Relatório de fluidos biologicos

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FAM - FACULDADE DE AMERICANA 
BIOMEDICINA 
 
 
 
 
 
RA: 20171925 NOME: Jhennyfer dos Santos Barbosa 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO 
Fluidos Biológicos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Americana-SP 
2020
 
 
FAM - FACULDADE DE AMERICANA 
BIOMEDICINA 
 
 
 
 
 
RA: 20171925 NOME: Jhennyfer dos Santos Barbosa 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO 
Fluidos Biológicos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Relatório de estágio, apresentado a 
disciplina de fluidos biológicos do curso de 
Biomedicina da Faculdade de Americana, 
sob orientação da supervisora Profª. Ana 
Carolina Amaral Lopes Marron. 
 
 
 
 
 
Americana-SP 
2020 
 
 
Sumário 
1. INTRODUÇÃO GERAL DE FLUÍDOS BIOLÓGICOS .................... 5 
2. LÍQUIDOS CAVITÁRIOS / LCR: .................................................. 11 
2.1 COLETA DE MATERIAL .......................................................... 11 
2.1.1 Coleta de Líquor ....................................................................... 11 
2.1.2 Coleta de Líquido Peritoneal .................................................... 11 
2.1.3 Coleta de Líquido Pleural ......................................................... 12 
2.1.4 Coleta de Líquido Pericárdico .................................................. 13 
2.2 PROCEDIMENTOS .................................................................. 13 
2.2.1 Avaliação Líquor ................................................................... 13 
2.2.1.1 Avaliação Física do Líquor .................................................... 14 
2.2.1.2 Avaliação Citológica do Líquor .............................................. 14 
2.2.1.3 Avaliação bioquímica do líquor .............................................. 16 
2.2.2 Avaliação do Líquido Peritoneal ............................................ 17 
2.2.2.1 Avaliação Física do Líquido Peritoneal ............................... 17 
2.2.2.2 Avaliação Citológica do Líquido Peritoneal ......................... 17 
2.2.2.3 Avaliação Bioquímica do Líquido Peritoneal ....................... 19 
2.2.3 Avaliação do Líquido Pleural .................................................... 20 
2.2.3.1 Avaliação Física do Líquido Pleural ....................................... 20 
2.2.3.2 Avaliação Citológica do Líquido Pleural ................................. 21 
2.2.3.3 Avaliação Bioquímica do Líquido Pleural ............................... 23 
2.2.4 Avaliação do Líquido Pericárdico ............................................. 25 
2.2.4.1 Avaliação Física do Líquido Pericárdico ................................ 25 
2.2.4.2 Avaliação Cítológica do Líquido Pericárdico .......................... 25 
2.2.4.3 Avaliação Bioquímica do Líquido Pericárdico ........................ 26 
2.3 CONCLUSÃO........................................................................... 26 
3. URINÁLISE ................................................................................. 27 
3.1 COLETA DO MATERIAL .......................................................... 27 
 
 
3.2 PROCEDIMENTOS .................................................................. 28 
3.2.1 Avaliação Física da Urina ...................................................... 28 
3.2.1.1 Coloração .............................................................................. 28 
3.2.1.2 Aspecto ................................................................................. 31 
3.2.1.3 Odor ...................................................................................... 31 
3.2.2 Avaliação Citológica da Urina................................................ 32 
3.2.3 Avaliação Bioquímica da Urina .............................................. 33 
3.3 CONCLUSÃO........................................................................... 37 
4. ESPERMOGRAMA...................................................................... 38 
4.1 COLETA DO MATERIAL .......................................................... 38 
4.2 PROCEDIMENTOS .................................................................. 39 
4.2.1 Analise macroscópica ........................................................... 39 
4.2.1.1 Liquefação............................................................................. 39 
4.2.1.2 Viscosidade ........................................................................... 40 
4.2.1.3 Aspecto ................................................................................. 40 
4.2.1.4 Volume .................................................................................. 40 
4.2.1.5 pH ......................................................................................... 40 
4.2.2 Analise microscópica ................................................................ 40 
4.2.2.1 Agregação e aglutinação ....................................................... 40 
4.2.2.2 Motilidade Espermática ......................................................... 41 
4.2.2.3 Vitalidade .............................................................................. 42 
4.2.2.4 Morfologia Espermática ......................................................... 42 
4.2.2.5 Concentração espermática .................................................... 43 
4.2 CONCLUSÃO........................................................................... 44 
5 REFERÊNCIAS .............................................................................. 45 
 
 
5 
 
1. INTRODUÇÃO GERAL DE FLUÍDOS BIOLÓGICOS 
O sistema urinário é composto pelos rins, ureteres, uretra e bexiga, tem 
como imprescindível função a supressão de produtos finais (resíduos) do 
metabolismo, essencialmente ureia, creatinina e ácido úrico, retraidos da 
corrente sanguínea e excretados em forma de urina. Sendo encarregado 
também pela retirada de resíduos tóxicos ou drogas induzidas pelo corpo e pelo 
controle do equilíbrio hídrico (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Sua formação tem início nos néfrons, que são unidades funcionais dos 
rins. O sangue é recebido nos glomérulos, onde ocorre o processo de filtração 
glomerular (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015), que é a ultrafiltração do 
sangue que ocorre na sua passagem dos capilares para o espaço de Bowman. 
O ultrafiltrado se assemelha ao plasma sanguíneo, no entanto sem as proteínas 
e as células sanguíneas. Ela ocorre por diferenciação da pressão entre os 
capilares e o espaço de Bowman. A formação de urina pode então ser alterada 
tal como por flutuações no volume de sangue que chega aos rins, bem como 
através da pressão arterial (CORRÊA, 2011). 
Com início da reabsorção das substâncias pelos túbulos e capilares, como 
água, bicarbonato, cloreto de sódio, cálcio, potássio, fosfato, aminoácidos, 
proteínas, glicose, entre outros. Em torno de 80% do filtrado é reabsorvido. 
Assim a formação da urina é realizada pela secreção de diversas substâncias 
primordiais ao organismo, agindo contrariamente à reabsorção (GONÇALVES; 
LUIZ; FREITAS, 2015). 
Em condições normais a urina é composta por: 95 a 98% de água e 5% 
a 2% de produtos finais do metabolismo das proteínas (ácido úrico, creatinina e 
ureia), sais inorgânicos e orgânicos (cloreto de sódio, ácido fosfórico, potássio 
etc.), pigmentos, hormônios, vitaminas, podendo conter ainda medicamentos e 
substâncias estranhas (CORRÊA, 2011). Podendo ocorrer variações na 
concentração dessas substâncias, em consequência de fatores como ingestão 
alimentar, atividade física, metabolismo orgânico, função endócrina e até mesmo 
posição do corpo (DELLALIBERA-JOVILIANO, 2018). 
Já em situações patológicas ou dietas radicais, acabam aparecendo 
substâncias em grande quantidade na urina como corpos cetônicos, glicose, 
6 
 
proteínas, porfirinas e bilirrubinas. Pode conter também estruturas, como: 
cristais, cilindros, células sanguíneas e epiteliais. Algumas dessas consideradas 
normais e outras observadas apenas em distúrbios metabólicos e renais. No 
exame de urinaalgumas dessas urinas são indicativos de doenças como cistite, 
nefrite, pielonefrite ou glomerulonefrite, podendo estar associadas à infecção 
bacteriana e a nefrose ou síndrome nefrótica (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 
2015). 
A urina é um fluido biológico que permite a investigação de muitas funções 
metabólicas dos organismos. Sendo um método barato para analisar grandes 
quantidades de pacientes e apresenta a vantagem de poder identificar 
problemas renais e também diagnosticar patologias de caráter sistêmico, como 
o diabetes mellitus e as hepatopatias. Controle de qualidade pode permitir que a 
uroanálise possa ser objeto de investigação clínica médica (DELLALIBERA-
JOVILIANO, 2018). 
O líquido cérebro-espinhal ou líquor que é produzido em formações 
especiais dos ventrículos encefálicos chamados plexos coróides (CORRÊA, 
2011). Sua formação ocorre em duas etapas. Sua formação se divide em duas 
etapas. A primeira é a filtração passiva do sangue através do endotélio capilar 
coroidal, que é proporcional ao gradiente de pressão hidrostática entre o sangue 
e o fluido intersticial coroidal. O segundo envolve a secreção ativa de células 
epiteliais em monocamada, incluindo bombas, cotransportadores e 
transportadores reversos, canais iônicos e aquaporinas. A outra pequena parte 
é produzida por células epidérmicas localizadas na região ventricular 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Líquor é composto de 99% de água e com concentração aumentada de 
magnésio e íons clorídricos, e menor concentração de glicose, proteínas, 
aminoácidos, ácido úrico, cálcio, fosfato e íons de magnésio, se comparado ao 
ultrafiltrado de plasma. A produção do LCR bem como sua composição podem 
ser acometidas pela presença de tumores, infecções, traumas, isquemias e 
hidrocefalias (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
 
