Apostila Aulas praticas Análise de alimentos v4 2019 PPGCTAL

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Versão 2 
 
 
 
 
Universidade Federal da Fronteira Sul 
Análise de Alimentos – 7ª fase Engenharia de Alimentos 
Profa. Eduarda Molardi Bainy 
Profa. Vânia Zanella Pinto 
 
 
 
 
 
 
 
Roteiro de aula práticas de Análise de Alimentos 
 
 
 
 
 
 
 
 
Laranjeiras do Sul – PR 
 
2018 
2 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
AULA PRÁTICA 1: AMOSTRAGEM E IDENTIFICAÇÃO DE AMOSTRAS ............................... 3 
AULA PRÁTICA 2: PREPARO DA AMOSTRA .......................................................................... 6 
AULA PRÁTICA 3: DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA E UMIDADE UTILIZANDO 
ESTUFA ...................................................................................................................................... 8 
AULA PRÁTICA 4: DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA E UMIDADE UTILIZANDO 
MÉTODOS ALTERNATIVOS .................................................................................................... 11 
AULA PRÁTICA 5: DETERMINAÇÃO DE CINZAS EM ALIMENTO ........................................ 14 
AULA PRÁTICA 6: EXTRAÇÃO DE GORDURA A QUENTE .................................................. 15 
AULA PRÁTICA 7: DETERMINAÇÃO DE LIPÍDIOS COM EXTRAÇÃO A FRIO ..................... 20 
AULA PRÁTICA 8: DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNA PELO MÉTODO KJELDAHL .............. 23 
AULA PRÁTICA 9: DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS POR BIURETO ................................. 28 
AULA PRÁTICA 10: DETERMINAÇÃO DE FIBRA .................................................................. 30 
AULA PRÁTICA 11: AVALIAÇÕES EM LEITE E DERIVADOS ............................................... 34 
AULA PRÁTICA 12– QUALIDADE DE ÓLEOS E GORDURAS .............................................. 38 
AULA PRÁTICA 13 – EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO DE CAFEÍNA EM ERVA MATE 
ATRAVÉS DE ESPECTROFOTOMETRIA ............................................................................... 43 
Cálculo do conteúdo de carboidratos ................................................................................... 45 
Composição química e valor calórico ................................................................................... 45 
 
 
3 
 
 
AULA PRÁTICA 1: AMOSTRAGEM E IDENTIFICAÇÃO DE AMOSTRAS 
1. INTRODUÇÃO 
 
A amostragem é o conjunto de operações com os quais se obtém, do material em 
estudo, uma porção relativamente pequena, de tamanho apropriado para o trabalho em 
laboratório, mas que ao mesmo tempo represente corretamente todo conjunto da amostra. A 
amostra bruta é frequentemente grande demais para ser conveniente trabalhada no laboratório 
e, portanto, deve ser reduzida para uma amostra de laboratório. A redução vai depender do tipo 
de produto a ser analisado e do tipo de análise, que pode ser realizada de forma manual ou por 
meio de equipamentos. 
Devido à variabilidade inerente aos produtos alimentícios, a amostragem, sempre 
importante em qualquer trabalho analítico, torna-se crucial para a obtenção de resultados 
representativos. Cada alimento tem sua forma específica de amostragem, e a literatura deve ser 
sempre consultada para encontrar a maneira correta de realizar a tarefa para diferentes 
materiais. 
 
2. OBJETIVOS 
• Redução da amostra bruta para amostra de laboratório para alimentos secos granulares; 
• Aplicar as técnicas de redução da amostra bruta de forma manual e por meio de 
equipamento; 
• Identificar as amostras para análises posteriores; 
• Compreender a importância da amostragem e identificação das amostras. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
 
3.1 Material 
 
- folha de papel Kraft ou tecido grande (1 x 1 m); 
- régua; 
- feijão, milho, arroz ou outro alimento granular (amostra); 
- amostrador tipo boerner com funil e laterais de cone; 
- amostrador tipo rifle com recipientes; 
- caixas plásticas na saída do amostrador; 
4 
 
 
- embalagens plásticas para armazenar as amostras; 
- rótulos e canetas. 
 
 
 
 
 
 
3.2 Procedimento 
 
• Avaliação primária (macroscópica) da amostra: 
– Verificar o aspecto visual, embalagem, umidade (presença de empelotamento), 
presença de materiais estranhos, insetos; 
– Se a amostra estiver de acordo, proceder para a etapa de quarteamento. 
 
• Procedimento para Quarteamento Manual: 
 
– Despejar e espalhar de maneira homogênea os grãos sobre a folha de papel, até 
formar um quadrado; 
– Dividir o quadro em quatro partes iguais com auxílio de uma régua; 
– Duas partes opostas, por exemplo, A e D, são descartadas, e os segmentos B e 
C são reunidos; 
– Repetir o procedimento até a obtenção de uma amostra de tamanho desejado; 
– Identificar um saco plástico com os dados da amostra (material, data, 
responsável pela amostra); 
– Colocar a amostra no saco plástico, fechar bem e armazenar em local seco e 
arejado. 
 
• Procedimento para Quarteador/Amostrador tipo Boerner ou Riffe: 
 
Existem amostradores que misturam e dividem a amostra em duas metades. Uma 
das metades é rejeitada e com a outra, continua o processo até obtenção de uma amostra 
de tamanho desejado. 
 
5 
 
 
– Colocar a amostra no equipamento que cai pelas laterais. A amostra se divide 
em canaletas alternadas sendo coletadas em duas caixas com quantidades 
iguais; 
– Reservar o material de uma das caixas; 
– Desprezar o material da outra caixa; 
– Repetir o processo quantas vezes forem necessárias até obter o tamanho ideal 
da amostra 
– Identificar um saco plástico com os dados da amostra (material, data, 
responsável pela amostra) 
– Colocar a amostra no saco plástico, fechar bem e armazenar em local seco e 
arejado. 
 
4. REFERÊNCIAS 
CECCHI, H.M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. Campinas: 
Unicamp, 1999. 
6 
 
 
AULA PRÁTICA 2: PREPARO DA AMOSTRA 
1. INTRODUÇÃO 
 
A preparação de uma amostra para os procedimentos analíticos é um processo que 
converte uma amostra em um material homogêneo satisfatório para análise. Este processo 
geralmente envolve pré-secagem e/ou moagem dependendo do teor de matéria seca. A 
moagem consiste em triturar as amostras de modo que se obtenha um pó bastante fino, usando 
moinhos. 
 
2. OBJETIVOS 
• Conhecer os moinhos disponíveis para moagem; 
• Realizar a pré-secagem de amostra com baixo teor de matéria-seca; 
• Realizar a moagem de amostras com alto teor de matéria-seca. 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
 
3.1 Material 
- amostras com alto e baixo teor de matéria-seca; 
- balança com sensibilidade mínima de 1 g; 
- moinho de facas tipo Wiley; 
- moinho de bolas / moinho multi-uso; 
- escovas para limpeza do moinho; 
- almofariz e pistilo; 
- tesoura grande; 
- estufa de circulação forçada de ar a 55-60ºC; 
- bandejas de alumínio; 
- recipientes de plástico com tampa; 
- etiquetas para identificação. 
 
3.3 Procedimentos 
 
3.2.1 Procedimento para amostra com alto teor de matéria seca: 
7 
 
 
 
Para amostras com alto teor de matéria seca, as amostras estão suficientemente secas 
para serem finamente moídas e analisadas imediatamente. 
 
– Moa a amostra em moinho tipo Wiley; 
– Após a moagem, transferir a amostra para um recipiente que não permita a 
entrada de ar (saco plástico ou vidro com tampa) que devem estar limpos, secos 
e com identificação da amostra (amostra, responsável e data). 
 
 Cuidados na moagem: 
• O ideal seria a moagem completa da amostra e uma homogeneização e depois, a 
retirada de uma amostra que seja suficiente para as análises químicas. 
• O moinho deve estar limpo de uma amostra para outra para evitar contaminações. 
• As facas devem estar bem afiadas e ajustadas. 
• A limpeza pode ser feita com um pincel, escova, ar comprimido ou aspirador. 
• Quando não se consegue uma boa limpeza com o aspirador e pincel, pode ser usado 
álcool e água. Porém o mesmo deve estar sem seco para ser utilizado. 
• A manutenção do moinho deve se realizada periodicamente. 
 
3.2.2 Procedimento para amostra com baixo teor de matéria seca: 
 
Para amostras com baixoteor de matéria seca, as amostras necessitam de uma pré-
secagem antes de realizar a etapa de moagem. 
 Esta metodologia é usada para materiais com alto teor de umidade, principalmente 
alimentos in natura e, é uma preparação para análises posteriores. Imediatamente após a 
coleta das amostras, deve-se obter o peso verde em balança. Pesar a amostra na bandeja e 
secar na estufa a ~60ºC por ~72h. Deixar esfriar e pesar. Seguir o procedimento no item 3.2.1. 
 
