Relatório - Microbiologia e Imunologia

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FACULDADE DE AMERICANA 
CURSO DE NUTRIÇÃO 
DISCIPLINA DE MICROBIOLOGIA E IMUNOLOGIA 
 
 
CAMILLY ROSA ALVES - 20210023 
CAROLINE DE OLIVEIRA ALOISI - 20210046 
DANYELLE IGNÊS PEREIRA SILVA – 20210840 
DAYANE DE OLIVEIRA SILVA - 20210573 
GIOVANA REATO DOS SANTOS - 20210175 
JAQUELINE ALVES SILVA - 20211203 
 
 
Professor Responsável: Mariane Barroso Pereira 
RELATÓRIO DE AULA PRÁTICA 
 
 
 
 
 AMERICANA 
2021 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
O desenvolvimento de resistência bacteriana representa um constante desafio 
em todo o mundo. Mesmo com o aumento do número de microrganismos 
multirresistentes em ambientes hospitalares e em outros serviços de saúde, os 
antissépticos e desinfetantes ainda continuam desempenhando um papel importante 
no controle de infecções (REIS, 2010). 
 
Os antissépticos e desinfetantes possuem em sua composição substâncias 
químicas como: fenóis, aldeídos, álcool, biguanidas, metais pesados, peroxigênio, 
compostos halogenados, eles apresentam maior espectro de ação do que os 
antibióticos e agem em múltiplos alvos da parede celular, da membrana citoplasmática 
e do citoplasma microbiano (REIS, 2010). 
 
A coloração de Gram foi desenvolvida em 1884 pelo bacteriologista 
dinamarquês Hans Christian Gram, ela é um dos procedimentos mais úteis, pois 
classifica as bactérias em dois grandes grupos: gram-positivas e gram-negativas 
(TORTORA, 2003). É o método de coloração diferencial mais utilizado em exames 
diretos ao microscópio de amostras clínicas e de colônias bacterianas devido ao seu 
largo espectro de coloração e inclui praticamente todas as bactérias, fungos e 
parasitas (MARTINEZ, 2005). 
 
O isolamento, cultivo e identificação de microrganismos requerem técnicas 
adequadas de inoculação destes microrganismos em meios de cultura que 
possibilitem o seu rápido crescimento, livre de contaminações. Estas são as 
chamadas “técnicas assépticas” (MAITAN, 2021). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2. OBJETIVO 
 
O objetivo da aula prática 1 - A foi analisar o crescimento de bactérias e também 
fazer comparações entre os experimentos. Já na aula prática 1- B e C fizemos a 
observação do crescimento microbiano em diferentes ambientes. Na aula prática 2 foi 
encontrado bactérias e fizemos a análise de quais bactérias tinham sido encontradas. 
E na aula prática 3 vimos como distinguir e como filtrar os resultados dos bacilos gram 
negativos. Por fim, na aula prática 4 e 5 foi feito métodos de semeadura e qual 
observado qual tinha melhores resultados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULA PRÁTICA 1: AÇÃO DE ANTISSÉPTICOS NO DESENVOLVIMENTO 
MICROBIANO 
PRÁTICA A 
3. MATERIAIS E MÉTODOS 
3.1. Materiais 
● Placas com Ágar nutriente; 
● Placa com Sabouraud; 
● Swab estéril; 
● Água estéril; 
● Sabão; 
● Álcool 70%; 
● Placa Sabouraud; 
● Bico de Bunsen; 
● Alça de platina; 
● Estufa 37º c; 
● Microscópio. 
3.2. Procedimento 
Na prática A, separou-se 3 placas com Ágar nutriente, identificamos na placa 1 
“mãos sujas”, na 2 “água e sabão” e 3 “álcool 70%. Ato contínuo, esterilizamos a 
bancada com álcool 70%, esperamos secar e fomos lavar as mãos, deixando apenas 
um integrante do grupo com as mãos sujas para a realização da amostra. Em seguida, 
ligamos o bico de Bunsen, e o seguinte procedimento foi realizado próximo ao fogo: 
Esfregamos o cotonete por toda mão suja, e semeamos na placa 1. Em uma 
segunda etapa, lavou-se as mãos com água e sabão e novamente repetiu-se o 
procedimento, dessa vez semeando na placa 2. Numa última etapa, passou-se álcool 
70% nas mãos e fazendo fricção para que fosse secar naturalmente repetiu-se o 
procedimento, semeando na placa 3. Por fim, as placas foram incubadas a 37º C por 
24 horas. 
Após isto, foi analisado o crescimento nas placas, observando a ação de antissépticos 
no desenvolvimento microbiano. 
 