 
7 
 
O líquor protege o sistema nervoso central, servindo-lhe como um 
amortecedor de choques. Ele também serve de veículo para a eliminação de 
produtos metabólicos, dentre outras funções (CORRÊA, 2011). A avaliação 
laboratorial do LCR possibilita a obtenção de informações fundamentais para 
uma conduta clínica tanto terapêutica quanto prognóstica eficiente 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
O líquido peritoneal ou ascítico se apresenta como uma ultrafiltração do 
plasma contido na cavidade peritoneal. Tem como principal função a proteção 
da cavidade abdominal, banhando-a e lubrificando-a, reduzindo, assim, o atrito 
entre os órgãos o que permite melhor mobilidade destes (COMAR et al., 2011), 
além dessa função atua como o transporte de fluidos e células durante o 
processo de resposta inflamatória, na proteção contra agentes microbianos 
patogênicos e na disseminação de células tumorais. Demonstra-se como um 
líquido transparente, de coloração amarelo-clara, viscoso e estéril 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Sua produção e reabsorção dependem de vários fatores, como a 
permeabilidade dos capilares peritoneais, as forças hidrostáticas no sistema 
circulatório, a pressão oncótica do plasma e a reabsorção linfática (COMAR et 
al., 2011). O líquido ascítico pode ser o que denominamos de exsudato ou 
transudato (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
A formação dos exsudatos se dá pelo liquido secretado ativamente, 
comumente relacionado a processos inflamatórios e/ou neoplasias. Contém alta 
concentração de proteínas, pH baixo, pequena taxa de glicose e alta contagem 
de leucócitos. Enquanto a formação dos transudados se dá pela perda de líquido 
ocasionada por um aumento da pressão no sistema porta hepático, responsável 
por drenar o sangue dos intestinos e de outros órgãos do sistema digestivo para 
o fígado. Devido a essa formação o liquido apresenta baixa concentração 
proteica, pH elevado, glicose normal e contagem inferior de leucócitos, quando 
comparada a contagem nos processos exsudativos (GONÇALVES; LUIZ; 
FREITAS, 2015). 
Após a determinação da origem do líquido se é exsudativa ou transudativa 
é necessário avaliar a relação entre a concentração de albumina no soro e no 
líquido. Visto a correlação que se apresenta entre hipertensão portal e o 
8 
 
gradiente de concentração de albumina no soro e no líquido ascético 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Variações nas forças hidrostáticas no sistema circulatório e pressão 
oncótica do plasma são fatores que levam a alterações na sua condição 
fisiológica. Tais alterações podem ocasionar acúmulo de líquido na cavidade 
abdominal, ocasionando a ascite. Doenças crônicas do fígado, como a cirrose, 
associadas à hipertensão portal são as causas mais frequentes de ascite. A 
análise laboratorial fornece dados essenciais que auxiliam o clínico no 
diagnóstico e conduta terapêutica eficaz (COMAR et al., 2011). 
O espaço pleural contém um ultrafiltrado de plasma denominado líquido 
pleural, o qual entra por meio da circulação sistêmica e é removido pelos vasos 
linfáticos da pleura parietal, tem por função a lubrificação da superfície pleural, 
promovendo facilitação do deslizamento das pleuras visceral e parietal no 
decorrer dos movimentos respiratórios (COMAR et al., 2008). 
Este líquido possui baixa celularidade, sendo composto por monócitos, 
linfócitos e células mesoteliais, contando também com uma porção proteica, 
contituida por albumina, globulinas e fibrinogênio. A constante renovação desse 
liquido se dá por meio de uma movimentação entre a força hidrostática e a 
osmótica da microcirculação da região pleural (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 
2015). A recirculação do líquido pleural dirigido pela gravidade e pelos 
movimentos ventilatórios e cardiogênicos mantem a espessura uniforme desse 
fluido, ao longo da cavidade pleural (COMAR et al., 2008). 
Qualquer alteração que promova o desequilíbrio homeostático desse 
fluido, provocando qualquer aumento na produção do líquido que exceda a 
reabsorção é caracterizado um derrame pleural. Essa produção excessiva pode 
descompensar a ventilação por limitar a expansão dos pulmões durante a 
inalação, causando uma insuficiência respiratória restritiva, denominada 
dispneia (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Muitas são as patologias que podem resultar em um derrame pleural, 
como a insuficiência cardíaca congestiva, neoplasias primárias ou metastáticas, 
pneumonia, tuberculose, embolia pulmonar e a pneumonia (GONÇALVES; LUIZ; 
FREITAS, 2015). Outras alterações na homeostasia da pleura podem ser 
9 
 
iniciadas pela inserção de células estranhas, proteínas, microorganismos, 
sangue ou ar, assim como por destruição mecânica do mesotélio (COMAR et al., 
2008). 
Para facilitar o diagnóstico dos derrames pleurais, são classificados de 
acordo com a composição citológica e bioquímica, sendo derrame transudatos e 
exsudatos (COMAR et al., 2008). 
Os transudatos, geralmente ocorrem por processos não inflamatórios. 
Sucedem por um aumento da formação do ultrafiltrado de plasma pela 
membrana pleural resultante de um desequilíbrio da pressão hidrostática ou 
osmótica (COMAR et al., 2008). Seu aumento está relacionado a causas 
extrapulmonares, como insuficiência cardíaca congestiva, cirrose com ascite ou 
nefrose. Geralmente o tratamento da causa subjacente, promove a resolução 
desse tipo de derrame (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Os exudatos ao contrário dos transudatos desenvolvem-se por 
consequência de uma doença inflamatória, infecciosa ou neoplásica, como 
pneumonia, tuberculose ou câncer (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015), 
aumentando a permeabilidade capilar permitindo que moléculas de alto peso 
molecular entrem na cavidade pleural (COMAR et al., 2008). 
A análise citológica do líquido pleural, com precisão e exatidão, permite 
que o clínico possa determinar a etiologia, diagnóstico e tratamento, aumentando 
as chances de um bom prognóstico para o paciente. Já a análise laboratorial do 
líquido pleural, juntamente com o diagnóstico clinico, pode estabelecer um 
diagnóstico definitivoe confiável em até 95% dos casos, diminuindo o tempo de 
internação e consequentemente a morbidade (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 
2015). 
O coração e a origem de grandes vasos sanguíneos são envolvidos por 
um saco membranoso duplo, denominado líquido pericárdico. É constituído por 
uma camada serosa interna ou visceral e uma camada externa de fibra ou 
parietal. Geralmente contém 5 a 20 ml de líquido transparente que tem como 
função lubrificar essa região, permitindo que o coração se mova livremente no 
saco pericárdico (CLAVERÍA et al., 2009). 
10 
 
Também é classificado como transudato e exsudato, onde O derrame 
pericárdico resultado de alterações na permeabilidade da membrana causadas 
por infecção (pericardite), tumores é tido como exsudato. Já, doenças 
metabólicas como uremia, hipotireoidismo e doenças autoimunes são as 
principais causas do transudato (HAOMA, [200-?]). 
O sêmen é produzido durante a ejaculação a partir de uma suspensão 
concentrada de espermatozoides, armazenados nos dois epidídimos, 
misturados com, e diluídos por secreções líquidas dos órgãos sexuais 
acessórios. É emitido em vários bolos (PNCQ, 2018). 
O exame de espermograma tem o objetivo de avaliar a fertilidade 
masculina, de comprovar a eficácia da vasectomia e controlar doenças 
testiculares e penianas sobre a espermatogênese (GONÇALVES; LUIZ; 
FREITAS, 2015). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
2. LÍQUIDOS CAVITÁRIOS / LCR: 
2.1 COLETA DE MATERIAL 
2.1.1 Coleta de Líquor 
 A coleta do LCR é um exame invasivo e só pode ser realizado por 
profissionais (médicos). Pode ser coletado por meio de três métodos clássicos, 
dos quais a coluna lombar é o mais comumente usado na rotina, punção entre 
L3 e L4, L4 e L5 ou L5 e S1, e então via suboccipital ou cisterna cerebral na 
grande nanocisterna. Entre os ossos occipitais e, finalmente, o trajeto ventricular 
formado diretamente em um lado do ventrículo, através da entrada da capa do 
coração. A abordagem suboccipital apresenta algumas vantagens em relação à 
abordagem lombar, pois a ocorrência de cefaleia após a punção não é descrita 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015 e KASVI, 2019). 
 A boa prática de coleta de LCR recomenda o uso de três frascos estéreis 
sem anticoagulante. A amostra do primeiro tubo é usada para análises 
bioquímicas e sorológicas, a segunda amostra é usada para testes 
microbiológicos e a terceira é usada para contar as células, pois há pouca 
possibilidade de introdução acidental de substâncias contidas (principalmente 
células sanguíneas) durante a punção (GONÇALVES; LUIZ; 
 FREITAS, 2015). Se a coleta for em um único frasco, deve ser 
encaminhada primeiro para o setor de microbiologia, depois para a seção de 
hematologia, depois para a seção de bioquímica e imunologia (GONÇALVES; 
LUIZ; FREITAS, 2015). A punção é indicada em casos de Infecção das 
meninges, hemorragia subaracnoide, malignidade primária ou metastática, e 
doenças desmielinizantes (KASVI, 2019). 
 
2.1.2 Coleta de Líquido Peritoneal 
 A coleta do líquido peritoneal é realizada com o paciente colocado em 
posição supina (de barriga para cima), com uma inclinação variando entre 30° a 
45° para a retirada de grandes volumes ou em decúbito lateral (de lado) para a 
remoção de pequenos volumes (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). A fim de 
12 
 
evitar a perfuração de redes vascularizadas os locais indicados para incisão da 
agulha estão localizados na linha média, 2 cm abaixo do umbigo ou numa área 
considerada incômoda no quadrante inferior esquerdo, lateralmente ao músculo 
retoabdominal (COMAR et al., 2011). 
 Após anestesia local a agulha é inserida na parede abdominal. A agulha 
utilizada possui calibre 22 e é anexada a uma seringa que pode variar de 20 a 
50 mL (COMAR et al., 2011). A pele deve ser puxada de 1 a 2 cm da sua posição 
normal, para evitar o refluxo de líquido no momento da incisão (GONÇALVES; 
LUIZ; FREITAS, 2015). Então, a agulha é inserida suavemente, e a aspiração 
feita de forma lenta permitindo o livre retorno do fluido ascético (COMAR et al., 
2011). São solicitados no mínimo 30 mL de líquido para uma perfeita avaliação 
laboratorial, e para exame citológico, em média de 100 mL (GONÇALVES; LUIZ; 
FREITAS, 2015). Após coletar a quantidade suficiente de amostra, a agulha é 
retirada rapidamente, e, assim, a pele retorna à sua posição normal. Um curativo 
é feito no local, e a amostra é encaminhada para as devidas análises 
laboratoriais (COMAR et al., 2011). 
 A amostra deve ser coletada em três tubos de ensaio, o primeiro tubo 
deve conter anticoagulante EDTA ou heparina, a fim de promover a contagem 
diferencial de leucócitos e outros elementos figurados; o segundo sem 
anticoagulante para as análises bioquímicas e o terceiro em frasco estéril a ser 
encaminhado a microbiologia para análise microscópica e cultura. Caso a nalise 
não possa ser realizada imediatamente dever ser feito o armazenamento do 
material, sobretudo para análise citológica por até 48 horas sob refrigeração, em 
temperatura variando de 2° a 8 °C, a fim de preservar a morfologia celular 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
2.1.3 Coleta de Líquido Pleural 
 As amostras de líquido pleural são colhidas por meio de uma técnica 
cirúrgica chamada toracocentese, a qual é realizada por um médico habilitado, 
é uma técnica, considerada pouco invasiva, que apresenta baixa morbidade, 
baixo custo e fornece grande eficiência diagnóstica. Deve ser realizada uma 
radiografia ou uma ultrassonografia para avaliar se há uma quantidade mínima 
13 
 