4. Referências 
 
CECCHI, H.M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. Campinas: Ed. 
da Unicamp, 2003. 
Roteiro de aulas práticas da disciplina de Bromatologia do curso de Zootecnia da UFPR. 
PRATES, E. R. Técnicas de pesquisa em nutrição animal. Porto Alegre: UFRGS, 2007. 
8 
 
 
AULA PRÁTICA 3: DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA E UMIDADE UTILIZANDO 
ESTUFA 
1. INTRODUÇÃO 
 
A determinação da matéria seca é o ponto de partida da análise dos alimentos. Esta é 
de grande importância, uma vez que a preservação do alimento pode depender do teor de 
umidade presente no material; além disso, quando se compara o valor nutritivo de dois os mais 
alimentos, é necessário levar em consideração os respectivos teores de matéria seca. O 
objetivo da análise de determinação de matéria seca a 105ºC é a perda completa de umidade 
por volatilização causada pelo calor. A umidade corresponde à perda em peso sofrida pelo 
produto quando aquecido em condições nas quais a água é removida. 
A determinação do teor de umidade é um procedimento fundamental na armazenagem 
de grãos. Valores de umidade considerados seguros para um adequado armazenamento do 
produto são conhecidos e devem ser respeitados para que a qualidade dos grãos se mantenha 
durante a estocagem. 
 
2. OBJETIVOS 
• Conhecer a técnica de secagem em estufa com circulação de ar, 
• Determinar a matéria seca e umidade das amostras; 
• Verificar se a porcentagem de umidade do alimento está de acordo com a legislação. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
 
3.1 Material 
– balança analítica; 
– cadinhos de porcelana ou capsulas de alumínio 
– dessecador com sílica gel; 
– espátulas; 
– pinças; 
– estufa de circulação forçada de ar a 105ºC. 
 
3.4 Procedimento 
9 
 
 
Manipular o cadinho sempre com pinça, evitando segurar com as mãos, que podem 
passar umidade e gordura para os mesmos. 
 
– Secar os cadinhos numerados em estufa a 105ºC por no mínimo 2 horas; 
– Remova-os da estufa e coloque-os em dessecador para esfriar, no mínimo 30 
minutos; 
– Pesar e anotar peso (tara) dos cadinhos (T) e o número correspondente do 
cadinho; 
– Adicionar cerca de 2 gramas de amostra moída; 
– Faça a pesagem, ajustando a leitura até a quarta (ou terceira) casa decimal (P1); 
sem tarar a balança; 
– Seque na estufa a 105ºC por 12 horas (ou durante a noite); 
– Coloque-os no dessecador e deixe-os esfriarem por no mínimo 30 minutos. 
– Pese-os rapidamente os cadinhos com as amostras secas (P2). 
 
DADOS: 
 
Número 
do 
cadinho 
Massa do 
cadinho (g) 
(T) 
Massa da 
amostra (g) 
(P1) 
Massa da amostra 
seca (g) + cadinho (g) 
(P2) 
%MS 
(Matéria 
seca) 
 
%U 
(Umidade) 
 
 
 
 
 
 
 
 
4. CÁLCULO: 
 
Umidade (%) = ( (massa da capsula + amostra úmida) – (massa da capsula com amostra seca) )x100 
 massa da amostra úmida 
 
Matéria seca (%) = ((massa da mostra seca +cadinho)- (Massa do cadinho))x100 
 massa da amostra úmida 
 
10 
 
 
U= 100- %MS 
MS= 100-%U 
1. Calcular a média e o desvio padrão dos valores de %MS e %U. 
 
 
 
2. Comentar se os valores de umidade da amostra estão de acordo com a legislação e 
literatura. 
 
5. REFERÊNCIAS 
CECCHI, H.M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. Campinas: Ed. 
Da Unicamp, 1999. 
SILVA, D.J., QUEIROZ, A.C. Análise de alimentos. Métodos Químicos e Biológicos. Viçosa: 
UFV, 2002. 
PRATES, E. R. Técnicas de pesquisa em nutrição animal. Porto Alegre: UFRGS, 2007. 
11 
 
 
AULA PRÁTICA 4: DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA E UMIDADE UTILIZANDO 
MÉTODOS ALTERNATIVOS 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
A secagem por radiação infravermelha é mais efetiva e envolve a penetração do calor 
dentro da amostra, o que encurta o tempo de secagem em até 1/3 do total. O método consiste 
de uma lâmpada de radiação infravermelha com 250 a 500 watts, cujo filamento desenvolve 
uma temperatura entre 2000 a 2500 K (700ºC). O tempo de secagem varia com a amostra (10 
minutos para grãos, 20 min para produtos cárneos, etc). Esse método possui também a 
desvantagem de ser lento por secar uma amostra de cada vez. E, como consequência, a 
repetibilidade pode não ser muito boa, pois pode haver variação de energia elétrica durante as 
medidas. 
A determinação de umidade através da condutividade elétrica é baseada no princípio de 
que a quantidade de corrente elétrica que passa por um alimento é proporcional à quantidade 
de água presente na amostra. O método é muito rápido, porém pouco preciso. 
A determinação de umidade através da constante dielétrica é baseada no aumento da 
capacitância quando da passagem de um material dielétrico entre as placas do capacitor. A 
razão do aumento da capacitância está na diminuição do campo elétrico provocada pelo 
dielétrico. A leitura é afetada pela umidade, composição química do material, temperatura, 
densidade do grão, forma, dimensões e variedades das amostras. 
 
2. OBJETIVOS 
• Conhecer o método de determinação de umidade por secagem por radiação 
infravermelha, condutividade elétrica e por capacitância elétrica; 
• Determinar a umidade e matéria seca de amostras usando métodos rápidos (não 
oficiais); 
• Comparar os resultados obtidos com o método oficial de secagem em estufa. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
 
3.1 Material 
• Analisador de umidade por infravermelho; 
• Pratos de alumínio. 
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3.2 Procedimento – Secagem Infravermelho (IV) 
1. Ligue o analisador e seguir as instruções dadas na tela do equipamento; 
2. Selecione a função “1.Sel. Produto” e escolha o produto que será medido; 
3. Selecione a função “2.Pré-aquecer” e aguarde atingir a temperatura, irá soar um beep; 
4. Selecione a função “3. Medir umidade”; 
5. Colocar o prato de alumínio vazio e limpo no Suporte do Prato, tecle SIM; 
6. Retire o prato, e coloque uma amostra ~4g espalhada no prato (pese a amostra em uma 
balança digital); 
7. Coloque o prato, feche a tampa e tecle SIM; 
8. Aguarde o final da medida e anote o teor de umidade. 
 
3.3 Procedimento – Analisador de umidade Universal 
1. Ligue o analisador e seguir as instruções dadas no manual do equipamento; 
2. Pesar amostra conforme instruções do manual do equipamento (a massa varia de 
acordo com a amostra). Esta deve estar limpa e seca à temperatura ambiente 
3. Depositar a amostra no corpo de provas 
4. Acionar o êmbolo móvel até a pressão desejada (conforme manual) 
5. Acionar o meghometro para geração de corrente elétrica e efetuar a leitura da 
resistência elétrica 
6. Observar a temperatura da amostra mostrada no equipamento 
7. Proceder a leitura conforme especificações do aparelho comparando a temperatura e a 
resistência elétrica e anotar 
 
3.4 Procedimento – Analisador de umidade Motonco 
1. Ligue o analisador e seguir as instruções dadas na tela do equipamento; 
2. Utilizar amostra limpa, seca e à temperatura ambiente 
3. Selecionar o produto a ser analisado 
4. Dispor a amostra no copo do equipamento até atingir a massa desejada (conforme 
instruções do equipamento) 
5. Proceder a leitura direta do teor de umidade na tela do equipamento e anotar 
 
3.5 Procedimento – Analisador de atividade de água (aw) 
1. Efetuar a calibração conforme as instruções do manual do equipamento 
13 
 
 
2. Colocar a amostra nas capsulas 
3. Apertar o “start” 
4. Realizar a leitura no visor eanotar 
 
4. RESULTADOS 
Equipamento utilizado Número da amostra %Umidade %Matéria seca 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1) Compare o resultado com o obtido pelo método oficial de secagem em estufas e os métodos 
alternativos, quando disponível da aula anterior. 
2) Compare os resultados entre os métodos utilizados 
3) Cite as vantagens e desvantagens dos métodos de determinação de umidade utilizados nas 
aulas práticas. 
 