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
 Observou-se que na prática A, o meio de cultura “mãos sujas” ocorreu um 
crescimento de bactérias, como mostra a imagem a seguir: 
Figura 1: Resultado da prática A (Mão suja) 
 
Fonte: Autoria própria 
 Foi possível identificar também o crescimento das bactérias em menor 
quantidade tanto na cultura “água e Sabão” quanto na cultura "Álcool 70%. Mas em 
comparação, o método álcool mostrou resultados mais satisfatórios contra a ação no 
desenvolvimento de microrganismos. Vários fatores podem ter influenciado nos 
resultados e devem ser levados em consideração, entre eles: a lavagem das mãos de 
forma correta e a forma de espalhar o álcool de maneira adequada. A imagem a seguir 
apresenta os resultados obtidos: 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2: Resultado da prática A (Água e Sabão / Álcool) 
 
Fonte: Autoria própria 
 
AULA PRÁTICA B: COLETA DE DIFERENTES AMBIENTES 
5. Materiais e Métodos 
5.1. Materiais 
● Swab estéril; 
● Placa Sabouraud; 
● Placas com Ágar nutriente; 
● Álcool 70%; 
● Bico de Bunsen; 
● Alça de platina; 
● Estufa 37º C. 
5.2. Procedimento 
Inicialmente separamos 4 placas, 2 com Ágar nutriente e 2 Sabouraud, e 4 
alças de platina, sendo todos esterilizados com álcool 70ºC, bem como escolhemos 4 
superfícies para realizar o seguinte procedimento: 
Passamos a alça de platina na torneira do bebedouro e na maçaneta do 
banheiro feminino, e semeamos nas placas 1 (Sabouraud). 
 
 Em seguida passamos a alça de platina no guidom de uma motocicleta e em 
um e tênis e semeamos nas placas 2 (Ágar nutriente). 
Feito isto, as mesmas foram incubadas e posteriormente foi analisado o 
crescimento microbiano. 
6. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
 Com base nos resultados, observou-se que as duas amostras 1 (Sabouraud), 
os resultados não foram alcançados, pois não ocorreu o crescimento dos fungos. 
Alguns fatores favoreceram para tal resultado, como por exemplo: as placas não foram 
incubadas em temperatura ambiente, condições favoráveis para o crescimento dos 
fungos. A imagem a seguir apresenta os resultados não alcançados. 
Figura 3: Resultados da prática B 
 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
Para uma melhor observação utilizamos a placa de um outro grupo, na qual os 
resultados foram alcançados. Como mostra a imagem abaixo: 
 
 
 
 
 
 
Figura 4: Resultados da prática B 
 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
Já nas placas Ágar Nutriente que foram incubadas em temperatura ideal, 
ocorreu o crescimento de microrganismos, a sola do sapato por se tratar de um objeto 
que tem o contato com o chão e outros fatores e o guidão da motocicleta, que também 
fica exposto e tem o contato das mãos sujas, favoreceu para o crescimento de 
microrganismos. A imagem apresenta os resultados alcançados: 
Figura 5: Resultados da prática B 
 
Fonte: Autoria própria 
 
 
 