de líquido espaço pleural, acessando assim a cavidade pleural com uma maior 
segurança (COMAR et al., 2008). 
 Para evitar a coagulação do líquido durante a aspiração todas as seringas 
a serem utilizadas devem ser levemente herarinizadas, ou seja, deve-se aspirar 
a heparina em quantidade suficiente para que a seringa seja internamente 
umedecida, desprezando-se o excesso. Se a seringa for de 20 ml, um volume 
de 0,5 ml de heparina é suficiente para evitar a coagulação do líquido 
(ANTONANGELO; CAPELOZZI, 2006). 
 Deve ser utilizado três tubos para obtenção da amostra, um tubo sem 
aditivos nem anticoagulantes a ser destinado para a bioquímica, um tubo 
contendo EDTA ou heparina a ser designado à citologia e um terceiro tubo estéril 
e sem anticoagulantes para as provas microbiológicas. Caso não seja possível 
a coleta em três tubos, deve-se utilizar um tubo estéril e sem anticoagulantes, 
para serem realizadas primeiramente as provas microbiológicas, em seguida a 
citologia e por último, a bioquímica (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
 Caso o material não possa ser enviado logo após a coleta, o material deve 
ser armazenado em geladeira comum (4 a 8 ºC), e não no congelador, até o 
encaminhamento ao laboratório, que deve ser o mais precoce possível 
(ANTONANGELO; CAPELOZZI, 2006). 
2.1.4 Coleta de Líquido Pericárdico 
A coleta do líquido pericárdico pode ser realizada por drenagem cirúrgica 
realizada por via subxifoídea que possibilita a coleta de líquido pericárdico para 
avaliação. Por toracotomia lateral, permitindo amplo acesso à cavidade 
pericárdica e também por drenagem pericárdica videotoracoscópica que é um 
método pouco invasivo utilizado no diagnóstico (PALMA et al., 2009). 
2.2 PROCEDIMENTOS 
2.2.1 Avaliação Líquor 
 O exame do líquido cefalorraquidiano fornece informações importantes 
sobre o diagnóstico etiológico e o monitoramento da inflamação, processos 
infecciosos ou neoplásicos nos órgãos envolvidos neste líquido (GNUTZMANN 
14 
 
et al., 2016). O exame consiste em cinco etapas: exame físico, exame citológico, 
exame bioquímico, exame microbiológico e exame imunológico (GONÇALVES; 
LUIZ; FREITAS, 2015). 
 2.2.1.1 Avaliação Física do Líquor 
 A observação visual da coloração e do aspecto do LCR é a etapa inicial 
da análise e pode fornecer importantes informações diagnósticas. O líquor se 
apresentaincolor em condições normais, no entanto, em condições patológicas 
pode ocorrer alteração em sua coloração. Desse modo deve ser observado a 
coloração antes e após o processo de centrifugação (COMAR et al., 2009). 
 Se após a centrifugação o líquor apresentar uma tonalidade variante entre 
o rosa, amarelo e laranja, a amostra é considerada xantocrômica, isso ocorre 
pela presença de hemoglobina (hemólise) ou pelas concentrações elevadas de 
proteínas ou bilirrubina denominada de hiperbilirrubinemia (indireta) em 
situações de hiperproteinorraquia, hemorragia, melanoma cerebral, 
contaminação com iodo, dentre outras (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
 Límpido deve ser o aspecto do líquor, contudo, em situações anormais 
pode se apresentar como levemente turvo, turvo ou turvo leitoso, a depender da 
celularidade encontrada, microrganismos, proteínas, dentre outros elementos 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
 
2.2.1.2 Avaliação Citológica do Líquor 
A avaliação citológica do líquor é realizada pela contagem global e 
diferencial de leucócitos para uma melhor conduta médica (GNUTZMANN et al., 
2016). A contagem de células deve ser feita imediatamente após a coleta, para 
se evitar a desintegração das células, em caso de impossibilidade de análise 
imediata, a amostra deve ser mantida sob refrigeração pelo menor tempo 
necessário (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
A contagem global de leucócitos e hemácias da amostra pode ser 
realizada em qualquer tipo de câmara de contagem, porém, rotineiramente, são 
utilizadas com maior frequência a câmera de Neubauer e câmara de Fuchs-
Rosenthal (COMAR et al., 2009). 
15 
 
 O procedimento de contagem global de células na câmera de Fuchs-
Rosenthal varia de acordo com a fluidez celular da amostra, sendo que a câmera 
é dividida em 16 quadrados e cada quadrado é dividido em 16 quadrados 
menores (COMAR et al., 2009). 
 Para contagem na câmara de Neubauer não há necessidade de diluir as 
amostras transparentes, no entanto se faz necessário a diluição das amostras 
ligeiramente turvas, turvas ou leitosas e sanguinolentas. As diluições devem ser 
feitas com solução salina estéril e podem variar desde 1:10 a 1:10.000, 
dependendo da característica da amostra (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 
2015). 
 A contagem é realizada nos quatro quadrantes externos e no quadrante 
central, e o cálculo final deve levar em consideração a diluição empregada 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
 Após a determinação da contagem global, é aconselhável que se realize 
a contagem diferencial. É necessário que a amostra seja centrifugada e deve ser 
realizado um esfregaço em lâmina com o sedimento (GONÇALVES; LUIZ; 
FREITAS, 2015). 
 A contagem diferencial preconiza a contagem de 100 células, onde deve-
se conhecer as características de cada uma dessas células, diferenciando-os em 
neutrófilos, eosinófilos, basófilos, linfócitos e monócitos (COMAR et al., 2009). O 
resultado é expresso em porcentagem de células na amostra, no entanto, se a 
celularidade for baixa, registram-se apenas os números das células encontradas. 
As principais células encontradas na amostra de LCR são linfócitos e monócitos, 
e a elevação na contagem dessas células é considerada anormal e deve ser 
investigada (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
 A contagem total de leucócitos no LCR representa o mais sensível 
parâmetro para caracterização de uma doença inflamatória do sistema nervoso 
central (GNUTZMANN et al., 2016), as meningites são sem dúvida uma primeira 
causa de preocupação ao exame do líquor, leucócitos neutrófilos é considerado 
um indicativo de meningite bacteriana, enquanto que a elevação de monócitos e 
linfócitos sugere meningite de origem viral, tuberculosa, fúngica ou parasitária 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
 Identificar os tipos de células presentes no LCR é uma ferramenta 
diagnóstica valiosa, pois com base nas principais linhagens celulares na 
https://labtestsonline.org.br/glossary/neutrophil
https://labtestsonline.org.br/glossary/eosinophil
https://labtestsonline.org.br/glossary/basophil
https://labtestsonline.org.br/glossary/lymphocyte
https://labtestsonline.org.br/glossary/monocyte
16 
 
contagem e no significado clínico dos resultados, tratamentos adequados podem 
ser estabelecidos (GNUTZMANN et al., 2016). 
 
2.2.1.3 Avaliação bioquímica do líquor 
O exame bioquímico do líquor consiste na avaliação bioquímica de 
marcadores como glicose, proteína, lactato, lactato Desidrogenase e Adenosina 
Deaminase (GNUTZMANN et al., 2016). 
 A dosagem normal proteica no líquor é pequena variando em torno de 15 
a 45 mg/ dL. As proteínas encontradas no líquor são a pré-albumina, albumina, 
ceruloplasmina, transferrina e imunoglobulinas como IgG e IgA (GONÇALVES; 
LUIZ; FREITAS, 2015). 
 O aumento dos níveis proteicos totais na amostra de LCR é observado na 
vigência de processos patológicos, degeneração do tecido neural, meningite e 
processos hemorrágicos pós-traumáticos. Nessas condições, além de um 
aumento da dosagem de proteínas, evidencia-se um LCR mais turvo, opaco e 
com celularidade aumentada (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
 O nível de glicose no líquido cefalorraquidiano é usado para distinguir 
entre meningite bacteriana e viral. Durante a recuperação da meningite, os níveis 
de glicose são normalizados antes dos níveis de proteínas e contagens de 
células, o que o torna um parâmetro útil para avaliar a resposta ao tratamento 
(GNUTZMANN et al., 2016). 
 O aumento dos níveis de ácido láctico pode ser detectado antes da 
redução da concentração de glicose. Em comparação com outros marcadores 
convencionais, a concentração de bactérias lácticas é um melhor indicador de 
meningite bacteriana e meningite asséptica (GNUTZMANN et al., 2016). 
 O lactato Desidrogenase é útil na diferenciação de uma punção traumática 
de uma hemorragia intracraniana, já que, em uma punção traumática com 
hemácias não hemolisadas, não há um aumento significante da LD 
(GNUTZMANN et al., 2016). 
 A Adenosina Deaminase apresenta atividade aumenta em pacientes com 
deficiência na imunidade celular (GNUTZMANN et al., 2016). 
 