5. REFERÊNCIAS 
CECCHI, H.M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. Campinas: Ed. 
Da Unicamp, 1999. 
Manual de operação determinador de umidade universal 
http://www.acalmeidaecia.com.br/sites/default/files/manual_de_operacao_do_determinador_de_
umidade_novo.pdf 
Medidores de Umidade Motonco Determinador de Umidade portátil 919C. 
http://www.elemaqui.com.br/produto_determinador-de-umidade-portatil--919c-143.html Acesso: 
29 de março de 2017. 
http://www.acalmeidaecia.com.br/sites/default/files/manual_de_operacao_do_determinador_de_umidade_novo.pdf
http://www.acalmeidaecia.com.br/sites/default/files/manual_de_operacao_do_determinador_de_umidade_novo.pdf
http://www.elemaqui.com.br/produto_determinador-de-umidade-portatil--919c-143.html
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AULA PRÁTICA 5: DETERMINAÇÃO DE CINZAS EM ALIMENTO 
1. INTRODUÇÂO 
A determinação de cinzas fornece uma indicação da riqueza da amostra em elementos 
minerais (cátions: cálcio, potássio, sódio, magnésio, ferro, cobre, cobalto, alumínio; e ânions: 
sulfato, cloreto, silicato, fosfato, etc.), assim sendo, é o ponto de partida para a caracterização 
do conteúdo total de sais minerais de um alimento. 
Considera-se “cinza total” o material inorgânico resultante da incineração da amostra em 
mufla à temperatura de 550-570°C, onde todas as substâncias voláteis se decompõem e são 
eliminadas, e a matéria orgânica será toda transformada em CO2, H2O, etc. A incineração deve 
ser prolongada até que a cinza mostre cor uniforme (branca ou acinzentada), ocorrendo, porém, 
casos em que se apresenta vermelha ou avermelhada, verde ou esverdeada, devido ao 
excesso de certos elementos presentes. De qualquer modo a cinza não deve apresentar pontos 
de carvão. 
A determinação de cinzas pode ser utilizada para identificar a autenticidade de um 
alimento, natureza e distribuição de constituintes minerais de vegetais e ainda como parâmetro 
útil para avaliar o valor nutricional de muitos alimentos. Muitas vezes, é vantajoso combinar a 
determinação direta de umidade e a determinação de cinzas, incinerando o resíduo obtido na 
determinação de umidade em cadinho de porcelana. 
 
2 OBJETIVOS 
• Manter contato com a técnica de determinação de cinzas; 
• Através dos resultados obtidos expressar o teor de cinzas das amostras. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
3.1 Material 
- cadinhos de porcelana 
- dessecador contendo sílica 
- balança analítica 
- mufla (550 °C) 
- espátulas 
- pinça 
 
3.2 Métodos 
15 
 
 
• Ligar a mufla a 550°C, e esperar atingir a temperatura; 
• Com o auxílio de pinça, colocar 2 cadinhos de porcelana, já identificados e limpos, na 
mufla e aguardar 30 minutos ou colocar na estufa a 105ºC por no mínimo 3 horas; 
• Retirar os cadinhos da mufla com pinça, e esfriá-los em dessecador (±30 minutos); 
• Pesar os cadinhos vazios e anotar o peso; 
• Pesar 2 a 3 g de amostra no cadinho; 
• Levar os cadinhos a mufla à 550 °C até que a amostra se torne branca ou cinza (~12 h); 
• Desligar a mufla, esperar esfriar um pouco antes de retirar os cadinhos; 
• Retirar os cadinhos da mufla e esfriar no dessecador; 
• Pesar o material em balança analítica. 
 
4. RESULTADOS 
 
Número do 
cadinho 
Peso do 
cadinho (g) 
Peso da 
amostra (g) 
Peso do 
cadinho + 
cinzas (g) 
Peso das 
cinzas (g) 
 
 
 
 
% teor de cinzas = peso das cinzas X 100 
 peso da amostra 
1) Calcular a média e o desvio padrão. 
 
2) Calcular o teor de matéria orgânica. 
 
Matéria orgânica (%MO) = %Matéria seca - %cinzas 
 
6 REFERÊNCIAS 
 
Roteiros de aulas práticas da disciplina de Análise de alimentos da UNICENTRO 
CECCHI, H.M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. Campinas: Ed. 
Da Unicamp, 1999. 
AULA PRÁTICA 6: EXTRAÇÃO DE GORDURA A QUENTE 
16 
 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
O método descrito por Franz Von Soxhlet em 1889 é um exemplo de um processo 
contínuo par a extração de lipídios a partir de alimentos. Óleo e gordura são extraídos por 
repetidas lavagens com um solvente orgânico, geralmente éter de petróleo, sob refluxo em 
vidraria especial. 
Neste método a amostra deve estar seca, moída em pequenas partículas e colocada um 
filtro de celulose poroso ou de papel. O filtro é colocado na câmara de extração que está 
suspensa acima do balão contendo o solvente e abaixo de um condensador. O balão é 
aquecido e evapora o solvente que se move na fase gasosa em direção ao condensador, onde 
é convertido em um líquido que goteja no filtro contendo a amostra. A câmara de extração é 
projetada de modo que quando o solvente em torno da amostra for superior à altura máxima do 
sifão, o líquido transborda para o balão onde é aquecido, e novamente evapora, completando 
um ciclo. No final do processo o solvente é retirado antes de atingir a altura máxima do sifão e o 
óleo é concentrado no balão. A massa do óleo é determinada e o percentual de óleo na 
amostra pode ser calculado. 
 
2. OBJETIVO 
• Demonstrar experimentalmente o funcionamento de um Extrator Soxhlet; 
• Determinar o teor de lipídio de amostras. 
 
3. DETERMINAÇÃO DE GORDURA PELO MÉTODO SOXHLET 
 
3.1 Material 
 
- frasco de vidro do Soxhlet ou balão de fundo chato de 250 mL (depende do equipamento); 
- sistema Soxhlet completo (extrator e condensador); 
- papéis de filtro e/ou cartuchos de celulose; 
- dessecador; 
- estufa; 
- balança; 
- éter de petróleo. 
 
3.2 Procedimento 
17 
 
 
 
3.2.1 Equipamento Soxhelt do Laboratório de Análise de alimentos 
 
- Pesar entre 3 e 5 g de amostra (seca e moída anteriormente) em cartucho celulósico ou em 
papel de filtro. Para o cartucho de papel, este deve ser dobrado de modo a evitar perdas 
durante a extração com adição de algodão tanto no fundo como na superfície do cartucho. Para 
o filtro de papel com a amostra, este deve ser dobrado de modo a evitar perdas durante a 
extração. 
- Adicionar o cartucho fechado no interior da cestinha metálica e pendurá-la no gancho do 
arame no interior do extrator. 
- Pesar o frasco de fundo chato (previamente lavado e secado) e colocá-lo no bloco de 
aquecimento. 
-Adicionar o solvente de modo que cubra totalmente o cartucho. 
- Ligar o sistema de aquecimento em temperatura próxima ao de ebulição do solvente e 
aguardar o início da evaporação. 
- Ligar a alimentação de água quando o solvente começar a evaporar. Deste modo a 
condensação ocorrerá de modo eficiente e não se perderá solvente. 
- Após a metade do tempo de extração (de 2 a 3 horas dependendo da amostra), fechar a 
torneira do reservatório para que este seja preenchido pelo solvente condensado. Quando o 
reservatório estiver cheio e no frasco quase não houver solvente, abrir a torneira do reservatório 
para que um filete de solvente recaia sobre o cartucho. Assim o fundo do cartucho será 
renovado com solvente não saturado. 
- Deixar em funcionamento por aproximadamente 5 horas. 
- Finalizado este período, fechar novamente a torneira do reservatório e subir através da haste 
metálica o cartucho até a altura de onde caem as gotas. Uma vez que o reservatório estiver 
cheio, abrir a torneira para dar um último banho no cartucho. Assim serão arrastados para o 
frasco de vidro os resíduos de lipídios mais solvente que por ventura estiver retido no fundo do 
cartucho. 
- Finalizado esta etapa, retirar o cartucho e proceder pelo menos mais um ciclo para recuperar o 
solvente no reservatório. 
-Despejar o solvente recuperado em um frasco limpo.- O frasco de vidro onde está solvente mais lipídio deverá ser colocado em estufa a 65°C para 
evaporação do solvente. Evitar o superaquecimento do balão para não decompor a fase 
lipídica. 
18 
 
 
- Uma vez evaporado o solvente o frasco deverá ser colocado em dessecador e então pesado. 
- Por diferença se encontra a porcentagem de gordura. 
 
3.2.2 Procedimento (Equipamento Soxhelt do Laboratório de Química geral): 
 
- Pesar entre 3 a 5 g de amostra (seca e moída anteriormente) em cartucho de papel ou em 
papel de filtro para uso de cartucho comercial. Para o cartucho de papel, este deve ser dobrado 
de modo a evitar perdas durante a extração com adição de algodão tanto no fundo como na 
superfície do cartucho. Para o filtro de papel com a amostra, este deve ser dobrado de modo a 
evitar perdas durante a extração. 
- Adicionar o cartucho fechado no interior do extrator de tal forma que fique totalmente 
submerso no solvente. 
- Pesar o balão de fundo chato (previamente lavado e secado). 
-Adicionar o solvente de modo que cubra totalmente o cartucho. Este deverá ser colocado em 
excesso até que quantidade recubra o fundo (2 dedos aproximadamente – ~150 mL) do balão. 
- Ligar o sistema de aquecimento (aumentar a temperatura aos poucos) até que o solvente 
comece a evaporar. A partir deste momento regular o termostato de modo que a ebulição do 
solvente no balão seja suave. (Obs.: Usar T baixas, regular no 1 a 2 no termostato, senão perde 
todo o solvente por evaporação). 
- Ligar a alimentação de água quando o solvente começar a evaporar. Deste modo a 
condensação ocorrerá de modo eficiente e não se perderá solvente. 
- Deixar em funcionamento por aproximadamente 5 horas. 
- Finalizado este período retirar o cartucho contento a amostra quando em neste não houver 
solvente em contato. Proceder pelo menos mais um ciclo para recuperar o solvente na câmara 
de extração. 
-Despejar o solvente recuperado em um frasco limpo. No balão de fundo chato onde está 
solvente mais lipídio, deverá ser colocado em estufa a 80°C para evaporação do solvente. 
Evitar o superaquecimento do balão para não decompor a fase lipídica. 
- Uma vez evaporado o solvente o balão deve ser colocado em dessecador e então pesado. 
- Por diferença se encontra a porcentagem de gordura. 
 