PRÁTICA C: EFEITO DO CALOR SOBRE O CRESCIMENTO BACTERIANO E 
AÇÃO DE ÁGUA FERVENTE 
7. Materiais e Métodos 
7.1. Materiais 
● Placas de Ágar Nutriente; 
● Suspensão E.coli; 
● Banho Maria; 
● Alça de Platina; 
● AutoClave; 
● Bico de Bunsen. 
7.2. Procedimento 
Inicialmente, pegamos 1 placa de Petri com Ágar nutriente, sem abri-las, foram 
feitas marcações dividindo-as em 4 partes com identificação de 0, 5, 10,15 minutos. 
Em seguida, ligamos bico de Bunsen, e realizamos o seguinte procedimento 
próximo ao fogo: 
Com uma das mãos flambamos a alça de platina, e esperamos ela esfriar. Com 
a outra mão pegamos o tubo com a suspensão de bactérias a ser transferida (E. coli) 
e flambamos a parte superior e em um ato contínuo, colhemos a bactéria com a alça 
de platina, e semeamos no quadrante de uma placa de Ágar nutriente, indicado por 0. 
Na sequência, colocamos o tubo com a suspensão de E. coli em água fervente 
por 5 minutos, sendo que ao fim do tempo estabelecido, repetimos o procedimento de 
colheita das bactérias, e semeamos no quadrante de Ágar nutriente por 5 minutos. 
Colocamos o tubo com a suspensão de bactérias, em água fervente por 10minutos, e repetimos todo procedimento descrito acima, mas agora semeando no 
quadrante 10 minutos. 
 Para o procedimento de 15 minutos, inoculamos uma suspensão de E. coli em 
caldo nutritivo e colocamos no interior de uma autoclave à temperatura de 121 ºC por 
 
15 minutos. Esgotado o tempo, repetimos o procedimento de colheita das bactérias e 
semeando agora no quadrante de 15 minutos. 
Por fim a placa foi incubada a 36º c por 48h, quando então foi avaliado o efeito 
do calor sobre o crescimento microbiano e a ação da água fervente. 
Observamos que a placa na qual foi realizado a cultura, o resultado não foi 
alcançado, pois não ocorreu o crescimento microbiano no tempo 5 e 10, o que era 
esperado, já que a ação da água fervente não é suficiente para impedir o crescimento 
bacteriano. A explicação se dá, pela forma incorreta de incubação das placas, não 
incubadas em temperatura ambiente. Como mostra a imagem a seguir: 
Figura 6: Resultado da prática C 
 
Fonte: Autoria própria 
 A ação da água fervente não foi suficiente para impedir o crescimento 
bacteriano, mas como foi possível observar no tempo 5 e 10, era para ter ocorrido 
também o crescimento, porém o Ao contrário da Autoclave que não se observou o 
crescimento microbiano e o resultado foi eficaz, isso por se tratar de um aparelho que 
apresenta uma temperatura e pressão muito elevada. 
Para uma melhor observação utilizamos a placa de um outro grupo, na qual os 
resultados foram alcançados. Como mostra a imagem abaixo: 
 
 
 
Figura 7: Resultado da prática C 
 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
 
AULA PRÁTICA 2 – IDENTIFICAÇÃO DE COCOS GRAM POSITIVOS E TÉCNICAS DE 
COLORAÇÃO E IDENTIFICAÇÃO 
Atividade 1: Coloração 
8. Materiais e Métodos 
8.1 Materiais 
● Bico de Bunsen; 
● Lâminas; 
● Água salina; 
● Alça de platina; 
● Violeta de metila; 
● Lugol; 
● Álcool etílico; 
● Fucsina; 
● Óleo para imersão; 
● Placa mãos sujas; 
● Cultura de Fungos; 
● Lactofenol azul; 
● Pinça. 
 
8.2 Procedimento 
Inicialmente esterilizamos a bancada com álcool 70%, e lavamos as mãos, ato 
contínuo ligamos o bico de Bunsen. As manipulações foram feitas por trás da chama 
do bico de Bunsen. Em seguida foi colocada uma gota de solução salina sobre a 
lâmina; flambamos a alça de platina até o ponto de incandescência, e esperamos 
esfriar perto da chama de Bunsen antes de colocar as bactérias, e então retiramos 
uma amostra da cultura sólida, e levamos até a gota depositada sobre lâmina. 
Para a coloração de Gram, a lâmina foi colocada um suporte dentro da pia; e 
cobrimos o esfregaço com violeta - de – metila, e deixamos por aproximadamente 15 
segundos. Após isso escorremos o excesso e lavamos com um filete de água corrente. 
Em seguida, cobrimos a lâmina com Lugol diluído (1/10) e deixamos agir por 
45 segundos. Após o tempo estipulado lavamos com um filete de água corrente e 
adicionamos álcool – acetona sobre a lâmina; esperando descorar, até que não 
desprendesse mais o corante. 
Ato contínuo cobrimos a lâmina com a Safranina e deixamos agir por 30 segundos, 
logo após o tempo lavamos com água corrente, e deixamos secar ao ar livre. 
A lâmina já preparada com o esfregaço e com a coloração de Gram foi levada 
ao microscópio nas objetivas 100 vezes, para ser observada e chegar à conclusão de 
qual tipo de bactéria foi retirada da amostra. 
 