17 
 
2.2.2 Avaliação do Líquido Peritoneal 
A análise do líquido peritoneal é de suma importância para diagnóstico 
das de cirrose, peritonite, perfuração intestinal e neoplasia (STRASINGER; 
LORENZO, 2009). 
 
2.2.2.1 Avaliação Física do Líquido Peritoneal 
A primeira etapa na investigação do líquido peritoneal após a coleta é a 
analise física. O aspecto visual (citrino, hemorrágico, purulento, etc.) é o critério 
de partida para iniciar o processo de investigação, orientando em hipóteses 
diagnósticas e direcionar para exames específicos de análise laboratorial, além 
de permitir adotar diferentes métodos de tratamento podem ser realizados. O 
aspecto e a coloração devem ser anotados antes e após a centrifugação 
(COMAR et al., 2011). 
Conforme mencionado anteriormente, o líquido peritoneal normal é 
descrito como um ultrafiltrado do plasma transparente, amarelo claro, viscoso e 
estéril, que pode parecer turvo quando infectado por micro-organismos, 
especialmente fontes bacterianas, e verde ocorre perfuração intestinal, 
pancreatite ou cálculos biliares. Em caso de aspecto hemorrágico a amostra 
deve ser cuidadosamente observada para verificar se o sangramento realmente 
indica um processo patológico em andamento ou é causado por uma punção 
traumática. O clareamento progressivo ao processo de paracentese da amostra 
é observado nesses casos. No entanto, isso não decorre nas ascites 
hemorrágicas, e a presença de sangue só é percebida no passar de um litro de 
líquido peritoneal retirado (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
 
2.2.2.2 Avaliação Citológica do Líquido Peritoneal 
A contagem global de células é uma etapa importante para distinguir a 
amostra entre exsudato e transudado. Os tipos de células que podem ser 
encontrados no liquido peritoneal são oseritrócitos e as células nucleadas, 
incluindo os leucócitos e as células mesoteliais. A contagem global dessas 
células é geralmente realizada na câmara de Neubauer, mas pode ser executado 
em qualquer câmera de contagem (COMAR et al., 2011). 
18 
 
A realização da contagem dos leucócitos é feita nos quatro quadrantes 
externos da câmara de Neubauer. Se a amostra não foi diluída, um fator de 
conversão deve ser usado para obter o resultado em microlitros, que é 2,5. O 
quadrante central deve ser utilizado para a contagem de hemácias, e o 
procedimento de contagem irá variar de acordo com a fluidez celular da amostra, 
conforme a tabela 1 (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Quadro 1 - Procedimento de contagem global de eritrócitos em câmara de 
Neubauer, conforme a celularidade presente na amostra 
Celularidade Procedimento de contagem 
Baixa celularidade Contar os 25 quadros maiores e multiplicar o 
resultado por 10 
Média ou Intermediária Contar 5 quadrados maiores e multiplicar o 
resultado por 50 
Alta celularidade Contar 1 quadrado maior e multiplicar o 
resultado por 250; 
Exagerada (com 
sobreposição de células) 
Fazer diluição com solução salina e fazer a 
conversão multiplicando a contagem pelo fator 
da diluição. 
Fonte: Adaptado de COMAR et al., 2011 
 
A sua análise diferencial, é de extrema importância na sugestão 
diagnóstica e consequente conduta terapêutica adotada pelo clínico 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Para realização da lâmina a amostra deve ser centrifugada em baixa 
rotação (1000 rpm), e o sedimento obtido é ressuspenso em solução salina. No 
citofunil é adicionado 100µl da amostra, a qual é processada de acordo com os 
procedimentos operacionais do dispositivo. À medida que o sobrenadante é 
absorvido pelo papel de filtro, as células são concentradas. Após a secagem da 
lâmina, realiza-se a coloração. Com a lâmina pronta, realiza-se a contagem 
diferencial celular. O número de células varia de acordo com a formação e 
resolução da ascite, como a diurese, a diurese pode aumentar o número de 
leucócitos de 300 células / μl para 1.000 células / μl (COMAR et al., 2011). 
19 
 
Deve-se verificar a morfologia das células contadas para determinar 
agregados, agentes infecciosos, como bactérias e leveduras, e conteúdo celular. 
O tamanho, a forma e a aparência do citoplasma também devem ser observados. 
O núcleo deve estar atento ao seu tamanho e forma, localização na célula, 
padrão de cromatina, aparência dos nucléolos e número de núcleos 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
2.2.2.3 Avaliação Bioquímica do Líquido Peritoneal 
 A análise bioquímica do liquido peritoneal inclui principalmente a 
determinação de glicose, amilase e fosfatase alcalina. Em casos de peritonite 
bacteriana, tuberculose e neoplasia os níveis de glicose se apresentam mais 
baixos do que os níveis séricos. A verificação de amilase é realizada para 
determinação de pancreatite. Pacientes com perfuração gastrointestinal podem 
ter amilase elevada. Os níveis elevados de fosfatase alcalina também podem 
diagnosticar de forma eficaz a perfuração intestinal (STRASINGER; LORENZO, 
2009). 
Quadro 2 – Significado dos testes bioquímicos no líquido peritoneal 
Teste Significado 
Glicose Diminuída em peritonite, tuberculosa, 
neoplasia 
Amilase Aumentada na pancreatite, 
perfuração gastrointestinal 
Fosfatase alcalina Aumentada na perfuração 
gastrointestinal 
Nitrogênio ureico/ creatinina Ruptura ou perfuração da bexiga 
Adenosina desaminase Peritonite tuberculosa 
Fonte: Adaptado de Gonçalves; Luiz; Freitas, 2015. 
 
 A diferença entre exsudatos e transudatos deve-se à concentração de 
albumina, que é medida simultaneamente no líquido e no soro. Em seguida, é 
subtraído o nível de albumina no fluido do nível de albumina no soro. Uma 
diferença de 1,1 ou maior indica transudato de origem hepática, enquanto um 
20 
 
gradiente menor está relacionado ao exsudado (STRASINGER; LORENZO, 
2009). 
 
Quadro 3 – Exemplo de diferenciação entre exsudatos e transudatos no 
líquido peritoneal 
Transudato Exsudato 
Albumina no soro = 3,8mg/dL Albumina no soro = 3,8mg/dL 
Albumina no líquido = 1,2mg/dL Albumina no líquido = 3,0mg/dL 
Gradiente = 2,6 Gradiente = 0,8 
Fonte: Adaptado de Strasinger e Lorenzo, 2009. 
2.2.3 Avaliação do Líquido Pleural 
A análise precisa do líquido pleural permite a determinação da a etiologia, 
diagnóstico e tratamento, aumentando assim as chances de prognóstico do 
paciente (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
2.2.3.1 Avaliação Física do Líquido Pleural 
Antes e após a centrifugação da amostra deve ser avaliado sua cor e 
aspecto, pois esses recursos auxiliam na identificação da causa do derrame 
(COMAR et al., 2011). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
Quadro 4 - Cor e aspecto do líquido pleural antes e após a centrifugação e 
possível etiologia 
Aspecto Coloração pré-
centrifugação 
Coloração pós-
centrifugação 
Etiologia 
Límpido Amarelo-claro Amarelo-claro Transudato 
Parapneumônico 
Empierna 
Turvo/ 
Hemorrágico 
Róseo / Vermelho Xantocrômico Neoplasia 
Tuberculose 
Quilotórax 
Turvo Turvo Branco leitoso Linfoma 
Câncer 
Trauma 
Pseudoquilotórax 
Turvo Amarelo 
esbranquiçado 
Branco leitoso Doenças 
Crônicas 
Artrite 
Reumatoide 
Tuberculose 
Fonte: Adaptado de Gonçalves; Luiz; Freitas, 2015. 
2.2.3.2 Avaliação Citológica do Líquido Pleural 
Para realizar a análise citológica, deve-se primeiro realizar uma contagem 
global de células, para isso, devem ser utilizadas alíquota de amostras frescas, 
devidamente homogeneizadas e não centrifugadas (GONÇALVES; LUIZ; 
FREITAS, 2015). 
As células mais comuns encontradas no liquido pleural são os eritrócitos, 
os leucócitos e as células mesoteliais. A contagem é realizada na câmera de 
Neubauer, mas pode ser feita em qualquer outra câmera de contagem. Essa 
22 
 
contagem expressa fator significativo para classificação inicial entre transudatos 
e exudatos (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Quando realizada na câmera de Neubauer, os leucócitos e as células 
mesoteliais devem ser contadas nos quatro quadrantes maiores, e no caso dos 
eritrócitos eles devem ser contados nos quadrantes menores centrais. Quando 
a fluidez celular da amostra é extremamente alta, pode-se diluir com solução 
fucsina 0,2% (1:20), pois esta solução pode promover a lise das hemácias e cora 
o núcleo das células em tom de rosa, o que é conveniente para sua observação. 
Independentemente da diluição utilizada para a contagem global, deve-se utilizar 
o valor de correção para o cálculo do resultado final, ou seja, se for realizada 
uma diluição 1: 5, o resultado obtido deve ser multiplicado por 5 (GONÇALVES; 
LUIZ; FREITAS, 2015). 
O preparo das lâminas para contagem diferencial de leucócitos costuma 
ser feito em câmara de suta ou citocentrífuga, utilizando o sedimento obtido da 
centrifugação para ressuspender em salina. A câmara de suta possui um sistema 
de papel de filtro que absorve a parte líquida da amostra e concentra as células 
(COMAR et al., 2011). 
Na técnica de citocentrífuga, 100 μL da amostra são ressuspensos em 
solução salina em câmara cônica e centrifugados a 900 ± 100 rpm por 3 minutos. 
A parte líquida da amostra é absorvida pelo papel de filtro que contém pequenos 
orifícios que circundam a lâmina, de forma que as células ficam concentradas 
nesta área. Depois que as lâminas estiverem secas, elas devem ser coradas 
com coloração MayGrünwald-Giemsa (COMAR et al., 2011). 
As lâminas preparadas são lidas em um microscópio óptico, primeiro com 
lentes objetivas de 10x e 40x para verificar a distribuição dos tipos de células e 
procurar grupos de células. Para distinção é necessário contar 100 células em 
objetiva de imersão. Se isso não for possível, é necessário contar todas as 
células presentes e, em seguida, calcular a porcentagem de cada tipo de célula 
presente (COMAR et al., 2011). 
É necessáriodistinguir os leucócitos das células mesoteliais, que se 
desprendem e aparecem no líquido pleural quando participam do processo 
inflamatório. Quando baseado na contagem total de células, quando a fluidez 
23 
 
das células presentes na lâmina não condiz com as expectativas, e no caso de 
células sobrepostas, o processo deve ser repetido. Com base nos resultados 
obtidos pela contagem diferencial, é necessário calcular o número de células 
mesoteliais e de leucócitos presentes na contagem global (COMAR et al., 2011). 
 
