, Anemias 
megaloblásticas, Eliptose hereditária – mais de 25% de 
eliptócitos 
EQUINÓCITOS Apresentam pequenas projeções 
distribuídas uniformemente por 
toda a célula 
Também são chamados de Burr cells, eritrócitos crenados 
ou crenócitos 
Encontradas em: Anemia associada à insuficiência renal 
crônica, Sangramentos gastrointestinais, Artefatos, 
Excesso de anticoagulante 
ACANTÓCITOS Apresentam projeções irregulares 
tanto em tamanho quanto em 
número 
Encontradas em: Cirrose hepática por alcoolismo, Estados 
de má-absorção, Pós esplenectomia, Acantocitose 
hereditária, Anemias hemolíticas 
ESTOMATÓCITOS Apresentam área central clara e 
alongada 
Encontrados em: Alcoolismo, Cirrose hepática, Doença 
hepática obstrutiva, Esferocitose e estomatocitose 
hereditária, Artefatos 
CODÓCITOS Apresentam no halo central uma 
concentração de Hb na forma 
arredondada – aspecto de alvo 
Também é chamado de Targets cells ou células em alvo 
Encontrados em: Talassemias , Hemoglobinopatias (SS, 
CC e SC), Doença hepática obstrutiva, Pós-esplenectomia, 
Anemia ferropriva, Artefatos 
ESQUIZÓCITOS Fragmentos eritrocitários 
irregulares que apresentam 
extremidades em ponta 
Encontrados em: Anemia hemolítica microangiopática, 
Coagulação intravascular disceminada,Vasculites, 
Hemólises traumáticas por próteses cardíacas, 
Queimaduras graves 
DACRIÓCITOS Apresentam forma de gota ou de 
lágrima 
Encontrados em: Mielofibrose, Anemia mieloptísica, 
Talassemias 
DREPANÓCITOS Apresentam forma de foice ou de 
meia lua 
Característicos da anemia falciforme e associações de 
anemia falciforme com outras hemoglobinopatias 
Drepanócito: patognomônico de anemia falciforme 
CORPÚSCULOS DE 
HOWELL JOLLY 
São redondos e pequenos, 
resultantes da fragmentação 
cromossômica 
Geralmente um por célula 
Encontrados em: Após esplenectomia, Anemias 
hemolíticas, Anemias megaloblásticas 
PONTEADOS 
BASÓFILOS 
Inclusões puntiformes finas ou 
densas que se distribuem por 
todo eritrócito 
São agregados de ribossomos e 
precipitados de mitocôndrias 
Encontrados em: Talassemias, Anemia ferropriva, Anemia 
megaloblástica, Alcoolismo, Intoxicação por chumbo e 
arsênico 
ANEL DE CABOT Apresenta-se na forma de um anel 
simples ou duplo 
São remanescentes dos 
microtúbulos do fuso mitótico 
Encontrados em: Anemias hemolíticas, Anemia 
megaloblástica, Intoxicação por chumbo 
39 
 
POLICROMATÓFILO São reticulócitos (precursores dos 
eritrócitos) 
Por corarem-se tanto pela eosina 
como pelo azul de metileno, 
adquirem uma aparência 
arrouxeada 
São indicativo de hemólise 
 
 
Também podemos encontrar células precursoras dos eritrócitos no hemograma (em 
situações patológicas). Geralmente, as células mais jovens são encontradas em situações 
onde há hemólise intensa. 
 
 
Os eritrócitos também podem ser corados com azul de cresil brilhante para evidenciaros 
reticulócitos. 
 
40 
 
12. ANTÍGENOS ERITROCITÁRIOS (TIPAGEM ABO/RH) E REAÇÃO 
DE COOMBS 
 
12.1 Grupo Sangüíneo e Fator RH 
A denominação grupos sangüíneos não se restringe apenas ao sistema de antígenos 
encontrados nas hemácias, podendo também ser expressa por outros constituintes sangüíneos 
como leucócitos, plaquetas e o próprio plasma. Esses antígenos são definidos geneticamente, 
e, de acordo com as combinações de suas expressões na superfície das células sangüíneas, 
formam os sistemas que identificam os diferentes grupos sangüíneos. Os principais antígenos 
eritrocitários e seus anticorpos correspondentes mais utilizados nas avaliações de imuno-
hematologia de rotina são o sistema ABO e o Rhesus (Rh). 
O sistema ABO tem uma característica peculiar. A maioria dos indivíduos normais 
apresenta anticorpos (hemaglutininas potentes) contra os antígenos que não possuem, e é 
nessa singularidade que os mecanismos de identificação do grupo ABO se baseiam. Portanto, 
para classificar os diferentes grupos, podemos realizar a chamada prova direta, em que são 
utilizados soros padrões que permitem identificar a presença de um determinado antígeno na 
superfície das hemácias. Outra forma é chamada prova reversa (confirmatória), na qual se 
utilizam células com antígenos conhecidos, permitindo a pesquisa de anticorpos livres no 
plasma ou no soro. É importante a realização das duas provas, para maior segurança da 
classificação do grupo sangüíneo. Os grupos A e B apresentam subgrupos de pouca 
importância clínica em relação às transfusões. 
 