8.2.1 Coloração com Azul de algodão 
Inicialmente com o bico de Bunsen já ligado, as manipulações foram feitas por 
trás da chama. Em seguida colocamos uma gota de Lactofenol azul-algodão sobre a 
lâmina e retiramos um pequeno fragmento da cultura de bolor utilizando uma pinça. 
Ato contínuo colocamos o fragmento da cultura sobre a gota de Lactofenol e 
homogeneizamos. Após isso cobrimos com a lamínula e examinamos no microscópio 
nas objetivas de 10 e 40 vezes. 
 
 
9. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
9.1 Coloração de Gram 
A primeira lâmina foi observada sem o óleo de imersão, e não obtivemos o foco 
necessário para observarmos a bactéria. Após colocar uma gota do óleo de imersão, 
foi possível visualizar com uma melhor qualidade. 
A amostra, que foi coletada da cultura “mão suja”, se tratava da bactéria 
Staphylococcus, que tem seus representantes esféricos (cocos), agrupados em forma 
de cachos e também colorados Gram – positivos. Como mostra a imagem a seguir: 
Figura 8: Resultado - Coloração de Gram 
 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
 
9.2. Coloração com azul algodão 
Após a leitura das lâminas no microscópio, os seguintes resultados foram 
observados: 
Os fun gos apresentaram em sua estrutura endósporos e também seus 
conídios (esporos). 
A figura a seguir apresenta o resultado alcançado: 
 
 
Figura 9: Resultado da coloração azul- algodão 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
 
ATIVIDADE 2: IDENTIFICAÇÃO DE COCOS GRAM + 
10. Materiais e métodos 
10.1. Materiais 
● 2 placas de Ágar Sangue; 
● 2 placas de Ágar Hipertônico Manitol ou Ágar Manitol Salgado; 
● Discos de Novobiocina; 
● Culturas de S. aureus e S. Epidermidis; 
● Swabs/ Alça de inoculação. 
10.2. Procedimento 
Inicialmente, foram separadas 4 placas, 2 de Ágar Nutriente e 2 de Ágar 
Hipertônico Manitol, sem abri-las foram feitas as identificações. Em seguida, 
inoculamos as bactérias de cada espécie nos dois meios de cultura, sendo que no 
meio de cultura de Ágar Sangue, e colocamos o disco de Novobiocina. 
 
 
 
 
3.2.1 Procedimento – Caracterização fisiológica (Prova de patogenicidade) 
Em seguida, separamos 2 lâminas e colocamos 2 gotas de salina nas mesmas, 
com a alça de platina previamente flambada, retiramos a colônia isolada e 
emulsionamos e em um ato contínuo, colocamos uma gota de plasma e misturamos 
e observamos a formação de grumos no tempo de 10 segundos. 
3.2.3 Procedimento (Prova da catalase) 
Separamos 2 lâminas e com a alça previamente flambada, retiramos as 
bactérias e depositamos sobre a lâmina, em seguida pingamos uma gota do teste em 
cada lâmina e observamos se houve ou não a formação de bolhas 
11. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
Foi possível analisar na amostra Ágar Manitol salgado, o crescimento de 
microrganismos, sendo que a placa 1 ficou amarela, identificada por ser 
Staphylococcus aureus já a placa 2, identificou pela coloração rosa, a presença de 
Staphylococcus epidermidis. A imagem a seguir apresenta os resultados. 
Figura 10 : Resultado do experimento Ágar Nutriente 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
 No meio de cultura de Ágar Sangue, na qual foi colocado o disco de 
Novobiocina, não ocorreu a lise, considerada gama hemolítica. O resultado esperado 
era não crescer bactérias ao redor do disco, porém o resultado não foi alcançado. 
Deduzimos que o disco poderia estar vencido ou a localização do mesmo dentro do 
meio poderia ter prejudicado também o resultado. A imagem a seguir apresenta os 
resultados. 
 