2.2.3.3 Avaliação Bioquímica do Líquido Pleural 
Segundo Gonçalves; Luiz; Freitas (2015) Medições bioquímicas de 
amostras de líquido pleural também podem ajudar a diagnosticar derrame 
pleural. Com base nessas informações, foram elaboradas as seguintes tabelas: 
Tabela 1 – Identificação dos exsudatos pela relação entre os valores 
obtidos das dosagens bioquímicas 
Exsudatos 
Contagem de leucócitos > 1000/uL 
Razão de proteínas líquidos/soros > 0,5 
Proteínas totais > 3g/dL 
Razão de glicose líquidos/soro > 0,5 
Glicose < 60mg/dL 
pH < 7,6 
Albumina soro – albumina líquido = 0,6±0,4g/dL 
Aparência = opaca, turva 
Densidade > 1,015 
LDH > 200UI/L 
Coagulação espontânea = Possível 
Fonte: Adaptado de Gonçalves; Luiz; Freitas, 2015. 
 
 
 
24 
 
Tabela 2 – Identificação dos transudatos pela relação entre os valores 
obtidos das dosagens bioquímicas 
Transudatos 
Contagem de leucócitos < 1000/uL 
Razão de proteínas líquidos/soros < 0,5 
Proteínas totais < 3g/dL 
Razão de glicose líquidos/soro < 0,5 
Glicose > 60mg/dL 
Razão LDH líquido/soro < 0,6 
Colesterol < 60mg/dL 
pH = 7,6 
Albumina soro – albumina líquido = 1,6±0,5g/dL 
Aparência = transparente (amarelo claro e límpido) 
Amilase = de 0 a 130 UI/L 
Coagulação espontânea = ausente 
BD = 0,1 – 0,5mg/dL 
BT = 0,2 – 1,5mg/dL 
Triglicerídeos < 200mg/dL 
Fonte: Adaptado de Gonçalves; Luiz; Freitas, 2015. 
 
 Além de distinguir o exsudato do transudato, os testes bioquímicos mais 
comuns para o líquido pleural incluem glicose, pH, adenosina desaminase (ADA) 
e amilase. Os triglicerídeos também podem ser medidos para confirmar a 
presença de derrame quiloso (STRASINGER; LORENZO, 2009). 
A tuberculose, a inflamação reumatóide e as infecções purulentas podem 
causar uma queda da glicose. O lactato se apresenta elevado nas infecções 
bacterianas. Além da concentração de glicose, também pode ser considerado 
(STRASINGER; LORENZO, 2009). 
25 
 
Um pH abaixo de 7,0 pode indicar que a drenagem é necessária além de 
antibióticos no caso de pneumonia. A descoberta de um pH tão baixo quanto 6,0 
indica que o esôfago se rompeu e ocorreu um grande influxo de suco gástrico 
(STRASINGER; LORENZO, 2009). 
Níveis de ADA acima de 40 U/L são altamente indicativos de tuberculose. 
Eles também são, em geral, elevados nas neoplasias (STRASINGER; 
LORENZO, 2009). 
2.2.4 Avaliação do Líquido Pericárdico 
A avaliação realizada no líquido pericárdico permite distinguir se o fluído 
é transudato ou exsudato (STRASINGER; LORENZO, 2009). 
2.2.4.1 Avaliação Física do Líquido Pericárdico 
Consiste na verificação do aspecto e cor, que apresentam em seu estado 
normal límpido, claro, amarelo pálido, em condições anormais pode apresentar 
laivos de sangue indicando infecção ou neoplasia, sanguinolenta apontando uso 
de medicação anticoagulantes, e também leitoso, se apresentando quiloso e 
pseudoquiloso (STRASINGER; LORENZO, 2009). 
 
2.2.4.2 Avaliação Cítológica do Líquido Pericárdico 
 
O exame citológico é de extrema valia, as células frequentemente mais 
encontradas são resultantes de carcinoma de pulmão ou de mama metastático 
e se assemelha às encontradas no líquido pleural. Níveis de marcadores 
tumorais no fluído pericárdico se correlacionam bem a essa avaliação 
(STRASINGER; LORENZO, 2009). 
A contagem diferencial de leucóitos apresentam pouco valor clínico, 
emboravvalores superiores a 1.000GBs/ul, com elevada porcentagem de 
neutrófilo, pode estar relacionada com endocardite bacteriana (STRASINGER; 
LORENZO, 2009), a contagem de eosinófilos superior a 10% também levam a 
essa suspeita (HAOMA, [200-?]). 
 
26 
 
2.2.4.3 Avaliação Bioquímica do Líquido Pericárdico 
A desidrogenase lática se apresenta inferior a 200 U/L no transudato e 
superior a 200 U/L no exsudato. Proteínas totais inferior ou igual a 3,0 g/dL indica 
transudato e superior a 3,0 g/dL Exsudato. Os valores de referência para os 
testes são glicose superior a 60% e o pH entre 7,35 a 7,45 (HAOMA, [200-?]). 
 
2.3 CONCLUSÃO 
A análise do líquor e dos líquidos cavitários se faz importante, visto que 
esses exercem funções protetoras e lubrificantes das cavidades, mas quando 
em excesso, por alguma patologia, este líquido pode ser prejudicial, sendo 
necessária a intervenção de um profissional, e o seu diagnóstico precoce pode 
resultar em um bom prognóstico (FISCHER et al., 2012). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
27 
 
3. URINÁLISE 
3.1 COLETA DO MATERIAL 
O exame de urina deve fornecer resultados representativos, portanto a 
amostra deve ser coletada seguindo rigorosamente o protocolo estabelecido 
pelo laboratório (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). Após o fornecimento de 
instruções simples pelo profissional do laboratório responsável pelo 
atendimento, as amostras podem ser obtidas pelos pacientes, de forma 
adequada. Tais instruções podem ser dadas verbalmente sendo, também, com 
o auxílio das mesmas na forma escrita contendo ilustrações do procedimento de 
coleta (LABTEST DIAGNÓSTICA S.A., 2005). O paciente deve ser informado 
que a qualidade do resultado de seu exame depende das informações 
esclarecidas referentes à coleta, armazenamento e transporte da amostra 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). Caso o paciente não seja capaz de 
realizar o procedimento recomendado, oferecer assistência de profissional do 
laboratório capacitado (LABTEST DIAGNÓSTICA S.A., 2005). 
As amostras devem ser coletadas em recipientes descartáveis, limpos, 
secos e à prova de vazamento, podem ser frascos, sacos com adesivo para 
coleta de amostras em crianças ou grandes frascos para coleta de amostras de 
24 horas (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
É importante enfatizar a necessidade de se lavar as mãos e os cuidados 
gerais de higiene, Solicitar ao paciente para executar a higiene íntima, usando 
água e sabão neutro, enxugar com gaze ou compressa, no caso de homens 
deve-se expor a glande e lavar com água e sabão e enxaguar com água em 
abundância, no caso de mulheres, lavar a região vaginal com água e sabão. 
Enxaguar com água em abundância e enxugar, de frente para traz, com toalha 
de pano limpa ou de papel descartável (LABTEST DIAGNÓSTICA S.A., 2005). 
Depois da higienização é indicado que homens devem expor a glande e 
manter o prepúcio retraído, e as mulheres assentar no vaso sanitário, afastar os 
grandes lábios e mantê-los afastados. E passa ser indicativo para os dois 
desprezar a primeira porção de urina no vaso sanitário, sem interromper a 
micção, colocar o frasco de colheita na frente do jato urinário e colher entre 20 e 
50 mL de urina, evitando tocar na parte interna do frasco e desprezar o restante 
da urina no vaso sanitário. Fechar o frasco adequadamente e encaminhá-lo 
28 
 
imediatamente para o laboratório. Em situações especiais, como em casos de 
recém-nascidos, crianças e idosos volumes menores poderão ser obtidos. 
Sendo 12 mL o volume de urina mínimo necessário para o exame rotina 
(LABTEST DIAGNÓSTICA S.A., 2005). 
A amostras devem ser encaminhadas ao setor técnico e analisadas dentro 
de duas horas após a coleta. Caso não seja possível, deve-se refrigerar a 
amostra normalmente de 2 a 8ºC, diminuindo o metabolismo e crescimento 
bacteriano. Se não for viável a refrigeração, se faz necessário a utilização de 
conservantes químicos (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Alguns fatores podem alterar o resultado da amostraou contamina-la, 
como secreção vaginal ou sangue menstrual (LABTEST DIAGNÓSTICA S.A., 
2005), dieta, atividade física e medicamento; e isso deve ser considerado para 
que ocorra uma interpretação correta na liberação do resultado (GONÇALVES; 
LUIZ; FREITAS, 2015). 
 
3.2 PROCEDIMENTOS 
A urinálise envolve uma série de medições, incluindo suas características 
físicas, bioquímicas e microscópicas. Cada etapa avaliará diferentes condições 
(KASVI, 2018). 
 