4. RESULTADOS 
 
Número Massa da Massa do balão Massa do balão + % Lipídios 
19 
 
 
da 
amostra 
amostra (g) vazio (g) 
(P’) 
lipídio (g) 
(P) 
 
 
 
 
Cálculo: 
 
5 REFERÊNCIAS 
 
Instituto Adolfo Lutz, Métodos físico-químicos para análise de alimentos, 5° ed. São Paulo, 
Instituto Adolfo Lutz, 2008 
Bainy, E. M. Roteiros de aulas práticas da disciplina de Análise de alimentos da UFFS 
(Apostila), 2015 
 
20 
 
 
AULA PRÁTICA 7: DETERMINAÇÃO DE LIPÍDIOS COM EXTRAÇÃO A FRIO 
1. INTRODUÇÃO 
 
O método de Bligh & Dyer pode ser usado para alimentos secos ou para produtos com 
altos teores de água (como peixes, vegetais verdes, por ex.). Devido ao uso de solventes 
polares, há extração de todas as classes de lipídeos. 
Pode ser usado tanto em produtos absolutamente secos como nos que têm altos teores 
de água, como carnes e vegetais, pelo tipo de mistura de solventes polares e apolares. 
Como os lipídeos são extraídos sem aquecimento, o extrato pode ser utilizado para 
avaliar o grau de deterioração dos lipídeos através do índice de peróxidos e da porcentagem de 
ácidos graxos livres. O teor de carotenóides, de vitamina E, de esteróis e a composição de 
ácidos graxos também podem ser determinadas no mesmo extrato. 
 
2. OBJETIVOS 
Determinar o teor de lipídeos de salsichas pelo Método de Bligh & Dyer. 
 
3. MATERIAL E MÉTODO 
3.1. Material 
- Balança analítica, 
- Estufa, 
- Dessecador, 
- Agitador tipo vortex, 
- Centrífuga, 
- Rotaevapor, 
- Pipetas de Pasteur, 
- Tubo cônico/ensaio 50 mL (para agitar em vortex e centrifugar), balão (100 mL) para rotavapor 
 
3.2. Reagentes 
- Metanol p.a. 
- Clorofórmio p.a., 
- Solução 10% de metanol em clorofórmio, 
- Solução de Sulfato de sódio 1,5%. 
 
21 
 
 
3.3. Preparo das soluções 
3.3.1. Solução 10% de metanol em clorofórmio: Adicionar 10 mL de metanol em um balão 
volumétrico de 100 mL e completar seu volume com clorofórmio. Homogeneizar a mistura. 
 
3.3.2. Solução de Sulfato de Sódio 1,5%: Pesar 1,5 g de Na2SO4 e diluir em 98,5 mL de água 
destilada. Transferir a solução para um balão volumétrico de 100 mL. Homogeneizar a mistura. 
 
4. PROCEDIMENTO 
Preparar: Tarar frascos do rotavapor ou frascos para levar à estufa. 
1) Pese 1-2,5 gramas de amostra, adicione 10 mL de metanol (CH3OH), 8 ml de clorofórmio 
(CHCL3) e 4,3 mL de água destilada (1:2:0,8 haverá equilíbrio de fases) em tubo de falcon e 
agite vortex durante 2 min. 
2) Em seguida, adicione 6 ml de clorofórmio e agite vigorosamente durante 2 min para lavar as 
paredes do tubo. 
3) Adicionar 8 mL de sulfato de sódio 1,5% e misture em vortex novamente por 2 minutos. 
4) Adicionar 8 mL de clorofórmio para lavar as paredes do tubo de ensaio e deixar em repouso 
(2:2:1,8 haverá separação de fases). 
5) Aguardar a separação das camadas ou centrifugar por 10 minutos a 5000 g. 
6) Transfira a camada inferior para um frasco do rotavapor (tarado) com o auxílio de uma pipeta 
de Pasteur. 
7) Realize uma segunda extração com 20 mL de 10% (v/v) de metanol em clorofórmio, agite em 
vortex por 2 min. 
8) Depois separar as fases, adicione a fase (inferior) com clorofórmio ao primeiro extrato no 
frasco do rotavapor. 
9) Filtre este líquido com ajuda de funil e papel filtro no erlenmeyer, se necessário; 
9) Evaporar em um rotavapor a 45ºC ou usar funil de separação 
10) Seque o resíduo em estufa a 105ºC por 1 h. 
 
* Para a análise de AGs na gordura extraída, não utilize a estufa para a secagem. Após a 
remoção do solvente no rotavapor, complete a secagem com nitrogênio seco (Instituto Adolfo 
Lutz, 2008). 
5. RESULTADOS 
5.1 Cálculo 
 
22 
 
 
 
 
P = massa da amostra em g 
N = (massa do balão + massa óleo) - massa do balão 
 
Número da 
amostra 
Massa do balão 
(g) 
Massa da amostra 
(g) 
Massa do balão + 
massa óleo (g) 
Lipídios % 
 
 
 
 
1) Calcular a % de lipídeos totais das amostras 
2) Comparar os dados de Tabela de Composição de Alimentos, e se houver diferença 
entre esses valores, explicar porque isto ocorre. 
 
6. REFERÊNCIAS: 
Bligh, E.G. and Dyer, W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification. Can. J. 
Biochem. Physiol., 37, 911-917 (1959) 
Instituto Adolfo Lutz, Métodos físico-químicos para análise de alimentos, 5° ed. São Paulo, 
Instituto Adolfo Lutz, 2008 
Ramalhosa, et al. Lipid content of frozen fish: Comparison of different extraction methods and 
variability during freezing storage. Food Chemistry, 131, 328–336 (2012). 
23 
 
 
AULA PRÁTICA 8: DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNA PELO MÉTODO KJELDAHL 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
Este método foi proposto por Kjeldahl na Dinamarca em 1883, no entanto já sofreu 
diversas modificações até chegar ao método que é utilizado hoje. Este método determina o N 
orgânico total, ou seja, o N protéico e não-protéico, no entanto, este método é bem aceito como 
método padrão de determinação de proteínas em alimentos, pelo fato que o N não-protéico se 
encontra em pequena quantidade na maioria dos alimentos. Com isso, o objetivo desta aula 
será determinar a porcentagem de proteínas, através deste método, de amostras de alimentos. 
 
2. MATERIAL E MÉTODOS 
 
2.1 Material 
- tubo Kjeldahl 
- papel filtros 
- amostra seca 
- aparelho de digestão e destilação macro Kjeldahl 
 
Reagentes 
- ácido sulfúrico P.A. 
- solução de hidróxido de sódio 40 % 
- solução de ácido bórico 2% 
- solução de HCl (0,01 ou 0,1M) 
- solução indicadora alcoólica mista 
- catalisador: 1:3 de sulfato de cobre e sulfato de potássio (triturado em pó fino) 
 
2.2 Preparo dos Reagentes 
2.2.1.Solução de Hidróxido de Sódio 40%: Pesar 40 g de NaOH , em balança analítica, e 
diluir em 60 mL de água destilada. Transferir a solução para um balão volumétrico de 100 mL e 
homogeneizar a mistura. 
 
24 
 
 
2.2.2. Solução de Ácido Bórico 2%: Pesar 2g de H3BO3 , em balança analítica, e diluir em 98 
mL de água destilada. Transferir a solução para um balão volumétrico de 100 mL e 
homogeneizar a mistura. 
 
2.2.3. Solução de HCl (0,1M): Em um balão volumétrico de 1000mL, adicionar 25 mL de água 
destilada e com o auxílio de uma pipeta transferir 2mL de ácido clorídrico. Completar o volume 
do balão com água destilada e homogeneizar a mistura. Padronizar a solução 
 
2.2.3.1. Padronização da solução de HCl 0,1 mol L-1: Medir 0,079g de carbonato de sódio 
p.a. previamente seco, para consumir um volume aproximado de 15 mL de ácido clorídrico. 
Dissolver a amostra com cerca de 50 mL de água destilada, adicionar 2 gotas de fenolftaleína e 
titular até o descoramento da solução. Anotar o volume gasto do titulante para saber 
aproximadamente o volume a ser gasto para atingir o segundo ponto de equivalência. Adicionar 
6 gotas de vermelho de metila e continuar a titulação até a primeira mudança sutil de coloração. 
Parar a titulação, ferver a solução durante um minuto para remover o gás carbônico e continuar 
a titulação até a coloração vermelha. Anotar o volume gasto e calcular a concentração da 
solução de HCl em mol L-1. 
 
2.2.4. Solução indicadora alcoólica mista: Pesar 0,132g de vermelho de metila e 0,06g de 
verde de bromocresol e diluir em 200 mL de solução de álcool 70%. 
 