Figura 11: Resultado da cultura Ágar Sangue: Novobiocina 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
Para uma melhor observação utilizamos a placa de um outro grupo, na qual os 
resultados foram alcançados. Como mostra a imagem abaixo: 
igura 12: Resultado que apresenta ser resistente ao antibiótico novobiocina 
 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
 Foi possível observar na caracterização fisiológica (Prova de patogenicidade) 
que a lâmina 1 ocorreu a formação de coágulos, motivo que se dá pela enzima 
coagulasse presente. E tal pode ser identificado por Staphylococcus Aureus 
(Patogênico). Já na lâmina 2, não houve formação de coágulo, o que se explica por 
ser um Staphylococcus Epidermides, conhecido como coagulasse negativa. (Não 
Patogênico). 
Evidenciou-se, a partir da prova da catalase, que houve formação de bolhas na 
lâmina 1, referindo-se à liberação do oxigênio. E tal resultado indica que a bactéria 
 
observada é de catalase positiva, uma vez que, a enzima catalase converte o Peróxido 
de Hidrogênio, em oxigênioe água. Assim, pode –se afirmar que essa bactéria é do 
gênero Staphylococcus. 
Já na lâmina 2, não houve a formação de bolhas, ou seja, identifica-se por ser 
Streptococcus catalase negativa. A figura a seguir apresenta os resultados obtidos. 
Figura 13: Resultado - Prova da Catalase 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
PRÁTICA 3- IDENTIFICAÇÃO DE BACILOS GRAM NEGATIVOS 
12. Materiais e Métodos 
 12.1. Materiais 
● 2 placas de ágar MacConkey; 
● 2 kits Enterokit - Culturas de E. coli e Proteus mirabilis; 
● Swabs/Alça de inoculação; 
● Agulha de Platina. 
 12.2. Procedimento 
Para o primeiro experimento inoculou-se cada espécie de bactéria no meio de 
cultura Ágar MacConkey, com o auxílio de uma alça de inoculação transferiu-se o 
material para as duas placas. Para o segundo experimento do Enterokit B utilizou-se 
a agulha de platina para transferir o material de cultura E. coli e Proteus mirabilis. 
No meio Citrato deslizou-se a agulha estriando toda a superfície inclinada no 
tubo, no meio EPM introduziu-se a agulha até o fundo do tubo e retirou-se a mesma, 
 
semeando a superfície do meio, já no meio Mili introduziu-se a agulha até o fundo e 
retirou-se. 
13. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
Após realizado o procedimento, analisou-se os resultados, dessa forma foi 
possível dizer que a cultura MacConkey é um meio seletivo - diferencial, se for 
Lactose, a cor fica rosa, se for negativo, fica amarelo. Na figura abaixo, é possível 
observar que o meio 2 é Lactose negativa. 
Figura 14: Resultado indicando meio seletivo amarelo 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte: Autoria própria 
Enterokit B 
No Meio EPM foi analisado o seguinte resultado: 
Produção de gás: Aparecimento de bolhas ou deslocamento do meio de 
cultura do fundo do tubo. Negativo para o 2. 
Produção de H2S: Enegrecimento do meio em qualquer intensidade. Positivo 
para o 2. 
Hidrólise da ureia: Aparecimento de cor azul ou verde azulada (reação fraca) 
que se estende para a base do meio, envolvendo-a totalmente ou não. Positivo para 
2. 
 
Desaminação do triptofano (LTD): Aparecimento de cor verde-garrafa na 
superfície do meio. Positivo para o 2. 
No meio Mili foi analisado o seguinte resultado: 
Motilidade (MOT): A bactéria móvel cresce além da linha de picada. A imóvel 
somente nesta linha. Positivo para o 2. 
Produção de indol: Adicionar 3 a 4 gotas do reativo de Kovacs à superfície do 
meio e agitar levemente. Quando a bactéria produz indol, o reativo adquire cor rosa 
ou vermelha. Quando não produz, o reativo mantém sua cor inalterada. Negativo para 
o 2. 
Quando a lisina é descarboxilada o meio adquire cor púrpura acentuada ou 
discreta. Quando o aminoácido não é utilizado, o meio adquire cor amarelada nos 
seus 2/3 inferiores. Considerar o teste positivo sempre que o meio não estiver 
amarelo. Negativo para o 2. 
No meio Citrato de Simmons foi analisado o seguinte resultado: 
A utilização do citrato revela-se pelo aparecimento de cor azul na superfície do 
meio. O teste deve ser considerado negativo quando a cor do meio não sofre 
alteração. Positivo para o 2. 
A imagem abaixo apresenta os resultados alcançados nos tubos do Enterokit: 
Figura 15: Resultado - Tubo Citrato, EPM e Mili 
 