3.2.1 Avaliação Física da Urina 
A urina pode ser avaliada pela aparência física (cor, turbidez, odor e 
volume), chamada também de análise macroscópica (KASVI, 2018). Essas 
características fornecem informações importantes a respeito do trato urinário e 
os seus resultados ajudam na confirmação ou explicação de achados nas 
análises bioquímicas e microscópicas (STRASINGER; LORENZO, 2009). 
 
3.2.1.1 Coloração 
A cor amarela da urina é resultado do pigmento urinário, que pode eliminar 
a taxa metabólica de cada pessoa, podendo aumentar os problemas de tireoide 
e as condições de jejum. Outros pigmentos com menor conteúdo são uréia e 
29 
 
urobilina. Nesse caso, pessoas normais que ingerem muita água produzirão 
urina amarelo claro, ao contrário de pessoas que não ingerem que produziram 
amarelo escuro. As diferentes cores da urina podem estar relacionadas a vários 
fatores, como ingestão alimentar, atividade física, estado metabólico, consumo 
de drogas e compostos produzidos por diferentes patologias (GONÇALVES; 
LUIZ; FREITAS, 2015). 
 
Cor Causa Correlação Clínica 
Incolor Ingestão recente de 
fluidos 
Comumente observada com amostras 
aleatórias 
Amarela pálida Poliúria ou diabetes 
insipidus 
Diabetes mellitus 
Amostra Aleatória 
diluída 
 
Volume de 24 horas elevado 
Elevada gravidade específica e resultado 
positivo para glicose 
Consumo recente de fluídos 
Amarela 
escura 
Amostra concentrada Pode ser normal após o exercício extenuante 
ou na primeira amostra da manhã 
Âmbar Desidratação pela febre ou queimadura 
Laranja Bilirrubina 
Acriflavone 
Fenazopiridina 
(Pyridium) 
Nitrofurantoina 
Nitrofurantoina 
Fenindione 
Espuma amarela, quando agitada, e resultado 
positivo nos testes químicos para 
bilirrubina 
Teste negativo para bile e possível 
fluorescência verde 
Drogas comumente administradas para 
infecções do trato urinário 
Pode ter espuma laranja e pigmento laranja 
denso que podem obscurecer ou interferir 
com as leituras das tiras reagentes 
Antibiótico administrado para infecções do 
trato urinário 
Anticoagulante, laranja na urina alcalina, 
incolor em urina ácida 
Quadro 5 – Correlação Clínica da Cor da Urina 
 
30 
 
 
Amarela-verde 
Amarela-
castanha 
 
Bilirrubina oxidada 
em biliverdina 
Espuma colorida na urina ácida e resultados 
falso negativos nos testes químicos para 
bilirrubina 
Azul-verde Amitriptilina 
Metocarbamol 
(Robaxin) 
Cloretos 
Indicana 
Azul de metileno 
Fenol 
Antidepressivo 
Relaxante muscular, pode ser verde-castanha 
Nenhum 
Infecções bacterianas 
Fístulas 
Quando oxidado 
Rosa Eritrócitos Urina turva com resultados positivos da análise 
química de hemoglobina e eritrócitos 
visíveis microscopicamente 
Vermelha Hemoglobina 
Mioglobina 
Porfirinas 
Beterraba 
Rifampicina 
Contaminação 
menstrual 
 
Urina límpida com resultados positivos da 
análise química de hemoglobina; 
hemólise intravascular 
Urina límpida com resultados positivos da 
análise química de hemoglobina 
Resultados negativos da análise química para 
hemoglobina 
Urina alcalina de pessoas geneticamente 
suscetíveis 
Medicações para tuberculose 
Amostra turva com eritrócitos, muco e coágulos 
Marrom Hemoglobina oxidada 
a metemoglobina 
Visto em urinas ácidas um tempo após a 
coleta 
Preta Metemoglobina 
Ácido homogentísico 
Melanina 
Derivados do Fenol 
Argirol 
Metildopa 
Metronidazol 
 
Hemoglobina desnaturada 
Visto em urinas alcalinas um tempo após a 
coleta 
A urina escurece um tempo após a coleta e 
reagem com nitroprussiato e cloreto férrico 
Interfere com os testes de redução do cobre 
A cor desaparece com cloreto férrico 
Anti-hipertensivos 
Escurece um tempo após a coleta 
Fonte: Adaptado de Strasinger e Lorenzo, 2009. 
 
31 
 
3.2.1.2 Aspecto 
No aspecto é onde se avalia a transparência da urina, é determinado 
apenas pela observação visual da amostra homogeneizada, contida em um 
recipiente transparente, em ambiente bem iluminado. Assim a amostra é 
classificada como: transparente, opaca, ligeiramente turva, turva, muito turva, 
leitosa (DELLALIBERA-JOVILIANO, 2018). 
Quadro 6 – Avaliação do aspecto da urina. 
Aspecto Descrição 
Límpido Partículas não visíveis, transparentes. 
Opalescente Poucas partículas, texto impresso facilmente 
visualizado através da urina. 
Ligeiramente turvo Muitas partículas, texto impresso borrado através da 
urina. 
Turvo Texto impresso não pode ser visto através da urina. 
Leitoso Podem precipitar ou ter coágulos. 
Fonte: Adaptado de Strasinger e Lorenzo, 2009. 
 
Diversas substâncias podem causar urina turva, como cristais amorfos, 
leucócitos, hemácias, lipídios, sêmen, muco, cristais, leveduras, bactérias, 
fungos, células epiteliais não escamosas. A causa da urina turva pode ser 
explicada por testes bioquímicos (DELLALIBERA-JOVILIANO, 2018). 
 
3.2.1.3 Odor 
A urina recém-eliminada tem um leve cheiro de seus componentes 
aromáticos. Quando odores anormais são observados, como no caso de 
infecções bacterianas, são chamados de pútridos. Quando a amostra está 
parada, o cheiro de amônia se torna particularmente proeminente. Isso é 
causado pela degradação da ureia (DELLALIBERA-JOVILIANO, 2018). 
 
 
32 
 
Quadro 7 – Característica do odor da urina e a causa. 
Odor Causa 
Aromático Normal 
Fétido, semelhante ao amoníaco Decomposição bacteriana, infecção 
do trato urinário 
Frutado, doce Cetonas (diabetes mellitus, inanição, 
vômitos) 
Xarope de bordo Doença do xarope de bordo 
Ninho de rato Fenilcetonúria 
Rançoso Tirosinemia 
Pés suados Acidemia isovalérica 
Repolho Má-absorção de metionina 
Desinfetante Contaminação 
Fonte: Adaptado de Strasinger e Lorenzo, 2009. 
 
3.2.2 Avaliação Citológica da Urina 
Análise microscópica tem como princípio a investigação de 
sedimentoscopia como cristais, cilindros, células e micro-organismos 
(DELLALIBERA-JOVILIANO, 2018). Os valores de referência para os elementos 
encontrados podem variar de acordo com cada laboratório (GONÇALVES; LUIZ; 
FREITAS, 2015). 
Para realizar a análise primeiramente, a amostra deve ser centrifugada 
com um volume padrão de urina em um tubo cônico de 10 ml, e o sobrenadante 
deve ser retirado após a centrifugação para que 10% do volume permaneça no 
fundo do tubo. Inicialmente, são retirados 9 mL para perfazer o 1 mL restante, 
sendo então necessário ressuspender o conteúdo precipitado por agitação para 
uniformizá-lo. Use uma pipeta para transferir a amostra para uma câmara de 
Neubauer ou semelhante e realizar a contagem (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 
2015). 
33 
 
É necessário contar o número de elementos presentes nos quatro 
quadrantes, cada quadrante é composto por 16 quadrados, e a liberação do 
resultado deve ser feita em ml. Os quatro quadrantes devem ser contados e 
multiplicados por 250, ou dois quadrantes devem ser contados e multiplicando 
assim o resultado por 500 ou, com base no número de elementos tangíveis 
presentes, conta-se apenas 1 quadrante e multiplicamos o resultado por 1000 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Quadro 8 – Sedimentos identificados por microscopia e possível causa 
Sedimento Causa 
Células 
epiteliais 
A maioria não tem significado clínico, no entanto células 
morfológicas podem indicar a presença de processos 
neoplásicos e fragmentos epiteliais e de células de origem 
tubular pode estar relacionado a processos de necrose tubular 
aguda e a lesões isquêmicas renais 
Eritrócitos Em grandequantidade é indicativo de hematúria 
Leucócitos Em quantidade elevada é denominada piúria, é indicativo de 
presença de lesões inflamatórias, infecciosas ou traumáticas em 
qualquer nível do trato urinário 
Cristais Pode estar associada a algumas doenças metabólicas ou 
infecciosas, sendo considerados cristais patológicos 
Cilíndros Podem estar presentes em hemáticos, pielonefrite, doença renal 
glomerular ou tubular e insuficiência renal 
Bactérias Infecção bacteriana no trato urinário 
Parasitas Indica contaminação por secreções genitais 
Fonte: Adaptado de Kasvi (2019). 
 