2.3 Método 
 
O método Kjeldahl é dividido em 3 etapas: 
 
Digestão: o nitrogênio orgânico é transformado em amônia e os compostos orgânicos são 
convertidos em CO2, H2O, NH4+. 
 
Neutralização e destilação: a amônia é separada por destilação e recolhida numa solução 
receptora. 
 
Titulação: determinação quantitativa da amônia recolhida na solução receptora. Dependendo 
da técnica, a separação da amônia é omitida, fazendo-se sua determinação diretamente no 
material, após a digestão. 
25 
 
 
 
ETAPA 1 - DIGESTÃO: 
 
-Medir a massa de aproximadamente 0,15 a 0,5g (pesar a amostra sobre o papel e transferir 
para o balão de Kjeldahl com o papel junto (Obs.: se a amostra apresentar elevado conteúdo de 
proteínas, pesar 0,2g se for pouco pode ser 0,5g ou até 1,0g)). 
- Pesar aproximadamente 1,5g (uma espátula cheia) de mistura catalítica e adicionar ao balão 
de Kjeldahl. 
- Adicionar ao balão, 7 mL de ácido sulfúrico concentrado, e aquecer no conjunto digestor, a 
princípio, lentamente (aumentar a de 50 em 50ºC a cada 15 min) até 350 °C, para que a 
digestão se complete e a solução se torne clara (verde claro, quase transparente – igual ao 
branco. 
- A digestão dura em torno de 4h, após o aquecimento controlado da temperatura (350°C). 
- Esfriar (tirar o conjunto do aparelho de digestão). 
- Depois de esfriar, adicionar cuidadosamente cerca de 1-2 mL de água. 
 
Observação importante: Nunca começar com temperaturas superiores a 100 °C, evitando 
desta maneira perda de nitrogênio, junto com a fumaça da matéria orgânica. NÃO aquecer a 
temperaturas superiores a 350 oC, pois dá pressão e a amostra poderá saltar do tubo e ocorrer 
perdas. 
 
ETAPA 2 – NEUTRALIZAÇÃO E DESTILAÇÃO: 
 
- Acrescentar aproximadamente 15 mL de água destilada ao tubo Micro digestor (aos poucos) 
contendo a amostra que foi digerida para lavar e fazer a transferência para o tubo Macro. 
- Conectar o tubo macro Kjeldahl no conjunto de destilação e fixar bem para não ocorrer perda 
de amônia. 
- Aumentar a temperatura (7-8) até a ebulição da amostra. 
- Mergulhar a saída do condensador em erlenmeyer de 125 mL, contendo exatamente, 25 mL 
de solução de ácido bórico (2%) com 3 gotas de indicador misto (Obs.: colocar o indicador 
antes da destilação). 
- Diminuir a temperatura para o nível 2-3 evitando a vigorosa ebulição, para colocar a solução 
de NaOH. 
26 
 
 
- Colocar a solução de hidróxido de sódio a 40% no recipiente do conjunto de destilação até 
solução fortemente alcalina, a solução se torna escura (marrom “barro”). (Obs.: a quantidade de 
NaOH vai variar, tem que observar a coloração da amostra). 
- Depois, aumentamos a temperatura gradativamente até 7-8 para efetuar a destilação. 
- Destilar cerca de 50 mL, até chegar na marca de 75 mL. 
Obs.: Não ligar o nível durante a destilação (apenas inicialmente até acender a luz do nível), 
pois comumente a solução coletora será sugada e a análise interrompida. Durante o 
procedimento, deve-se ter ainda atenção com o condensador, geralmente é necessário abrir um 
pouco a torneira para esfriar o frasco condensador, tendo o cuidado para que a solução ácida 
não seja sugada. 
 
ETAPA 3 - TITULAÇÃO: 
 
- Titular o borato de amônio com solução de HCl (0,01 ou 0,1M), até viragem do indicador. 
- Realizar prova em branco nas mesmas condições, sem a amostra. 
* Usar solução HCl 0,1 M quando o teor de proteínas é normal ou elevado e 0,01M quando o 
teor de proteínas é muito baixo, ex: frutas, vegetais. 
 
Observação: 
A maioria das proteínas contém em média 16% de Nitrogênio, portanto o fator geral de 
conversão do nitrogênio em proteína é 100g/16g = 6,25. 
O fator utilizado deve ser consultado na literatura para os diferentes materiais 
alimentícios analisados. Nessa aula prática, iremos utilizar o fator geral 6,25. 
 
3. CÁLCULO 
% de proteína = [(A-B) x f x 0,014 x 100 x C]/P 
Sendo: 
A = número de mL de HCl 0,1 M, gastos na titulação da amostra 
B = número de mL de HCl 0,1 M, gastos na titulação da prova em branco 
f = fator da solução de HCl 0,1 M 
P = massa da amostra 
0,014 = miliequivalente grama do nitrogênio 
C = fator de conversão de N para conteúdo protéico 
27 
 
 
 
Número da 
amostra 
Massa da 
amostra (g) 
Número de mL de 
NaOH 0,1 N gastos 
na titulação (B) 
A - B % Proteína 
 
 
 
 
 
IAL (2008) 
 
4. REFERÊNCIAS 
Cecchi, H. M. Fundamentos teóricos e práticos de análise de alimentos, 2° ed. Campinas, 
Editora Unicamp, 2003. 
Galvani, F., Gaertner, E. Adequação da Metodologia Kjeldahl para determinação de Nitrogênio 
Total e Proteína Bruta, Circular técnica Embrapa, n 63, 2006. 
Instituto Adolfo Lutz, Métodos físico-químicos para análise de alimentos, 5° ed. São Paulo, 
Instituto Adolfo Lutz, 2008. 
28 
 
 
AULA PRÁTICA 9: DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS POR BIURETO 
1. INTRODUÇÃO 
Dentre os métodos utilizados pra determinação de proteinas, situa-se o método do 
biureto. As ligações peptídicas das proteínas e peptídeos (-CONH-) reagem com os íons 
cúpricos, em meio alcalino, formando um complexo de coloração violeta que é proporcional ao 
teor de proteínas no meio. A reação do biureto é positiva para proteínas e peptídeos com três 
ou mais resíduos de aminoácidos. A reação é também positiva para substâncias que contêm 
duas carbonilas (-CONH2) ligadas diretamente ou através de um único átomo de carbono ou 
nitrogênio. Dependendo da complexidade da proteína ou do peptídeo em questão, a cor do 
produto de reação a presença do biureto varia substancialmente: proteínas dão coloração 
violeta, peptídeos dão coloração rosa. Quanto maior for a quantidade de proteínas no meio 
maior será a intensidade de cor. 
 
2. OBJETIVO 
Caracterizar a presença de proteínas em material biológico através da reação do biureto. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
3.1. Material 
- Tubo de ensaio 
- amostras 
 
3.2. Reagentes 
- Solução de NaOH 0,1M 
-Solução de biureto. 
 
3.2.1. Preparo da solução de NaOH (0,1 M): 
Pesar 4,0g de NaOH e transferir para um balão volumétrico de 1000 mL contendo 
água destilada. Cuidar para a solução não aquecer demasiadamente. Completar o volume 
do balão com água destilada e homogeneizar a mistura. 
Proceder a padronização da solução de NaOH. Para padronizar, pesar em triplicata 
0,51g de biftalato de potássio(C8H5KO4 equivalente grama 52,99g) previamente seco em 
estufa em erlenmayer de 250 mL e adicionar 100 mL de água destilada. Adicionar 3-4 gotas 
29 
 
 
de fenolftaleína e titular com a solução de NaOH preparada até a viragem da cor. Para o 
cálculo utilizar a seguinte equação. 
NR=B/(V/0,20422) 
Sendo, B= massa real do biftalato de potássio pesada 
 V= volume da consumido na titulação 
0,2422 = miliequivalente-grama do biftalato de potássio 
 
3.2.2. Preparo da solução de biureto: 
Dissolver 1,5g de sulfato de cobre (CuSO4.5H2O) e 6,0g de tartarato duplo de sódio e 
potá ssio (KNaC4H4O6.4H2O) em 500 mL de água destilada. Adicione, sob agitação constante, 
300 mL de solução de NaOH 10%. Adicione 1g de iodeto de potássio (KI). Complete o volume 
para 1L com água destilada e guarde o reagente em frasco âmbar. Esse reagente conserva-se 
por tempo indefinido. 
 
3.3. MÉTODO 
Adicionar 1 mL de solução de biureto e 1 mL de solução de NaOH (0,1 M) aos 
respectivos tubos de ensaio. Observar as colorações apresentadas após o final das 
reações. 
 
4. RESULTADOS 
O reagente de biureto com sulfato de cobre possui coloração azul. Se o cobre forma 
um complexo com os aminoácidos, estabelecendo interações com os átomos de nitrogênio 
da cadeia peptídica ele obtém coloração violeta. Quanto maior for à quantidade de 
proteínas, maior será a intensidade da cor. 
5. REFERÊNCIAS 
LEHNINGER, A.; NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de Bioquímica. 2ª Ed. Sarvier 
Editora. São Paulo, 2002. 
SGARBIERI, V. C. Revisão: Propriedades Estruturais e Físico-Químicas das Proteínas 
do Leite. Braz. J. Food Technol., v.8, n.1, p. 43-56, jan./mar., 2005. 
 