Fonte: Autoria própria 
 
Para uma melhor observação dos resultados, reunimos em uma tabela, logo 
abaixo: 
Tabela 1: Resultado do Enterokit B. 
 
Gás - 
H2S + 
LTD + 
Uréia + 
Motilidade + 
Indol - 
Citaro + 
Para a leitura e interpretação, utilizamos o seguinte esquema: Quando a leitura 
da cepa investigada é positiva, colocamos o número correspondente. Exemplo: Gás 
+ = 2, H2S + = 1 e assim sucessivamente. Quando a reação é negativa, colocamos 
para o resultado 0. 
Na tabela 2 reunimos os resultados com uma sequência de três números. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Meio 2 
Tabela 2: Resultado em sequência de três números. 
Lactose 0 Urease 4 Indol 0 
Gás 0 LTD 2 Lisina 0 
H2S 1 MOT 1 Citrato 1 
Total 1 Total 7 Total 1 
Resultado: 171 - Proteus Mirabilis 
 Diante do resultado, chegamos a conclusão que a bactéria é da espécie 
Proteus Mirabilis, uma bactéria Gram-negativa da ordem Enterobacteriana que pode 
viver tanto na presença quanto na ausência de oxigênio (anaeróbio facultativo). É 
comum no solo, na água, em materiais contaminados pelas fezes e no trato digestivo 
de animais vertebrados, incluindo seres humanos. Proteus mirabilis é indol negativo, 
o que significa que produz uma reação que fica amarela durante esse teste 
bioquímico. Hidrolisa a ureia, ou seja, é positivo para a urease e também produz 
hemolisina. Porém apresenta sensibilidade a cefalosporinas e antibióticos ampicilina 
(GONZALES, 2021). 
AULA PRÁTICA 4 E 5 - TÉCNICAS DE SEMEADURA E LEITURA DOS 
RESULTADOS 
14. Materiais e Métodos 
14.1. Materiais 
● Alça bacteriológica; 
● Alça de Drigalski; 
● Swab; 
● 1 tubo de ensaio com suspensão bacteriana em meio BHI; 
● 2 placas de Petri novas; 
 
● 4 placas com meio Agar nutriente; 
● Pipeta e ponteira (1 mL); 
● Meio Agar nutriente (banho maria). 
14.2. Procedimento 
No método de Estrias Múltiplas espalhou-se o material com a ajuda de uma 
alça bacteriológica, fazendo estrias sucessivas até o esgotamento do material. 
No método do Pour Plate adicionou-se o inóculo ao fundo da placa estéril e 
logo depois verteu-se o meio de cultura sobre a mesma e utilizou-se de movimentos 
rotacionais para a homogeneização da amostra. 
No método de Spread Plate adicionou-se o inóculo sob o meio já solidificado 
na placa estéril, e espalhou-se por toda a placa com a ajuda de uma alça de Drigalsky. 
 
 15. RESULTADOS E DISCUSSÃO 
 Após a realização do procedimento das técnicas de semeadura, foi possível 
observar que na placa de petri, na qual foi utilizada a técnica de Estrias Múltiplas para 
Isolamento, o ideal era que com essa técnica fosse possível isolar as bactérias, de 
certa maneira que a última área a qual foi passado o material, seria a mais fácil de 
visualizar as colônias de bactérias, pois apresentaria menos bactérias, com um maior 
espalhamento. O experimento deu certo, mas era possível conseguir um resultado 
melhor, caso espalhassemos o material de forma mais contínua. No método do Pour 
Plate e do Spread Plate os experimentos deram errado, devido a grande quantidade 
de bactérias, dificultando a visualização das colônias, pois ficaram todas juntas, a 
intenção era que fosse possível ter uma melhor visualização dessas colônias, mas 
para isso era necessário fazer as diluições. Assim como mostra as seguintes imagens: 
 