Em algumas situações, é possível encontrarmos discordância entre as duas técnicas e/ou 
dificuldades na classificação. Esses casos podem ser encontrados em subgrupos mais fracos, 
41 
 
com fenótipos raros. Entre as diferentes causas de discordância na classificação ABO 
podemos citar os idosos e recém-natos, por baixa atividade do antígeno (aglutinina), presença 
de auto-anticorpos frios, imunossupressão, anticorpos ABO adquiridos passivamente ou, 
ainda mais raramente, alterações dos antígenos em patologias graves como a depressão 
antigênica observada em leucemias e em outras patologias, especialmente neoplasias. 
Encontra-se também o antígeno B adquirido, associado aos cânceres de cólon e gástrico. 
Grupo ABO 
Antígenos 
presentes 
Anticorpos 
naturais 
% População 
branca 
% População negra 
O H anti-A e anti-B 45 49 
A A anti-B 40 27 
B B anti-A 11 20 
AB AB - 4 4 
A explicação da expressão do fator Rh é complexa e envolve a manifestação dos 
diferentes antígenos em grupos de três. O sistema Rh foi assim denominado por Wiener logo 
no início de sua descoberta de diferentes antígenos eritrocitários D-c-e-C-E, e é baseado na 
sua teoria de herança dos antígenos Rh. Posteriormente, outros autores propuseram a 
denominação sistema DCE, que terminou não sendo utilizada rotineiramente. 
Para simplificar o entendimento, consideremos que, do ponto de vista prático, apenas se 
utiliza o soro anti-D para classificação dos grupos Rh positivos, negativos e fracamente 
positivos (variante Du). Portanto, didaticamente, são indivíduos Rh(+) (85% da população) os 
que apresentam o antígeno D, e Rh(-) (15% da população) os que não apresentam o antígeno 
D. A variante Du é avaliada em todos os casos negativos. Quando positivo, o indivíduo será 
tratado como Rh(+). 
 
12.2 Reação de Coombs ou Teste da Antiglobulina 
 É utilizado para detecção de anticorpos denominados incompletos. Tais anticorpos são 
adsorvidos por células Rh-positivas, mas não são capazes de causar aglutinação das mesmas 
em solução salina. No entanto, quando se trata a hemácia com enzimas (tripsina, papaína ou 
bromelina) ou com albumina concentrada, esses anticorpos provocam aglutinação. 
 Os anticorpos denominados completos são aqueles capazes de aglutinar células Rh-
positivas suspensas em solução salina. 
 Geralmente, os anticorpos tipo IgG são incompletos, enquanto a maior parte dos 
anticorpos IgM é de tipo completo. 
42 
 
 Quando se coloca um soro contendo anticorpos incompletos (IgG) em contato com 
hemácias, estas retém moléculas de IgG na sua superfície. Diz-se que tais células estão 
sensibilizadas. Juntando-se um soro anti-IgG (preparado em coelho) a essas hemácias 
recobertas de IgG, elas se aglutinam. 
 Tal fenômeno serve de base ao teste ou reação de Coombs, que é usado para pesquisar 
a existência de anticorpos circulantes incompletos em gestantes sensibilizadas ou indivíduos 
Rh-negativos que receberam transfusão de sangue Rh-positivos ou ainda em recém-nascidos 
cujas hemácias possam estar sensibilizadas por anticorpos maternos. 
 Quando se pesquisam anticorpos fixados à hemácia, denomina-se teste de Coombs 
direto; quando se pesquisam anticorpos incompletos no soro, a reação de Coombs é indireta. 
 No teste de Coombs utiliza-se o soro de coelhos sensibilizados com soro humano total 
ou frações protéicas (soro de Coombs). Esse soro contém anticorpos (antigamaglobulina ou 
anticomplemento) que, quando colocados em contato com eritrócitos sensibilizados 
(revestidos de IgG), promovem sua aglutinação. É o teste de Coombs direto positivo. 
 No teste de Coombs indireto, eritrócitos normais são incubados com soro do paciente 
que está sob suspeita. Posteriormente, as células são lavadas e a seguir testadas com o soro de 
Coombs. No caso de estarem presentes anticorpos no soro do paciente, os eritrócitos normais 
ficam sensibilizados e ocorre aglutinação quando em contato com o soro de Coombs. 
 
PRÁTICA: 
12.3 Tipagem sanguínea 
 A tipagem sanguínea pode ser realizada em lâmina ou em tubos. 
 