3.2.3 Avaliação Bioquímica da Urina 
O teste químico envolve o uso de uma tira reagente (urofitas) imersa em 
uma amostra de urina para análise bioquímica. A tira reagente pode ser positiva 
com modificação de cor para análises qualitativas e semiquantitativas 
(GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
34 
 
Deve-se comparar a cor obtida com a escala de leitura (escala de cores) 
fixada no frasco fornecido pelo fabricante do produto, podendo pode ser lida 
manualmente (visualmente) ou por um dispositivo automático (baseado no 
princípio da fotometria de refletância) (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). 
Nos quadros 9, 10 e 11, são descritos os princípios, valores de referência 
e a possível etiopatologia relacionada ao aumento dos marcadores bioquímicos: 
Quadro 9 – Princípio químico de cada prova 
Glicose Uma reação enzimática específica na qual a glicose 
oxidase catalisa a oxidação da glicose para produzir ácido 
glucônico e peróxido de hidrogênio. Em seguida, a 
peroxidase catalisa a reação do peróxido de hidrogênio e 
do iodeto de potássio produzindo assim produtos coloridos 
que variam do azul esverdeado claro ao marrom 
esverdeado e marrom. 
Urobilinogênio Reação de ligação entre o sal de diazônio e o urobilinogênio 
urinário em meio ácido. A cor muda do rosa pálido a rosa 
intenso. 
Corpos 
cetônicos 
Reação do ácido acetoacético da urina com nitroprussiato. 
A cor resultante varia desde tostado, quando não se produz 
reação, até diferentes tons de púrpura para reações 
positivas. 
Bilirrubina ligação da bilirrubina com o sal de diazônio em meio 
fortemente ácido. A cor muda de tostado (vermelho) suave 
a tostado intenso. 
Proteínas É baseado na mudança de cor do indicador azul de 
tetrabromofenol na presença de proteína. A cor mudou de 
verde-amarelo para verde e depois para verde escuro, 
indicando uma resposta positiva. 
Nitrito Reação do ácido para-arsênico com nitrito derivado do 
nitrato da dieta na presença de bactérias na urina para gerar 
compostos de diazônio. Este composto reage com N- (1-
35 
 
naftil) etilenodiamina em meio ácido. A cor produzida é rosa. 
Qualquer tom de rosa é considerado positivo. 
pH Combinação de dois indicadores de pH As cores variam 
desde ocra, passando por esverdeado-amarelado, até 
verde azulado. 
Sangue Atividade pseudoperoxidase da hemoglobina que catalisa a 
oxidação de um indicador na presença de peróxido 
orgânico. A cor resultante varia desde esverdeado-
amarelado, passando por verde azulado, até azul escuro 
Densidade Com base nas mudanças no pKa. Na presença de cátions 
urinários, os prótons são liberados do polieletrólito, 
alterando assim a cor do indicador azul do bromotimol de 
azul para amarelo. 
Leucócitos Hidrólise do carboxilato heterocíclico pelas esterases 
dosneutrófilos liberando uma fração capaz de reagir com 
um sal diazônio formando um pigmento violeta. 
Ácido ascórbico Reduza o efeito do ácido ascórbico. É constituído por 
compostos aromáticos coloridos em fase de oxidação e 
perde a cor quando reduzido pelo ácido ascórbico. A cor 
muda de verde escuro para verde amarelado 
Fonte: Adaptado de Wiener lab. (2000). 
 
Quadro 10 – Valores de Referência 
Urobilinogênio 0,1 a 1,0 mg/dl 
Glicose Não devem ser detectados (negativo) 
Corpos cetônicos Não devem ser detectados (negativo) 
Bilirrubina Não devem ser detectados (negativo) 
Proteínas 0-4 mg/dl 
Nitritos Qualquer grau de coloração rosa após de 30 segundos é 
indício de bacteriúria 
pH 5 a 8 
36 
 
Sangue Não devem ser detectados (negativo) 
Densidade 1,003 a 1,040 
Leucócitos Não devem ser detectados (negativo) 
Ácido ascórbico Não devem ser detectados (negativo) 
Fonte: Adaptado de Wiener lab. (2000). 
 
Quadro 11 – Marcador químico em relação ao seu aumento na amostra 
pH verificação das tentativas de compensação dos rins nas 
alterações de acidose/alcalose metabólica ou respiratória. 
Sangue Sua presença está relacionada a hematúria. 
Bilirrubina A presença de bilirrubina na urina indica doença hepática. 
Relacionada a obstrução do fluxo biliar ou doença 
hepatocelular. 
Urobilinogênio Relacionado há um dano hepatocelular, que pode ser 
decorrente de uma hepatite viral, drogas, substâncias 
tóxicas ou cirrose. 
Glicose Glicosúria relativa com diabetes mellitus, distúrbios 
endócrinos, distúrbios do metabolismo e disfunção tubular 
renal. 
Proteínas Em níveis alterados, sugere alguma lesão renal, 
desidratação e proteinúria. 
Corpos cetônicos O aumento de cetonas é encontrado na diabetes melitus 
e demonstram a descompensação metabólica do 
equilíbrio ácido/básico. 
Nitrito Relacionado a infecções urinarias bacterianas. 
Fonte: Adaptado de Gonçalves; Luiz; Freitas, (2015). 
 
 
 
37 
 
3.3 CONCLUSÃO 
 
 A urinálise é um dos exames laboratoriais mais requisitados para 
avaliação do paciente, devido à obtenção rápida para análise, de fácil coleta e 
baixo custo (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 2015). Fornece informações 
importantes, seja para o diagnóstico e monitoramento de doenças renais e do 
trato urinário, ou para a detecção de doenças sistêmicas e metabólicas não 
diretamente relacionadas com o rim (LABTEST DIAGNÓSTICA S.A., 2005). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
38 
 
4. ESPERMOGRAMA 
4.1 COLETA DO MATERIAL 
O espermograma apresenta grande importância na avaliação laboratorial 
para o homem com queixa de infertilidade. Embora não seja um teste de função 
espermática, esse exame fornece informações sobre a atividade germinativa, a 
atividade dos epidídimos e a atividade das glândulas sexuais acessórias, 
portanto, que o exame deve ser executado por profissionais bem treinados e 
realizado num laboratório de andrologia com rigoroso controle de qualidade 
(FEIJÓ et al., 2012). Para o exame o paciente deve receber instruções claras de 
um profissional do laboratório, orais ou escritas, sobre a coleta da amostra de 
sêmen. Deve ser enfatizado que a amostra de sêmen precisa estar completa e 
que o paciente deve relatar qualquer perda de qualquer fração da amostra 
(PNCQ, 2018). 
A amostra deve ser coletada em uma sala privada próxima ao laboratório 
(PNCQ, 2018), preferencialmente, em uma sala silenciosa, isolada, limpa, com 
banheiro anexo e próxima ao laboratório onde será realizada a análise (FEIJÓ 
et al., 2012). Afim de limitar a exposição do sêmen às flutuações de temperatura 
e controlar o tempo entre a coleta e a análise (PNCQ, 2018). 
Deve ser coletada após um intervalo mínimo de 2 dias e um máximo 7 de 
abstinência sexual. Antes da coleta deve-se urinar, higienizar corretamente as 
mãos e o pênis com sabão, para reduzir o risco de contaminação da amostra, 
enxaguar o sabão e secar as mãos e o pênis com uma toalha descartável. A 
amostra deve ser obtida por meio de masturbação e ejaculada em um recipiente 
limpo, de boca larga, feito de vidro ou plástico, de um lote que tenha sido 
confirmado como não tóxico para os espermatozoides (PNCQ, 2018). 
O recipiente para a amostra deve ser mantido a temperatura ambiente, 
entre 20°c e 37°c, para evitar grandes mudanças de temperatura que possam 
afetar os espermatozoides. O frasco deve ser identificado com nome, número de 
identificação e a data e hora da coleta (PNCQ, 2018). 
O formulário do paciente deve conter as seguintes informações: nome, 
data de nascimentoe número de código pessoal, o período de abstinência, a 
data e hora da coleta, a integridade da amostra, quaisquer dificuldades na 
produção da amostra e o intervalo entre a coleta e o início da análise do sêmen, 
e se a amostra está incompleta, especialmente se a primeira fração rica em 
39 
 
espermatozoides pode estar faltando. Se a amostra estiver incompleta, uma 
segunda amostra deve ser realizada, novamente, após um período de 
abstinência de 2 a 7 dias (PNCQ, 2018). 
A coleta domiciliar pode ser autorizada em casos especiais, desde que o 
material chegue ao laboratório em no máximo uma hora e que cuidados sejam 
tomados durante seu transporte até o laboratório (FEIJÓ et al., 2012). O paciente 
deve receber um recipiente com identificação prévia, etiquetado com o seu nome 
e seu número de identificação. O paciente deve registrar o tempo de produção 
de sêmen e entregar a amostra ao laboratório dentro de 1h após a coleta. 
Durante o transporte para o laboratório, a amostra deve ser mantida entre 20°c 
e 37°c. No relatório deve constar que a amostra foi coletada fora do laboratório 
(PNCQ, 2018). 
4.2 PROCEDIMENTOS 
O espermograma tem por finalidade avaliar a fertilidade dos homens, 
comprovar a efetividade da vasectomia, bem como diagnosticar doenças 
testiculares e penianas na espermatogênese (GONÇALVES; LUIZ; FREITAS, 
2015). 
4.2.1 Analise macroscópica 
4.2.1.1 Liquefação 
Após a ejaculação, devido à presença de proteínas secretadas pelas 
vesículas seminais (semenogelina, fibronectina e lactoferrina), o sêmen normal 
forma imediatamente um coágulo com aspecto de gel. A exiguidade da formação 
do coágulo indica ausência ou déficit de proteína que forma um coágulo, que 
pode ocorrer quando o ducto ejaculatório está bloqueado, na falta congênita de 
vesículas seminais ou disfunção (FEIJÓ et al., 2012). 
Depois da observação da presença ou não do coágulo, dentro de alguns 
minutos também é possível observar o processo de liquefação. O tempo médio 
para liquefação completa é de 15 a 30 minutos. Se a liquefação não ocorrer em 
60 minutos, a liquefação é classificada como "incompleta" e pode estar 
relacionada a alterações na próstata. Normalmente, as amostras liquefeitas 
podem conter corpos gelatinosos insolúveis que não apresentam significado 
clínico (FEIJÓ et al., 2012). 
40 
 