30 
 
 
AULA PRÁTICA 10: DETERMINAÇÃO DE FIBRA 
1. INTRODUÇÃO 
 
A fibra bruta inclui, teoricamente, materiais que não são digeríveis pelos organismos 
humano e animal e são insolúveis em ácido e base diluídas em condições específicas. Entre 
esses materiais estão a celulose, a lignina e pentanosas, que são responsáveis pela estrutura 
celular das plantas. 
Esse método utiliza o determinador de fibra modelo TE-149 da 
Tecnal ou NL-6102 da Lucadema que possui como vantagem a 
eliminação do passo de filtração, da extração da gordura, além de 
permitir realizar até 30 amostras por vez. O princípio do método é o 
mesmo da metodologia convencional, a amostra é digerida primeiro por 
uma solução de ácido fraca e depois por uma solução de base fraca. O 
resíduo orgânico não digerido é a fibra bruta. 
 
 
2. MATERIAL E MÉTODOS 
 
2.1 Material 
- Determinador de Fibra, modelo TE-149 (Tecnal) ou NL-6102 da Lucadema 
- Grampeador 
- Sacos 5 x 5 cm selado nos três lados 
- Estufa a 105ºC 
- Beker de 1000 ml 
 
Reagentes 
- 3 L de ácido sulfúrico 0,225 N (1,25%) 
- 3 L de hidróxido de sódio 0,313 N (1,25%) 
- água destilada 
- placa de aquecimento 
- papel absorvente 
 
 
31 
 
 
2.2 Método 
 
(Operação de uso do equipamento TE-149 se encontra no final do procedimento) 
 
- Pese os saquinhos, anote os valores (T), e coloque cerca de 1,0 g de amostra dentro do 
saquinho e pese-o (S+A). Procure esparramar a amostra por todo o saquinho. 
- Faça o branco com um saquinho vazio, pese-o (Tb) que será usado para correção das cinzas 
após ser queimado na Mufla (F). 
- Grampear os saquinhos para que fiquem bem fechados (duas voltas na abertura e dois 
grampos). 
- Coloque os saquinhos com amostra no suporte do aparelho. Introduza o suporte no aparelho, 
e adicione 3 L de solução de ácido sulfúrico a 1,25% no equipamento. Agite por alguns minutos. 
- Ligue o aquecimento (100ºC). Quando começar a ferver, marque 30 minutos. 
- Terminada a extração, desligue o aquecimento e deixe escoar a solução. 
- Coloque água fervente dentro do equipamento e deixe sob agitação por 5 minutos. Após, 
escoe a água. Repita essa operação por mais duas vezes. 
- Coloque 3 L de solução alcalina a 1,25%. Quando começar a fervura, marque 30 minutos. 
- Terminada a extração, desligue o aquecimento e escoe toda a solução básica. 
- Coloque água fervente dentro do equipamento e deixe sob agitação por 5 minutos. Após, 
escoe a água. Repita essa operação por mais três vezes. 
- Desligue o aparelho, escoe toda a água e retire o suporte com os saquinhos. Coloque os 
saquinhos sob papel absorvente para que sequem bem. Remova os grampos. 
- Coloque os saquinhos na estufa a 105ºC por uma noite. Após, deixe esfriar em dessecador e 
pese (P). 
- Leve ao forno (mufla) por 4 h a 550ºC. Tire da Mufla, esfrie em dessecador e pese (P1). 
 
 
3. CÁLCULO: 
 
 
%FB= ((P-P1)-T)-F/(S+A-T)*100 
 
32 
 
 
Número 
da 
amostra 
Massa do 
saquinho (g) 
(T) 
Massa do 
saquinho mais 
amostra (S+A) 
Massa do 
saquinho 
depois da 
estufa (P) 
Massa depois 
da mufla (P1) 
% Fibra bruta 
 
 
 
 
Anotar a massa do saquinho vazio (branco) (Tb): ______ 
Anotar a massa do saquinho vazio depois de ser queimado na mufla (F): ____0,001____ 
 
 
Operação de uso do equipamento TE-149 
- Conecte a mangueira de silicone nos drenos (2) ligado ao dreno da pia. Coloque os saquinhos 
com amostra nos suportes. Cada suporte segura 3 saquinhos. Adicione a solução no 
equipamento conforme metodologia acima. 
- Coloque o condensador fixando a haste do suporte no braço do equipamento. Conecte a 
mangueira de silicone na entrada e saída do condensador, ligado à torneira e dreno de pia. 
- Agite por alguns segundos e faça a programação da temperatura (item abaixo). 
- Programe a temporização, e, quando começar a ferver, marque o tempo de acordo com o 
método sendo usado. 
- Terminada a extração, desligue a chave geral e escoe a solução, abrindo o registro. Proceda 
de acordo com a técnica que estiver usando. 
 
Como programar a temperatura 
- Para programar a temperatura desejada, pressione a 1ª tecla, aparecerá a sigla SP. Pressione 
novamente a tecla e aparecerá o parâmetro de modificação de temperatura. 
- Pressione a 3ª tecla para diminuir a temperatura ou a tecla do meio para aumentar a 
temperatura. 
- Para confirmar a programação, mantenha pressionada a 1ª tecla até voltar a tela inicial. 
 
 
 
33 
 
 
Como programar o temporizador 
- Para programar o tempo desejado, pressione a 1ª tecla para liberar o acesso ao set point 
(SP). 
- Pressione a 2ª tecla para diminuir ou a 3ª tecla para aumentar o tempo desejado. 
- Pressione a 1ª tecla para confirmar a programação. 
- Para iniciar o ciclo pressione a 4ª tecla. Ao completar o ciclo, o display ficará piscando, 
pressione a 4ª tecla para zerar o display. 
- Para iniciar um novo ciclo, basta novamente pressionar a 4ª tecla. Uma vez programado, 
basta somente acionar a 4ª tecla para reiniciar. 
 
4. REFERÊNCIAS 
PRATES, E.R. Técnicas de pesquisa em nutrição animal. Porto Alegre: Ed. UFRGS, 2007. 
p.100-104. 
34 
 
 
AULA PRÁTICA 11: AVALIAÇÕES EM LEITE E DERIVADOS 
 
1. INTRODUÇÃO 
O leite pode ser considerado uma emulsão de gorduras em água estabilizada por uma 
dispersão coloidal de proteínas em uma solução de sais, vitaminas, peptídeos, e outros 
componentes menores. O leite é um dos mais completos alimentos para o ser humano, 
infelizmente também para micro-organismos, além de ser alvo de diversos tipos de fraudes 
intencionais. A regularização das condições sanitárias para industrialização do leite e seus 
derivados e os padrões físico-químicos e microbiológicos para que estes produtos possam ser 
liberados para o comércio são estabelecidos pelo Regulamento de Inspeção Industrial e 
Sanitária dos Produtos de Origem Animal - RIISPOA, do Ministério da Agricultura e nos 
Regulamentos Técnicos de Identidade e Qualidade dos Produtos Lácteos. 
 
2. OBJETIVOS 
Avaliar amostras de leite e derivados quanto a densidade, acidez Dornic, pH, teor de 
gordura, presença de amido, prova de alizarol e álcool, 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
3.1. Determinação da densidade relativa a 15ºC 
Caso o leite sofra adição fraudulentade água, apresentará um valor mais baixo para sua 
densidade, mas este não é um teste conclusivo para determinar a diluição do leite, pois 
alterações na densidade pode ser consequência de variações na composição química. 
Materiais - lactodensímetro de Gerber, proveta de 500 mL. 
Procedimento - Homogeneizar o conteúdo da embalagem. Transferir a amostra para uma 
proveta de 500 mL. A temperatura da amostra deve estar próxima de 15°C. Introduzir 
lentamente o lacotdensímetro. Ler o valor obtido na escala do lactodensíemtro. Corrigir o valor 
obtido acrescentando ou diminuindo 0.0002 para cada 1°C acima ou abaixo de 15°C. 
 
3.2. Determinação o pH 
A acidez é uma determinação bem comum no controle de qualidade do leite. A acidez 
indica o seu estado de conservação, aumentando à medida que o leite envelhece. A 
determinação do pH é uma forma direta rápida de obtenção da acidez do leite, o seu pH é 
normalmente em torno de 6.6. 
35 
 
 
Procedimento - Transferir a amostra para um béquer de 50 mL e medir o pH em pHmetro. 
 
3.3. Prova do alizarol 
O teste utiliza uma a solução de alizarol, que é uma combinação entre uma solução 
alcoólica a 68° GL mais um indicador, a alizarina. A solução alcoólica mede a estabilidade do 
leite, ou seja, capacidade de suportar tratamentos térmicos elevados, e a alizarina indica o grau 
de acidez do leite. 
Materiais - solução de alizarol a 68°GL, tubos de ensaio, pipetas volumétrica de 2 mL 
Procedimento - transferir para o tubo de ensaio, 2 ml do leite a ser analisado e 2 ml da solução 
de alizarol. 
Interpretação dos resultados - coloração parda-avermelhada (tijolo) sem coagulação: leite 
normal (acidez entre 14 e18°D); coloração parda-avermelhada com coagulação fina: acidez 
entre 19 a 20°D; coloração amarela com coagulação: leite ácido maior que 21°D; coloração 
violeta: leite alcalinizado ou fraudado com água. 
 