 
 
 
 
Figura 16: Resultado -Técnica de Estrias Múltiplas 
 
Fonte: Autoria própria 
Figura 17: Resultado - Técnica do Pour Plate 
 
Fonte: Autoria própria 
Figura 17: Resultado - Técnica do Spread Plate 
 
Fonte: Autoria própria 
 
 
16. CONCLUSÃO 
 Neste trabalho abordamos o assunto referente às aulas práticas 1,2,3,4 e 5, 
especificando o crescimento de bactérias, o crescimento microbiano, bactérias 
encontradas, distinguindo e filtrando os resultados dos bacilos gram negativos e 
métodos de semeadura. 
Os integrantes do grupo cumpriram com todos os objetivos propostos, 
realizando cada passo a passo da aula prática, porém alguns experimentos foram bem 
sucedidos e outros não obtiveram o resultado esperado. 
 Este trabalho foi muito importante para o nosso conhecimento sobre as bactérias 
e os demais assuntos abordados, visto que é de extrema importância saber dos 
diversos microrganismos existentes ao nosso dia a dia, nos permitindo desenvolver 
informações e habilidades para melhor aprendizado de tudo aquilo que foi passado 
em laboratório. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
GONZALEZ, Guz. Proteus mirabilis: características, morfologia, contágio, 
sintomas. 2021. Disponível em:<https://maestro virtuale.com/proteus-mirabilis-características-morfologia-contágio-sintomas/>. Acesso em: 05 nov. 2021. 
 
MAITAN, Valéria Ribeiro.Técnicas Assépticas e Semeadura de microrganismos: 
Método das Estrias. Disponível em:/<http://webcache.googleusercontent.com/ 
search?q=cache:cZan_0MZU3IJ:professor.pucgoias.edu.br/SiteDocente/admin/arqui
vosUpload/7456/material/Aula%2520n%25C2%25BA%2520%25205%2520metodo%
2520das%2520estrias.pdf+&cd=13&hl=pt-BR&ct=clnk&gl=br./> Acesso em 07 dez. 
2021. 
 
MARTINEZ, M.B., TADEI., C.R. In: Microbiologia, TRABULSI, L. RALTERTHUM, 
São Paulo: Atheneu, v. 4, p.718, 2005. 
 
PEREIRA, Rose; PERES, Elisabeth. Principais métodos diagnósticos 
bacterianos – revisão de literatura. Disponível em:<http://faef.revista.inf.br/ 
imagens_arquivos/arquivos_destaque/u94lwYWgePGj05L_2013-6-26-11-11-29.pdf. 
Acesso em 07 dez. 2021. 
 
REIS, Lúcia Margarete dos. Avaliação da atividade antimicrobiana de 
antissépticos e desinfetantes utilizados em um serviço público de saúde. 
Disponível em:>https://www.scielo.br/j/reben/a/k64MVNS6Qhtrk7K9X9NVTPL/?lang 
=pt&format=pdf. Acesso em 07 dez. 2021. 
 
TORTORA, G.J., FUNKE, B.R., CASE, C.L. In: Microbiologia, São Paulo: Artmed, 
v.6, p. 267-393, 2003. 
 
https://maestrovirtuale.com/proteus-mirabilis-caracteristicas-morfologia-contagio-sintomas/
http://webcache.googleusercontent.com/search?q=cache:cZan_0MZU3IJ:professor.pucgoias.edu.br/SiteDocente/admin/arquivosUpload/7456/material/Aula%2520n%25C2%25BA%2520%25205%2520metodo%2520das%2520estrias.pdf+&cd=13&hl=pt-BR&ct=clnk&gl=br
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http://faef.revista.inf.br/imagens_arquivos/arquivos_destaque/u94lwYWgePGj05L_2013-6-26-11-11-29.pdf
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https://www.scielo.br/j/reben/a/k64MVNS6Qhtrk7K9X9NVTPL/?lang=pt&format=pdf
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