4.2.1.2 Viscosidade 
A viscosidade do sêmen é avaliada com o auxílio de uma pipeta de 1,5 
mm de diâmetro. Quando a amostra sai da pipeta apenas por gravidade, cai ou 
forma um filamento com comprimento inferior a 2 cm, a viscosidade é 
considerada normal. Quando os filamentos formados são maiores do que 2 cm 
é descrita como aumentada. Pode ser realizada também introduzindo-se um 
bastão de vidro na amostra observando o comprimento do fio, que tem os 
mesmos parâmetros de referência que o outro método descrito (PNCQ, 2018). 
4.2.1.3 Aspecto 
Branco ou acinzentado são considerados como cores normais para 
amostra de sêmen. A mudança na coloração pode ser indicativa de doença local 
ou sistêmica ou uso de medicamentos como antibióticos. Quando há presença 
de eritrócitos, o sêmen apresenta coloração avermelhada denominada de 
hemospermia e pode ser causada por processo inflamatório, bloqueio ou cisto 
nos dutos ejaculatórios, tumores, vasos sanguíneos anormais, etc (FEIJÓ et al., 
2012). 
4.2.1.4 Volume 
1,5 a 5,0 mL é considerado como volume normal. Volume abaixo do valor 
de referência indicam hipoespermia, já em níveis superiores indicam 
hiperespermia, e ausência de ejaculação denota aspermia (GONÇALVES; LUIZ; 
FREITAS, 2015). 
4.2.1.5 pH 
A determinação do pH é rotineiramente realizada utilizando-se papel de 
indicador de pH. Tem como valor de referência pH seminal ≥ 7,2 (FEIJÓ et al., 
2012). Se o valor do pH for inferior a 7,0 em uma amostra com um pequeno 
volume e um pequeno número de espermatozoides, pode haver obstrução do 
ducto ejaculatório ou ausência congênita bilateral dos vasos deferentes, e as 
vesículas seminais também são desenvolvidas (PNCQ, 2018). 
4.2.2 Analise microscópica 
4.2.2.1 Agregação e aglutinação 
Após a análise macroscópica, é realizada uma avaliação microscópica 
preliminar da presença de agregação e aglutinação. Para fazer isso, é colocado 
41 
 
20µL de sêmen liquefeito em uma lâmina microscópica e cobrindo-a com uma 
lamínula. A alíquota deve ser avaliada em microscópio óptico de contraste de 
fase com aumento de quatrocentas vezes (FEIJÓ et al., 2012). 
A aglutinação refere-se especificamente a espermatozoides móveis 
colados uns aos outros, cabeça a cabeça, cauda a cauda ou de uma maneira 
mista (PNCQ, 2018). Podendo ser classificada em dois tipos a inespecífica, onde 
é observado espermatozóides imóveis aderidos a células ou debris celulares, e 
em específica, quando os espermatozoides se aderem uns aos outros (FEIJÓ et 
al., 2012). 
4.2.2.2 Motilidade Espermática 
A motilidade é definida como o movimento espontâneo dos 
espermatozoides (FEIJÓ et al., 2012). Após a amostra ser liquefeita, a motilidade 
dos espermatozoides no sêmen deve ser avaliada o mais rápido possível, de 
preferência em torno de 30 minutos, mas em qualquer caso, a avaliação deve 
ser realizada dentro de 1 hora após a ejaculação para limitar os efeitos 
prejudiciais da desidratação, pH ou mudanças de temperatura na motilidade 
(PNCQ, 2018). 
A porcentagem de espermatozoides móveis e seu progresso podem ser 
medidos manualmente ou por um sistema computadorizado. Na avaliação 
manual, uma alíquota do sêmen liquefeito é avaliada em contraste de fase sob 
um microscópio óptico e aumentada em 200 ou 400 vezes, e preferencialmente 
aquecida a 37ºC em condições de temperatura controlada (conectada à uma 
placa de aquecimento do microscópio). Os espermatozoides podem ser 
classificados de acordo com três padrões de motilidade como mostrado no 
quadro 3 a seguir (FEIJÓ et al., 2012): 
 
 
 
 
 
 
42 
 
Quadro 12 – Padrões de motilidade e sua característica 
Motilidade 
progressiva 
Independentemente da velocidade, os espermatozoides 
podem mover-se ativamente de forma linear ou em um 
grande compartimento. 
Motilidade não 
progressiva 
Todos os outros padrões de motilidade não progressivos, 
como ao nadar em um pequeno círculo, é difícil para a 
força flagelar deslocar a cabeça ou quando apenas golpes 
flagelares são observados. 
Imotilidade Quando não é apresentado movimento. 
 Fonte: Adaptado de PNCQ, (2018). 
 
4.2.2.3 Vitalidade 
A vitalidade espermática deve ser avaliada o mais rápido possível após a 
amostra de sêmen ser liquefeita, de preferência em torno de 30 minutos, mas 
em qualquer caso, ela deve ser avaliada dentro de 1 hora após a ejaculação para 
evitar a observação dos efeitos prejudiciais da desidratação ou mudanças de 
temperatura na motilidade (PNCQ, 2018). 
Quando a concentração de espermatozoides da amostra é normal e a 
motilidade é significativamente reduzida, pode-se suspeitar do declínio da 
vitalidade espermática. A viabilidade foi avaliada misturando a amostra com o 
corante eosina-nigrosina, preparando um esfregaço e contando o número de 
células mortas em 100 espermatozoides. As células vivas não são infiltradas pelo 
corante e permanecem branco-azuladas, enquanto as células mortas são 
tingidas de vermelho contra um fundo roxo. A vitalidade normal requer 75% de 
células vivas e deve corresponder à avaliação da motilidade (STRASINGER; 
LORENZO, 2009). 
4.2.2.4 Morfologia Espermática 
Esta avaliação é muito relevante para a investigação da infertilidade. 
Estudos mostraram que, pacientes com menos de 4% da forma normal de 
ejaculação têm uma taxa de fertilização mais baixa. A morfologia do esperma 
está diretamente relacionada à sua função. Por exemplo, o tamanho da cabeça 
é o determinante de seu movimento progressivo (FARIAS JUNIOR, 2018). 
43 
 
A formação incorreta de espermatozoides pode levar à teratozoospermia, 
ou seja, a porcentagemde espermatozoides normais no sêmen é inferior ao valor 
de referência. Esses erros podem ocorrer em diferentes partes do esperma, 
cauda, cabeça e parte do meio (FARIAS JUNIOR, 2018). 
A estrutura da cabeça, gorjal, parte do meio e cauda são avaliados na 
morfologia espermática. O formato anormal da cabeça está relacionado à má 
penetração do ovo, enquanto as anormalidades do gorjal, da parte do meio e da 
cauda afetam a motilidade (STRASINGER; LORENZO, 2009). 
Um espermatozóide normal apresenta cabeça oval, com cerca de 5um de 
comprimento, 3um de largura e uma longa cauda de flagelo com cerca de 45um. 
A enzima contida na capsula acrossomal está localizada no topo da cabeça e é 
essencial para a penetração no ovo. A capsula acrossomal deve cobrir cerca de 
metade da cabeça e cerca de dois terços do núcleo do esperma. O gorjal conecta 
a cabeça com a cauda e a parte do meio, que é a parte mais grossa da cauda, 
pois é circundada pela bainha mitocondrial, que gera a energia necessária para 
produzir o movimento da cauda (STRASINGER; LORENZO, 2009). 
A morfologia é analisada em esfregaços finos corados e a leitura realizada 
no microscópio com a utilização do óleo de imersão. Pode ser tingido com os 
corantes Wright, Giemsa ou Papanicolau, a escolha depende da preferência do 
laboratório. A lâmina seca ao ar é estável por 24 horas. Pelo menos 200 
espermatozoides devem ser avaliados e a porcentagem de espermatozoides 
anormais deve ser relatada. Geralmente, as anomalias encontradas na estrutura 
da cabeça incluem cabeças duplas, cabeças gigantes e amorfas, micro cabeças, 
cabeças cônicas e cabeças de compressão. E as anomalias presentes na cauda 
do espermatozóide constatadas são cauda dupla, enrolada ou dobrada 
(STRASINGER; LORENZO, 2009). 
 
4.2.2.5 Concentração espermática 
O número de espermatozoides no ejaculado é calculado a partir da 
concentração de espermatozoides. Para a ejaculação normal, quando trato do 
homem está desobstruído e o período de abstinência é curto, o número total de 
espermatozoides na ejaculação está relacionado ao volume dos testículos, 
44 
 
portanto, é uma medida da capacidade do testículo de produzir esperma. 
Embora a concentração de espermatozoides no sêmen esteja relacionada à taxa 
de fertilização e gravidez, ela é afetada pela quantidade de vesículas seminais e 
secreções da próstata, não sendo considerada uma medida eficaz da função 
testicular (PNCQ, 2018). 
A determinação do número de espermatozoides compreende os 
seguintes passos, examinar uma preparação bem misturada de sêmen liquefeito 
em uma lâmina de vidro sob uma lamínula, realizando a diluição necessária e 
apropriada para câmera a ser utilizada, normalmente é utilizada a câmera de 
Neubauer. A amostra deve ser avaliada dentro de 10 a 15 minutos, e devem ser 
contados 200 espermatozoides por replicado. Assim realizar os cálculos 
baseado na câmera utilizada e em ml, considerando o número total por 
ejaculação (PNCQ, 2018). 
 
4.2 CONCLUSÃO 
Os resultados do espermograma são constantemente empregados como 
marcadores da fecundidade masculina, proporcionando também informações 
sobre a atividade germinativa, a atividade dos epidídimos e a atividade das 
glândulas sexuais acessórias. A precisão e a reprodutibilidade dos resultados 
fornecidos pelo laboratório facilitam ao clínico estabelecer a melhor linha 
diagnóstica e terapêutica (FEIJÓ et al., 2012). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
45 
 
 
 
 
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DELLALIBERA-JOVILIANO, Renata. UROANÁLISE: ABORDAGENS 
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FARIAS JUNIOR, Lincoln Bastos. Morfologia do espermatozoide: uma revisão 
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