3.4. Prova do álcool 
Permite medir a termoestabilidade do leite ao calor, ou seja, saber se o leite resiste ao 
tratamento térmico, evitando que ocorra coagulação nas placas do pasteurizador. 
Materiais - tubo de ensaio com tampa, álcool 68%. 
Procedimento - em tubo de ensaio com tampa, adicionar 2 mL de leite e 2 mL de álcool 68%. 
Tampar e inverter várias vezes. Observar se existem partículas de caseína coagulada. O leite 
que coagula não é aceito para tratamento térmico. 
 
3.5. Identificação de peróxido de hidrogênio em leite 
Método qualitativo que indica adulteração pela adição de água oxigenada como inibidor 
da ação microbiana. 
Materiais - Tubos de ensaio de 20 mL, pipetas graduadas de 2 mL e suporte para tubos de 
ensaios. Solução de iodeto de potássio a 6% (lugol). Leite cru 
Procedimento - Transfira 10 mL da amostra para um tubo de ensaio. Adicione 2 a 3 gotas de 
uma solução de iodeto de potássio e observe a coloração. O aparecimento de uma cor amarela 
indicará a presença de peróxido de hidrogênio. 
 
3.6. Determinação da presença de amido 
36 
 
 
Método qualitativo que indica adulteração do leite pela adição de amido como 
espessante. 
Materiais - pipeta de 10 mL, tudo de ensaio, chapa elétrica e solução de lugol (iodo). 
Procedimento - Transferir 10 mL de amostra para tudo de ensaio e aquecer até a ebulição em 
banho-maria fervente, mantendo o aquecimento por 5 minutos. Esfriar em água corrente e 
adicionar 5 gotas da solução de lugol. Observar a coloração. 
 
3.7. Determinação do teor de gordura em leite e queijo 
Baseia-se no ataque seletivo da matéria orgânica por meio de ácido sulfúrico, com 
exceção da gordura que será separada por centrifugação, auxiliada pelo álcool amílico, que 
modifica a tensão superficial. 
Materiais - lactobutirômetro de Gerber para leite e para queijo, pipeta de 10 mL, pipeta 
graduada, centrífuga de Gerber, banho-maria, ácido sulfúrico concentrado (densidade = 1.82), 
álcool isoamílico/amílico (densidade = 0.815). 
Procedimento para leite- Transferir 10 mL de ácido sulfúrico para o butirômetro. Adicionar 
lentamente com pipeta volumétrica 11 mL da amostra 2 mL de álcool amílico (sem molhar o 
gargalo do butirômetro). Fechar o butirômetro com uma rolha e agitar lentamente até completa 
dissolução (usar um pano pois há aquecimento). Centrifugar por 5 minutos em centrífuga de 
Gerber com a rolha para baixo. Retirar o butirômetro da centrífuga mantendo a rolha para baixo. 
Levar para um banho de água a 70°C por 5 minutos. Manejar a rolha com cuidado para 
transferir a camada superior para dentro da escala graduada. O volume (mL) de camada 
expressa diretamente a porcentagem de lipídios. 
Procedimento para queijo- Pesar exatamente 3g de amostra diretamente no copo do 
butirômetro; acoplar o copo à parte inferior do butirômetro, transferir 7 mL de água, 10 mL de 
ácido sulfúrico e 2 mL de álcool amilico. Levar para um banho de água a 70°C por 5 minutos. 
Fechar o butirômetro com uma rolha e agitar lentamente até completa dissolução. Centrifugar 
por 5 minutos em centrífuga de Gerber com a rolha para baixo. Retirar o butirômetro da 
centrífuga mantendo a rolha para baixo e manejar a rolha para fazer a leitura. 
 
3.8. Determinação da acidez titulável ou em Dornic 
Dornic propôs o uso de uma solução NaOH 1/9M (0.111M) para determinar a acidez do 
leite. A acidez em Dornic do leite deve variar de 16 a 21°Dornic. 
Materiais - pipeta volumétrica 10 mL, béquer 100 mL, bureta. 
Reagentes - solução de Dornic (NaOH 1/9M), solução alcoólica de fenoftaleína 1%. 
37 
 
 
Procedimento - Transferir com a pipetavolumétrica 10 mL de amostra para um béquer 100 mL. 
Adicionar 2 gotas de fenoftaleína. Titular a amostra com solução de Dornic até aparecimento da 
coloração rosa. 
 
4. CÁLCULO 
 
 
 
 
1 grau Dornic = 0.1 mL da solução de Dornic 
Acidez em Dornic (°D) = 10*V 
Sendo: V = volume (mL) de solução NaOH gasto na titulação; M = molaridade NaOH, A= 
volume amostra 
 
5. REFERÊNCIAS 
INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo Lutz: Métodos químicos e 
físicos para análise de alimentos, v. 15. ed. São Paulo: IMESP, 2008. p. 218. 
BRASIL, Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Regulamento da inspeção 
industrial e sanitária de produtos de origem animal. Decreto Nº 9.013, de 29 de março de 
2017, Diário Oficial da União, Brasília, Seção 1, página 3, de 30/03/ 2017. 
BRASIL. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Métodos Analíticos Oficiais 
Físico-Químicos, para Controle de Leite e Produtos Lácteos. Instrução Normativa nº 68 de 
12 de dezembro de 2006. Diário Oficial da União, Brasília, Seção 1, página 8, de 14 de 
dezembro de 2006. 
BRASIL. Ministério da Agricultura. Regulamentos Técnicos de Produção, Identidade e 
Qualidade do Leite. Instrução Normativa 51, 18/09/02. Brasília: Ministério da Agricultura, 2002. 
 
 
 
 
 
Acidez em ác. lático= VxMx0,009x100 
 A 
38 
 
 
 
AULA PRÁTICA 12– QUALIDADE DE ÓLEOS E GORDURAS 
 
1. INTRODUÇÃO 
O índice de acidez é definido como a quantidade (mg) de hidróxido de potássio necessária 
para neutralizar os ácido graxos livres de uma grama de amostra. O índice de acidez revela o 
estado de conservação do óleo. A acidez alta indica a ocorrência de reações hidrolíticas, que 
são aceleradas pela luz e pelo calor e ions metálicos. 
O índice de peróxidos indica o grau de oxidação dos óleos. Os hidroperóxidos são 
formados no processo de rancificação oxidativa. Os peróxidos são potentes oxidantes que 
reagem com o iodeto de potássio, produzindo iodo I2. O iodo é titulado com tiossulfato de sódio, 
na presença de amido como indicador. 
 
2. OBJETIVOS 
Avaliar amostras óleo de soja refinado, azeite de oliva quanto ao índice de acidez e ao 
índice de peróxidos. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
 
3.1 Materiais 
 
- erlenmeyer 125 mL; 
- proveta 50 mL; 
- bureta 25 mL; 
- erlenmeyer 250mL com tampa esmerilhada; 
- proveta 50mL; 
 
3.1 Reagentes 
 
- indicador de fenoftaleína (soluçãoalcoólica a 1%); 
- solução de hidróxido de potássio 0,1M; 
- solução neutra de éter etílico/álcool (2:1); 
- solução de ácido acético/clorofórmio (3:2); 
39 
 
 
- solução saturada de iodato de potássio (KI); 
- solução de tiossulfato de sódio (Na2S2O3) 0,1N (ou 0,01N); 
- solução de amido 1% (fervura de 0,5g de amido solúvel em 50 mL de água). 
 
3.1.1 Preparo das soluções 
3.1.2.1 Solução de hidróxido de potássio 0,1 M 
Pesar 6g KOH (equivalente grama 24,22) e complete o volume do balão de 1L. Para 
padronizar, pesar em triplicata 0,51g de biftalato de potássio (C8H5KO4 equivalente grama 
52,99g) previamente seco em estufa em erlenmayer de 250 mL e adicionar 100 mL de água 
destilada. Adiconar 5-6 gotas de fenolftaleína e titular com a solução de KOH preparada até a 
viragem da cor. Para o cálculo utilizar a seguinte equação: 
NR=B/(V/0,20422) 
Sendo, B= massa real do biftalato de potássio pesada 
 V= volume da consumido na titulação 
0,2422 = miliequivalente-grama do biftalato de potássio 
 
3.1.2.2 Solução de tiossulfato de sódio (Na2S2O3) 0,1N 
Pesar 24,9 g de Na2S2O3.5H2O (equivalente grama 248,17g) e dissolver em 300 mL de 
água destilada fria, previamente fervida. Completar o volume de 1000mL de agua fria fervida. 
Para padronizar, 0,1g (precisamente) de iodato de potássio (equivalente grama 35,66) 
previamente dessacado em estufa a 200°C por 30 min. Adicionar 50mL de água destilada e 
agitar até completa dissolução e 15 mL de H2SO4 2N e titular imediatamente o iodo liberado 
com a solução de Na2S2O3 até mudar a cor da solução de marrom para amarelo-transparente. 
Adicionar 3mL de amido (indicador) continuar a titulação até a cor azul desaparecer. Para o 
calculo utilizar a seguinte equação: 
NR=B/(V/ 0,035665) 
Sendo, B= massa real do iodeto de potássio pesada 
 V= volume da consumido na titulação 
0,035665= miliequivalente grama do iodato de potássio 
 
3.1.2.3 Solução neutra de éter etílico/álcool (2:1) 
Em uma proveta medir aproximadamente 333 mL de éter etílico e transferir para um 
balão de 500 mL, após a transferir, completar o balão para 500 mL com etanol 95%. 
 