Lâmina 
- Pingar uma gota do soro anti-A em um lado da lâmina, anti-B em outro lado e o anti-D no 
meio 
- Acrescentar 1 gota de sangue a cada anti-soro e homogeneizar 
- Observar a aglutinação 
 
Tubo 
- Colocar 3 gotas de sangue em um tubo de ensaio e ressuspender com 1 ml de soro 
fisiológico 
- Em um tubo de ensaio, colocar uma gota do soro anti-A 
- Em outro tubo, colocar uma gota de soro anti-B 
43 
 
- Em outro tubo, colocar uma gota do soro anti-D (Rh) 
- Colocar uma gota de sangue (ressuspendido em salina) em cada tubo de ensaio 
- Homogeneizar 
- Centrifugar por aproximadamente 15 segundos 
- Observar a aglutinação 
 
Teste Du fraco 
Caso o Rh dê um resultado negativo, deve-se fazer o teste do Du fraco. 
- Deixar o tubo do teste do Rh por 15 minutos no banho-maria (37º C) 
- Lavar as hemácias 3 x com soro fisiológico 
- Pingar uma gota do reagente de Coombs 
- Centrifugar por 15 segundos e verificar a aglutinação 
 
Interpretação da tipagem sanguínea: 
 
 
 
 
AGLUTINAÇÃO 
Soro anti-A Soro anti-B Soro anti-D Resultado 
+ - + A+ 
+ - - A- 
- + + B+ 
- + - B- 
+ + + AB+ 
+ + - AB- 
- - + O+ 
- - - O- 
 
12.4 Teste de Coombs direto 
- Em um tubo de ensaio, colocar uma gota do soro de Coombs 
- Colocar uma gota de sangue no tubo 
- Homogeneizar 
- Centrifugar por aproximadamente 15 segundos 
- Observar a aglutinação 
 
12.5 Teste de Coombs indireto 
- Colocar uma gota de sangue em um tubo de ensaio 
44 
 
- Acrescentar uma gota de albumina 
- Acrescentar uma gota de soro “O” positivo 
- Centrifugar por 15 segundos e observar a aglutinação 
- Deixar no banho-maria (37º C) por 15 minutos 
- Adicionar soro fisiológico para lavar as hemácias e homogeneizar 
- Centrifugar por 1 minuto 
- Retirar o sobrenadante 
- Repetir este procedimento mais 2 x 
- Colocar uma gota do soro de anti-Coombs 
- Centrifugar por 15 segundos e observar a aglutinação 
 
45 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
 
HOFFBRAND,A. V. Fundamentos em hematologia. Porto Alegre: Artmed, 2008. 
 
LEWIS, S. M. Hematologia prática de Dacie e Lewis. Porto Alegre: Artmed, 2006. 
 
LORENZI, T. F. Manual de hematologia: propedêutica e clínica. 4. ed. Rio de 
Janeiro: Medsi, 2006. 
 
RAPAPORT, I. S. Introdução à hematologia. São Paulo: Roca, 1990. 
 
SILVA, P. A., HASHIMOTO, Y., ALVES, H. B. Hematologia Laboratorial. Rio de 
Janeiro: Revinter, 2009. 
 
VERRASTRO, T. Hematologia e hemoterapia. São Paulo: Ateneu, 2005. 
 
 
46 
 
ANEXOS 
VALORES DE REFERÊNCIA 
Série Vermelha / Plaquetas 
 HOMENS MULHERES INFANTIL 
Eritrócitos (x 10
6
/mm
3
) 4,50 – 6,10 4,00 – 5,40 4,00 – 5,10 
Hemoglobina (g/dl) 12,80 – 17,80 11,50 – 16,30 11,5 – 14,0 
Hematócrito (ou VG) (%) 40 – 54 35 – 45 33 – 41 
VCM (fl) 80 – 100 80 – 100 77 – 90 
HCM (pg) 26 – 34 26 – 34 26 – 30 
CHCM (g/dl) 31 – 36 31 – 36 30 – 35 
RDW (%) 10 – 15 10 – 15 10 - 15 
 
Plaquetas (x 10
3
/mm
3
) 150 – 450 150 – 450 150 – 450 
 
Série Branca 
 Adulto Infantil 
 % /mm
3
 % /mm
3
 
Leucócitos 5000 – 10000 4500 a 15000 
Blastos 0 0 0 0 
Promielócitos 0 0 0 0 
Mielócitos 0 0 0 0 
Metamielócitos 0 a 1 0 a 100 0 0 
Bastonetes 0 a 4 0 a 500 2 a 8 90 a 1240 
Segmentados 36 a 66 2500 a 7000 20 a 55 900 a 8525 
Eosinófilos 2 a 4 100 a 400 4 a 10 180 a 1550 
Basófilos 0 a 1 0 a 100 0 a 1 0 a 155 
Linfócitos 25 a 45 1000 a 4000 30 a 60 1350 a 9300 
Linf atípicos 0 0 a 100 0 0 
Monócitos 2 a 10 200 a 900 4 a 10 180 a 1550