40 
 
 
3.1.2.4 Ácido acético/clorofórmio (3:2) 
Em uma proveta medir aproximadamente 300 mL de ácido acético e transferir para um 
balão de 500 mL, após a transferir, completar o balão para 500 mL com clorofórmio. 
 
3.2 Procedimentos 
 
3.2.1 Determinação do índice de acidez 
 
• Pesar 2 g de óleo no Erlenmeyer e adicionar 25 mL de solução de éter etílico/álcool e agitar. 
• Adicionar 2 gotas do indicador de fenoftaleína. 
• Preencher a bureta com a solução KOH 0.1 N. 
• Titular a amostra até a viragem para a coloração rosa (pH 8.3) estável por 30s 
 
Cálculo 
Índice de acidez (mg KOH/g) = (V*fc*N*56.1)/P 
Índice de acidez (g ácido oleico/100 g) = (V*N*f*0.282*100)/P 
 
Sendo: 
V = volume (mL) de solução KOH gasto na titulação. 
N = Normalidade da solução KOH. 
fc = fator da solução de NaOH 
P = peso da amostra (g) 
Resultados 
Amostra Massa da amostra Molaridade KOH mL gastos na titulação 
 
 
 
 
 
a. Calcular a média, desvio padrão e intervalo de confiança dos resultados para todas as 
análises. 
b. Comparar os resultados obtidos com a legislação pertinente e com referências 
bibliográficas 
 
41 
 
 
 
3.2.2 Determinação do índice de peróxidos 
 
• Pesar 5 g de amostra em erlenmeyer 250 mL com tampa esmerilhada. 
• Adicionar 30 mL de solução ácido acético/clorofórmio (3:2) e agitar até dissolução da 
amostra. 
• Adicionar exatamente 0.5 mL de solução saturada de KI e fechar o frasco 
• Deixar a reação ocorrer por 1 minuto com agitação ocasional. 
• Adicionar 30 mL de água destilada e 0.5 mL de solução de amido 5%. 
• Colocar a solução tiossulfato de sódio na bureta e titular até desaparecimento da coloração 
azul. 
• Conduzir em paralelo um ensaio de branco (sem amostra). 
 
Cálculo 
Índice de peróxidos (mEq/1000g) = [(A –B) *f*N*1000]/P 
 
Sendo: 
A= volume (mL) de solução Na2S2O3 gasto na titulação da amostra 
B = volume (mL) de solução Na2S2O3 gasto na titulação do branco 
f = fator da solução Na2S2O3 
N = normalidade Na2S2O3 
P = peso (g) da amostra. 
 
Amostra Massa da amostra Molaridade Na2S2O3 mL gastos na titulação 
 
 
 
 
c. Calcular a média, desvio padrão e intervalo de confiança dos resultados para todas as 
análises. 
d. Comparar os resultados obtidos com a legislação pertinente e com referencias 
bibliográficas 
 
4. REFERÊNCIAS 
42 
 
 
BRASIL (2005), ANVISA, Regulamento técnico para óleos vegetais, gorduras vegetais e 
creme vegetal. Resolução n. 270, de 22 de setembro de 2005, Agência Nacional de Vigilância 
Sanitária, Diário Oficial da União, 23 de setembro de 2005, p. 2134. Brasília, Brasil 
BRASIL (2006), MAPA, Instrução Normativa nº 49, de 22 de dezembro de 2006. Aprova o 
Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade dos Óleos Vegetais Refinados; a 
Amostragem; os Procedimentos Complementares; e o Roteiro de Classificação de Óleos 
Vegetais Refinados. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Diário Oficial da 
União de26/12/2006. Brasília, Brasil 
Instituto Adolfo Lutz, Métodos físico-químicos para análise de alimentos, 5° ed. São Paulo, 
Instituto Adolfo Lutz, 2008 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
43 
 
 
AULA PRÁTICA 13 – EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO DE CAFEÍNA EM ERVA MATE 
ATRAVÉS DE ESPECTROFOTOMETRIA 
1. INTRODUÇÃO 
A erva mate é uma espécie sul-americana usada tradicionalmente como bebida 
estimulante pela população sulista. Apresenta grande potencial de utilização, pois possui uma 
diversidade de compostos químicos, como fenóis e ácidos fenólicos, metilxantinas, aminiácidos 
e outros compostos nitrogenados, ácidos graxos, antocianinas, flavonóides, compostps 
terpênicos, alcanos e álcoois, carboidratos, vitaminas e carotenóides. 
A cafeína, presente na erva mate 
2. OBJETIVOS 
Determinar o teor de cafeína em diversas marcas de Erva Mate, para posterior 
comparação entre os métodos utilizados e com a legislação. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
3.1. Material 
-Espectofotômetro; 
-Chapa de aquecimento; 
-Erlenmeyer de 125 mL; 
-Funil de separação; 
-Funil de Vidro; 
-Papel filtro; 
-Balão volumétrico de 100 mL 
 
3.2. Reagentes 
-Óxido de magnésio; 
-Ácido sulfúrico 10%; 
-Clorofórmio; 
-Hidróxido de potássio 1%. 
 
3.3.Preparo das Soluções 
3.3.1. Ácido Sulfúrico 10%: Com o auxílio de uma pipeta volumétrica, pipetar 10 mL de H2SO4, 
transferir para um balão volumétrico de 1 litro e completar o seu volume com água destilada. 
Homogeneizar a mistura. 
44 
 
 
3.3.2. Hidróxido de potássio 1%: Pesar 1g de KOH, em balança analítica, transferir para um 
balão volumétrico de 1 litro e completar seu volume com água destilada. Homogeneizar a 
mistura. 
 
3.4. Método 
Dissolver, num erlenmeyer, 5 g de óxido de magnésio na Erva Mate a ser analisada. Em 
seguida, aqueceu-se a mistura em chapa de aquecimento e agitação constante, por 45 minutos. 
Deixar resfriar. Após o resfriamento, filtrar a mistura para um funil de separação, através de um 
funil de vidro com papel filtro, adicionar a este 4 mL de ácido sulfúrico 10% e homogeneizar o 
sistema. Extrair a cafeína com 20 mL de clorofórmio, agitando vigorosamente o sistema, 
deixando a fase clorofórmica separar e transferir para outro funil de separação. Esta extração 
deve ser repetida 5 vezes, sempre transferindo a fase clorofórmica para o mesmo funil de 
separação. Na fase de clorofórmio, foi adicionado 5 mL de hidróxido de potássio a 1%, agitar a 
mistura por 1 minuto e deixar separar as fases. A fase clorofórmica deve ser filtrada, através de 
um funil de vidro com algodão, para um balão volumétrico de 100 mL e completar o volume com 
clorofórmio. O extrato deve ser guardado em geladeira até análise no espectrofotômetro. 
 
3.5 Curva Padrão 
Preparar 5 soluções padrãode cafeína em clorofórmio, em balões volumétricos de 50 
mL com as seguintes concentrações: 4,64 ppm, 9,28 ppm, 13,92 ppm, 18,56 ppm e 23,2 ppm. 
Calibrar o espectrofotômetro com um branco de clorofórmio e construir a curva de calibração à 
272 nm (max. da cafeína), da absorbância em função da concentração dos padrões. 
 
3.6 Calculo 
Após realizar as leituras das amostras, também contra um branco de clorofórmio, 
calcular a concentração de cafeína através da equação da reta encontrada na curva de 
calibração. 
 
4. REFERÊNCIAS 
WELTER, Sinara Queli. Extração e Quantificação de Cafeína em Energéticos através de 
cromatografia líquida de alta eficiência e espectrofotometria. Trabalho de Conclusão de 
Curso (Bacharelado em Química). Pato Branco, 2011. 
Manual para o preparo de reagentes e soluções. Grupo Tchê Química. Porto Alegre. 
 
45 
 
 
Cálculo do conteúdo de carboidratos 
Carboidratos totais: 100 – (Umidade + Proteína bruta + Lipídeos + Cinzas) 
Extrativos não nitrogenados (ENN), Carboidratos digeríveis totais ou Nutrientes 
digestíveis totais (NDT): 
100 – (Umidade + Proteína bruta + Lipídeos + Cinzas + Fibra bruta/FDN/FDA) 
 
Composição química e valor calórico 
Valor calórico (kcal): (Proteína bruta* 4)+(ENN ou NDT* 4)+(Extrato etéreo* 9) 
 
Tabela de composição química 
Amostra 
Matéria 
Seca (%) 
Proteína 
Bruta (%) 
Extrato 
etéreo 
(%) 
Cinzas 
(%) 
Fibra 
Bruta 
(%) 
ENN ou 
NDT* 
Valor 
Calórico 
(kcal) 
 
 
 
 
* ENN - Extrattivos não nitrogenados; NDT - Nutrientes digestíveis totais